Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Hybrydowy system mikronapędowy z odzyskiwalną sondą optokrzemową i tetrodą do nagrywania w dwóch lokalizacjach o wysokiej gęstości w swobodnie poruszających się myszach

10.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60028

⸱

10 sierpnia 2019

 ,  , 
1Department of Psychiatry, University of Texas Southwestern Medical Center, 2Department of Neuroscience, University of Texas Southwestern Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje budowę hybrydowego układu mikronapędów, który umożliwia wszczepienie dziewięciu niezależnie regulowanych tetrod i jednej regulowanej sondy opto-krzemowej w dwóch obszarach mózgu u swobodnie poruszających się myszy. Zademonstrowano również metodę bezpiecznego odzyskiwania i ponownego wykorzystania sondy optokrzemowej do wielu celów.

Streszczenie

Wieloregionalne nagrania neuronowe mogą dostarczyć kluczowych informacji do zrozumienia interakcji między wieloma obszarami mózgu w precyzyjnej skali czasowej. Jednak konwencjonalne konstrukcje mikronapędów często pozwalają na użycie tylko jednego typu elektrody do nagrywania z jednego lub wielu regionów, co ogranicza wydajność nagrań pojedynczych jednostek lub profili głębokości. Często ogranicza również możliwość łączenia zapisów elektrod z narzędziami optogenetycznymi w celu ukierunkowania na aktywność specyficzną dla szlaku i/lub typu komórki. Przedstawiono hybrydową macierz mikronapędów dla swobodnie poruszających się myszy w celu optymalizacji wydajności oraz opis jej produkcji i ponownego wykorzystania macierzy mikronapędów. Obecny projekt wykorzystuje dziewięć tetrod i jedną sondę optokrzemową wszczepionych jednocześnie w dwóch różnych obszarach mózgu u swobodnie poruszających się myszy. Tetrody i sonda optokrzemowa są niezależnie regulowane wzdłuż osi grzbietowo-brzusznej w mózgu, aby zmaksymalizować wydajność czynności jednostkowych i oscylacyjnych. Ta matryca mikronapędów zawiera również konfigurację do świetlnej, pośredniczącej manipulacji optogenetycznej w celu zbadania specyficznych dla regionu lub typu komórki odpowiedzi i funkcji obwodów neuronowych dalekiego zasięgu. Ponadto sonda optokrzemowa może być bezpiecznie odzyskana i ponownie wykorzystana po każdym eksperymencie. Ponieważ układ mikronapędów składa się z części wydrukowanych w 3D, konstrukcję mikronapędów można łatwo modyfikować w celu dostosowania do różnych ustawień. Najpierw opisano konstrukcję układu mikronapędowego i sposób podłączenia światłowodu do sondy krzemowej w celu przeprowadzenia eksperymentów optogenetycznych, a następnie wyprodukowanie wiązki tetrody i wszczepienie jej do mózgu myszy. Rejestracja lokalnych potencjałów pola i impulsów jednostkowych w połączeniu ze stymulacją optogenetyczną również demonstruje wykonalność systemu macierzy mikronapędów u swobodnie poruszających się myszy.

Wprowadzenie

Kluczowe jest zrozumienie, w jaki sposób aktywność neuronalna wspiera procesy poznawcze, takie jak uczenie się i pamięć, poprzez badanie, jak różne obszary mózgu dynamicznie oddziałują ze sobą. Aby wyjaśnić dynamikę aktywności neuronalnej leżącej u podstaw zadań poznawczych, przeprowadzono wielkoskalową elektrofizjologię zewnątrzkomórkową u swobodnie poruszających się zwierząt za pomocą macierzy mikronapędów1,2,3,4. W ciągu ostatnich dwóch dekad opracowano kilka typów macierzy mikronapędów do wszczepiania elektrod do wielu obszarów mózgu szczurów5,6,7,8 i myszy9,10,11,12. Niemniej jednak obecne konstrukcje mikronapędów generalnie nie pozwalają na stosowanie wielu typów sond, co zmusza badaczy do wyboru jednego typu elektrody z określonymi korzyściami i ograniczeniami. Na przykład matryce tetrodowe działają dobrze w gęsto zaludnionych obszarach mózgu, takich jak grzbietowy hipokamp CA11,13, podczas gdy sondy krzemowe dają lepszy profil geometryczny do badania połączeń anatomicznych14,15.

Tetrody i sondy krzemowe są często używane do przewlekłego nagrywania in vivo, a każda z nich ma swoje zalety i wady. Udowodniono, że tetrody mają znaczące zalety w lepszej izolacji pojedynczej jednostki niż pojedyncze elektrody16,17, oprócz opłacalności i sztywności mechanicznej. Zapewniają również wyższą wydajność działań pojedynczej jednostki w połączeniu z mikronapędami8,18,19,20. Niezbędne jest zwiększenie liczby jednocześnie rejestrowanych neuronów dla zrozumienia funkcji obwodów neuronowych21. Na przykład duża liczba komórek jest potrzebna do zbadania małych populacji funkcjonalnie heterogenicznych typów komórek, takich jak komórki związane z czasem22 lub kodowanie nagrody23. Znacznie większa liczba komórek jest wymagana, aby poprawić jakość dekodowania sekwencji spajków13,24,25.

