Przedstawiona tutaj jest procedura krok po kroku do wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy poprzez bezpośrednie wkroplenie lipopolisacharydu dotchawiczego i przeprowadzenie analizy FACS próbek krwi, płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego i tkanki płucnej. Minimalna inwazyjność, prosta obsługa, dobra odtwarzalność i miareczkowanie ciężkości choroby to zalety tego podejścia.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wywoływanie ostrego uszkodzenia płuc u myszy przez bezpośrednie wkroplenie lipopolisacharydów dotchawiczych
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Podawanie lipopolisacharydu (LPS) drogą oddechową jest powszechnym sposobem badania zapalenia płuc i ostrego uszkodzenia płuc (ALI) na małych modelach zwierzęcych. Opisano różne podejścia, takie jak wdychanie LPS w aerozolu, a także wkraplanie do nosa lub dotchawicze. Przedstawiony protokół opisuje szczegółową procedurę krok po kroku indukcji ALI u myszy poprzez bezpośrednie wkroplenie LPS dotchawiczego i wykonanie analizy FACS próbek krwi, płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL) i tkanki płucnej. Po sedacji dootrzewnowej tchawica jest odsłaniana, a LPS jest podawany przez cewnik żylny 22 G. Silna i powtarzalna reakcja zapalna z inwazją leukocytów, zwiększeniem poziomu cytokin prozapalnych i przerwaniem bariery pęcherzykowo-kapilarnej jest indukowana w ciągu kilku godzin do kilku dni, w zależności od zastosowanej dawki LPS. Pobieranie próbek krwi, płyn BAL i pobieranie płuc, a także przetwarzanie do analizy FACS są szczegółowo opisane w protokole. Chociaż stosowanie sterylnego LPS nie jest odpowiednie do badania interwencji farmakologicznych w chorobach zakaźnych, opisane podejście oferuje minimalną inwazyjność, prostą obsługę i dobrą odtwarzalność odpowiedzi na mechanistyczne pytania immunologiczne. Ponadto zwiększenie dawki, jak również stosowanie alternatywnych preparatów LPS lub szczepów myszy, pozwala na modulację efektów klinicznych, które mogą wykazywać różne stopnie nasilenia ALI lub wczesny i późny początek objawów choroby.
Wprowadzenie
Eksperymentalne modele zwierzęce są niezbędne w podstawowych badaniach immunologicznych. Podawanie całych bakterii lub składników mikrobiologicznych było często stosowane w małych modelach zwierzęcych w celu wywołania miejscowego lub ogólnoustrojowego stanu zapalnego1. Lipopolisacharyd (LPS lub endotoksyna bakteryjna) jest składnikiem ściany komórkowej i antygenem powierzchniowym bakterii Gram-ujemnych (np. Enterobacteriaceae, Pseudomonas spp. lub Legionella spp.). Termostabilna i duża cząsteczka (masa cząsteczkowa 1-4 x 106 kDa) składa się z ugrupowania lipidowego (lipid A), regionu rdzenia (oligosacharydu) i polisacharydu O (lub antygenu O). Lipid A, ze swoimi hydrofobowymi łańcuchami kwasów tłuszczowych, zakotwicza cząsteczkę w błonie bakteryjnej i pośredniczy (po degradacji bakterii) w aktywności immunologicznej i toksyczności LPS. Po związaniu się z białkiem wiążącym LPS (LBP), kompleksy LPS:LBP zligują kompleks receptorów CD14/TLR4/MD2 zlokalizowany na powierzchni wielu typów komórek, wywołując silną reakcję prozapalną z translokacją jądrową NF-κB, a następnie regulację w górę ekspresji cytokin2.
