Method Article

Badanie odwrotnej przebudowy lewej komory przez odpasowanie aorty u gryzoni

DOI:

10.3791/60036

⸱

July 14th, 2021

 ,  ,  , 
1Unidade de Investigação Cardiovascular, Departamento de Cirurgia e Fisiologia, Faculdade de Medicina, Universidade do Porto

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy krok po kroku protokół chirurgicznego usuwania aorty w dobrze znanym mysim modelu zwężenia aorty. Procedura ta pozwala nie tylko na zbadanie mechanizmów leżących u podstaw odwrotnej przebudowy lewej komory i regresji przerostu, ale także na przetestowanie nowych opcji terapeutycznych, które mogą przyspieszyć powrót do zdrowia mięśnia sercowego.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby lepiej zrozumieć odwrotną przebudowę lewej komory (LV) (RR), opisujemy model gryzoni, w którym po remodelingu LV wywołanym przez pasmo aorty, myszy przechodzą RR po usunięciu zwężenia aorty. W tym artykule opisano krok po kroku procedurę wykonywania minimalnie inwazyjnego chirurgicznego usuwania pasma aorty u myszy. Echokardiografia została następnie wykorzystana do oceny stopnia przerostu i dysfunkcji mięśnia sercowego podczas przebudowy lewej komory i RR oraz do określenia najlepszego czasu na odzespolenie aorty. Pod koniec protokołu przeprowadzono końcową ocenę hemodynamiczną czynności serca i pobrano próbki do badań histologicznych. Wykazaliśmy, że odpaskowywanie wiąże się ze wskaźnikami przeżycia chirurgicznego na poziomie 70-80%. Co więcej, dwa tygodnie po odłączeniu pasma znaczne zmniejszenie obciążenia następczego komór powoduje regresję przerostu komór (~20%) i zwłóknienia (~26%), powrót do dysfunkcji rozkurczowej ocenianej normalizacją wypełnienia lewej komory i ciśnień końcoworozkurczowych (E/e' i LVEDP). Odpaskowywanie aorty jest użytecznym modelem eksperymentalnym do badania LV RR u gryzoni. Stopień rekonwalescencji mięśnia sercowego jest różny u różnych pacjentów, dlatego naśladuje różnorodność RR, która występuje w kontekście klinicznym, takim jak wymiana zastawki aortalnej. Dochodzimy do wniosku, że model prążkowania/odprzęgania aorty stanowi cenne narzędzie do odkrywania nowych spostrzeżeń na temat mechanizmów RR, a mianowicie regresji przerostu serca i powrotu do dysfunkcji rozkurczowej.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwężenie aorty poprzecznej lub wstępującej u myszy jest szeroko stosowanym modelem eksperymentalnym dla hipertrofii serca wywołanej przeciążeniem ciśnieniem, dysfunkcji rozkurczowej i skurczowej oraz niewydolności serca1,2,3,4. Zwężenie aorty początkowo prowadzi do wyrównanego przerostu koncentrycznego lewej komory (LV) w celu normalizacji naprężeń ścian1. Jednak w pewnych okolicznościach, takich jak długotrwałe przeciążenie serca, ta hipertrofia jest niewystarczająca, aby zmniejszyć naprężenie ściany, wywołując dysfunkcję rozkurczową i skurczową (przerost patologiczny)5. Równolegle zmiany w macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) prowadzą do odkładania się kolagenu i sieciowania w procesie znanym jako zwłóknienie, który można podzielić na zwłóknienie zastępcze i zwłóknienie reaktywne. Zwłóknienie jest w większości przypadków nieodwracalne i utrudnia powrót do zdrowia mięśnia sercowego po odciążeniu6,7. Niemniej jednak ostatnie badania rezonansu magnetycznego serca wykazały, że zwłóknienie reaktywne jest w stanie cofnąć się w dłuższej perspektywie8. Ogólnie rzecz biorąc, zwłóknienie, przerost i dysfunkcja serca są częścią procesu znanego jako przebudowa mięśnia sercowego, który szybko postępuje w kierunku niewydolności serca (HF).

