Artykuł metodologiczny

Litografia z użyciem skupionej wiązki jonów do wytrawiania nanoarchitektur w mikroelektrodach

DOI:

10.3791/60004

⸱

19 stycznia 2020

 ,  ,  ,  , 
1Department of Electrical Engineering and Computer Science, University of Michigan, 2Veteran Affairs Ann Arbor Healthcare System, 3Department of Neurology, School of Medicine, University of Michigan, 4Department of Biomedical Engineering, University of Michigan, 5Michigan Center for Materials Characterization, University of Michigan, 6Carl Zeiss SMT, Inc.

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykazaliśmy, że wytrawianie nano-architektury w wewnątrzkorowych urządzeniach mikroelektrodowych może zmniejszyć reakcję zapalną i ma potencjał do poprawy zapisów elektrofizjologicznych. Opisane w niniejszym dokumencie metody nakreślają podejście do wytrawiania nanoarchitektur na powierzchni niefunkcjonalnych i funkcjonalnych mikroelektrod krzemowych z pojedynczym trzpieniem wewnątrzkorowym.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dzięki postępom w elektronice i technologii produkcji, mikroelektrody wewnątrzkorowe uległy znacznemu ulepszeniu, umożliwiając produkcję zaawansowanych mikroelektrod o większej rozdzielczości i rozszerzonych możliwościach. Postęp w technologii wytwarzania przyczynił się do rozwoju elektrod biomimetycznych, które mają na celu bezproblemową integrację z miąższem mózgu, zmniejszenie reakcji neurozapalnej obserwowanej po wprowadzeniu elektrody oraz poprawę jakości i trwałości zapisów elektrofizjologicznych. W tym miejscu opisujemy protokół wykorzystujący podejście biomimetyczne sklasyfikowane niedawno jako nanoarchitektura. W protokole tym wykorzystano litografię z użyciem skupionej wiązki jonów (FIB) do wytrawienia określonych cech nanoarchitektury na powierzchni niefunkcjonalnych i funkcjonalnych mikroelektrod wewnątrzkorowych z pojedynczym trzpieniem. Wytrawienie nanoarchitektur na powierzchni elektrody wskazało na możliwe ulepszenia biokompatybilności i funkcjonalności wszczepionego urządzenia. Jedną z korzyści płynących z zastosowania FIB jest możliwość wytrawiania na wyprodukowanych urządzeniach, w przeciwieństwie do czasu ich wytwarzania, co ułatwia nieograniczone możliwości modyfikacji wielu wyrobów medycznych po ich produkcji. Przedstawiony w niniejszym dokumencie protokół może być zoptymalizowany pod kątem różnych typów materiałów, cech nanoarchitektury i typów urządzeń. Powiększenie powierzchni wszczepionych urządzeń medycznych może poprawić wydajność urządzenia i integrację z tkanką.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroelektrody wewnątrzkorowe (IME) to inwazyjne elektrody, które umożliwiają bezpośrednie połączenie między urządzeniami zewnętrznymi a populacjami neuronów wewnątrz kory mózgowej1,2. Technologia ta jest nieocenionym narzędziem do rejestrowania neuronalnych potencjałów czynnościowych w celu poprawy zdolności naukowców do badania funkcji neuronów, pogłębiania wiedzy na temat chorób neurologicznych i opracowywania potencjalnych terapii. Mikroelektroda wewnątrzkorowa, stosowana jako część systemów Brain Machine Interface (BMI), umożliwia rejestrowanie potencjałów czynnościowych z pojedynczego lub małych grup neuronów w celu wykrycia intencji motorycznych, które można wykorzystać do wytworzenia funkcjonalnych danych wyjściowych3. W rzeczywistości systemy BMI są z powodzeniem wykorzystywane do celów protetycznych i terapeutycznych, takich jak nabyta kontrola rytmu sensomotorycznego do obsługi kursora komputerowego u pacjentów ze stwardnieniem zanikowym bocznym (ALS)4 i urazami rdzenia kręgowego5 i przywracanie ruchu u osób cierpiących na przewlekłą tetraplegię6.

Niestety, edytory IME często nie nagrywają konsekwentnie w czasie z powodu kilku trybów awarii, które obejmują czynniki mechaniczne, biologiczne i materialne7,8. Uważa się, że reakcja neurozapalna występująca po wszczepieniu elektrody jest poważnym wyzwaniem przyczyniającym się do awarii elektrody9,10,11,12,13,14. Reakcja neurozapalna jest inicjowana podczas początkowego wstawiania IME, który przecina barierę krew-mózg, uszkadza miejscowy miąższ mózgu i zakłóca sieci glejowe i neuronalne15,16. Ta ostra odpowiedź charakteryzuje się aktywacją komórek glejowych (mikrogleju/makrofagów i astrocytów), które uwalniają prozapalne i neurotoksyczne cząsteczki wokół miejsca implantu17,18,19,20. Przewlekła aktywacja komórek glejowych powoduje reakcję na ciało obce charakteryzującą się powstawaniem blizny glejowej izolującej elektrodę od zdrowej tkanki mózgowej7,9,12,13,17,21,22. Ostatecznie, utrudniając zdolność elektrody do rejestrowania neuronalnych potencjałów czynnościowych, ze względu na fizyczną barierę między elektrodą a neuronami oraz degenerację i śmierć neuronów23,24,25.

