Opracowanie modelu ciężkiego zespołu suchego oka za pomocą całkowitej dacryoadenektomii u królików

Summary

Przedstawiono nowatorskie podejście do wywoływania przewlekłej choroby suchego oka u królików poprzez chirurgiczne usunięcie wszystkich gruczołów łzowych oczodołu. Ta metoda, odmienna od wcześniej opisanych, daje stabilny, powtarzalny model suchego oka z niedoborem wody wodnistej, dobrze nadający się do badania fizjologii i patofizjologii łez oraz terapii okulistycznej.

Abstract

Suche oko (DED) to złożona choroba o wielorakiej etiologii i zmiennych objawach, której kluczowym etapem patofizjologicznym jest zapalenie powierzchni oka. Pomimo postępów w naszym zrozumieniu DED, nadal istnieją znaczne luki w wiedzy. Postępy są ograniczone częściowo ze względu na brak informacyjnych modeli zwierzęcych. Autorzy niedawno poinformowali o metodzie DED indukowanej przez wstrzyknięcie wszystkich tkanek gruczołu łzowego oczodołu (LG) z lektyną konkanawaliną A. W tym miejscu przedstawiamy nowy model DED z niedoborem wody wodnej oparty na chirurgicznej resekcji wszystkich tkanek LG (dakrioadenektomii) oczodołu. Obie metody wykorzystują króliki ze względu na ich podobieństwo do ludzkich oczu pod względem wielkości i budowy powierzchni oka. Tydzień po usunięciu błony naczyniowej, oczodołowy górny LG został chirurgicznie usunięty w znieczuleniu, następnie usunięto LG powiekowe górne, a na końcu usunięto dolne LG. Dacryoadenektomia wywołała ciężkie DED, o czym świadczyło wyraźne skrócenie czasu rozpadu łez i testu łez Schirmera oraz znacznie zwiększona osmolarność łez i barwienie różowego Bengalu. DED wywołane dacryoadenektomią trwało co najmniej osiem tygodni. Nie było żadnych komplikacji, a zwierzęta dobrze znosiły zabieg. Technika ta może być stosunkowo łatwo opanowana przez osoby z odpowiednim doświadczeniem chirurgicznym i zrozumieniem odpowiedniej anatomii królika. Ponieważ model ten podsumowuje cechy ludzkiego DED z niedoborem wody, nadaje się do badań homeostazy powierzchni oka, DED i potencjalnych środków terapeutycznych.

Introduction

Łzy są wymagane do ochrony powierzchni oka i do utrzymania właściwości optycznych rogówki. Składają się z trzech warstw: wewnętrznej powłoki mucyny, środkowego składnika wodnego i nakładki lipidowej¹. Warstwa mucyny jest wytwarzana głównie w komórkach kubkowych spojówki, składnik wodny głównie w gruczołach łzowych (LG), a warstwa lipidowa głównie w gruczołach Meiboma^1,2. Oczodołowe LG są głównym źródłem wodnego składnika łez i wielu białek, które chronią powierzchnię przed atakiem bakterii³. Choroby powierzchni oka występują, gdy produkcja łez w stanie wodnistym jest zmniejszona poniżej poziomu krytycznego, co pozbawia powierzchnie nabłonka oka składnika wodnego i kluczowych składników łez, w tym czynników wzrostu, lizozymu i laktoferyny. W przypadku zmniejszonej produkcji łez przez LG, tkanki spojówki i rogówki ulegają adaptacji w celu kompensacji zmienionego środowiska.

Zrozumienie udziału komponentu łez pochodzącego z oczodołowych LG i mechanizmów kompensacyjnych powierzchni oka, gdy go brakuje, wpływa na nasze zrozumienie fizjologii i patofizjologii przedniego odcinka oka oraz, szerzej, zdrowia i choroby na całym globie. Eksperymentalne podejście do tych zagadnień wymaga informacyjnego modelu zwierzęcego. W związku z tym kilka grup podjęło próbę opracowania modeli zwierzęcych, w których oczodołowe LG są usuwane, ułatwiając w ten sposób ocenę roli łez w zdrowiu oczu. Jeden z takich modeli został niedawno zgłoszony dla klasy mouse4. Królik oferuje jednak wiele wyraźnych zalet w porównaniu z modelami gryzoni, w tym podobne struktury anatomiczne i histologiczne LG oraz, co być może ważniejsze, podobny rozmiar i powierzchnię rogówki i tkanek spojówek w porównaniu z ich ludzkimi odpowiednikami³.