Tetrody mają jednak wadę w rejestrowaniu przestrzennie rozmieszczonych komórek, takich jak w korze lub wzgórzu. W przeciwieństwie do tetrod, sondy krzemowe mogą zapewnić przestrzenny rozkład i interakcję lokalnych potencjałów pola (LFP) oraz aktywności impulsowej w lokalnej strukturze14,26. Wielozębowe sondy krzemowe dodatkowo zwiększają liczbę miejsc rejestracji i umożliwiają rejestrację w pojedynczych lub sąsiadujących strukturach27. Jednak takie matryce są mniej elastyczne w pozycjonowaniu miejsc elektrod w porównaniu z tetrodami. Ponadto w sondach o dużej gęstości wymagane są złożone algorytmy sortowania spajków w celu wyodrębnienia informacji o potencjałach czynnościowych sąsiednich kanałów w celu odzwierciedlenia danych uzyskanych przez tetrody28,29,30. W związku z tym ogólna wydajność pojedynczych jednostek jest często mniejsza niż tetrod. Ponadto sondy krzemowe są niekorzystne ze względu na ich kruchość i wysoki koszt. Tak więc wybór tetrod i sond krzemowych zależy od celu nagrania, którym jest pytanie, czy priorytetem jest uzyskanie wysokiej wydajności pojedynczych jednostek, czy profilowanie przestrzenne w miejscach rejestracji.

Oprócz rejestrowania aktywności neuronalnej, manipulacja optogenetyczna stała się jednym z najpotężniejszych narzędzi w neurobiologii, aby zbadać, w jaki sposób określone typy komórek i/lub szlaki przyczyniają się do funkcji obwodów nerwowych13,31,32,33. Jednak eksperymenty optogenetyczne wymagają dodatkowego rozważenia w projektowaniu macierzy mikronapędów, aby podłączyć złącze światłowodowe do stymulujących źródeł światła34,35,36. Często podłączenie światłowodów wymaga stosunkowo dużej siły, co może doprowadzić do mechanicznego przemieszczenia sondy w mózgu. Dlatego nie jest trywialnym zadaniem połączenie wszczepialnego światłowodu z konwencjonalnymi układami mikronapędów.

Z powyższych powodów, badacze są zobowiązani do optymalizacji wyboru rodzaju elektrody lub wszczepienia światłowodu w zależności od celu nagrania. Na przykład tetrody są używane do osiągania wyższej wydajności jednostkowej w hippocampus1,13, podczas gdy sondy krzemowe są używane do badania profilu głębokości laminarnej obszarów korowych, takich jak przyśrodkowa kora śródwęchowa (MEC)37. Do tej pory mikronapędy do jednoczesnego wszczepiania tetrod i sond krzemowych zostały zgłoszone dla szczurów5,11. Jednak wszczepienie myszom wielu tetrod i sond krzemowych jest niezwykle trudne ze względu na wagę mikronapędów, ograniczoną przestrzeń na głowie myszy i wymagania przestrzenne dotyczące projektowania mikronapędu z wykorzystaniem różnych sond. Chociaż możliwe jest wszczepienie sond krzemowych bez mikronapędu, procedura ta nie pozwala na regulację sondy i obniża wskaźnik powodzenia odzyskiwania sondy krzemowej12,38. Co więcej, eksperymenty optogenetyczne wymagają dodatkowych rozważań przy projektowaniu macierzy mikronapędów. Protokół ten pokazuje, jak skonstruować i wszczepić matrycę mikronapędów do przewlekłego zapisu u swobodnie poruszających się myszy, co pozwala na wszczepienie dziewięciu niezależnie regulowanych tetrod i jednej regulowanej sondy optokrzemowej. Ten układ mikronapędów ułatwia również eksperymenty optogenetyczne i odzyskiwanie sondy krzemowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Południowo-Zachodniego Centrum Medycznego Uniwersytetu Teksańskiego.

1. Przygotowanie części macierzy mikronapędów

  1. Wydrukuj części układu microdrive za pomocą drukarki 3D przy użyciu żywicy do modelu dentystycznego (Rysunek 1A,B). Upewnij się, że grubość poszczególnych warstw drukowanych w 3D jest mniejsza niż 50 μm, aby małe otwory w drukowanych częściach były czyste i żywotne.
    UWAGA: Macierz mikronapędów składa się z pięciu części (Rysunek 1C): (1) główny korpus układu mikronapędów, który zawiera dziewięć mikronapędu do tetrod i jedną do sondy krzemowej (Rysunek 1Ca-d). Koordynacja wiązki tetrody i otworu dla sondy optokrzemowej na dole zależy od współrzędnych docelowego obszaru mózgu ( Rysunek 1Cd); (2) czółenko do podłączenia sondy krzemowej lub optrody (Rysunek 1Ce); (3) mocowanie złącza elektrycznego sondy do przytrzymywania silikonowego łącznika sondy ( Rysunek 1Cf); (4) uchwyt tulejki światłowodowej, który zaciska się na środkowej części korpusu, aby zapobiec niepożądanym ruchom wszczepionej sondy optokrzemowej podczas podłączania/odłączania złącza światłowodowego (Rysunek 1Cg); oraz (5) stożek ekranujący, który zapewnia fizyczne i elektryczne ekranowanie macierzy mikronapędów w celu stabilnego zapisu (Rysunek 1 kanał). Całkowita masa układu mikronapędów wynosi 5,9 g, łącznie ze stożkiem ekranującym (tabela 1). Jeśli otwory są zatkane w drukowanych częściach, wywierć je za pomocą wierteł: #76 dla otworów wewnętrznych i #68 dla zewnętrznych otworów na tetrody-mikronapędu, #71 dla otworu na tetrody microdrive i #77 dla otworów na słupki prowadzące w dolnej części korpusu.
  2. Wkładanie słupków prowadzących do korpusu macierzy mikronapędów.
    1. Wytnij dwa odcinki drutu ze stali nierdzewnej 26-Ga o długości 16 mm. Delikatnie naostrz końcówki drutu za pomocą szlifierki obrotowej.
    2. Włóż przewody do dolnych otworów korpusu (Rysunek 2A). Nałóż niewielką ilość kleju cyjanoakrylowego na spód korpusu, aby zabezpieczyć słupki prowadzące.