Zrozumienie cech przebudowy mięśnia sercowego stało się głównym celem ograniczenia lub odwrócenia jej postępu, co jest znane jako odwrotna przebudowa (RR). Termin RR obejmuje wszelkie zmiany w mięśniu sercowym przewlekle odwrócone przez daną interwencję, taką jak terapia farmakologiczna (np. leki przeciwnadciśnieniowe), operacja zastawki (np. zwężenie zastawki aortalnej) lub urządzenia wspomagające pracę komór (np. przewlekła niewydolność serca). Jednak RR jest często niekompletna z powodu panującego przerostu lub dysfunkcji skurczowej/rozkurczowej. W związku z tym nadal brakuje wyjaśnienia mechanizmów leżących u podstaw RR i nowych strategii terapeutycznych, co wynika głównie z niemożności uzyskania dostępu i zbadania ludzkiej tkanki mięśnia sercowego podczas RR u większości tych pacjentów.

Aby przezwyciężyć to ograniczenie, modele gryzoni odegrały znaczącą rolę w pogłębieniu naszego zrozumienia szlaków sygnałowych związanych z progresją HF. W szczególności odpaskowywanie aorty u myszy ze zwężeniem aorty stanowi użyteczny model do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw niekorzystnej przebudowy lewej 9 i RR10,11, ponieważ umożliwia pobieranie próbek mięśnia sercowego w różnych punktach czasowych w tych dwóch fazach. Co więcej, zapewnia doskonałe warunki eksperymentalne do testowania potencjalnych nowych celów, które mogą promować/przyspieszać RR. Na przykład, w kontekście zwężenia zastawki aortalnej, model ten może dostarczyć informacji o mechanizmach molekularnych zaangażowanych w ogromną różnorodność odpowiedzi mięśnia sercowego leżących u podstaw (nie)kompletności RR6,12, a także optymalnego czasu wymiany zastawki, co stanowi poważny niedociągnięcie obecnej wiedzy. Rzeczywiście, optymalny czas dla tej interwencji jest przedmiotem debaty, głównie dlatego, że jest definiowany na podstawie wielkości gradientów aorty. Kilka badań sugeruje, że ten punkt czasowy może być zbyt późny na powrót do zdrowia mięśnia sercowego, ponieważ zwłóknienie i dysfunkcja rozkurczowa często są już obecne12.

O naszej wiedzy, jest to jedyny model zwierzęcy, który podsumowuje proces zarówno przebudowy mięśnia sercowego, jak i RR zachodzący w stanach takich jak zwężenie zastawki aortalnej lub nadciśnienie odpowiednio przed i po wymianie zastawki lub rozpoczęciu stosowania leków przeciwnadciśnieniowych.

Starając się sprostać wyzwaniom podsumowanym powyżej, opisujemy chirurgiczny model zwierzęcy, który może być zaimplementowany zarówno u myszy, jak i szczurów, odnosząc się do różnic między tymi dwoma gatunkami. Opisujemy główne kroki i szczegóły związane z przeprowadzaniem tych operacji. Na koniec przedstawiamy najważniejsze zmiany zachodzące w LV bezpośrednio przed i w trakcie RR.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach są zgodne z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych (publikacja NIH nr 85–23, poprawiona w 2011 roku) oraz portugalskim prawem o dobrostanie zwierząt (DL 129/92, DL 197/96; P 1131/97). Właściwe władze lokalne zatwierdziły ten protokół doświadczalny (018833). Siedmiotygodniowe samce myszy C57B1/J6 utrzymywano w odpowiednich klatkach, z regularnym 12/12-godzinnym cyklem jasny-ciemny, temperaturą 22 °C i wilgotnością 60% z dostępem do wody i standardową dietą ad libitum.

1. Przygotowanie pola operacyjnego

  1. Zdezynfekuj miejsce operacji 70% alkoholem i umieść jednorazowy pokrowiec na stół operacyjny na obszarze operacyjnym.
  2. Wysterylizuj wszystkie narzędzia przed zabiegiem.
    UWAGA: Ta procedura wymaga mikro nożyczek chirurgicznych, 2 drobno zakrzywionych kleszczyków, 3 cienkich kleszczy prostych, skalpela, małych kleszczy, kątowych nożyczek do dyssekcji, uchwytu igły, ultracienkiego środka do podwiązywania, 2 hemostatyków i wreszcie wysoce zalecany jest magnetyczny system wycofywania stabilizatora (Rysunek 1A).
  3. Zegnij końcówkę igły o masie 26 G pod kątem 90°, aby ułatwić dostęp do aorty. Igła o średnicy 26 G stworzy zwężenie aorty o średnicy 0,45 mm (Rysunek 1B).
  4. Ustaw temperaturę poduszki grzewczej na 37 ± 0.1 °C.