Tworzenie wodnistej choroby suchego oka (DED) przez chirurgiczną resekcję tkanki LG u królików nie jest niczym nowym. Liczne doniesienia opisują resekcję tkanek LG z różnym powodzeniem, co znajduje odzwierciedlenie w zmiennych zmianach w produkcji łez mierzonych za pomocą testu łez Schirmera^5,6,7,8. Dokładne zrozumienie odpowiedniej anatomii królika i jasność co do terminologii anatomicznej są bardzo pomocne w odtworzeniu tej metody. Dokładny przegląd obu znajduje się poniżej.

Anatomia gruczołów łzowych

Królik ma dwa orbitalne LG: większy niższy LG (ILG) i mniejszy górny LG (SLG; Rysunek 1). ILG rozciąga się wzdłuż dolnego i tylnego aspektu obręczy oczodołu. Z wyjątkiem zmiennego rozmiaru, przednia część ILG ma dość jednolity bulwiasty wygląd, który można zobaczyć jako wypukłość w skórze pod kulą ziemską (Ryc. 2). Ze względu na swój charakterystyczny wygląd w stosunku do reszty gruczołu określa się go mianem "głowy" ILG. Część głowy owija się i leży na zewnętrznej powierzchni kości jarzmowej. Służy to jako użyteczny punkt orientacyjny w biomikroskopii ultradźwiękowej, aby kierować iniekcjami do ILG. Pozostała część głowy znajduje się bardziej przyśrodkowo⁹ na orbicie.

Ze względu na charakterystyczny wygląd pozostałej części ILG, która jest długa i cienka, ten segment jest określany jako "ogon". Ogon biegnie wzdłuż dolnej krawędzi oczodołu, od głowy ILG do krawędzi oczodołu, gdzie kończy się zmienną anatomią na dolnej i tylnej krawędzi oczodołu (Rysunek 3A). Ogon leży głęboko (przyśrodkowo) w stosunku do kości jarzmowej, oddzielony od zawartości oczodołu pasmem powięziowym przez większość swojego biegu, aż dotrze do tylnej krawędzi oczodołu, gdzie ponownie rozciąga się nad zewnętrzną powierzchnią kości jarzmowej. ILG otrzymuje dopływ krwi z gałęzi tętnicy szyjnej.

SLG ma dwa komponenty analogiczne do ludzkiego. Jednym z nich jest LG powieki górnej (PSLG), która znajduje się w górnej tylnej powiece przyśrodkowej do płytki stępu. Wydaje się, że ma charakter bulwiasty i ma liczne punktowe otwory, które odprowadzają wodnisty płyn łzowy, który jest łatwiej widoczny, gdy jest pokryty 2% fluoresceiną (Rysunek 3B).

Drugi to orbitalny górny LG (OSLG), rezydujący w pozycji środkowej na górnej orbicie (Rysunek 3C). Ze względu na jego położenie w pobliżu linii środkowej czaszki niemożliwe było jego pomyślne zidentyfikowanie przy użyciu zewnętrznych podejść chirurgicznych z orbity skroniowej lub dolnej. W świeżych próbkach sekcyjnych lub przypadkach chirurgicznych gruczoł ten może ulec wypadnięciu przez tylne nacięcie znajdujące się na grzbietowej powierzchni czaszki, gdy na gałkę przyśrodkową wywierany jest delikatny nacisk. Wypadanie tej tkanki gruczołowej można udokumentować za pomocą biomikroskopii ultradźwiękowej.