Wczesna awaria mikroelektrod wewnątrzkorowych doprowadziła do znacznych badań nad rozwojem elektrod nowej generacji, z naciskiem na strategie biomimetyczne26,27,28,29,30. Szczególnie interesujące dla opisanego tutaj protokołu jest użycie nano-architektury jako klasy biomimetycznych zmian powierzchni dla IMEs31. Ustalono, że powierzchnie naśladujące architekturę naturalnego środowiska in vivo mają ulepszoną odpowiedź biokompatybilną32,33,34,35,36. Tak więc hipotezą przekonującą ten protokół jest to, że nieciągłość między szorstką architekturą tkanki mózgowej a gładką architekturą mikroelektrod wewnątrzkorowych może przyczyniać się do neurozapalnej i przewlekłej odpowiedzi ciała obcego na wszczepione IME (pełny przegląd można znaleźć w Kim et al.31). Wcześniej wykazaliśmy, że wykorzystanie cech nanoarchitektury podobnych do architektury macierzy zewnątrzkomórkowej mózgu zmniejsza markery stanu zapalnego astrocytów z komórek hodowanych na podłożach o nanoarchitekturze, w porównaniu z płaskimi powierzchniami kontrolnymi zarówno w modelach zapalenia nerwów in vitro, jak i ex vivo37,38. Ponadto wykazaliśmy, że zastosowanie litografii skupionej wiązki jonów (FIB) do wytrawiania nanoarchitektur bezpośrednio na sondach krzemowych skutkowało znacznie zwiększoną żywotnością neuronów i niższą ekspresją genów prozapalnych u zwierząt, którym wszczepiono sondy o nanoarchitekturze w porównaniu z gładką grupą kontrolną26. W związku z tym celem przedstawionego tutaj protokołu jest opisanie zastosowania litografii FIB do wytrawiania nanoarchitektur na produkowanych wewnątrzkorowych urządzeniach mikroelektrodowych. Protokół ten został zaprojektowany w celu wytrawiania cech o rozmiarach nanoarchitektury w powierzchniach krzemowych wewnątrzkorowych trzonków mikroelektrod przy użyciu zarówno procesów automatycznych, jak i ręcznych. Metody te są nieskomplikowane, powtarzalne i z pewnością można je zoptymalizować pod kątem różnych materiałów urządzeń i pożądanych rozmiarów funkcji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Wykonaj następujące kroki, nosząc odpowiedni sprzęt ochrony osobistej, taki jak fartuch laboratoryjny i rękawice.

1. Montaż niefunkcjonalnej sondy krzemowej do litografii z użyciem skupionej wiązki jonów (FIB)

UWAGA: Pełna procedura opisująca wytwarzanie płytki SOI za pomocą 1000 sond znajduje się w Ereifej et al.39.

  1. Odizoluj pasek 2-3 sond krzemowych od płytki krzemowo-izolacyjnej (SOI) zawierającej 1,000 sond. Nie twórz pasków zawierających więcej niż trzy sondy krzemowe. Może to zwiększyć ryzyko luźnego montażu i może spowodować niewspółosiowość skutkującą nieprawidłowym wytrawieniem FIB.
    UWAGA: Paski/sondy, które nie są mocno osadzone na aluminiowym króćcu, mogą powodować dwie komplikacje: 1) gdy stolik przesuwa się do pracy nad następną sekcją, wystąpią wibracje, a frezowanie nie będzie dokładne, dopóki sonda nie osiądzie i 2) może to spowodować dużą zmienność i znaleźć się poza płaszczyzną ostrości.
    1. Nosząc rękawiczki, użyj cienkich kleszczyków, aby wywrzeć nacisk wokół sond, aby odłamać małą sekcję zawierającą dwie do trzech sond.
  2. Ostrożnie oczyść sondę silikonową z całego kurzu i zanieczyszczeń przed wytrawianiem FIB. Przygotuj 6-dołkową płytkę polistyrenową, pipetując 3 ml / studzienkę 95% etanolu do trzech dołków.
    1. Ostrożnie podnieś odcięty pasek sond silikonowych za pomocą cienkiej końcówki lub kleszczyków próżniowych i umieść go w sitku do komórek. Umieść tylko jeden pasek sond silikonowych na sitko, aby zapobiec pęknięciu sond. Umieść sitko zawierające pasek sond silikonowych w pierwszej studzience zawierającej 95% etanolu w celu oczyszczenia. Trzymaj sitko w pierwszej studzience przez 5 minut.
    2. Przenieś sitko zawierające sondy krzemowe z pierwszej studzienki i umieść je w drugiej studzience zawierającej 95% etanolu na kolejne 5 minut. Powtórz jeszcze raz w trzeciej studzience.
    3. Umieść sitko zawierające oczyszczone sondy silikonowe na płytce z politetrafluoroetylenu do wyschnięcia na powietrzu. Wykonaj ten krok w sterylnym kapturze, aby uniknąć zanieczyszczenia kurzem.
  3. Umieść wysuszony na powietrzu pasek sond krzemowych w szczelnym pojemniku do transportu do SEM-FIB. Owinąć sitko zawierające wysuszone na powietrzu próbki folią plastikową lub aluminiową na czas transportu i/lub przechowywania w celu utrzymania czystości.
  4. Użyj kleszczyków z cienką końcówką lub pych, aby ostrożnie podnieść czysty pasek sond silikonowych i umieść je na czystym aluminiowym klocku (używanym do obrazowania/trawienia SEM-FIB), aby przygotować się do montażu.
  5. Użyj wykałaczki (lub innego narzędzia z cienką końcówką, takiego jak cienki drut elektryczny), aby umieścić maleńką kroplę (~10 μL) srebrnej farby na krawędzi silikonowego podłoża otaczającego sondy. Zabezpiecz pasek, rozprowadzając srebrną farbę po bokach podłoża silikonowego otaczającego sondę. Poczekaj, aż srebrna farba całkowicie wyschnie przed umieszczeniem aluminiowego króćca w SEM-FIB.
    UWAGA: Uważaj, aby nie dostać srebrnej farby na trzpień elektrody, ponieważ jest to część, która zostanie wytrawiona. Jeśli pasek sond nie jest bezpiecznie zakotwiczony do aluminiowego króćca, pasek może się przesuwać podczas obróbki lub mieć inną płaszczyznę ogniskową, co skutkuje nieprawidłowym frezowaniem przez FIB. Na tym samym aluminiowym króćcu można zamontować kilka pasków sond krzemowych, upewniając się, że między paskami jest wystarczająco dużo miejsca, aby umożliwić wyjęcie z króćca po wytrawieniu. Umożliwi to bardziej efektywne wytrawianie wielu sond przy użyciu funkcji automatycznej opisanej poniżej.