2. Przygotowanie i intubacja myszy

  1. Znieczulenie młodych myszy C57B1/J6 (20-25 g) poprzez inhalację 8% sewofluranu z 0,5 - 1,0 l/min 100% O2 w probówce stożkowej.
  2. Sprawdź głębokość znieczulenia za pomocą odruchu wycofania szczypania palca u nogi.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej grzbietowej na pochyłej płycie i przystąp do intubacji ustno-tchawiczej.
  4. Przyłóż mysz do poduszki grzewczej i szybko podłącz rurkę ustno-tchawiczą do respiratora, aby zainicjować wentylację mechaniczną.
  5. Dostosuj parametry respiratora do częstotliwości 160 oddechów/min i objętości oddechowej 10 ml/kg.

3. Przygotowanie do operacji (zarówno do operacji opaskiwania, jak i zdejmowania bandingu)

  1. Gol się i nakładaj krem do depilacji od dekoltu do połowy klatki piersiowej myszy.
  2. Nałóż żel okulistyczny na oczy zwierząt, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
  3. Umieść sondę doodbytniczą i pulsoksymetr na łapie lub ogonie, aby monitorować odpowiednio temperaturę i natlenienie krwi oraz tętno.
    UWAGA: Znieczulenie wywołuje znaczną hipotermię, dlatego ważne jest, aby podczas operacji utrzymać normalną temperaturę ciała, aby uniknąć gwałtownego spadku częstości akcji serca.
  4. Utrzymuj znieczulenie sewofluranem (2,0 - 3,0%). Sprawdź prawidłowy poziom znieczulenia przez brak odruchu szczypania palców u stóp.
  5. Umieść myszy w prawostronnym odleżynie na poduszce grzewczej i przymocuj kończyny do systemu retrakcji stabilizatora magnetycznego za pomocą taśmy, aby utrzymać zwierzę we właściwej pozycji podczas operacji (Rysunek 2, Rysunek 3A).
  6. Zdezynfekuj klatkę piersiową myszy 70% alkoholem, a następnie roztworem prowidonu i jodu.

4. Operacja opaski aorty wstępującej

UWAGA: Szczegółowy opis protokołu znajduje się w 2,3,4,13.

  1. Za pomocą jednorazowego ostrza wykonaj małe (~0,5 cm) nacięcie skóry po lewej stronie bezpośrednio poniżej poziomu pachy i wypreparuj skórę.
  2. Delikatnie rozetnij i oddziel mięsień piersiowy i inne warstwy mięśni, aż żebra staną się widoczne. Używaj cienkich kleszczy i unikaj przecinania mięśni.
  3. Pod mikroskopem zidentyfikuj przestrzenie międzyżebrowe i otwórz małe nacięcie między 2. a 3. przestrzenią międzyżebrową za pomocą cienkich kleszczy.
  4. Cofnij żebra, umieszczając zwijacz klatki piersiowej (Rysunek 2A).
  5. Użyj małych kleszczy, aby delikatnie wypreparować i oddzielić płaty grasicy, aż aorta wstępująca stanie się widoczna.
    UWAGA: Aplikatory bawełniane powinny być pod ręką w przypadku krwawienia. Ciepły sterylny roztwór soli fizjologicznej należy podawać podskórnie w przypadku znacznego krwawienia (np. tętnicy sutkowej).
  6. Użyj małych kleszczyków, aby delikatnie wypreparować aortę.
    UWAGA: Aortę uważa się za rozciętą, gdy wokół niej nie ma tłuszczu ani innych zrostów i można łatwo otoczyć naczynie kleszczami o małej krzywiźnie.
  7. Po rozwarstwieniu aorty umieść ligaturę polipropylenową 7-0 wokół aorty, używając pomocy do podwiązania i zakrzywionych kleszczy (Rysunek 2B).
  8. Umieść igłę 26 G równolegle do aorty (końcówka skierowana w stronę głowy myszy) (Rysunek 2B). U myszy o masie ciała 20-25 g igła ta wywołuje powtarzalne zwężenie aorty na poziomie 65-70%.
  9. Wykonaj 2 luźne węzły wokół aorty i igły 26 G za pomocą 2 kleszczyków (Rysunek 2B).
  10. Zaciśnij 1 węzeł i szybko potem 2 węzeł. Krótko potwierdź prawidłowe ułożenie zwężenia i szybko wyjmij igłę, aby przywrócić przepływ krwi w aorcie. Na koniec wykonaj 3węzeł (grupa BA).
  11. Ustaw grasicę i mięśnie w ich początkowej pozycji.
  12. Wykonaj zabieg pozorowany identyczny z zabiegiem uciskowym, ale zachowując luźny szew wokół aorty (grupa SHAM).
  13. Odetnij końce szwu i wyjmij zwijacz klatki piersiowej.
    UWAGA: Krótkie końce szwów mogą zwiększać prawdopodobieństwo poluzowania węzłów przy ucisku w aortach, podczas gdy długie końce sprawiają, że procedura odpaskowywania jest bardziej ryzykowna, ponieważ mogą wystąpić zrosty między szwem a lewym przedsionkiem.
  14. Zamknij ścianę klatki piersiowej za pomocą nici polipropylenowej 6-0 z prostym szwem przerywanym lub ciągłym, używając najmniejszej możliwej liczby szwów. Zaciśnij ostatni węzeł piersiowy z płucami napompowanymi na końcu wdechu, ściskając odpływ respiratora na 2 sekundy, aby ponownie napompować płuca.
  15. Zamknij skórę szwem 6-0 jedwab/polipropylen w ciągłym wzorze szwów.
    UWAGI: Jeśli używany jest nowszy respirator, można go zaprogramować tak, aby pauzował w trybie wdechu (Konfiguracja-Zaawansowana-Pauza-Inspiracja)