PSLG i OSLG to sąsiadujące ze sobą struktury. OSLG jest strukturą rurkowo-pęcherzykową, której architektura przewodowa łączy się z głównym przewodem wydalniczym. Przewód ten przechodzi pod grzbietem nadoczodołowym i biegnie w tkankach górnej powieki, kończąc się PSLG. Wzdłuż przewodu wydalniczego zidentyfikowano tkankę gruczołową zgodną z oryginalnymi opisami Davisa¹⁰ (Ryc. 3D).

Uwaga dotycząca terminologii

Doskonałe i wyczerpujące opisy anatomiczne również używają różnych terminologii. Klasyczna anatomia oczodołu autorstwa Davisa definiuje tylko górną i dolną klasę LG10. Jednak jego opis górnego LG wyraźnie wyszczególnia części bardziej szczegółowo zdefiniowane tutaj jako PSLG i OSLG, podczas gdy jego opis dolnego LG wyszczególnia części zdefiniowane tutaj jako głowa i ogon ILG. Nowsze i dokładniejsze atlas¹¹ definiuje te tkanki jako gruczoł jarzmowy i dodatkowy LG. Termin "gruczoł łzowy" jest tu używany w odniesieniu do wspomnianych PSLG i OSLG. Terminologia ta lepiej nadaje się do odtworzenia tej metody bez zbędnego zamieszania.

Protocol

Wszystkie badania na kręgowcach zostały zakończone zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi wytycznymi regulacyjnymi i instytucjonalnymi. Wszystkie badania zostały zatwierdzone przez Institutional Review Board Uniwersytetu Stony Brook i przeprowadzone zgodnie z oświadczeniem Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką (ARVO) dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych.

1. Zwierzęta i pomieszczenia

1. Używaj królików nowozelandzkich białych (NZW) o wadze 2-3 kg.
2. Króliki trzymane w kurniku indywidualnie w ściśle kontrolowanym środowisku: temperatura (65 ± 5 °F), wilgotność (45 ± 5%) i oświetlenie (12 godzin cyklu włączania/wyłączania).
   UWAGA: Ze względu na agresywne zachowania często wykazywane między królikami, które są trzymane w grupie, trzymaj zwierzęta w indywidualnych klatkach, aby zapobiec niezamierzonym obrażeniom oczu.
3. Zapewnij królikom nieograniczony dostęp do standardowej karmy dla królików i wody.
4. Nie należy stosować żadnych innych dodatków dietetycznych, aby zapobiec przypadkowej suplementacji witaminy A, która może wpływać na zespół suchego oka.
5. Króliki należy zaaklimatyzować co najmniej dwa tygodnie przed rejestracją parametrów SED.

2. Usunięcie błony ochronnej

UWAGA: Dla uproszczenia, technika dla prawego oka jest opisana poniżej. Wykonaj tę procedurę na lewym oku w identyczny sposób.