Ostre uszkodzenie płuc (ALI) definiuje się jako ostrą hipoksemiczną niewydolność oddechową z obustronnym obrzękiem płuc przy braku niewydolności serca3. Podawanie LPS w drogach oddechowych jest powszechnym sposobem wywoływania zapalenia płuc i ALI4,5,6,7. Chociaż sterylna substancja nie nadaje się do badania interwencji farmakologicznych w chorobach zakaźnych, można odpowiedzieć z odpowiednią precyzją, aby odpowiedzieć na mechanistyczne pytania immunologiczne. Wkroplenie LPS do tchawicy indukuje silną reakcję zapalną z inwazją leukocytów, regulacją w górę cytokin prozapalnych i przerwaniem bariery pęcherzykowo-kapilarnej w ciągu kilku godzin do dni, w zależności od dawki LPS3,6,7.
Prezentowany protokół opisuje szczegółową procedurę krok po kroku do wywołania ALI u myszy poprzez dotchawiczą inkraplację LPS. Model został zweryfikowany poprzez ocenę ekspresji cytokin, inwazji granulocytów neutrofilowych i wycieku albuminy wewnątrzpęcherzykowej, jak opisano wcześniej8.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Ten protokół dla zwierząt został zatwierdzony przez lokalny komitet ds. opieki nad zwierzętami (LANUV, Recklinghausen, Niemcy; nr protokołu 84-02.04.2015) i został przeprowadzony zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi wykorzystania żywych zwierząt (publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku).
1. Indukcja ALI
- Używaj dorosłych myszy C57BL/6 w wieku około 10-12 tygodni. Zwierzęta trzymane są w indywidualnie wentylowanych klatkach ze swobodnym dostępem do wody i standardową karmą dla gryzoni. Możliwe jest jednak zastosowanie tego podejścia na młodszych zwierzętach i innych szczepach myszy.
- Przechowywać LPS (Escherichia coli O111:B4) w podwielokrotnościach w stężeniach 5 mg/ml w temperaturze -20 °C. W przypadku wkraplania dotchawiczego należy rozcieńczyć LPS w sterylnym roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) do końcowego stężenia 2 000 μg/ml.
- Zważ mysz. Wstrzyknąć ketaminę [120 mg/kg masy ciała myszy (BW)] i ksylazynę (16 mg/kg m.c.) dootrzewnowo (dolna jedna trzecia brzucha, przyśrodkowa) i poczekać do początku znieczulenia.
- Sprawdź głębokość znieczulenia, wywołując bodziec dotykowy. W przypadku niedostatecznego znieczulenia należy powtórzyć wstrzyknięcie z ketaminą (30 mg/kg m.c.) i ksylazyną (4 mg/kg m.c.).
- Umieść mysz w pozycji leżącej na stole o kontrolowanej temperaturze, aby utrzymać temperaturę ciała 37 °C.
- Zastosuj sterylny lubrykant okulistyczny, aby zapobiec wysuszeniu rogówki w znieczuleniu.
- Podnieś głowę i zaczep siekacze o poziomą belkę umieszczoną około 5 cm nad stołem, podczas gdy przednie łapy pozostają w bliskim kontakcie ze stołem. Mocno wysuń szyjkę pod kątem 90° w stosunku do stołu (Rysunek 1). Przytrzymaj język kleszczami, aby wyprostować gardło i ułatwić warunki intubacji.
- Wyciąć cewnik żylny 22G (G) na długość 20 mm. Delikatnie wprowadzić cewnik w kierunku pionowym wzdłuż nasady języka. Umieść źródło zimnego światła na skórze nad krtanią, aby pomóc uwidocznić struny głosowe i skierować się w stronę tchawicy. Jeśli wystąpi opór krtani, cofnij cewnik o kilka milimetrów przed ponownym postępem.
- Wprowadzić cewnik na około 10 mm do tchawicy. Upewnij się, że wkłucie nie jest zbyt głębokie, ponieważ spowoduje to jednostronne wkroplenie płynu do prawego lub lewego oskrzela głównego.
- Wstrzyknąć LPS (5 μg/g masy ciała) rozcieńczony w PBS za pomocą pipety [objętość wstrzykniętej dawki zależy od masy ciała myszy (np. 20 g masy ciała → użyć 50 μl roztworu LPS).