2. Przygotowanie sondy opto-krzemowej

  1. Przygotuj microdrive do sondy silikonowej.
    UWAGA: Śruba mikronapędu do sondy krzemowej składa się z niestandardowej (raster 300 μm), podtrzymującej rurkę nośną, oraz rurki w kształcie litery L (Rysunek 2B).
    1. Przygotuj formę do głowicy mikronapędu (Rysunek 2C). Aby skonstruować formę, przygotuj wydrukowany w 3D plastikowy wzór mikrodysku (Rysunek 2Ca). Następnie wlej płynny żel silikonowy po wykonaniu ściany skroniowej, zakładając taśmy wokół wzoru. Usuń pęcherzyki powietrza, delikatnie potrząsając, poczekaj, aż się utwardzi , a następnie wyjmij formę z żelu silikonowego z wzoru ( Rysunek 2Cb).
    2. Ciąć drut nierdzewny o długości 18 mm i 9,5 mm 23 G za pomocą szlifierki obrotowej. Zszorstkuj górne 2–3 mm drutów za pomocą szlifierki obrotowej, aby zwiększyć przyczepność akrylu dentystycznego.
    3. Weź jedną niestandardową i nałóż niewielką ilość oleju silikonowego, aby zmniejszyć tarcie o akryl dentystyczny. Ustaw przewody i niestandardową do formy.
    4. Wlej akryl dentystyczny do formy za pomocą strzykawki, aby wyeliminować pęcherzyki powietrza wokół przewodów i. Zanieczyszczenie pęcherzykami powietrza sprawi, że mikronapęd będzie delikatny. Poczekaj, aż akryl dentystyczny zostanie całkowicie utwardzony, a następnie zdejmij microdrive z formy. Zegnij 6 mm dłuższej końcówki drutu pod kątem 60° za pomocą szczypiec.
    5. Sprawdź jakość mikronapędu (np. pęknięcia, pęcherzyki powietrza i tarcie), aby obrócić. Jeśli tarcie jest duże, obracaj, aż staną się gładkie, za pomocą elektrycznego śrubokręta z niestandardową końcówką wkrętaka, która łączy się ze śrubą microdrive.
    6. Wkręć mikronapędu w korpusie macierzy microdrive, aby sprawdzić, czy porusza się płynnie w górę iw dół, obracając. Gwinty są tworzone automatycznie podczas wkładania do otworu w korpusie.
  2. Przygotuj wahadłowiec (Rysunek 3Aa).
    1. Wytnij dwie rurki z polieteroeteroketonu (PEEK) o długości 5 mm za pomocą ostrych nożyczek. Wyrównaj rurki po obu stronach czółenka. Przyklej rurki i czółenko za pomocą żywicy epoksydowej.
    2. Nałóż niewielką ilość oleju silikonowego na słupki prowadzące. Sprawdź jakość wózka wahadłowego, wkładając go do słupków prowadzących korpusu macierzy mikronapędów. Upewnij się, że wahadłowiec porusza się płynnie, bez nadmiernego tarcia.
  3. Przygotuj optorode (Rysunek 3Ab). Ten krok można pominąć, jeśli eksperyment optogenetyczny nie jest wymagany.
    1. Rozetnij światłowód do długości 21 mm za pomocą rubinowego noża. Zmiel końcówkę z włókna, aby końcówka była płaska i błyszcząca.
    2. Delikatnie umieść światłowód na przedniej stronie sondy krzemowej. Końcówka światłowodu jest umieszczona 200–300 μm nad górną częścią miejsc elektrod. Przytrzymaj włókno tymczasowo przezroczystą taśmą.
    3. Przyklej światłowód do podstawy sondy krzemowej za pomocą niewielkiej ilości żywicy epoksydowej. Odczekaj co najmniej 5 godzin, aż żywica epoksydowa całkowicie się utwardzi.
      UWAGA: Zaleca się podłączenie światłowodu po tej samej stronie, co miejsca elektrod. Podłączenie światłowodu z tyłu może uniemożliwić prawidłowe oświetlenie miejsc nagrywania.
  4. Przymocuj czółenko do sondy silikonowej (Rysunek 3Ac): nałóż niewielką ilość żywicy epoksydowej z tyłu podstawy sondy krzemowej. Przymocuj dolną część czółenka do podstawy sondy krzemowej i delikatnie przytrzymaj w tej pozycji przez 2–3 minuty, aby uniknąć powstania szczeliny między czółenkiem a podstawą sondy krzemowej podczas początkowego utwardzania żywicy epoksydowej. Odczekaj co najmniej 5 godzin, aż żywica epoksydowa całkowicie się utwardzi .
  5. Ostrożnie włóż rurki wahadłowe na słupki prowadzące korpusu głównego pod mikroskopem (Rysunek 3B). Podczas tej procedury przytrzymaj rowek czółenka delikatną pęsetą.
  6. Włóż mikronapędu do otworu na, obracając. Zaczepić sondę silikonową i mikronapędu, wkładając końcówkę drutu w kształcie litery L w rowek głowicy wahadłowej (Rysunek 3C).
  7. Przymocuj uchwyt złącza elektrycznego sondy do korpusu matrycy mikronapędu (Rysunek 3D).
    1. Przytnij dwie #0 do długości gwintu 3,5 mm. Zmiel końcówki, aby usunąć zadziory.
    2. Umieść uchwyt łącznika sondy na korpusie. Umieść złącze elektryczne sondy silikonowej w uchwycie.
    3. Zamocuj złącze sondy silikonowej w uchwycie za pomocą żywicy epoksydowej i pamiętaj, aby nie przykleić go do korpusu macierzy mikronapędów, aby umożliwić procedurę odzyskiwania sondy krzemowej. Włóż, aby przytrzymać uchwyt złącza sondy.
  8. Przymocuj uchwyt tulejki do sondy optokrzemowej i korpusu matrycy mikronapędowej (Rysunek 3D).
    1. Przytnij dwie #0 do długości gwintu 6 mm. Zmiel końcówki, aby usunąć zadziory.
    2. Zeszlifuj zewnętrzną stronę dwóch nakrętek maszynowych #0, aby uzyskać małe nakrętki sześciokątne o średnicy zewnętrznej 2.5–3.0 mm, aby zmniejszyć wagę i przestrzeń.
    3. Włóż do elementu A uchwytu. Przyklej za pomocą żywicy epoksydowej.
    4. Nałóż niewielką ilość smaru silikonowego na składnik A i B, aby zmniejszyć tarcie o korpus. Włóż składnik A do korpusu, a następnie przytrzymaj tymczasowo za pomocą pęsety odwrotnej.
    5. Umieść komponent B na komponentu A. Wkręć niestandardowe nakrętki w. Za pomocą szczypiec dokręć nakrętki, aby zabezpieczyć uchwyt tulejki na korpusie.
    6. Włóż tuleję światłowodową do rowka uchwytu tulejki światłowodowej (składnik B). Upewnij się, że tuleja światłowodowa wystaje 4–5 mm z uchwytu.
    7. Nałóż niewielką ilość żywicy epoksydowej między skuwkę a rowek uchwytu. Poczekaj, aż żywica epoksydowa zostanie całkowicie utwardzona i sprawdź, czy skuwka się nie porusza. Sprawdź, czy uchwyt czółenka i tulejki działa płynnie, poluzowując nakrętki przed obróceniem mikronapędu.
    8. Sprawdź odległość roboczą sondy. Upewnij się, że końcówka sondy całkowicie chowa się w korpusie, gdy uchwyt tulejki znajduje się w górnej pozycji, podczas gdy rurki wahadłowe są nadal połączone ze słupkami prowadzącymi. Maksymalna odległość robocza zależy od długości sondy silikonowej i docelowego obszaru mózgu.
    9. Jeśli śruba z mikronapędem jest luźna, nałóż niewielką ilość akrylu dentystycznego wokół, aby dodać więcej gwintów do podparcia. Po utwardzeniu obróć, aby sprawdzić szczelność i stabilność.