5. Opieka pooperacyjna

  1. Nanieść roztwór jodu prowidonu na miejsce szwu skórnego.
  2. W celu uzyskania prawidłowej analgezji buprenorfinę należy podawać podskórnie w dawce 0,1 mg/kg mc., dwa razy dziennie, aż zwierzę w pełni wyzdrowieje (zwykle 2-3 dni po zabiegu).
  3. Sterylną sól fizjologiczną należy wstrzykiwać dootrzewnowo, aby zapobiec odwodnieniu w przypadku znacznego krwawienia podczas operacji.
  4. Wyłącz znieczulenie (bez deintubacji myszy) i poczekaj, aż zwierzę odzyska odruchy (ruchy wąsów są sygnałem budzącym) i zacznie spontanicznie oddychać.
  5. Usuń kaniulę tchawicy.
  6. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie w inkubatorze w temperaturze 37 °C.
  7. Po pełnym wyzdrowieniu zwierzę należy umieścić w pomieszczeniu z 12-godzinnym cyklem jasnym/ciemnym.

6. Operacja usunięcia pasa aorty

  1. Siedem tygodni później wykonaj odpaskowanie aorty u połowy zwierząt BA i usuń luźny szew z połowy myszy SHAM, dając początek 2 nowym grupom - odpowiednio odbandzowaniu (DEB) i odbandzowaniu SHAMA (DESHAM). DESHAM reprezentuje kontrolę dla grupy DEB (Rysunek 4).
  2. Powtórz wszystkie kroki od 2.1 do 3.6 wymienione powyżej.
  3. Delikatnie wypreparuj tkanki, zrosty i zwłóknienia wokół aorty, aż jej zwężenie stanie się widoczne.
  4. Ostrożnie wypreparuj aortę i oddziel szew od aorty. Przetnij szew za pomocą kątowych nożyczek sprężynowych z jedną sondą (Rysunek 3B).
  5. Zamknij ścianę klatki piersiowej za pomocą nici polipropylenowej 6-0 z prostym szwem przerywanym lub ciągłym, stosując minimalną możliwą liczbę szwów.
    UWAGA: Spróbuj zacisnąć ostatni szew na klatce piersiowej, gdy płuca są napompowane, aby uniknąć odmy opłucnowej.
  6. Zamknij skórę szwem 6-0 jedwab/polipropylen w ciągłym wzorze szwów.
  7. Wykonaj wszystkie zabiegi opieki pooperacyjnej, jak wspomniano w punkcie 5.
  8. Złóż zwierzęta w ofierze 2 tygodnie później.