UWAGA: Mysz zazwyczaj reaguje kaszlem lub sapaniem na prawidłowe wkroplenie płynu do tchawicy. - Podłączyć strzykawkę i dodać bolus 50 μl powietrza, aby upewnić się, że cała objętość płynu została rozprowadzona w płucach. Powoli wyjmij cewnik.
- Utrzymuj górną część ciała myszy w pozycji pionowej przez 30 sekund, aby uniknąć wycieku płynu z tchawicy.
- U zwierząt operowanych pozorowo należy wstrzyknąć dotchwiactwo 50 μl sterylnego PBS zamiast LPS.
- Chlorowodorek buprenorfiny w dawce 0,08 mg/kg mc. wstrzyknąć podskórnie w luźną skórę na szyi bezpośrednio po indukcji ALI, a następnie co 12 godzin przez pierwsze 48 godzin.
- Utrzymuj temperaturę ciała 37 °C do momentu odzyskania pełnej świadomości, trzymając mysz na podkładce rozgrzewającej.
- Przenieś mysz do indywidualnie wentylowanej klatki ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody. Regularnie monitoruj mysz. Obniżająca się temperatura ciała i depresja oddechowa wskazują na prawidłową indukcję ALI.
2. Pobieranie krwi, płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe, pobieranie narządów
UWAGA: Czas eutanazji zależy od poruszanego zagadnienia naukowego. Zwykle wykonuje się go 12-72 godziny po wkropleniu LPS3,4,9,10. Nasilenie ALI można określić klinicznie poprzez regularną obserwację temperatury ciała i objawów niewydolności oddechowej11.
- Wywołaj znieczulenie, umieszczając mysz w komorze zalanej izofluranem. Użyć 3% obj. izofluranu o przepływie tlenu 1 l/min. Zapewnij głęboką narkozę poprzez wywołanie bodźca dotykowego. W przypadku niedostatecznej głębokości znieczulenia należy zwiększyć stężenie izofluranu do 5% obj.
- Poświęć mysz w głębokim znieczuleniu przez zwichnięcie atlantyczno-potyliczne.
- Przymocuj mysz taśmą do stołu operacyjnego i krótko zdezynfekuj sierść na brzuchu 70% etanolem. Ostrożnie otwórz jamę brzuszną w linii środkowej za pomocą nożyczek i pęsety. Usuń części jelita, aby uzyskać dostęp do żyły głównej dolnej (IVC) bezpośrednio do kręgosłupa i aorty brzusznej.
- Zlokalizuj żyły nerkowe i włóż wygiętą kaniulę 23 G połączoną ze strzykawką o pojemności 1 ml do IVC bezpośrednio pod zbiegiem żył. Odessać 250 μl krwi i przenieść do probówki o pojemności 1,5 ml wypełnionej 20 μl 0,5 M roztworu kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA). Wstrząśnij delikatnie, aby ułatwić mieszanie EDTA i umieść probówkę na lodzie.
- W przypadku płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL) należy przygotować trzy strzykawki o pojemności 1 ml z 0,5 ml jałowego PBS i 0,1 ml powietrza każda. Krótko zdezynfekuj sierść gardła 70% etanolem i ostrożnie odsłoń tchawicę nożyczkami i pęsetą. Zmobilizuj tchawicę i owiń wokół szwu.
- Wykonaj BAL: Nakłuj tchawicę za pomocą mikronożyczek i wprowadź cewnik żylny 22 G przycięty na długość 20 mm. Zamocuj cewnik za pomocą szwu i wkropl 0,5 ml sterylnego PBS i 0,1 ml powietrza. Zassać płyn po 60 s. Powtórzyć procedurę z dodatkowymi dwiema strzykawkami i zebrać cały aspirat do probówki o pojemności 15 ml na lodzie.
- Ostrożnie otwórz klatkę piersiową nożyczkami i pęsetą, aby pobrać płuca. Przetnij przeponę wzdłuż brzegu żebrowego i przetnij żebra dwoma bocznymi nacięciami. Ostrożnie unikaj przebijania płuc. Podnieś mostek czaszki i napraw go lub usuń.