3. Przygotowanie tetrody

UWAGA: Ta procedura jest podobna do poprzednio opublikowanych artykułów8,19,20,39.

  1. Przygotuj microdrive do tetrody. Napęd mikronapędowy do tetrody składa się ze specjalnie obrobionej i rurki o długości 23 G (Rysunek 2B). Procedura ta jest podobna do tej opisanej w sekcji 2.1.
  2. Zrób wiązkę rurek ze stali nierdzewnej o długości 30 G, które mają w środku drut o długości 5,5 mil. W tym przypadku użyto łącznie dziewięciu rurek o sile 30 G (osiem tetrod rejestrujących i jedna elektroda odniesienia).
  3. Nawlecz wiązkę 30 G od spodu korpusu dysku i przymocuj ją cienkościenną rurką 20 G do korpusu głównego. Przytnij spód wiązki za pomocą młynka obrotowego, aby końcówka była równa i wyrównana. Przytnij górną część rurek 30 G za pomocą szlifierki obrotowej tak, aby rurka 30 G wystawała około 0,5 mm z korpusu głównego.
  4. Załaduj rurki izolacyjne z poliimidu o grubości 5,5 milimetra do rurki 30 G. Przygotuj przewody tetrodowe i załaduj je do 32-kanałowej płytki interfejsu elektrycznego (EIB). Sprawdź połączenie elektryczne z testerem impedancji przed ostatecznym precyzyjnym cięciem.
  5. Obniż impedancję końcówki elektrody do 250–350 kΩ za pomocą roztworu do złocenia. Napraw wszystkie tetrody za pomocą superglue.
  6. Wypełnij nadmierną szczelinę między rurką poliimidową a tetrodą olejem mineralnym do uszczelniania i smarowania. Poprowadź przewód uziemiający do EIB.
    UWAGA: W razie potrzeby światłowód można zintegrować wzdłuż przewodów tetrodowych12.

4. Mocowanie stożka ekranującego

  1. Pomaluj srebrną przewodzącą farbę ekranującą po wewnętrznej stronie wydrukowanego stożka. Umieść macierz mikronapędów wewnątrz stożka (Rysunek 3E).
  2. Przytnij dwie #0 do długości gwintu 3,5 mm. Dokręć od zewnątrz stożka, aby utrzymać układ mikronapędów na miejscu.
  3. Nałóż srebrną farbę wokół łba, aby elektrycznie połączyć stożek ekranujący z uziemieniem elektrycznym. Sprawdź połączenie elektryczne między przewodem uziemiającym a stożkiem. Nałóż niewielką ilość żywicy epoksydowej między korpus macierzy mikronapędów a stożek ekranujący, aby bezpiecznie przymocować obudowę.
    UWAGA: Innym sposobem przygotowania stożka ekranującego jest użycie taśmy aluminiowej40 (Rysunek 3F). Najpierw przygotuj papier wzorcowy na stożek ekranujący po przyklejeniu folii aluminiowej do papieru (Rysunek 3Fa). Następnie zwiń papier i przymocuj go do korpusu mikrodysku za pomocą niewielkiej ilości kleju cyjanoakrylowego ( Rysunek 3Fb). Masa tej membrany wynosi 0,72 g, a całkowita masa układu mikronapędów jest zmniejszona do 4,7 g (tabela 1).

5. Chirurgia implantologiczna

UWAGA: Ta procedura jest zmodyfikowana na podstawie poprzednio opublikowanych artykułów18,39,41 dla implantacji w dwóch miejscach. Upewnij się, że waga zwierzęcia przekracza 25 g w przypadku implantu microdrive, aby przyspieszyć powrót do zdrowia po operacji.