2. Wyrównanie FIB do sond krzemowych

  1. Kliknij przycisk odpowietrzania w zakładce sterowania wiązką, aby odpowietrzyć komorę. Naciśnij Shift+F3, aby wykonać etap domowy. Potwierdź wybór, wybierając przycisk Home Stage w wyskakującym okienku.
    UWAGA: Uruchomienie home stage operation jest krokiem zapobiegawczym, aby zapewnić, że oś stage jest prawidłowo odczytana przez oprogramowanie, a mikroskop jest w dobrym stanie.
  2. Po zakończeniu Home Stage przesuń stage na współrzędne X = 70 mm, Y = 70 mm, Z = 0 mm, T = 0°, R = 0°. Po odpowietrzeniu komory załóż czyste rękawice nitrylowe i otwórz drzwiczki komory.
    UWAGA: W zależności od aplikacji poprzedniego użytkownika może być konieczna zmiana adaptera stage. Standardowe adaptery stage (np. typu FEI) można wyjąć, odkręcając środkową w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara i zainstalować, wkręcając zgodnie z ruchem wskazówek zegara w płytę obrotową stolika.
  3. Włóż aluminiowy króciec przytrzymujący sondy do górnej części stage adapter. Zabezpiecz aluminiowy króciec, dokręcając ustalającą z boku stage adapter. Do tego zadania użyj klucza imbusowego 1.5 mm.
  4. Dostosuj wysokość stage adapter, obracając adapter zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby go obniżyć lub przeciwnie do ruchu wskazówek zegara, aby go podnieść. Przymocuj stage adapter do płyty obrotowej, obracając nakrętkę stożka blokującego zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż nakrętka zostanie dotwierdzona do stage płyta obrotowa. Przytrzymaj stage adapter drugą ręką, aby zapobiec obracaniu się adaptera i próbek podczas dokręcania nakrętki stożka blokującego.
    UWAGA: Użyj dostarczonego miernika wysokości, aby określić odpowiednią wysokość. Górna część aluminiowego króćca powinna mieć taką samą wysokość jak maksymalna linia pokazana na mierniku wysokości. Zbyt mocne dokręcenie nakrętki stożkowej może spowodować uszkodzenie stage i adaptera. Używaj tylko wystarczającej siły, aby zabezpieczyć próbki.
  5. Uzyskaj obraz z kamery nawigacyjnej. Ostrożnie odchyl ramię kamery nawigacyjnej, aż się zatrzyma. Stolik mikroskopu automatycznie przesunie się do pozycji poniżej kamery. Obejrzyj obraz na żywo pokazany w kwadrancie 3 interfejsu użytkownika (UI) mikroskopu.
    1. Gdy poziom jasności automatycznie dostosuje się do odpowiedniego poziomu, uzyskaj obraz, naciskając przycisk w dół na wsporniku aparatu. Pamiętaj, aby poczekać na zakończenie całej akwizycji obrazu, co jest sygnalizowane pojawieniem się symbolu pauzy w kwadrancie 3 i wyłączeniem podświetlenia kamery. Trwa to około 10 sekund. Odchyl ramię kamery z powrotem do pozycji zamkniętej. Scena powróci do pierwotnej pozycji.
  6. Ostrożnie zamknij drzwiczki komory mikroskopu. Obejrzyj obraz z kamery CCD w kwadrancie 4 podczas zamykania drzwi. Upewnij się, że próbki i stolik znajdują się w bezpiecznej odległości od jakiegokolwiek krytycznego elementu w komorze mikroskopu.
  7. Wybierz strzałkę w dół obok przycisku Pompa w zakładce sterowania wiązką. Wybierz przycisk Pompa z czyszczeniem próbki w oprogramowaniu interfejsu użytkownika, aby uruchomić pompę próżniową komory i wbudowaną myjkę plazmową. Upewnij się, że drzwi są uszczelnione, delikatnie naciskając powierzchnię drzwi podczas pracy pompy. Odczekaj około 8 minut, aż czas pompowania i cykl czyszczenia plazmowego komory mikroskopu zostaną zakończone.
    UWAGA: Uszczelnienie próżniowe można potwierdzić, delikatnie pociągając za drzwi komory, które powinny pozostać zamknięte, jeśli system jest pod próżnią.
  8. Gdy ikona w prawym dolnym rogu interfejsu użytkownika zmieni kolor na zielony, naciśnij przycisk Wake-Up na karcie sterowania wiązką, który włącza wiązki elektronów i jonów. Wybierz kwadrant 1 i ustaw sygnał wiązki na wiązkę elektronów (jeśli nie został jeszcze ustawiony), ustaw kwadrant 2 na wiązkę jonów (jeśli nie został jeszcze ustawiony).
    1. Ustaw napięcie SEM na 5 kV, ustaw prąd wiązki SEM na 0,20 nA, ustaw detektor SEM na ETD, ustaw tryb detektora na Secondary Electron. Ustaw napięcie FIB na 30 kV, ustaw prąd wiązki FIB na 24 pA, ustaw detektor FIB na detektor ICE, ustaw tryb detektora na elektron wtórny.
  9. Kliknij dwukrotnie sondę krzemową na obrazie z kamery nawigacyjnej, kwadrant 3, aby przesunąć stolik do przybliżonej lokalizacji sondy. Kliknij kwadrant 1, aby wybrać go jako aktywny kwadrant i naciśnij przycisk pauzy, aby rozpocząć skanowanie SEM. Ustaw czas zatrzymania skanowania na 300 ns i wyłącz przeplot skanowania, integrację linii i uśrednianie klatek. Ustaw obrót skanowania na 0 w zakładce sterowania wiązką i kliknij prawym przyciskiem myszy regulator przesunięcia wiązki 2d i wybierz zero.
  10. Dostosuj powiększenie do wartości minimalnej, obracając pokrętło powiększenia w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara na panelu MUI. Dostosuj jasność i kontrast obrazu za pomocą pokręteł na panelu MUI lub ikony Auto Contrast Brightness (Automatyczna jasność kontrastu) na pasku narzędzi.
  11. Przesuń scenę, klikając dwukrotnie lewym przyciskiem myszy obiekt, aby go wyśrodkować, lub naciskając kółko myszy i aktywując tryb myszy joysticka. Przesuń żądaną sondę krzemową, która ma zostać wzorem, do środka obrazu SEM.
  12. Zlokalizuj krawędź lub inne elementy, takie jak cząsteczka kurzu lub zadrapanie. Zwiększ powiększenie do 2,000x, obracając pokrętło powiększenia zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Dostosuj ostrość SEM, obracając pokrętła zgrubnego i precyzyjnego ustawiania ostrości na interfejsie użytkownika, aż obraz będzie ostry. Gdy obraz jest już ostry, wybierz przycisk Połącz próbkę Z z odległością roboczą na pasku narzędzi.
  13. Upewnij się, że operacja została zakończona, patrząc na współrzędną osi Z na karcie nawigacji. Wartość powinna wynosić około 11 mm. Wpisz 4,0 mm w pozycji osi Z i naciśnij przycisk Idź do myszą lub naciśnij Enter na klawiaturze, a stolik przesunie się na odległość roboczą 4 mm.
  14. Przesuń stolik w X i Y, aby zlokalizować ramię sondy krzemowej. Umieść go jak najbliżej środka SEM. Zmień nachylenie stolika na 52°, wpisując "52" we współrzędnej T i naciskając enter. Obserwuj, czy ramię sondy wydaje się poruszać w górę lub w dół na obrazie. Użyj suwaka Stage Z, aby przesunąć ramię sondy z powrotem do środka obrazu SEM. Dostosuj tylko pozycję Z, nie przesuwaj osi X, Y, T ani R.
  15. Uruchom wbudowane polecenie "xT Align Feature" znajdujące się w menu rozwijanym sceny. Użyj myszy, aby kliknąć dwa punkty równoległe do krawędzi sondy. Upewnij się, że poziomy przycisk radiowy jest zaznaczony w wyskakującym okienku i kliknij przycisk Zakończ. Stolik obróci się, aby wyrównać sondę z osią X stolika. Dostosuj stolik w X,Y za pomocą myszy, aby ponownie umieścić dolne ramię sondy na środku obrazu SEM.
    UWAGA: Pierwszy punkt powinien być skierowany w stronę uchwytu sondy, a drugi punkt powinien być skierowany w stronę punktu sondy.
  16. Wybierz FIB w ćwiartce 2 i upewnij się, że prąd wiązki nadal wynosi 24 pA. Ustaw powiększenie na 5,000x, a czas przebywania na 100 ns. Naciśnij Ctrl-F na klawiaturze, aby ustawić fokus FIB na 13,0 mm. Na karcie sterowania wiązką kliknij prawym przyciskiem myszy regulator 2d stigmator i wybierz zero, a także kliknij prawym przyciskiem myszy regulator Beam Shift 2d i wybierz zero. Ustaw obrót skanowania na 0° i naciśnij przycisk automatycznego kontrastu jasności na pasku narzędzi.
  17. Poszukaj obrazu ramienia sondy w ćwiartce 2. Użyj narzędzia migawki, aby uzyskać obraz za pomocą FIB. Upewnij się, że ramię sondy znajduje się w środku obrazu FIB, jeśli nie, kliknij dwukrotnie ramię sondy, aby przesunąć je do środka. Przesuń scenę w lewo, naciskając strzałki w lewo na klawiaturze około 10-15 razy. Zrób kolejną migawkę i obserwuj, czy strona sondy nadal znajduje się w środku FIB.
    UWAGA: JEŚLI nie, stage obrót musi być nieznacznie wyregulowany. Jeśli sonda znajduje się powyżej środka obrazu, stolik musi zostać obrócony w kierunku ujemnym. Jeśli sonda znajduje się poniżej środka, stolik należy obrócić zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Wprowadź względny obrót obliczeniowy od 0,01 do 0,2 stopnia, w zależności od tego, który kierunek jest niezbędny do wyrównania sondy.
  18. Powtórz kroki od 2.16 do 2.17 tyle razy, ile to konieczne, aż krawędź ramienia sondy zostanie idealnie wyrównana z osią X stolika (krawędź pozostanie w środku FIB podczas ruchu w lewo).
  19. Za pomocą FIB przesuń stolik z powrotem na dolne ramię sondy. Zapisz pozycję sceny na liście pozycji, klikając przycisk Dodaj. Zmień prąd wiązki FIB na 2,5 nA i upewnij się, że powiększenie FIB nadal wynosi 5000x. Uruchom funkcję automatycznego kontrastu jasności i ustaw czas przebywania FIB na 100 ns.
  20. Naciśnij przycisk pauzy, aby rozpocząć skanowanie. Dostosuj ostrość FIB i astygmatyzm tak szybko i precyzyjnie, jak to możliwe, za pomocą pokręteł ostrości zgrubnej i precyzyjnej oraz pokręteł stygmatyzacji X i Y na panelu MUI. Naciśnij przycisk pauzy, aby zatrzymać skanowanie FIB.