7. Echokardiografia do oceny czynności serca i przerostu lewej komory in vivo

  1. Wykonuj badanie echokardiograficzne co 2-3 tygodnie, aby śledzić postęp przerostu i czynności serca.
  2. Znieczulić zwierzęta, zgodnie z opisem, poprzez inhalację 5% sewofluranu za pomocą stożka nosowego. Dostosuj poziom znieczulenia, zmniejszając go do 2,5%.
  3. Gol się i nakładaj krem do depilacji od dekoltu do połowy klatki piersiowej.
  4. Umieść zwierzę na poduszce grzewczej i umieść elektrody EKG. Zapewnij dobry zapis EKG i utrzymuj tętno w zakresie od 300 do 350 uderzeń/min.
  5. Monitoruj temperaturę (~37 °C).
  6. Nałóż żel echo i ustaw zwierzę na lewym bocznym odleżynie.
  7. Uruchom echokardiograf i dostosuj ustawienia.
  8. Umieść sondę ultradźwiękową nad klatką piersiową.
  9. Oceń gradient ciśnienia w poprzek opaski odpowiednio po 7 i 2 tygodniach od operacji opaski i zdejmowania opaski. Ustaw sondę na długiej osi lewej wysokości i umieść belkę nad aortą. Naciśnij przycisk PW, aby aktywować echokardiografię dopplerowską falą pulsacyjną. Po siedmiu tygodniach prążkowania gradienty aorty wyniosą >25 mmHg u zwierząt z pasmami.
  10. Rejestruj dwuwymiarowe obrazy aorty z przewodnikiem pokazujące obecność lub brak zwężenia aorty wstępującej, aby anatomicznie zobrazować skuteczność prążkowania i odprzęgania.
    UWAGA: Możliwa jest wizualizacja przepływu turbulentnego na poziomie zwężenia, jeśli dostępny jest tryb kolorów.
  11. Oceń przerost, ustawiając sondę na krótkiej osi lewej wysokości, na poziomie mięśni brodawkowatych, a następnie naciśnij śledzenie w trybie M, aby uwidocznić przednią ścianę lewej komory (LVAW), średnicę lewej komory (LVD) i tylną ścianę lewej komory (LVPW) w rozkurczu (D) i skurczu (S) (Rysunek 5).
  12. Oceń funkcję skurczową, oblicz frakcję wyrzutową i skrócenie ułamkowe zgodnie z wcześniejszym opisem14,15.
  13. Oceń funkcję rozkurczową poprzez 1) wyznaczenie szczytu Dopplera fali pulsacyjnej wczesnej i późnej prędkości przepływu mitralnego (odpowiednio załamki E i A) przy użyciu wierzchołkowego 4-komorowego widoku wierzchołkowego tuż nad płatkami mitralnymi; 2) rejestrowanie bocznych prędkości mięśnia sercowego pierścieniowego bocznego mitralnego, wczesnorozkurczowego (E') i szczytowego skurczowego (S') za pomocą pulsacyjnego TDI i wierzchołkowego 4-komorowego widoku wierzchołkowego (Ryc. 5).  
  14. Zapisz co najmniej trzy kolejne uderzenia serca do każdej oceny parametru. Wartości te zostaną następnie uśrednione.