  1. preparat
    1. Aby przygotować uziemiającą, przymocuj srebrny drut do czaszki i nałóż srebrną farbę. Następnie przymocuj złoty szpilek po przeciwnej stronie drutu za pomocą srebrnej farby.
    2. Przygotuj adapter przytrzymujący dysk, aby przymocować macierz mikronapędów do urządzenia stereotaktycznego. Przymocuj męski łącznik do nierdzewnego uchwytu za pomocą żywicy epoksydowej. Upewnij się, że wyrównanie łącznika i uchwytu ze stali nierdzewnej jest proste.
    3. W przypadku, gdy po nagraniu potrzebne jest potwierdzenie histologiczne, nałóż Di-I na tetrody lub tylną stronę silicon-probe38.
    4. Opuść sondę krzemową w dół, aby uzyskać żądaną głębokość. Poluzuj nakrętki uchwytu tulejki za pomocą szczypiec, opuść sondę silikonową (sondę optokrzemową), obracając mikronapędu sondy silikonowej, a następnie dokręć nakrętki, aby zabezpieczyć uchwyt tulejki. W przypadku wszczepiania tetrod w obszarze hipokampa CA1 i sondy krzemowej w MEC, odległość między kaniulą tetrodową a końcówką sondy krzemowej wynosi 3–4 mm.
  2. Ustaw znieczuloną mysz (0,8%-1,5% izofluranu) w urządzeniu stereotaktycznym. Stan znieczulenia myszy potwierdza brak odruchu szczypania palców u stóp. Nałóż przezroczystą maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Przykryj oczy kawałkiem folii, aby chronić je przed silnym nasłonecznieniem chirurgicznym
    3. .
  3. Po zgoleniu sierści zdezynfekuj skórę głowy myszy jodem i izopropanolem. Wykonaj nacięcie 1,5–2,0 cm na skórze głowy za pomocą standardowych nożyczek chirurgicznych i usuń tkankę nad czaszką za pomocą bawełnianych wacików po podskórnym nałożeniu lidokainy.
  4. Dopasuj głowicę myszy do narzędzia stereotaktycznego. Upewnij się, że różnica wysokości między bregmą a lambdą jest mniejsza niż 100 μm. Określ miejsce kraniotomii za pomocą atlasu i zaznacz te miejsca wysterylizowanym ołówkiem.
  5. Zakotwicz czaszki (średnica 0,8 mm, skok gwintu 0,200 mm), obracając je o 1,5 obrotu (0,3 mm) na czaszce, za pomocą pęsety chirurgicznej i śrubokręta po wywierceniu 8–11 otworów w czaszce za pomocą wiertła 0,5 mm.
    UWAGA: Sugeruje się 2-4 otwory w czaszce czołowej, 2-3 otwory z każdej strony czaszki ciemieniowej i 1-2 otwory w czaszce międzyciemieniowej.
  6. Przymocuj uziemiającą do otworu, obracając ją o jeden obrót (0.2 mm) po wywierceniu otworu w kości międzyciemieniowej. Upewnij się, że ten otwór nie przenika przez kość do obudowy mózgu; W przeciwnym razie sygnały móżdżku zanieczyszczą nagranie. Sprawdź, czy impedancja jest mniejsza niż 20 kΩ przy 1 kHz między śrubą uziemiającą a czaszkowymi za pomocą miernika impedancji.
    UWAGA: Większa impedancja spowoduje wprowadzenie artefaktów ruchu podczas nagrywania.
  7. Wykonaj kraniotomię w zaznaczonych miejscach. Opona twarda może pozostać nienaruszona u myszy.
  8. Podłącz męski pin uziemiającej i złącze uziemiające układu mikronapędów. Sprawdź łączność za pomocą miernika impedancji, mierząc między śrubą uziemiającą a ekranem.
  9. Ustaw układ mikronapędów na adapterze, ustaw go na urządzenie stereotaktyczne i powoli opuść sondę krzemową do żądanej głębokości. Upewnij się, że wiązki tetrody są umieszczone nad powierzchnią mózgu, ale nadal wewnątrz układu mikronapędów, gdy sonda krzemowa jest wkładana do mózgu (Rysunek 4A).
  10. Ostrożnie nałóż smar silikonowy, aby uszczelnić obszar sondy silikonowej i wiązki tetrody (Rysunek 4B). Umieść niewielką ilość smaru silikonowego na końcówce igły 20 G i nałóż smar wokół sond za pomocą igły. Powtarzaj, aż smar silikonowy całkowicie pokryje obszar wokół sondy, tak aby akryl dentystyczny nie spływał na lub pod elektrodami/sondami. Uważaj, aby smar nie dotknął miejsc elektrod, w przeciwnym razie znacznie zwiększy impedancję miejsc nagrywania.
  11. Nałóż akryl dentystyczny, aby przymocować matrycę mikronapędu do kotwiących w czaszce.
    UWAGA: Zaleca się nakładanie akrylu dentystycznego w trzech warstwach, aby uniknąć nadmiernego ciepła wytwarzanego podczas utwardzania akrylu.
  12. Ostrożnie wyjmij adapter z macierzy mikronapędów. Wstrzyknąć 1 ml PBS podskórnie, aby zapobiec odwodnieniu. Wstrzykiwać podskórnie meloksykam w dawce 5 mg/kg mc. jako lek przeciwbólowy.
  13. Zakryj złącze sondy silikonowej kawałkiem taśmy, aby zapobiec przedostawaniu się brudu do wnętrza połączeń elektrycznych. Przykryj macierz mikronapędów plastikową folią parafinową i przyklej ją taśmą.
  14. Przez 3 dni należy stosować odpowiednie leki przeciwbólowe (np. wstrzyknięcia podskórne meloksykamu w dawce 2 mg/kg raz na dobę). Odczekaj 3–5 dni na regenerację przed rozpoczęciem regulacji tetrody. Wszczepiona mysz po okresie rekonwalescencji jest pokazana na Rysunek 4C.