1. Usuń błonę nazębną obustronnie w okresie aklimatyzacji (zwykle w pierwszym tygodniu).
2. Umieść królika w odpowiedniej wielkości torbie krępującej.
3. Podać podskórne wstrzyknięcie acepromazyny (1 mg/kg) w ramiona za pomocą strzykawki o pojemności 1 cm3 i igły 26 G w celu uspokojenia królika. Punktem końcowym tej łagodnej sedacji jest sytuacja, w której zwierzę utrzymuje zrelaksowaną pozycję głowy bez normalnych ruchów skanowania, a jego uszy nie są już w pełni wyprostowane.
4. Za pomocą mikropipety nanieś na oko 25 μl lidokainy bez konserwantów (1%). Włóż wziernik z drucianej powieki między powieki.
5. Chwyć błonę nazębną na jej wierzchołku za pomocą kleszczy 0,3 (lub równoważnego) i przeciągnij ją po powierzchni rogówki. Wstrzyknąć 1% lidokainy z epinefryną w skali 1:100 000 do przestrzeni podspojówkowej błony mitynacyjnej za pomocą igły 26 G. Wstrzyknąć około 0,3 ml, aby utworzyć niewielką ilość pęcherzyka na błonie miężącej. Objętości wstrzyknięć powyżej 1 ml mieszczą się w bezpiecznym zakresie dawek dla królików (2-4 mg/kg).
6. Usuń wziernik drutu. Odczekaj około 5 minut, aż lidokaina i epinefryna zaczną działać. W tym czasie wykonaj tę samą procedurę w drugim oku.
7. Wymień wziernik pokrywy drucianej. Chwyć i rozciągnij błonę nazębną na powierzchni rogówki za pomocą kleszczy 0,3. Przeciąć błonę u podstawy nożyczkami do tenotomii lub ich odpowiednikiem.
   UWAGA: Krwawienie jest zwykle minimalne, ale trzymaj w pobliżu wysokotemperaturowy kauteryzator akumulatorowy i używaj go w razie potrzeby, aby zminimalizować krwawienie. Bezpośredni nacisk na przeciętą podstawę błony nazębnej może być również wykorzystany do zatrzymania niewielkiego krwawienia, jeśli ono wystąpi.
8. Zdejmij wziernik pokrywy drucianej. Umieść miejscową maść z antybiotykiem (neomycyna, polimyksyna, bacytracyna i hydrokortyzon) na powierzchni rogówki.
9. Wykonaj identyczną procedurę jak w innym oku, jak wskazano w protokole.
10. Umieść zwierzęta z powrotem w oddzielnych klatkach i pozwól im się zagoić przez co najmniej tydzień lub do momentu, gdy powierzchnia spojówki całkowicie się zagoi z klinicznego punktu widzenia, przed wykonaniem jakichkolwiek dalszych testów lub interwencji.
    UWAGA: Całkowite wygojenie kliniczne wskazuje brak obrzęku, iniekcji lub wydzieliny z powierzchni spojówek. Zwierzęta powinny mieć oczy normalnie otwarte, bez obecności ochronnego opadania powieki.

3. Pomiar parametrów suchego oka i pobieranie próbek łez

1. Zmierz następujące parametry SED, zgodnie z protokołem eksperymentalnym: osmolarność łez, czas rozpadu łez, test łez Schirmera i barwienie różanego bengalu. Wykonaj je zgodnie z poprzednim opisem¹², z zespołem składającym się z co najmniej dwóch badaczy.
   UWAGA: Zespół składający się z co najmniej dwóch badaczy pozwala na efektywny pomiar większych grup zwierząt (6 lub więcej) mniej więcej w tym samym czasie, zapobiegając w ten sposób wpływowi ewentualnych zmian okołodobowych na wyniki.