3. Pisanie automatycznego procesu trawienia

  1. Uruchom oprogramowanie, umieszczając je w menu Start systemu Windows (tj. Start\Programs\FEI Company\Applications\Nanobuilder). Umieść okno oprogramowania na bocznym monitorze, tak aby interfejs użytkownika nie był zakryty. Otwórz plik do tworzenia wzoru sond krzemowych, klikając plik, a następnie otwórz. Skieruj przeglądarkę systemu Windows do lokalizacji, w której znajduje się skrypt oprogramowania (plik uzupełniający 1 - nazwa pliku to "Case_Western_2000_micron_Final_11H47M_runtime.jbj").
  2. W oprogramowaniu wybierz menu rozwijane mikroskopu i wybierz opcję Ustaw początek etapu. W oprogramowaniu wybierz menu rozwijane mikroskopu, a następnie wybierz opcję Kalibruj detektory.
  3. W interfejsie mikroskopu kliknij raz myszą Quad 1, aby wybrać Quad 1. Zignoruj inne instrukcje wyświetlane w wyskakującym okienku, nie są one konieczne dla tego projektu. Kliknij przycisk OK, aby rozpocząć kalibrację. Proces zajmie około 5 minut. Upewnij się, że detektory ETD i ICE zostały skalibrowane. Nie ma nic złego w tym, że jakiekolwiek inne detektory mają błędy kalibracji.
  4. W oprogramowaniu wybierz menu rozwijane mikroskopu i wybierz opcję Wykonaj, aby rozpocząć sekwencję tworzenia wzorów. Po zakończeniu tworzenia wzorca zamknij plik software.
    UWAGA: Oprogramowanie przejmie quady 3 i 4 dla funkcji tworzenia wzorów i wyrównywania. Uruchomienie skryptu zajmie około 12 godzin. Gdy skrypt jest uruchomiony, nie zmieniaj żadnego parametru na mikroskopie.
  5. Naciśnij "Odpowietrznik" na karcie sterowania wiązką interfejsu użytkownika mikroskopu, aby wyłączyć wiązki mikroskopu i rozpocząć cykl wentylacji. Podczas wentylacji komory przesuń stolik do współrzędnych X = 70 mm, Y = 70 mm, Z = 0 mm, T = 0°, R = 0°. Po odpowietrzeniu komory załóż czyste rękawice nitrylowe i otwórz drzwi komory.
  6. Poluzuj dociskową na adapterze króćca za pomocą klucza imbusowego 1.5 mm. Wyjmij z komory aluminiowy króciec zawierający wzorzystą sondę. Ostrożnie zamknij drzwiczki komory mikroskopu. Obejrzyj obraz z kamery CCD w kwadrancie 4 podczas zamykania drzwi. Upewnij się, że stage adapter znajduje się w bezpiecznej odległości od jakiegokolwiek krytycznego elementu w komorze mikroskopu.
  7. Wybierz strzałkę w dół obok przycisku Pompa w zakładce sterowania wiązką. Wybierz przycisk Pompa, aby uruchomić pompę próżniową w komorze. Upewnij się, że drzwi są uszczelnione, delikatnie naciskając powierzchnię drzwi podczas pracy pompy.
    UWAGA: Uszczelnienie próżniowe można potwierdzić, delikatnie pociągając za drzwi komory, które powinny pozostać zamknięte, jeśli system jest pod próżnią. Czas pompowania wyniesie około 5 minut. Tylko jedna strona sondy może zostać wytrawiona podczas jednego przebiegu.
  8. Jeśli przednia i tylna strona sondy wymaga wytrawienia, ostrożnie usuń wytrawiony pasek sond krzemowych po sprawdzeniu końcowego wytrawienia i zobrazowaniu przedniej strony (jeśli potrzebne są obrazy). Rozpuść srebrną farbę w acetonie, ostrożnie wklepując/pędzlem aceton w srebrną farbę. Ostrożnie obróć pasek do tyłu, ponownie zamontuj, wyrównaj i wytrawiaj, postępując zgodnie z instrukcjami opisanymi powyżej.