6. Odzyskiwanie sondy krzemowej (Rysunek 4D)

  1. Ketaminę (75 mg/kg) i deksmedetomidynę (1 mg/kg) należy wstrzyknąć środki znieczulające dootrzewnowo i potwierdzić brak odruchu szczypania palców u stóp. Napraw znieczuloną mysz, bezpośrednio przepuszczając 4% paraformaldehydu przez serce za pomocą kaptura. Metody chirurgiczne dla gryzoni są opisane wcześniej42.
  2. Poluzuj nakrętki uchwytu tulejki za pomocą szczypiec. Następnie ostrożnie przesuń ją do górnej części korpusu, obracając regulacyjną, aby całkowicie schować sondę krzemową w kierunku wnętrza korpusu macierzy mikronapędów. Dokręć nakrętki, aby utrzymać sondę w górnym położeniu.
  3. Wyjmij mózg myszy od dołu, rozbijając czaszkę z boku. Układ mikronapędów jest teraz oddzielony od zwierzęcia.
  4. Całkowicie wykręć mikronapędu w kształcie litery L, która napędza sondę krzemową. Poluzuj i wyjmij nakrętki uchwytu tulejki za pomocą szczypiec. Wyjąć element A uchwytu tulejki.
  5. Odkręć mocowanie złącza sondy i odłącz je od korpusu napędu. Sprawdź, czy mocowanie złącza sondy może odłączyć się od korpusu macierzy mikronapędów.
  6. Przytrzymaj górną część czółenka pęsetą, a następnie ostrożnie wysuń zespół sondy krzemowej z układu mikronapędu.
  7. Wyczyść końcówkę sondy środkiem do czyszczenia soczewek kontaktowych (najpierw enzymem, a następnie 3% nadtlenkiem wodoru) przez co najmniej 1 dzień. Ostrożnie przetrzyj końcówkę elektrody za pomocą padów izopropanolowych pod mikroskopem. Przechowuj sondę w pudełku do przechowywania bez ładunków elektrostatycznych.
    UWAGA: Mocowanie czółenka i złącza sondy pozostaje przymocowane do sondy silikonowej i może być ponownie użyte w następnej implantacji.
    UWAGA: Niektóre sondy krzemowe nie są tolerowane z nadtlenkiem wodoru. W takim przypadku należy stosować wyłącznie roztwór do soczewek kontaktowych zawierający enzym proteolityczny.
  8. Aby ponownie wykorzystać korpus matrycy microdrive do następnego zabiegu, usuń akryl dentystyczny za pomocą kombinacji wierteł i szczypiec z cienką końcówką. Następnie odzyskaj czaszki, zanurzając usunięty akryl dentystyczny w acetonie. Należy pamiętać, że aceton rozpuści plastikowe części układu mikronapędu.
  9. Usuń żywicę epoksydową między korpusem mikrodysku a stożkiem ekranującym za pomocą skalpela.
    UWAGA: Nie trzeba ponownie drukować żadnych dodatkowych części do następnej operacji, jeśli napęd microdrive nie jest uszkodzony.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Układ mikronapędów został zbudowany w ciągu 5 dni. Harmonogram przygotowania mikronapędu opisano w Tabeli 2. Przy użyciu tego mikronapędu dziewięć tetrod oraz jedna sonda krzemowa zostały zaimplantowane odpowiednio do obszaru CA1 hipokampa i kory entorynalnej przyśrodkowej (MEC) myszy [samiec pOxr1-Cre (tło C57BL/6), 21 tygodni, masa ciała 29 g]. Ta mysz transgeniczna wykazuje ekspresję Cre w neuronach piramidalnych warstwy III MEC. Na 10 tygodni przed implantacją elektrod do MEC wstrzyknięto myszy 200 n...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół pokazuje, jak skonstruować i wszczepić hybrydową matrycę mikronapędów, która umożliwia rejestrowanie aktywności neuronalnej z dwóch obszarów mózgu za pomocą niezależnych regulowanych tetrod i sondy krzemowej u swobodnie zachowujących się myszy. Demonstruje również eksperymenty optogenetyczne i odzyskiwanie sondy krzemowej po eksperymentach. Podczas gdy regulowana implantacja sondy krzemowej33 lub głowicy optokrzemowej36 została wcześniej zademonstrowana u myszy, pr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była