4. Przygotowanie chirurgiczne i znieczulenie

1. Zwierzęta lekko uspokajające umieścić w worku krępującym z podskórną acepromazyną, jak powyżej (1 mg/kg).
2. Usuń całe futro z twarzy i grzbietowej powierzchni czaszki, aby uwidocznić punkty orientacyjne operacji.
   1. Przytnij futro nożycami tnącymi, pozostawiając resztki cienkiego futra o długości około 1 mm (Rysunek 4A, po lewej).
   2. Usuń wszystkie resztki sierści za pomocą łagodnego kremu do depilacji, postępując zgodnie z instrukcjami producenta (Rysunek 4A, po prawej).
3. Zaznacz miejsca nacięć chirurgicznych długopisem chirurgicznym.
   1. Zidentyfikuj miejsce nacięcia nad tylnym nacięciem, wywierając przyśrodkowy nacisk na gałkę ziemską, powodując powstanie małego wybrzuszenia w skórze nad tylnym nacięciem z powodu wypadnięcia OSLG.
   2. Wykonaj liniowy znak o długości 2 cm w kierunku przednim/tylnym na skórze nad grzbietową powierzchnią czaszki bezpośrednio nad tym miejscem za pomocą pisaka chirurgicznego.
   3. Planując nacięcie do usunięcia ILG, należy zaznaczyć długą, krzywoliniową linię wokół oka (1 cm od dolnego i skroniowego brzegu powieki) rozciągającą się od tylnego (skroniowego) oczodołu do przedniej (przyśrodkowej) kantui. Spraw, aby oznaczenie rozciągało się wzdłuż tylnej orbity do poziomu przyśrodkowej kantu lub po prostu powyżej tego (Rysunek 4B). W niektórych sekcjach nacięcia w celu usunięcia OSLG i ILG zostaną połączone.
      UWAGA: Podczas wykonywania operacji obustronnej należy w tym momencie oznaczyć oba oczodoły.
4. Przytnij kępę futra o szerokości od 2 do 3 cm nożycami na bocznej powierzchni każdego uda, aby umożliwić umieszczenie monopolarnej płytki kauterycznej.
   1. Nałożyć żel ultradźwiękowy, aby zapewnić dobry kontakt elektryczny z monopolarną płytką kauteryczną.
5. Umieść cewnik dożylny (IV) o sile 25 G w jednej z żył brzeżnych ucha, aby w razie potrzeby podać leki lub płyny.
6. Podawać podskórnie ksylazynę (1 mg/kg) i ketaminę dożylnie (15 mg/kg) w celu wstępnej indukcji znieczulenia (przez dostęp dożylny).
   UWAGA: Jeśli królik jest wcześniej uspokojony acepromazyną w ilości wystarczającej do utrzymania punktu końcowego opisanego w kroku 2.3, należy zastosować sedację maską gazową z izofluranem jako alternatywę.
7. Umieść maskę krtaniową przytrzymującą drogi oddechowe za pomocą elastycznej opaski lub sznurka, aby zabezpieczyć i utrzymać drogi oddechowe.
   1. Podłącz maskę do aparatu anestezjologicznego o przepływie tlenu ustawionym na 1 l/min.
   2. Początkowo należy ustawić izofluran na poziomie 5%, a następnie zmniejszać go w miarę tolerancji w zależności od poziomu uspokojenia u zwierząt.
   3. Utrzymać izofluran na poziomie lub wyższym niż 2% aż do ostatecznego zamknięcia rany.
      UWAGA: Oceń poziom sedacji, monitorując częstość oddechów i ruchy w odpowiedzi na bodźce chirurgiczne lub bolesne. Zwiększ głębokość znieczulenia, jeśli częstość oddechów wzrasta powyżej 10 oddechów na minutę, jeśli królik zaczyna gryźć osobę utrzymującą drogi oddechowe lub jeśli obserwuje się jakiekolwiek ruchy w odpowiedzi na bolesne bodźce.
8. Monitoruj pulsoksymetrię, kapnografię, ciśnienie krwi, temperaturę ciała w odbycie i tętno za pomocą wieloparametrowego urządzenia monitorującego lub innych odpowiednich urządzeń.
   1. Monitoruj parametry życiowe w sposób ciągły podczas zabiegu i rejestruj co 10 do 15 minut.
9. Umieść królika na stole operacyjnym (OR) nad poduszką grzewczą, aby zapobiec hipotermii. Przechyl stół w odwróconej pozycji Trendelenburga pod kątem około 30°, aby zminimalizować krwawienie.
10. Przygotować pole operacyjne roztworem jodu powidonu rozcieńczonym do połowy objętości sterylną wodą i obłożyć tak, aby utrzymać sterylne pole.

5. Całkowita chirurgiczna dacryoadenektomia

UWAGA: Pełna chirurgiczna dacryoadenektomia, jak opisano tutaj, została wykonana przy użyciu kleszczy do tkanek 0,3, nożyczek do tenotomii, kleszczyków do tkanek bez zębów i nożyczek. Instrumenty te można wymieniać na podobne instrumenty, które pełnią tę samą funkcję w zależności od preferencji chirurga.