4. Sprawdzanie końcowego wytrawiania i obrazowania

  1. Po zakończeniu frezowania sprawdź jednorodność różnych sekcji za pomocą obrazowania SEM przy większym powiększeniu.
    UWAGA: Obrazowanie pod kątem nachylenia pozwala na lepszą ocenę zmian głębokości frezowania. Szczególną uwagę należy zwrócić na obszary przejściowe między miejscami mielenia.
  2. Ponownie zobrazować próbki po zmieleniu za pomocą mikroskopu optycznego.
    UWAGA: Okresowe frezowane linie powodują efekt załamania, powodujący powstawanie różnych kolorów w funkcji kąta obrazowania. Jeśli kolor nie jest ciągły wraz z sondą, jest to wyraźna wskazówka dotycząca przerwania frezowanych linii.

5. Montaż funkcjonalnej sondy krzemowej do trawienia FIB

  1. Delikatnie wyjmij funkcjonalną elektrodę krzemową z opakowania. Użyj kleszczyków, aby ostrożnie podnieść plastikową zakładkę ochronną zakrywającą głowę stage. Zacznij podnosić jeden róg wypustki z lepkiego kleju, który utrzymuje go na miejscu, i kontynuuj podnoszenie, aż cała elektroda zostanie usunięta.
  2. Ostrożnie zaciśnij elektrodę za pomocą hemostatów, aby przygotować się do montażu w ramie stereotaktycznej. Trzymając zakrytą zakładkę kleszczykami, delikatnie umieść zakrzywione hemostatyki wokół zielonego trzonu nad silikonowym trzonkiem, tak aby zakrzywiona część hemostatyków była skierowana do góry w kierunku zakładki. Zablokuj hemostatyki na miejscu, aby upewnić się, że elektroda nie wypadnie z hemostatów.
  3. Delikatnie usuń plastikową zakładkę ochronną zakrywającą głowicę stage. Trzymając elektrodę z hemostatami, ostrożnie wciśnij elektrodę w ramę stereotaktyczną w celu wyczyszczenia.
  4. Napełnij 3 szalki Petriego 95% etanolem (~10 ml na szalkę Petriego). Umieść szalkę Petriego pod elektrodą, która jest zamontowana w ramie stereotaktycznej w celu czyszczenia. Powoli opuść elektrodę, obracając mikromanipulator w dół (100 μm/s), tak aby trzpień był zanurzony w 95% etanolu.
    UWAGA: Uważaj, aby nie obracać mikromanipulatora zbyt szybko lub zbyt głęboko, może to spowodować pęknięcie elektrody (tj. elektroda nie powinna dotykać szalki Petriego).
  5. Pozostaw trzpień elektrody w 95% etanolu na 5 minut, a następnie powoli podnieś elektrodę z 95% etanolu, obracając mikromanipulator do góry (100 μm/s). Powtórz ten krok jeszcze dwa razy, w sumie trzy prania. Pozostaw elektrodę do wyschnięcia na powietrzu przez pięć minut.
  6. Użyj tej samej techniki do montażu elektrody w ramce stereotaktycznej, aby usunąć elektrodę z ramki stereotaktycznej. Ostrożnie umieść hemostatyki wokół trzonu elektrody. Gdy hemostatyki zostaną mocno zaciśnięte, zwolnij elektrodę z ramy stereotaktycznej, zwróć plastikową zakładkę ochronną zakrywającą stopień głowy i włóż oczyszczoną elektrodę z powrotem do opakowania.

6. Wytrawianie funkcjonalnej sondy krzemowej za pomocą FIB

  1. Zamontuj oczyszczoną funkcjonalną elektrodę krzemową na aluminiowym stojaku. Ostrożnie podnieś oczyszczoną funkcjonalną elektrodę silikonową za pomocą kleszczyków i zdejmij zakładkę ochronną z głowicy. Umieść trzpień elektrody na aluminiowym króćcu tak, aby nie zwisał z żadnej krawędzi, a następnie za pomocą małego kawałka taśmy przewodzącej Cu lub węglowej bezpiecznie przypnij scenę czołową do aluminiowego króćca.
    UWAGA: Alternatywnie można użyć niskoprofilowego uchwytu zaciskowego do przytrzymania elektrody. Uważaj, aby nie dotknąć trzonka elektrody.
  2. Postępując zgodnie z krokami opisanymi powyżej (sekcja 2), ustaw elektrodę na wysokości eucentrycznej i upewnij się, że elektroda znajduje się w punkcie zbieżności belek SEM i FIB. Dopasuj trzpień do kierunku "X" stolika.
  3. Ustaw FIB na optymalny prąd do frezowania wymaganej nanoarchitektury i upewnij się, że ostrość i stygmatyzacja są odpowiednio skorygowane. Przygotuj szereg linii o żądanych odstępach i długości, aby pokryć pole widzenia trzpienia (sekcje 500 μm). Dostosuj długość linii, gdy trawienie schodzi z trzonka do cieńszych sekcji.
    UWAGA: Podczas wytrawiania elektrody funkcjonalnej nie ma możliwości dodawania znaków odniesienia w celu zautomatyzowania procesu. Dlatego poruszanie się między podsekcjami (~500 μm) odbywa się ręcznie.
  4. Po zakończeniu frezowania pierwszej sekcji sprawdź jakość mielenia przed przejściem do następnej sekcji. Powtórz krok 6.3, aby wytrawić następną część trzpienia. Wyrównaj frezowane linie z poprzedniej sekcji do wzorów używanych w następnej sekcji, aby zapobiec dużym odstępom między przebiegami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