8. Ocena hemodynamiczna

  1. Na końcu protokołu (Rysunek 4) wykonaj końcową echokardiografię, jak opisano w 7, przed końcową oceną hemodynamiczną.
  2. Powtórz kroki od 2.1 do 3.6.
  3. Kankaniuj prawą żyłę szyjną i ukrwij sterylną sól fizjologiczną w dawce 64 ml/kg/h.
  4. Obróć lekko zwierzę w lewą stronę i wykonaj nacięcie skóry na poziomie wyrostka robaczkowego mieczykowatego.
  5. Oddziel skórę od mięśnia kleszczami lub nożyczkami.
  6. Wykonaj boczne nacięcie między lewymi żebrami na poziomie wyrostka robaczkowego mieczykowatego.
  7. Wykonaj torakotomię lewą boczną, aby w pełni odsłonić serce.
    UWAGA: Aby uniknąć krwawienia i uszkodzenia płuc, włóż bawełniany wacik do klatki piersiowej i delikatnie popchnij płuco, jednocześnie wkładając dwa hemostatyki po prawej i lewej stronie miejsca do cięcia.
  8. Wstępnie podgrzać cewniki pętli P-V w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C.
  9. Skalibruj cewnik (konfiguracja, ustawienie kanału, wybór odpowiedniego kanału dla ciśnienia i objętości, jednostki).
  10. Włóż cewnik wierzchołkowo do lewej komory i upewnij się, że czujniki objętości są umieszczone między zastawką aortalną a wierzchołkiem. Objętości można ocenić za pomocą echokardiografii (Ryc. 5). Wizualizacja pętli ciśnienie-objętość pomaga potwierdzić prawidłowe ustawienie cewnika (Rysunek 6).
  11. Pozwól zwierzęciu ustabilizować się przez 20-30 minut bez znaczących zmian w kształcie pętli ciśnieniowo-objętościowych.
  12. Przy zawieszonej wentylacji pod koniec wydechu uzyskaj zapisy linii bazowej (Rysunek 6). Ciągłe pozyskiwanie danych z częstotliwością 1 000 Hz, które są następnie analizowane w trybie off-line przez odpowiednie oprogramowanie.
  13. Oblicz przewodność równoległą po bolusie soli fizjologicznej hipertonicznej (10%, 10 μl).
  14. Po znieczuleniu zwierzę należy złożyć w ofierze przez wykrwawienie, zebrać i odwirować krew.
  15. Na koniec wyciąć i zebrać serce. Oddzielnie należy zważyć serce, lewą i prawą komorę i natychmiast przechowywać próbki w ciekłym azocie lub formalinie do kolejnych badań molekularnych lub histologicznych.

9. Procedura opaskiwania/usuwania pasma aorty u szczurów

  1. Wykonaj opaskę aortalną u młodego Wistara (70-90 g) za pomocą igły 22 G i ligatury polipropylenowej 6-0 w celu zwężenia aorty.
  2. Należy zapewnić odpowiednie zabiegi znieczulające i przeciwbólowe, stosując odpowiednio 3-4% sewofluranu i 0,05 mg/kg buprenorfiny.
  3. Podczas echokardiografii należy upewnić się, że tętno zawsze przekracza 300 tętno / min (najlepiej między 300 a 350).
  4. Przed krokiem 8.9 delikatnie rozetnij aortę szczura, umieść wokół niej sondę przepływu, aby zmierzyć pojemność minutową serca. Stosowanie sondy przepływu aortalnego jest złotym standardem dla szczurów.
  5. W celu oceny hemodynamicznej należy kanniulować żyłę szyjną lub udową w celu podania płynu (32 ml/kg/h).
  6. Zastąp cewnik ciśnieniowo-objętościowy SPR-1035 cewnikiem SPR-847 lub SPR-838, których rozmiary lepiej pasują do wymiarów komór szczura.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przeżycie pooperacyjne i późne
Przeżycie okołooperacyjne po zabiegu opaski wynosi 80%, a śmiertelność w pierwszym miesiącu wynosi zwykle <20%. Jak wcześniej wspomniano, powodzenie operacji usunięcia opaski w dużym stopniu zależy od tego, jak inwazyjna była poprzednia operacja. Po krzywej uczenia się, śmiertelność podczas procedur odbandzowania wynosi około 25%. Z tego powodu śmiertelność odpowiada głównie za zgony podczas zabiegu chirurgicznego, w tym pęknięcie aorty lub lewego przedsionka (u szcz...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaproponowany model naśladuje proces przebudowy lewej komory (LV) i RR odpowiednio po prążkowaniu i odłączaniu aorty. W związku z tym stanowi doskonały model eksperymentalny, który może poszerzyć naszą wiedzę na temat mechanizmów molekularnych zaangażowanych w niekorzystną przebudowę lewej komory oraz przetestować nowe strategie terapeutyczne zdolne do indukcji regeneracji mięśnia sercowego u tych pacjentów. Protokół ten szczegółowo opisuje kroki, w jaki sposób stworzyć zwierzęcy model opaski aortalnej i opaski u gryzoni...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Portugalskiej Fundacji na rzecz Nauki i Technologii (FCT), Unii Europejskiej, Quadro de Referência Estratégico Nacional (QREN), Fundo Europeu de Desenvolvimento Regional (FEDER) i Programa Operacional Factores de Competitividade (COMPETE) za finansowanie jednostki badawczej UnIC (UID/IC/00051/2013). Projekt ten jest wspierany przez FEDER w ramach COMPETE 2020 – Programa Operacional Competitividade E Internacionalização (POCI), projektu DOCNET (NORTE-01-0145-FEDER-000003), wspieranego przez Regionalny Program Operacyjny Norte Portugal (NORTE 2020), w ramach umowy partnerstwa Portugalia 2020, za pośrednictwem Europejskiego Funduszu Rozwoju Regionalnego (EFRR), projektu NETDIAMOND (POCI-01-0145-FEDER-016385), wspieranego przez europejskie fundusze strukturalne i inwestycyjne, Regionalny program operacyjny Lizbony 2020. Daniela Miranda-Silva i Patrícia Rodrigues są finansowane przez Fundação para a Ciência e Tecnologia (FCT) w formie stypendiów (odpowiednio SFRH/BD/87556/2012 i SFRH/BD/96026/2013).  