1. Najpierw usuń OSLG.
   1. Naciekać miejsca nacięć (chirurgiczne linie pióra znakującego i górna tylna powieka) mieszaniną 50:50 2% lidokainy z epinefryną 1:100 000 i 0,5% bupiwakainy za pomocą strzykawki o pojemności 5 cm3 z igłą 30 G (Rysunek 5A).
      UWAGA: Rozmiar strzykawki i igły nie jest krytyczny.
   2. Użyj igły Colorado podłączonej do jednostki elektrochirurgicznej, aby wykonać nacięcia skóry wzdłuż oznaczeń chirurgicznych. Ustawienia mogą się różnić w zależności od odpowiedzi klinicznej i zazwyczaj wynoszą od 10 do 15 jednostek zarówno dla cięcia, jak i koagulacji (Rysunek 5B).
   3. Zastosuj przeciwstawne napięcie w poprzek nacięcia skóry, aby oddzielić tkanki i odsłonić leżące pod spodem włókna mięśniowe frontoscutularis.
   4. Zastosuj nacisk przyśrodkowy na kulę ziemską, aby pomóc w wizualizacji OSLG, widzianej jako wybrzuszona tkanka znajdująca się tylko przyśrodkowo lub głęboko do włókien mięśniowych frontoscutularis. W razie potrzeby przesuń te włókna mięśniowe na bok, aby odsłonić leżące pod spodem nacięcie.
   5. Za pomocą kleszczyków zębatych (0,3) i nożyczek do kapsulotomii delikatnie wycofaj i odetnij włóknistą kapsułkę pokrywającą OSLG. OSLG zazwyczaj ma bladobrązowy kolor (Rysunek 5C).
   6. Za pomocą kleszczy zębatych lub nieząbkowanych chwyć tkankę gruczołu OSLG i delikatnie wyciągnij ją przez górne nacięcie za pomocą techniki "ręka nad ręką". Wytnij małe, włókniste pasma za pomocą nożyczek do kapsulotomii, aby uwolnić gruczoł z jego pozycji na orbicie (Rysunek 5D).
      UWAGA: Gdy tkanka gruczołu OSLG zostanie usunięta, zacznie łączyć się w dużą strukturę przypominającą rurkę (główny przewód wydalniczy).
   7. Gdy gruczoł zostanie usunięty tak całkowicie, jak to możliwe, użyj obfitej kauteryzacji za pomocą igły Colorado, aby uzyskać zwęglenie tkanki, skracając gruczoł w nacięciu tak głęboko, jak to możliwe. Będzie to później służyć jako punkt orientacyjny potwierdzający podczas usuwania PSLG.
2. Usuń PSLG.
   1. Narysuj górną powiekę za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką. Bulwiasty koniec PSLG jest zwykle dobrze widoczny.
      UWAGA: W niektórych rozwarstwieniach anatomicznych możliwe jest uwidocznienie głównego przewodu wydalniczego jako bladej liniowej struktury o szerokości około 1 lub 2 mm.
   2. Zaczep PSLG za pomocą kleszczy zębatych (0,3) i odsuń go od powierzchni powieki, używając nożyczek do kapsulotomii, aby przeciąć jego podstawę, oddzielając go od leżącego poniżej stępu (Rysunek 6A).
   3. Kontroluj umiarkowane krwawienie za pomocą kauteryzacji monopolarnej.
   4. Zastosuj ciągłą trakcję na oddzielonej tkance, aby utrzymać płaszczyznę tkanki do rozwarstwienia. Pozwoli to również na usunięcie głównego przewodu wydalniczego SLG (Rysunek 6B).
      UWAGA: Podczas przeprowadzania sekcji zazwyczaj przesuwa się ona do górnej krawędzi oczodołu, gdzie można zobaczyć ślady kauteryzacji pozostawione po usunięciu bardziej górnego i przyśrodkowo położonego OSLG.