- Przygotować dwie strzykawki o pojemności 10 ml z ciepłym PBS o temperaturze 37 °C (bez wapnia i magnezu). Wykonaj małe nacięcie w lewej komorze. Nakłuć prawą komorę kaniulą 26 G i przepłukać krążenie płucne podgrzanym PBS. Należy pamiętać, że podczas zabiegu płuca bledną.
- Usuń prawy płat płuc i przetnij go na dwie połowy. Zamroź je w ciekłym azocie, a następnie długotrwale przechowuj w temperaturze -80 °C w celu dalszej ekspresji genów i analizy białek.
- Usuń całe lewe płuco i homogenizuj je na płytce 48-dołkowej, rozdrabniając tkankę nożyczkami i pęsetą. Inkubować tkankę w 2 ml buforu do wytrawiania [RPMI 1640 z 10% płodową surowicą cielęcą (FCS) i 0,1% NaN3, kolagenazą I (1 mg/ml) i DNazą II (7 mg/ml)] w temperaturze 37 °C przez 60 min. Przeprowadzić dalszą homogenizację poprzez staranne pipetowanie fragmentów tkanki płucnej w górę i w dół.
3. Przygotowanie tkanek do analizy FACS
- Przygotuj świeży bufor FACS (Tabela 1): zawsze używaj PBS wolnego od wapnia i magnezu, aby zmniejszyć zależną od kationów adhezję komórkową i zapobiec zbrylaniu. Uzupełnij FCS (1%) w celu ochrony komórek przed apoptozą, zapobiegania niespecyficznemu barwieniu i zapobieganiu przywieraniu komórek do probówek FACS. Dołącz EDTA (0,5 mM), aby zapobiec adhezji komórek na bazie kationów podczas pracy z lepkimi i przylegającymi komórkami, takimi jak makrofagi. Dodaj azydek sodu (0,1%), ponieważ zapobiega on skażeniu bakteryjnemu i fotowybielaniu fluorochromów oraz blokuje wydalanie przeciwciał.
- Przenieść próbki krwi (krok 2.4) do probówek FACS o pojemności 5 ml i delikatnie wymieszać krew z 2 ml buforu do lizy czerwonych krwinek. Umieść probówki na lodzie i zakończ reakcję po 2 minutach, dodając 2 ml lodowatego PBS. Odwirować próbki przez 5 minut przy 400 x g i odrzucić supernatant. Ponownie zawiesić osad komórkowy za pomocą 60 μl buforu FACS i poddać procesowi do późniejszego barwienia FACS zgodnie z wcześniej opisanymi protokołami12.
UWAGA: Czas eutanazji myszy wpływa na liczbę leukocytów jako część ogólnoustrojowego stanu zapalnego. Dlatego na tym etapie zaleca się dostosowanie liczby komórek do 1 x 106 komórek/60 μl, aby uzyskać najlepsze wyniki barwienia do analizy cytometrii przepływowej. - Odwirować płyn BAL (krok 2.6) przez 5 minut przy 400 x g. Odessać supernatant i zamrozić go w ciekłym azocie, a następnie długotrwale przechowywać w temperaturze -80 °C w celu dalszej analizy białka. Ponownie zawiesić osad komórek BAL z 2 ml zimnego buforu FACS, a następnie przenieść zawiesinę do probówki FACS o pojemności 5 ml za pomocą filtra siatkowego 100 μm w celu zatrzymania włosów.
- Ponownie odwirować próbkę przez 5 minut przy 400 x g. Zawiesić osad z 60 μl buforu FACS i poddać procesowi do późniejszego barwienia FACS zgodnie z wcześniej opisanymi protokołami12.