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Absorption SpearsFST18105-03Do wchłaniania płynów podczas zabiegu
OstrzaFST10011-00Do wykonania nacięcia skóry
BuprenorfinaBupreliefLek przeciwbólowy
CatuteryFST18010-00Aby zapobiec wykrwawianiu
Wskazówki dla kamuflażyF.S.T18010-01Aby zapobiec
wacik bawełnianyJohnson'sDo wchłaniania płynów podczas zabiegu
echaSiemensSequoia 15L8WAkwizycja sygnału ultrasonograficznego
SiemensAcuson Sequoia C512Akwizycja sygnału ultradźwiękowego
Monitor końca pływowego CO2Kent ScientificCapnoStatAby kontrolować nasycenie gazem wydechowym
Kleszcz/pęsetaFST11255-20Do preparowania tkanek i aorty
Pęseta/PęsetaFST11272-30Do preparowania tkanek i aorty
Kleszcz/PęsetaFST11151-10Do preparowania tkanek i aorty
Kleszcze/pęsetyFST11152-10Do preparowania tkanek i aorty
System gazowyPenlon Sigma DeltaDo znieczulenia i wentylacji mechanicznej
HemostatsFST13010-12Do przytrzymania szwu przed zaciśnięciem aorty
HemostatykiFST13011-12Aby przytrzymać szew przed zaciśnięciem aorty
Pomoce do podwiązaniaF.S.T18062-12Aby założyć szew wokół aorty
Retraktor magnetycznyF.S.T18200-20Aby pomóc utrzymać zwierzę we właściwej pozycji
Uchwyt igłyF.S.T12503-15Do zszycia zwierzęcia
Igła 26GB-BRAUNSłuży jako forma o średnicy zwężenia aorty
TlenAir LiquideDo znieczulenia i wentylacji mechanicznej
Szew polipropilenowyVycrilW8304/W8597Do zszycia zwierzęcia i wykonania zwężenia
Roztwór powidonu i joduBetadine® Antyseptyczny środek antyseptyczny
PowerLabInstrumenty MillarML880 PowerLab 16/30PV pętla Signal Aquisition
PulsoksymetrKent ScientificMouseStatDo kontroli tętna i saturacji krwi
Oprogramowanie PVANMillar InstrumentsDo analizy danych hemodynamicznych
Cewnik pętli PVInstrumenty MillarSPR-1035. 1.4 PętlaF PV Zwijacz sygnału Aquisition
FST17000-01Aby zapewnić lepszy przegląd aorty
Uchwyt skalpetowyFST10003-12Do wykonania nacięcia skóry
NożyczkiFST15070-08Do przecięcia szwu podczas operacji odbandażowania
NożyczkiFST14084-09Do cięcia innego materiału podczas operacji, np. szwu, papper
SevofluraneBaxter533-CA2L9117
Moduł kontroli temperaturyKent ScientificRightTempDo kontrolowania temperatury ciała zwierząt
WentylatorKent ScientificPhysioSuiteDo wentylacji zwierzęcia
Kąpiel wodnaThermo Scientific™TSGP02Do utrzymania temperatury wody odpowiedniej do podgrzania katechez pętli P-V
wykrwawiający Krem do depilacji Veet Aby usunąć zwierzę Jednorazowy pokrowiec na stół operacyjny MEDKINE DYND4030SB Do pokrycia obszaru operacyjnego Sonda Echokardiograf 4665457