3. Odciąć ILG.
   1. Odczekaj co najmniej 5 minut, aby znieczulenie miejscowe zaczęło działać.
   2. Naciąć skórę, mięsień depresyjny dolnej części powieki, część jarzmowo-wargową mięśnia jarzmowego i mięsień okrężny za pomocą igły do mikrodysekcji Colorado i oddzielić jak dla OSLG w punkcie 5.1.
   3. Utrzymuj hemostazę za pomocą kauteryzacji monopolarnej.
   4. Ponieważ nacięcie jest prowadzone głębiej przez znakowanie skóry, poszukaj połysku płaszczyzny powięziowej nad kością jarzmową lub powierzchowną częścią mięśnia żwaczego. W tym momencie utrzymuj płaszczyznę tkanki i przenoś ją wyżej w kierunku krawędzi oczodołu za pomocą igły Colorado do cięcia (Rysunek 7A).
      UWAGA: W celu identyfikacji ILG najłatwiej jest wykonać tę część sekcji nad głową ILG, która jest zwykle dolna od przedniego rąbka oka.
   5. Po zidentyfikowaniu i nacięciu torebki otaczającej ILG należy zidentyfikować brązową tkankę ILG. Widoczna będzie tylko przednia część głowy ILG (Rysunek 7B). Jednak głowa może być śledzona przyśrodkowo, gdy przechodzi pod łukiem jarzmowym i przechodzi w ogon (Rysunek 7C).
   6. Użyj nożyczek do tenotomii, aby przeciąć przegrodę oczodołową wzdłuż dolnej krawędzi, odsłaniając bardziej tylną część ogona ILG. Po zidentyfikowaniu płaszczyzny tkanki rozciągnij sekcję do tyłu wzdłuż całej linii nacięcia (Rysunek 7D).
      UWAGA: Przewód ILG przechodzi przez dolną włóknistą tkankę łączną, aby wejść do dolnej przestrzeni spojówkowej w skroniowym aspekcie powieki. Na tylnym brzegu ogon ILG może mieć różne konfiguracje anatomiczne. Czasami kończy się niżej od tylnego (bocznego) cantu, podczas gdy w innych sekcjach rozciąga się wyżej wokół orbity skroniowej.
   7. Zachowaj szczególną ostrożność, aby zapobiec przypadkowemu uszkodzeniu dopływu krwi, który ILG otrzymuje z gałęzi tętnicy szyjnej. Dopływ krwi można zobaczyć podczas tej części sekcji (Ryc. 7E).
   8. W przypadkach, gdy ogon kończy się pod tylnym (bocznym) kątem, może być konieczne przecięcie skroniowej części mięśnia czołowo-skórnego w celu odsłonięcia ogona ILG, który leży wzdłuż kości jarzmowej.
   9. Po odizolowaniu i odsłonięciu całego ILG należy go usunąć. Ze względu na duży rozmiar często lepiej jest przeciąć gruczoł na pół nożyczkami i usunąć głowę oddzielnie od ogona.
   10. Postępuj bardzo ostrożnie podczas zdejmowania głowy ILG, ponieważ leży ona bezpośrednio w sąsiedztwie dużej zatoki żylnej na oczodole. Chociaż krwawienie z tej struktury podczas resekcji chirurgicznych nie wystąpiło, należy zastosować wystarczającą ilość środków hemostatycznych, aby zmniejszyć to ryzyko.
   11. Po usunięciu całej tkanki gruczołu zamknij głęboką płaszczyznę tkanki łącznej wieloma przerwanymi szwami z politereftalanu etylenu 5-0. Zamknij mięśnie powierzchowne i skórę za pomocą biegnącego szwu 6-0 polyglactin 910 (Rysunek 7F) za pomocą kleszczy do tkanek 0,3 i wkrętaka igłowego.