UWAGA: Czas eutanazji myszy wpływa na liczbę leukocytów w BAL jako część stanu zapalnego. Dlatego na tym etapie zaleca się dostosowanie liczby komórek do 1 x 106 komórek/60 μl, aby uzyskać najlepsze wyniki barwienia do analizy cytometrii przepływowej. - Przenieść strawioną tkankę lewego płuca (krok 2.10) do probówki FACS o pojemności 5 ml za pomocą filtra siatkowego o pojemności 100 μl w celu ekstrakcji grudek i zakończenia procesu trawienia poprzez dodanie 2 ml lodowatego buforu FACS. Odwirować próbkę przez 5 minut przy 400 x g. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad za pomocą 60 μl buforu FACS i poddać procesowi do późniejszego barwienia FACS zgodnie z wcześniej opisanymi protokołami12.
UWAGA: Czas eutanazji myszy wpływa na liczbę leukocytów w tkance płucnej jako część stanu zapalnego. Dlatego zaleca się dostosowanie liczby komórek do 1 x 106 komórek/60 μl, aby uzyskać najlepsze wyniki barwienia do analizy cytometrii przepływowej. - Do analizy FACS należy inkubować komórki z przeciwciałem CD16/CD32 w temperaturze 4 °C przez 15 minut, aby zablokować niespecyficzne wiązanie immunoglobuliny z receptorami Fc. Dodaj 20 μl roztworu blokującego do 1 x 106 komórek w 60 μl w probówce o pojemności 5 ml.
- W międzyczasie należy przygotować mieszaninę wzorcową z buforem FACS i przeciwciałami, jak opisano w Tabeli 2.
- Po zablokowaniu nie myj komórek. Dodać 20 μl głównej mieszanki przeciwciał na próbkę, aby uzyskać końcową objętość 100 μl. Inkubować próbki przez 20 minut w ciemności w temperaturze 4 °C.
- Przemyć każdą próbkę 1 ml buforu FACS i odwirować przez 5 minut przy 400 x g. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad z buforem FACS do odpowiedniego stężenia ogniwa do pomiarów FACS.
UWAGA: Sugeruje się, aby liczba komórek 1 x 106 komórek/500 μl osiągnęła najlepsze wyniki fenotypowania immunologicznego w analizie FACS za pomocą tego protokołu. Zaleca się jednak, aby przeciwciała były miareczkowane indywidualnie. - W razie potrzeby dodaj barwienie żywe/martwe przed barwieniem powierzchni, korzystając z określonych dostępnych na rynku zestawów8.
- Na koniec dodaj stałą liczbę dostępnych na rynku kulek kalibracyjnych sprzężonych z fluorochromem (3 x 105 kulek w 20 μl buforu FACS) do każdej próbki, aby określić bezwzględną liczbę komórek12. Strategia bramkowania dla komórek krwi, BAL i tkanek jest pokazana w Rysunek 2.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Opisane podejście do indukowania ALI u myszy zostało zwalidowane poprzez ocenę ekspresji cytokin, nacieku granulocytów neutrofilnych oraz przerwania bariery pęcherzykowo-włośniczkowej 24 h i 72 h po podaniu LPS. Jako grupę kontrolną posłużyły zwierzęta wstrzyknięte PBS. Dostarczanie LPS drogą dokanałową wywołało silną prozapalną odpowiedź płucną. Ekspresja TNF-α w tkance płuc była znacząco podwyższona, osiągając trwały i ponad 50-krotny wzrost w porównaniu z zwierzętami kontrolnymi [RQ (TNF-α/18s); 24 h: 53,7 (SD = 1,6);...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Minimalna inwazyjność, prosta obsługa i dobra odtwarzalność to kluczowe cechy przedstawionego podejścia do indukcji ALI w modelu małego gryzonia. Zastosowanie LPS zamiast całych bakterii w modelach zwierzęcych ma zalety. Jest to stabilny i czysty związek, który może być przechowywany w postaci liofilizowanej do czasu użycia. Jest silnym stymulantem wrodzonej odpowiedzi immunologicznej za pośrednictwem szlaku TLR4, a jego aktywność biologiczną można łatwo określić ilościowo, ułatwiając miareczkowanie ciężkości choroby z d...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować Janowi Kleinerowi i Susanne Schulz za udzielenie wsparcia technicznego. Autorzy doceniają doskonałe wsparcie ze strony głównego ośrodka cytometrii przepływowej na wydziale medycznym Uniwersytetu w Bonn. Autorzy nie otrzymali żadnego dofinansowania od żadnej organizacji zewnętrznej. Część danych podanych w sekcji wyników i przedstawionych w Rysunek 3 została już pokazana w poprzedniej publikacji8.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Strzykawki 1 ml | BD, Franklin Lakes, NJ, Stany Zjednoczone | 300013 | |