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Arany, Z., et al. Transverse aortic constriction leads to accelerated heart failure in mice lacking PPAR-gamma coactivator 1alpha. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 103 (26), 10086-10091 (2006).
  2. Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy. Journal of Visualized Experiment. (127), e56231(2017).
  3. Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice. Journal of Visualized Experiment. (121), e55293(2017).
  4. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proceedings of the National Academy of Science. 88 (18), 8277-8281 (1991).
  5. Koide, M., et al. Premorbid determinants of left ventricular dysfunction in a novel model of gradually induced pressure overload in the adult canine. Circulation. 95 (6), 1601-1610 (1997).
  6. Rodrigues, P. G., Leite-Moreira, A. F., Falcao-Pires, I. Myocardial reverse remodeling: how far can we rewind. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 310 (11), 1402-1422 (2016).
  7. Weidemann, F., et al. Impact of myocardial fibrosis in patients with symptomatic severe aortic stenosis. Circulation. 120 (7), 577-584 (2009).
  8. Bing, R., et al. Imaging and Impact of Myocardial Fibrosis in Aortic Stenosis. JACC Cardiovascular Imaging. 12 (2), 283-296 (2019).
  9. Conceicao, G., Heinonen, I., Lourenco, A. P., Duncker, D. J., Falcao-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
  10. Weinheimer, C. J., et al. Load-Dependent Changes in Left Ventricular Structure and Function in a Pathophysiologically Relevant Murine Model of Reversible Heart Failure. Circulation Heart Failure. 11 (5), 004351(2018).
  11. Bjornstad, J. L., et al. A mouse model of reverse cardiac remodelling following banding-debanding of the ascending aorta. Acta Physiologica (Oxford). 205 (1), 92-102 (2012).
  12. Yarbrough, W. M., Mukherjee, R., Ikonomidis, J. S., Zile, M. R., Spinale, F. G. Myocardial remodeling with aortic stenosis and after aortic valve replacement: mechanisms and future prognostic implications. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 143 (3), 656-664 (2012).
  13. deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. Transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiment. (38), 1729(2010).
  14. Hamdani, N., et al. Myocardial titin hypophosphorylation importantly contributes to heart failure with preserved ejection fraction in a rat metabolic risk model. Circulation: Heart Failure. 6 (6), 1239-1249 (2013).
  15. Li, L., et al. Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging. Journal of Visualized Experiment. (112), e54101(2016).
  16. Lygate, C. A., et al. Serial high resolution 3D-MRI after aortic banding in mice: band internalization is a source of variability in the hypertrophic response. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 8-16 (2006).
  17. Platt, M. J., Huber, J. S., Romanova, N., Brunt, K. R., Simpson, J. A. Pathophysiological Mapping of Experimental Heart Failure: Left and Right Ventricular Remodeling in Transverse Aortic Constriction Is Temporally, Kinetically and Structurally Distinct. Frontiers in Physiology. 9, 472(2018).
  18. Garcia-Menendez, L., Karamanlidis, G., Kolwicz, S., Tian, R. Substrain specific response to cardiac pressure overload in C57BL/6 mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 305 (3), 397-402 (2013).
  19. Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
  20. Li, Y. H., et al. Effect of age on peripheral vascular response to transverse aortic banding in mice. The Journal of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 58 (10), 895-899 (2003).
  21. Ruppert, M., et al. Myocardial reverse remodeling after pressure unloading is associated with maintained cardiac mechanoenergetics in a rat model of left ventricular hypertrophy. American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 311 (3), 592-603 (2016).
  22. Treibel, T. A., et al. Reverse Myocardial Remodeling Following Valve Replacement in Patients With Aortic Stenosis. Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 860-871 (2018).
  23. Dadson, K., et al. Cellular, structural and functional cardiac remodelling following pressure overload and unloading. International Journal of Cardiology. 216, 32-42 (2016).
  24. Krayenbuehl, H. P., et al. Left ventricular myocardial structure in aortic valve disease before, intermediate, and late after aortic valve replacement. Circulation. 79 (4), 744-755 (1989).
  25. McCann, G. P., Singh, A. Revisiting Reverse Remodeling After Aortic Valve Replacement for Aortic Stenosis. Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 872-874 (2018).
  26. Miranda-Silva, D., et al. Characterization of biventricular alterations in myocardial (reverse) remodelling in aortic banding-induced chronic pressure overload. Science Reports. 9 (1), 2956(2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Aortic DebandingLeft Ventricular RemodelingReverse RemodelingEchocardiography AssessmentHemodynamic EvaluationHistological StudiesSurgical ProcedureCardiac HypertrophyDiastolic FunctionRodent Model

Related Articles