FIB Wytrawiona nanoarchitektura na powierzchniach sond wewnątrzkorowych z pojedynczym trzonkiem
Wykorzystując opisane tutaj metody, sondy wewnątrzkorowe zostały wytrawione za pomocą określonych nanoarchitektur zgodnie z ustalonymi protokołami39. Wymiary i kształt projektu nanoarchitektury opisanego w tych metodach zostały zaimplementowane na podstawie poprzednich wyników in vitro, obrazujących spadek reaktywności komórek glejowych podczas hodowli za pomocą projektu nanoarchite...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiony tutaj protokół produkcyjny wykorzystuje litografię skupionej wiązki jonów do skutecznego i powtarzalnego wytrawiania nanoarchitektur na powierzchni niefunkcjonalnych i funkcjonalnych mikroelektrod krzemowych z pojedynczym trzpieniem. Litografia zogniskowaną wiązką jonów (FIB) pozwala na selektywną ablację powierzchni podłoża przy użyciu drobno skupionej wiązki jonów50,51. FIB to technika bezpośredniego zapisu, która może wytwarzać różne funkcje o ro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez Departament Stanów Zjednoczonych (USA) ds. Rehabilitacji Rehabilitacji Granty: #RX001664-01A1 (CDA-1, Ereifej) i #RX002628-01A1 (CDA-2, Ereifej). Treść nie reprezentuje poglądów Departamentu ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych ani rządu Stanów Zjednoczonych. Autorzy chcieliby podziękować FEI Co. (obecnie część Thermofisher Scientific) za pomoc personelu i wykorzystanie oprzyrządowania, które pomogło w opracowaniu skryptów wykorzystywanych w tych badaniach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
16-kanałowa scena czołowa ZIF-ClipTucker Davis TechnologiesZC16Scena czołowa i uchwyt sceny czołowej mogą wymagać wymiany, w zależności od użytej elektrody. https://www.tdt.com/zif-clip-digital-headstages.html
1-metrowy, CAŁY owinięty sprężynąThomas Scientific1213F04Wystarczy każda niepoddana obróbce szalka Petriego. https://www.thomassci.com/Laboratory-Supplies/Cell-Culture-Dishes/_/Non-Treated-Petri-Dishes?q=petri%20dish%20cell%20culture
32-kanałowy uchwyt do sceny czołowej ZIF-ClipTucker Davis TechnologiesZ-ROD32Scena czołowa i uchwyt sceny głównej mogą wymagać wymiany, w zależności od użytej elektrody. https://www.tdt.com/zif-clip-digital-headstages.html
Aceton, Rozcieńczalnik/Przedłużacz/Środek czyszczący, 30mlTed Pella16023https://www.tedpella.com/SEMmisc_html/SEMpaint.htm#anchor16062
Baby-Mixter HemostatFine Science Tools13013-14Wystarczy dowolny zakrzywiony hemostat. https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Hemostats/Baby-Mixter-Hemostat
Taśma przewodząca włókna węglowego, podwójnie powlekanaTed Pella16084-7W protokole zasugerowano trzy opcje montażu funkcjonalnej elektrody do aluminiowego króćca (taśma przewodząca z miedzi lub węgla lub niskoprofilowy klips. W naszym badaniu wykorzystaliśmy węglową taśmę przewodzącą. https://www.tedpella.com/semmisc_html/semadhes.htm
Corning Costar nie poddany działaniu płytek wielodołkowych - 6-dołkowaSigma AldrichCLS3736-100EAWystarczy każda niepoddana działaniu metody 6-dołkowej. https://www.sigmaaldrich.com/catalog/substance/
Dumont #5 Kleszcze precyzyjneNarzędzia do nauki11251-30Wystarczą albo te drobne kleszcze, albo pompa próżniowa. https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Dumont-Forceps/ Dumont-5-Kleszcze/11251-30
Etanol, 190 proof (95%), USP, Decon LabsFisher Scientific22-032-600Wystarczy dowolny 95% etanol. https://www.fishersci.com/shop/products/ethanol-190-proof-95-usp-decon-labs-10/22032600
Sitkodo komórek FalconFisher Scientific08-771-1https://www.fishersci.com/shop/products/falcon-cell-strainers-4/087711
FEI, Tescan, Zeiss (również dla Philips, Leo, Cambridge, Leica, CamScan), aluminium, rowkowana krawędź, & Oslash; 32mmTed Pella16148W zależności od używanej maszyny SEM możesz potrzebować króćca o innym rozmiarze. https://www.tedpella.com/SEM_html/SEMpinmount.htm#_16180
Fisherbrand Folia aluminiowa, rolka o standardowym przekrojuFisher Scientific01-213-101Wystarczy dowolna folia aluminiowa. https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-aluminum-foil-7/p-306250
Fisherbrand Naczynia do parowania z PTFE o niskiej i wysokiej formieFisher Scientific02-617-149Wystarczy dowolna płytka teflonowa, służy ona do suszenia sond po umyciu na powierzchni, do której nie będą się przyklejać. https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-low-tall-form-ptfe-evaporating-dishes-12/p-88552
Funkcjonalna elektroda funkcyjna z krzemu w stylu MichiganNeuroNexusA1x16-3mm-100-177http://neuronexus.com/electrode-array/a1x16-3mm-100-177/
Model 1772 Uchwyt uniwersalnyKOPFModel 1772Wystarczą inne stereotaktyczne ramki i akcesoria. http://kopfinstruments.com/ produkt/model-1772-uniwersalny-uchwyt/
Model 900-U Przyrząd stereotaktyczny dla małych zwierzątKOPFModel 900-UWystarczą inne ramki i akcesoria stereotaktyczne. http://kopfinstruments.com/product/model-900-small-animal-stereotaxic-instrument1/
Model 960 Manipulator elektrod z zespołem suwaka APKOPFModel 960Wystarczą inne ramki i akcesoria stereotaktyczne. http://kopfinstruments.com/product/model-1772-universal-holder/
Parafilm M 10cm x 76.2m (4" x 250')Ted Pella807-5https://www.tedpella.com/grids_html/807-2.htm
PELCO System podnoszenia podciśnienia, 220VTed Pella520-1-220Wystarczy albo ta pompa próżniowa, albo cienkie kleszcze. http:// www.tedpella.com/grids_html/Vacuum-Pick-Up-Systems.htm#anchor-520
PELCO Przewodząca srebrna farbaTed Pella16062https://www.tedpella.com/SEMmisc_html/SEMpaint.htm#anchor16062
SEM FIB FEI Helios 650 NanolabThermo Fisher ScientificHelios G2 650Jest to specyficzny skupiony mikroskop jonowy i skaningowy mikroskop elektronowy zastosowany w protokole. Oprogramowanie Nanobuilder jest tym, z czym jest dostarczany. Jeśli używany jest inny instrument FIB, może on nie być w pełni kompatybilny z protokołem, w szczególności z krokami wymagającymi oprogramowania Nanobuilder. https://www.fei.com/products/dualbeam/helios-nanolab/