| Strzykawki 10 ml | BD, Franklin Lakes, NJ, Stany Zjednoczone | 309110 | |
| Anty-CD115 (c-fms) APC | Thermo Fisher, Waltham, MA, Stany Zjednoczone | 17-1152-80 | |
| Anti-CD11b (M1/70) - FITC | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | 11-0112-81 | |
| Anty-CD45 (30-F11) - eF450 | Thermo Fisher, Waltham, MA, Stany Zjednoczone | 48-0451-82 | |
| Anti-F4/80 (BM-8) - PE Cy7 | Thermo Fisher, Waltham, MA, Stany Zjednoczone | 25-4801-82 | |
| Anti-Gr1 (RB6-8C5) | BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, Stany Zjednoczone | 552093 | |
| Anti-Ly6C (HK1.4) PerCP-Cy5.5 | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | 45-5932-82 | |
| Anti-Ly6G (1A8) APC/Cy7 | Bio Legend, San Diego, CA | 127623 | |
| Chlorowodorek buprenorfiny | Indivior UK Limited, Berkshire, Wielka Brytania | ||
| C57BL/6 myszy, samica, 10 - 12 tygodni | Charles River, Wilmongton, MA, USA | ||
| Kulki APC CaliBRITE (6&mikro; m) | BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA | 340487 | |
| Canula 23 gauge 1'' | BD, Franklin Lakes, NJ, USA | 300800 | |
| Canula 26 gauge 1/2'' | BD, Franklin Lakes, NJ, USA | 303800 | |
| Sitko komórkowe 70 µ m | BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA | 352350 | |
| Kolagenaza Typ I | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | 1148089 | |
| Deoksyrybonukleaza II | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | D8764 | |
| Sól fizjologiczna buforowana fosforanami Dulbecco (PBS), sterylna | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | D8662 | |
| Dulbecco' s Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS), bez chlorku wapnia i chlorku magnezu, sterylna | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | D8537 | |
| Roztwór kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | E7889 | |
| probówki FACS, 5 ml | Sarstedt, Nü mbrecht, Niemcy | 551579 | |
| Surowica cielęca płodu (FCS) | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | F2442 | |
| Kleszcze | Fine Science Tools, Heidelberg, Niemcy | 11049-10 | |
| Isoflurane | Baxter, Unterschleiß heim, Niemcy | ||
| Chlorowodorek ketaminy | Serumwerk Bernburg, Bernburg, Niemcy | ||
| Lipopolisacharydy (LPS) z Escherichia coli O111:B4 | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | L2630 | |
| LIVE/DEAD Fixable Dead Cell Green Kit | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | L23101 | |
| Oczyszczony szczur Anti-Mouse CD16/CD32 (mysz BD Fc Block™), klon 2.4G2 | BD, Franklin Lakes, NJ, USA | 553141 | |
| Bufor do lizy czerwonych krwinek | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | 00-4333-57 | |
| RPMI-1640, z L-glutaminą i wodorowęglanem sodu | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | R8758 | |
| Nożyczki | Fine Science Tools, Heidelberg, Niemcy | 14060-09 | |
| Azydek sodu (NaN3) | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | S2002 | |
| Nożyczki sprężynowe | Fine Science Tools, Heidelberg, Niemcy | 15018-10 | |
| Kleszcze do tkanek | Fine Science Tools, Heidelberg, Niemcy | 11021-12 | |
| Probówki | Eppendorf, Hamburg, Niemcy | 30125150 | |
| Cewnik dożylny, rozmiar 22 | B.Braun, Melsungen, Niemcy | 4268091B | |
| Ksylazyna chlorowodorek | Serumwerk Bernburg, Bernburg, Niemcy |
Bibliografia
- Fink, M. P. Animal models of sepsis. Virulence. 5 (1), 143-153 (2014).