częściowo wspierana przez Japan Society for the Promotion of Science Overseas Research Fellowships (HO), Endowed Scholar Program (TK), Human Frontier Science Program (TK), Brain Research Foundation (TK), Faculty Science and Technology Acquisition and Retention Program (TK), Brain & Behavior Research Foundation (TK), oraz przez The Sumitomo Foundation Research Grant (JY), NARSAD Young Investigator Research Grant (JY). Dziękujemy W. Marksowi za cenne uwagi i sugestie w trakcie przygotowania manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#00-90 śrubaJ.I. Morris#00-90-1/8EIB
#0-80 nakrętkaMałe częściB00DGB7CT2mosiężna nakrętka do przytrzymywania uchwytu tulejki światłowodowej
#Śruba 0-80Małe częściB000FMZ57Gmosiężna śruba maszynowa do montażu złącza sondy, uchwytu tulejki światłowodowej i stożka ekranującego Rurki
polieteroeteroketonowe 22 Ga MałeczęściSLPT-22-24do mocowania do czółenka, rurki ze stali nierdzewnej 23 Ga o średnicy wewnętrznej 0,025
cala MałeczęściHTX-23Rdo tetrody
23 Ga drut ze stali nierdzewnejMałe częściHTX-23R-24-10do drutu w kształcie litery L / drutu nośnego
26 GaMałe częściGWX-0200do słupków prowadzących
Drut ze stali nierdzewnej 30 GaMałe częściHTX-30Rdo tetrody
Pakiet oprogramowania CAD 3DDassault Systè Drukarka 3D mesSolidWorks 2003
FormLab Form2
5,5 mil poliimidowe rurki izolacyjneHPC Medical72113900001-012
taśma z folii aluminiowejTycoTyco Adhesives 617022 Taśma z folii aluminiowejdo alternatywnego stożka ekranującego
pasta przewodzącaYSHIELDHSF54do stożka
ekranującegoniestandardowe do mikronapędu z sondą krzemowąAMTUNM1.25-HalfMoonśruba ze stali nierdzewnej półksiężycowa, średnica 1,5 mm, 300 i mikro;
M Skok gwintu Dostosowane do tetrody microdriveAMTYamamoto_0000-160_9mmśruba ze stali nierdzewnej z rowkiem, średnica 0,5 mm, 160 i mikro; m skok gwintu, wykonany na zamówienie dla naszego projektu
akrylowego dentystycznegoStoelting51459
żywica modelu dentystycznegoFormLabRS-F2-DMBE-02
Narzędzie obrotowe Dremelmodel 800szlifierskie
Fine Science Tool19007-05
elektryczna tablica interfejsuNeuralynxEIB-36-Narrow
żywica epoksydowaDevconGLU-735.905-minutowa epoksydowa
maść do oczuDechraPuralube Maść okulistycznazapobiegająca wysuszeniu oczu myszy podczas operacji
arkusz do polerowania włókienThorlabsLFG5Pdo polerowania światłowodu
cienka pęsetaProtech International15-368do ładowania/odzyskiwania sondy krzemowej
złoto szpilkiNeuralynxEIB Piny Mały
przewód uziemiającyAM Systems7815000,010 cala goły srebrny drut
przedwzmacniacz czołowyNeuralynxHS-36
impedancjiBAK elektronikaModel IMP-21 kHz częstotliwość testowa
mineralnyZONA36-105do smarowania i przewodów
światłowódDoryckiMFC_200/260-0.22_50mm_ZF1.25(G)_FLT
System nagrywaniaNeuralynxDigital Lynx 4SX
rysik z włókien rubinowychThorlabsS90Rdo rozszczepiania smaru silikonowego do światłowodów Sonda
Fine Science Tool29051-45
NeuronexusA1x32-Edge-5mm-20-177Rys. 3, 4A, 4B, 5
sonda silikonowaNeuronexusA1x32-6mm-50-177Rys. 4C
Sonda silikonowa roztwór do mycia AlconAL10078844płyn do czyszczenia soczewek kontaktowych
lubber silikonowySmooth-OnDragon Skin 10 FASTdo przygotowania formy microdrive
srebrna farbaGC electronic22-023srebrny nadruk II powłoka, stosowana do przewodów uziemiających
śruba czaszkiOtto Frei2647-10ACŚrednica 0,8 mm, skok gwintu 0,200 mm
standardowe nożyczki chirurgiczneROBOZRS-5880
Super klej KopfModel 942
LoctiteLOC230992do nakładania na słupki
prowadzące pęseta chirurgicznaROBOZRS-5135
Tetrode TwisterJun YamamotoTT-01
druty tetrodoweSandvikPX000004
a Wiertło miernik olej krzemowa Aparat stereotaktyczny