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Salcman, M., Bak, M. J. A new chronic recording intracortical microelectrode. Medical and Biological Engineering. 14 (1), 42-50 (1976).
  2. Im, C., Seo, J. -M. A review of electrodes for the electrical brain signal recording. Biomedical Engineering Letters. 6 (3), 104-112 (2016).
  3. Donoghue, J. Bridging the Brain to the World: A Perspective on Neural Interface Systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  4. Gilja, V., et al. Clinical translation of a high-performance neural prosthesis. Nature medicine. 21 (10), 1142-1145 (2015).
  5. Wolpaw, J. R., McFarland, D. J. Control of a two-dimensional movement signal by a noninvasive brain-computer interface in humans. Proceedings of the National Academy of Sciences. 101 (51), 17849-17854 (2004).
  6. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping in a person with tetraplegia through brain-controlled muscle stimulation: a proof-of-concept demonstration. Lancet. 389 (10081), 1821-1830 (2017).
  7. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  8. Barrese, J. C., et al. Failure mode analysis of silicon-based intracortical microelectrode arrays in non-human primates. Journal of Neural Engineering. 10 (6), 066014(2013).
  9. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  10. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. Journal of Neural Engineering. 9 (4), 046020(2012).
  11. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  12. Kozai, T. D., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neurosciences. 6 (1), 48-67 (2015).
  13. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  14. Michelson, N. J., et al. Multi-scale, multi-modal analysis uncovers complex relationship at the brain tissue-implant neural interface: new emphasis on the biological interface. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 033001(2018).
  15. Saxena, T., et al. The impact of chronic blood-brain barrier breach on intracortical electrode function. Biomaterials. 34 (20), 4703-4713 (2013).
  16. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34, 7001-7015 (2013).
  17. Ravikumar, M., et al. The Roles of Blood-derived Macrophages and Resident Microglia in the Neuroinflammatory Response to Implanted Intracortical Microelectrodes. Biomaterials. 0142 (35), 8049-8064 (2014).
  18. Hermann, J., Capadona, J. Understanding the Role of Innate Immunity in the Response to Intracortical Microelectrodes. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 46 (4), 341-367 (2018).
  19. Ereifej, E. S., et al. Implantation of Intracortical Microelectrodes Elicits Oxidative Stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. , https://doi.org/10.3389/fbioe.2018.00009 (2018).
  20. Block, M. L., Zecca, L., Hong, J. S. Microglia-mediated neurotoxicity: uncovering the molecular mechanisms. Nature Reviews Neuroscience. 8 (1), 57-69 (2007).
  21. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  22. Salatino, J. W., Ludwig, K. A., Kozai, T. D., Purcell, E. K. Glial responses to implanted electrodes in the brain. Nature Biomedical Engineering. 1 (11), 862(2017).
  23. Block, M. L., Zecca, L., Hong, J. -S. Microglia-mediated neurotoxicity: uncovering the molecular mechanisms. Nature Reviews Neuroscience. 8 (1), 57-69 (2007).
  24. Biran, R., Martin, D., Tresco, P. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  25. Liu, X., et al. Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes. IEEE Transactions on Rehabilitation Engineering. 7 (3), 315-326 (1999).
  26. Ereifej, E. S., et al. The Neuroinflammatory Response to Nanopatterning Parallel Grooves into the Surface Structure of Intracortical Microelectrodes. Advanced Functional Materials. , (2017).
  27. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11 (5), 056014(2014).
  28. Wei, X., et al. Nanofabricated Ultraflexible Electrode Arrays for High-Density Intracortical Recording. Advanced Science. , 1700625(2018).
  29. Patel, P. R., et al. Chronic in vivo stability assessment of carbon fiber microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 13 (6), 066002(2016).
  30. Chen, R., Canales, A., Anikeeva, P. Neural recording and modulation technologies. Nature Reviews Materials. 2 (2), 16093(2017).
  31. Kim, Y., et al. Nano-Architectural Approaches for Improved Intracortical Interface Technologies. Frontiers in Neuroscience. 12, (2018).
  32. Millet, L. J., Bora, A., Sweedler, J. V., Gillette, M. U. Direct cellular peptidomics of supraoptic magnocellular and hippocampal neurons in low-density co-cultures. ACS Chemical Neurosciences. 1 (1), 36-48 (2010).
  33. Ding, H., Millet, L. J., Gillette, M. U., Popescu, G. Actin-driven cell dynamics probed by Fourier transform light scattering. Biomedical Optical Express. 1 (1), 260-267 (2010).
  34. Kotov, N. A., et al. Nanomaterials for Neural Interfaces. Advanced Materials. 21 (40), 3970-4004 (2009).
  35. Curtis, A. S., et al. Cells react to nanoscale order and symmetry in their surroundings. IEEE Trans Nanobioscience. 3 (1), 61-65 (2004).
  36. Zervantonakis, I. K., Kothapalli, C. R., Chung, S., Sudo, R., Kamm, R. D. Microfluidic devices for studying heterotypic cell-cell interactions and tissue specimen cultures under controlled microenvironments. Biomicrofluidics. 5 (1), 13406(2011).
  37. Ereifej, E. S., et al. Nanopatterning effects on astrocyte reactivity. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 101 (6), 1743-1757 (2013).