- Lu, Y. -C., Yeh, W. -C., Ohashi, P. S. LPS/TLR4 signal transduction pathway. Cytokine. 42 (2), 145-151 (2008).
- Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), 379-399 (2008).
- Rabelo, M. A. E., et al. Acute Lung Injury in Response to Intratracheal Instillation of Lipopolysaccharide in an Animal Model of Emphysema Induced by Elastase. Inflammation. 41 (1), 174-182 (2018).
- Liu, F., Li, W., Pauluhn, J., Trübel, H., Wang, C. Lipopolysaccharide-induced acute lung injury in rats: comparative assessment of intratracheal instillation and aerosol inhalation. Toxicology. 304, 158-166 (2013).
- Rittirsch, D., et al. Acute Lung Injury Induced by Lipopolysaccharide Is Independent of Complement Activation. Journal of Immunology. 180 (11), Baltimore, Md. 7664-7672 (2008).
- D'Alessio, F. R., et al. CD4+CD25+Foxp3+ Tregs resolve experimental lung injury in mice and are present in humans with acute lung injury. The Journal of Clinical Investigation. 119 (10), 2898-2913 (2009).
- Ehrentraut, H., Weisheit, C., Scheck, M., Frede, S., Hilbert, T. Experimental murine acute lung injury induces increase of pulmonary TIE2-expressing macrophages. Journal of Inflammation. 15, 12(2018).
- Szarka, R. J., Wang, N., Gordon, L., Nation, P. N., Smith, R. H. A murine model of pulmonary damage induced by lipopolysaccharide via intranasal instillation. Journal of Immunological Methods. 202 (1), 49-57 (1997).
- Reutershan, J., Basit, A., Galkina, E. V., Ley, K. Sequential recruitment of neutrophils into lung and bronchoalveolar lavage fluid in LPS-induced acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 289 (5), 807-815 (2005).
- Hoegl, S., et al. Capturing the multifactorial nature of ARDS - approach to model murine acute lung injury. Physiological Reports. 6 (6), (2018).
- Weisheit, C., et al. Ly6Clow and Not Ly6Chigh Macrophages Accumulate First in the Heart in a Model of Murine Pressure-Overload. PLoS ONE. 9 (11), (2014).
- Grommes, J., Soehnlein, O. Contribution of Neutrophils to Acute Lung Injury. Molecular Medicine. 17 (3-4), 293-307 (2011).
- Müller-Redetzky, H. C., Suttorp, N., Witzenrath, M. Dynamics of pulmonary endothelial barrier function in acute inflammation: mechanisms and therapeutic perspectives. Cell and Tissue Research. 355 (3), 657-673 (2014).
- Fujita, M., et al. Endothelial cell apoptosis in lipopolysaccharide-induced lung injury in mice. International Archives of Allergy and Immunology. 117 (3), 202-208 (1998).
- Doyen, V., et al. Inflammation induced by inhaled lipopolysaccharide depends on particle size in healthy volunteers. British Journal of Clinical Pharmacology. 82 (5), 1371-1381 (2016).
- Stephens, R. S., Johnston, L., Servinsky, L., Kim, B. S., Damarla, M. The tyrosine kinase inhibitor imatinib prevents lung injury and death after intravenous LPS in mice. Physiological Reports. 3 (11), (2015).
- Yu, Y., Jing, L., Zhang, X., Gao, C. Simvastatin Attenuates Acute Lung Injury via Regulating CDC42-PAK4 and Endothelial Microparticles. Shock. 47 (3), Augusta, Ga. 378-384 (2017).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