Bibliografia

  1. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
  2. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. The Journal of Neuroscience. 16 (2), 823-835 (1996).
  3. Keating, J. G., Gerstein, G. L. A chronic multi-electrode microdrive for small animals. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 201-206 (2002).
  4. Winson, J. A compact micro-electrode assembly for recording from the freely moving rat. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 35 (2), 215-217 (1973).
  5. Michon, F., et al. Integration of silicon-based neural probes and micro-drive arrays for chronic recording of large populations of neurons in behaving animals. Journal of Neural Engineering. 13 (4), 046018(2016).
  6. Lansink, C. S., et al. A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).
  7. Billard, M. W., Bahari, F., Kimbugwe, J., Alloway, K. D., Gluckman, B. J. The systemDrive: a Multisite, Multiregion Microdrive with Independent Drive Axis Angling for Chronic Multimodal Systems Neuroscience Recordings in Freely Behaving Animals. eNeuro. 5 (6), (2018).
  8. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  9. Lu, P. L., et al. Microdrive with Two Independent Moveable Sets for Wide-Ranging, Multi-Site, Multi-Channel Brain Recordings. Journal of Medical and Biological Engineering. 34 (4), 341-346 (2014).
  10. Haiss, F., Butovas, S. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 67-72 (2010).
  11. Headley, D. B., DeLucca, M. V., Haufler, D., Pare, D. Incorporating 3D-printing technology in the design of head-caps and electrode drives for recording neurons in multiple brain regions. Journal of Neurophysiology. 113 (7), 2721-2732 (2015).
  12. Voigts, J., Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: an ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8(2013).
  13. Yamamoto, J., Tonegawa, S. Direct Medial Entorhinal Cortex Input to Hippocampal CA1 Is Crucial for Extended Quiet Awake Replay. Neuron. 96 (1), 217-227 (2017).
  14. Schomburg, E. W., et al. Theta phase segregation of input-specific gamma patterns in entorhinal-hippocampal networks. Neuron. 84 (2), 470-485 (2014).
  15. Fernandez-Ruiz, A., et al. Entorhinal-CA3 Dual-Input Control of Spike Timing in the Hippocampus by Theta-Gamma Coupling. Neuron. 93 (5), 1213-1226 (2017).
  16. Rey, H. G., Pedreira, C., Quian Quiroga, R. Past, present and future of spike sorting techniques. Brain Research Bulletin. 119 (Pt B), 106-117 (2015).
  17. Gray, C. M., Maldonado, P. E., Wilson, M., McNaughton, B. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. Journal of Neuroscience Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
  18. Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
  19. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  20. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  21. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  22. Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus. Science. 321 (5894), 1322-1327 (2008).
  23. Gauthier, J. L., Tank, D. W. A Dedicated Population for Reward Coding in the Hippocampus. Neuron. 99 (1), 179-193 (2018).
  24. Davidson, T. J., Kloosterman, F., Wilson, M. A. Hippocampal replay of extended experience. Neuron. 63 (4), 497-507 (2009).
  25. Gerwinn, S., Macke, J., Bethge, M. Bayesian population decoding of spiking neurons. Frontiers in Computational Neuroscience. 3, 21(2009).
  26. Sakata, S., Harris, K. D. Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex. Neuron. 64 (3), 404-418 (2009).
  27. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. Journal of Neurophysiology. 90 (2), 1314-1323 (2003).
  28. Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. Improving data quality in neuronal population recordings. Nature Neuroscience. 19 (9), 1165-1174 (2016).
  29. Hilgen, G., et al. Unsupervised Spike Sorting for Large-Scale, High-Density Multielectrode Arrays. Cell Reports. 18 (10), 2521-2532 (2017).
  30. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  31. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001(2017).
  32. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  33. Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations. Cell. 157 (4), 845-857 (2014).
  34. Rangel Guerrero, D. K., Donnett, J. G., Csicsvari, J., Kovacs, K. A. Tetrode Recording from the Hippocampus of Behaving Mice Coupled with Four-Point-Irradiation Closed-Loop Optogenetics: A Technique to Study the Contribution of Hippocampal SWR Events to Learning. eNeuro. 5 (4), (2018).
  35. Liang, L., et al. Integrated and Quick-to-Assemble (SLIQ) Hyperdrives for Functional Circuit Dissection. Frontiers in Neural Circuits. 11, 8(2017).
  36. Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes. Scientific Reports. 7 (1), 2773(2017).
  37. Quilichini, P., Sirota, A., Buzsaki, G. Intrinsic circuit organization and theta-gamma oscillation dynamics in the entorhinal cortex of the rat. The Journal of Neuroscience. 30 (33), 11128-11142 (2010).
  38. Sauer, J. F., Struber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  39. Shikano, Y., Sasaki, T., Ikegaya, Y. Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), (2018).
  40. Brunetti, P. M., et al. Design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice. Journal of Visualized Experiments. 91 (91), e51675(2014).
  41. Battaglia, F. P., et al. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. Journal of Neuroscience Methods. 178 (2), 291-300 (2009).
  42. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  43. Suh, J., Rivest, A. J., Nakashiba, T., Tominaga, T., Tonegawa, S. Entorhinal cortex layer III input to the hippocampus is crucial for temporal association memory. Science. 334 (6061), 1415-1420 (2011).
  44. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. The European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  45. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Current Opinion in Neurobiology. 50, 92-100 (2018).
  46. Jones, M. W., Wilson, M. A. Theta rhythms coordinate hippocampal-prefrontal interactions in a spatial memory task. PLoS Biology. 3 (12), e402(2005).
  47. Frank, L. M., Brown, E. N., Wilson, M. A. A comparison of the firing properties of putative excitatory and inhibitory neurons from CA1 and the entorhinal cortex. Journal of Neurophysiology. 86 (4), 2029-2040 (2001).
  48. Kitamura, T., et al. Eng and circuits crucial for systems consolidation of a memory. Science. 356 (6333), 73-78 (2017).
  49. McGaugh, J. L., Cahill, L., Roozendaal, B. Involvement of the amygdala in memory storage: interaction with other brain systems. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (24), 13508-13514 (1996).
  50. Frankland, P. W., Bontempi, B., Talton, L. E., Kaczmarek, L., Silva, A. J. The involvement of the anterior cingulate cortex in remote contextual fear memory. Science. 304 (5672), 881-883 (2004).
  51. Mikulovic, S., et al. On the photovoltaic effect in local field potential recordings. Neurophotonics. 3 (1), 015002(2016).
  52. Kuleshova, E. P. Optogenetics – New Potentials for Electrophysiology. Neuroscience and Behavioral Physiology. 49 (2), 169-177 (2019).
  53. Meng, E., Hoang, T. MEMS-enabled implantable drug infusion pumps for laboratory animal research, preclinical, and clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1628-1638 (2012).
  54. Hu, S., et al. Dietary Fat, but Not Protein or Carbohydrate, Regulates Energy Intake and Causes Adiposity in Mice. Cell Metabolism. 28 (3), 415-431 (2018).
  55. Yang, Y., Smith, D. L. Jr, Keating, K. D., Allison, D. B., Nagy, T. R. Variations in body weight, food intake and body composition after long-term high-fat diet feeding in C57BL/6J mice. Obesity. 22 (10), 2147-2155 (2014).
  56. Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement, Part A. Laboratory Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
  57. Lidster, K., et al. Opportunities for improving animal welfare in rodent models of epilepsy and seizures. Journal of Neuroscience Methods. 260, 2-25 (2016).
  58. Lin, L., et al. Large-scale neural ensemble recording in the brains of freely behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 28-38 (2006).
  59. Kislin, M., et al. Flat-floored air-lifted platform: a new method for combining behavior with microscopy or electrophysiology on awake freely moving rodents. Journal of Visualized Experiments. (88), e51869(2014).
  60. Gaskill, B. N., Karas, A. Z., Garner, J. P., Pritchett-Corning, K. R. Nest building as an indicator of health and welfare in laboratory mice. Journal of Visualized Experiments. (82), 51012(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Rejestracja tetrodowarejestracja dwumiejscowarejestracja obwodów neuronalnychstymulacja optogenetycznalokalne potencjały poloweodzyskiwanie sond krzemowychmikrod라이wer drukowany w 3D
Hybrydowy system mikronapędowy z odzyskiwalną sondą optokrzemową i tetrodą do nagrywania w dwóch lokalizacjach o wysokiej gęstości w swobodnie poruszających się myszach
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.