  38. Ereifej, E. S., Cheng, M. M. -C., Mao, G., VandeVord, P. J. Examining the inflammatory response to nanopatterned polydimethylsiloxane using organotypic brain slice methods. Journal of Neuroscience Methods. 217 (1-2), 17-25 (2013).
  39. Ereifej, E. S., et al. The Neuroinflammatory Response to Nanopatterning Parallel Grooves into the Surface Structure of Intracortical Microelectrodes. Advanced Functional Materials. 28 (12), 1704420(2018).
  40. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7 (5), 446-451 (2004).
  41. Mullen, R. J., Buck, C. R., Smith, A. M. NeuN, a neuronal specific nuclear protein in vertebrates. Development. 116 (1), 201-211 (1992).
  42. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  43. Sladek, Z., Rysanek, D. Expression of macrophage CD14 receptor in the course of experimental inflammatory responses induced by lipopolysaccharide and muramyl dipeptide. Veterinarni Medicina. 53 (7), 347-357 (2008).
  44. Janova, H., et al. CD14 is a key organizer of microglial responses to CNS infection and injury. Glia. , (2015).
  45. Ziegler-Heitbrock, H. W. L., Ulevitch, R. J. CD14: Cell surface receptor and differentiation marker. Immunology Today. 14 (3), 121-125 (1993).
  46. Lowenstein, C. J., Padalko, E. iNOS (NOS2) at a glance. Journal of Cell Science. 117 (14), 2865-2867 (2004).
  47. Aktan, F. iNOS-mediated nitric oxide production and its regulation. Life Sciences. 75 (6), 639-653 (2004).
  48. Kozai, T. D., et al. Comprehensive chronic laminar single-unit, multi-unit, and local field potential recording performance with planar single shank electrode arrays. Journal of Neurosciences Methods. 242, 15-40 (2015).
  49. Kozai, T. D., et al. Mechanical failure modes of chronically implanted planar silicon-based neural probes for laminar recording. Biomaterials. 37, 25-39 (2015).
  50. Raffa, V., Vittorio, O., Pensabene, V., Menciassi, A., Dario, P. FIB-nanostructured surfaces and investigation of bio/nonbio interactions at the nanoscale. IEEE Transactions on Nanobioscience. 7 (1), 1-10 (2008).
  51. Lehrer, C., Frey, L., Petersen, S., Ryssel, H. Limitations of focused ion beam nanomachining. Journal of Vacuum Science & Technology B: Microelectronics and Nanometer Structures Processing, Measurement, and Phenomena. 19 (6), 2533-2538 (2001).
  52. Watkins, R., Rockett, P., Thoms, S., Clampitt, R., Syms, R. Focused ion beam milling. Vacuum. 36 (11-12), 961-967 (1986).
  53. Veerman, J., Otter, A., Kuipers, L., Van Hulst, N. High definition aperture probes for near-field optical microscopy fabricated by focused ion beam milling. Applied Physics Letters. 72 (24), 3115-3117 (1998).
  54. Lanyon, Y. H., Arrigan, D. W. Recessed nanoband electrodes fabricated by focused ion beam milling. Sensors and Actuators B: Chemical. 121 (1), 341-347 (2007).
  55. Menard, L. D., Ramsey, J. M. Fabrication of sub-5 nm nanochannels in insulating substrates using focused ion beam milling. Nano Letters. 11 (2), 512-517 (2010).
  56. Ziberi, B., Cornejo, M., Frost, F., Rauschenbach, B. Highly ordered nanopatterns on Ge and Si surfaces by ion beam sputtering. Journal of Physics: Condensed Matter. 21 (22), 224003(2009).
  57. Reyntjens, S., Puers, R. A review of focused ion beam applications in microsystem technology. Journal of Micromechanics and Microengineering. 11 (4), 287(2001).
  58. Heyderman, L., David, C., Kläui, M., Vaz, C., Bland, J. Nanoscale ferromagnetic rings fabricated by electron-beam lithography. Journal of Applied Physics. 93 (12), 10011-10013 (2003).
  59. Baquedano, E., Martinez, R. V., Llorens, J. M., Postigo, P. A. Fabrication of Silicon Nanobelts and Nanopillars by Soft Lithography for Hydrophobic and Hydrophilic Photonic Surfaces. Nanomaterials. 7 (5), 109(2017).
  60. Eom, H., et al. Nanotextured polymer substrate for flexible and mechanically robust metal electrodes by nanoimprint lithography. ACS Applied Materials & Interfaces. 7 (45), 25171-25179 (2015).
  61. Li, K., Morton, K., Veres, T., Cui, B. 5.11 Nanoimprint Lithography and Its Application in Tissue Engineering and Biosensing. Comprehensive Biotechnology. , 125-139 (2011).
  62. Dong, B., Zhong, D., Chi, L., Fuchs, H. Patterning of conducting polymers based on a random copolymer strategy: Toward the facile fabrication of nanosensors exclusively based on polymers. Advanced Materials. 17 (22), 2736-2741 (2005).
  63. Dalby, M. J., Gadegaard, N., Wilkinson, C. D. The response of fibroblasts to hexagonal nanotopography fabricated by electron beam lithography. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 84 (4), 973-979 (2008).
  64. Tseng, A. A., Chen, K., Chen, C. D., Ma, K. J. Electron beam lithography in nanoscale fabrication: recent development. IEEE Transactions on Electronics Packaging Manufacturing. 26 (2), 141-149 (2003).
  65. Yang, Y., Leong, K. W. Nanoscale surfacing for regenerative medicine. Wiley Interdisciplinary Reviews: Nanomedicine and Nanobiotechnology. 2 (5), 478-495 (2010).
  66. Vermeij, T., Plancher, E., Tasan, C. Preventing damage and redeposition during focused ion beam milling: The "umbrella" method. Ultramicroscopy. 186, 35-41 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Trawienie nanoarchitekturymodyfikacja mikroelektrodelektrody wewn trzkorowezwi kszanie biokompatybilno ciwzorowanie powierzchniobrazowanie SEM FIBprzygotowanie sondy krzemowejanaliza g sto ci neuronalnejwydajno elektrofizjologiczna

Powiązane artykuły