6. Opieka pozabiegowa

1. Rozłóż zwierzęta na plecach i oczyść miejsca operowane sterylną wodą.
2. Zastosuj miejscowy antybiotyk okulistyczny i maść steroidową (neomycyna, polimyksyna, bacytracyna i hydrokortyzon) na nacięcia. Kontynuuj tę aplikację dwa razy dziennie przez 2 dni.
3. Wykonać podskórne wstrzyknięcie 20 ml soli fizjologicznej w łopatki za pomocą igły 26 G.
4. Podawać podskórnie buprenorfinę 0,01 mg/kg lub ketoprofen 3 mg/kg w celu kontroli bólu za pomocą strzykawki o pojemności 1 cm3 i igły 30 G.
   UWAGA: Zwierzęta powinny powrócić do normalnego spożycia i aktywności w ciągu 1-2 dni. Króliki należy badać co najmniej raz w tygodniu pod kątem klinicznych objawów zakażenia, o których świadczy postępujący obrzęk, ból, rumień, kaloryczność lub ropna wydzielina w miejscach nacięć. Należy również obserwować zwierzęta, aby upewnić się, że nie zaczną drapać miejsc nacięć/linii szwów. Pomocne w tym zakresie może być przycięcie wszystkich pazurów przed dacryoadenektomią. W przypadku zaobserwowania zarysowania linii nacięcia można zastosować standardowe kołnierze ochronne, aby zapobiec samookaleczeniom.
5. Odwróć znieczulenie.
   1. Usuń utrzymywacz dróg oddechowych, gdy zwierzę zareaguje na bodźce i zacznie wykazywać spontaniczne żucie, ale zanim osoba utrzymująca drogi oddechowe może zostać uszkodzona.
   2. Monitoruj zwierzęta przez około 1-2 godziny lub do momentu, gdy całkowicie wyzdrowieją ze znieczulenia, o czym świadczy spontaniczny ruch w klatkach.
   3. Oceń zwierzęta pod kątem bólu i odpowiednio traktuj.
6. Pozwól zwierzętom dojść do siebie przez co najmniej 1 tydzień po zabiegu chirurgicznym przed podjęciem jakichkolwiek pomiarów klinicznych DED.

Results

Opisana tutaj pełna metoda dacryoadenektomii została przeprowadzona na 8 zwierzętach. Wymaga umiarkowanego stopnia umiejętności chirurgicznych. Czas operacji wynosił średnio około 2,2 godziny w przypadku operacji obustronnej, z wyłączeniem usunięcia błony nazębnej, które wykonywano oddzielnie i trwało <10 minut. Nie było żadnych zgonów ani powikłań śródoperacyjnych, a żaden królik nie wymagał żadnej pomocy hemostatycznej poza skromnym kauteryzowaniem.

Nasze podejście chirurgiczne skutecznie wywołało suchość oka we wszystkich oczach. Zostało to potwierdzone za pomocą panelu markerów klinicznych i laboratoryjnych DED (Tabela 1). W ciągu 8 tygodni obserwacji średni TBUT został stłumiony o ponad 75% poziomu przedoperacyjnego (p < 0,0001 dla wszystkich punktów czasowych). Podobnie, próba łez Schirmera zmniejszyła się o około 50%, pozostając tak przez 8 tygodni obserwacji; Nie wykazano tendencji do poprawy w okresie obserwacji. Po operacji osmolarność łez wykazała 10% wzrost zgodny z DED, utrzymujący się przez co najmniej 8 tygodni po operacji. Barwienie rogówki w kolorze różanym bengalskim również się nasiliło i nie wykazało oznak powrotu do zdrowia w ciągu 8 tygodni obserwacji (Ryc. 8). Wszystkie oczy poddane całkowitej dacryoadenektomii wykazały wyraźne zmniejszenie liczby komórek kubkowych i zmian nabłonkowych zgodnych z suchym okiem (cytologia wycisku spojówkowego).

Rycina 1: Anatomia gruczołu łzowego królika (prawe oko). Gruczoł łzowy górny oczodołu (OSLG) składa się z większej części oczodołu i mniejszego komponentu powiekowego. Większy dolny gruczoł łzowy (ILG) składa się z części przedniej/głowy i tylnej/ogonowej. Osie współrzędnych pokazują terminologię używaną we wszystkich opisach orientacji używanych w tekście. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2: Umiejscowienie głowicy ILG. Widok boczny prawej twarzy po usunięciu sierści. Wybrzuszenie w konturze skóry (oznaczone grubymi strzałkami) poniżej oczodołu przedniego wskazuje na położenie głowy ILG, która leży na zewnętrznej powierzchni kości jarzmowej w tym miejscu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rycina 3: Gruczoły łzowe oczodołu. (A) Prawy dolny gruczoł łzowy (ILG) po zabarwieniu niebieskim barwnikiem Evansa, pokazujący bliskie sąsiedztwo ogona ILG (czerwona strzałka) tuż przyśrodkowo do kości jarzmowej (strzałka) i poniżej gałki ziemskiej. (B) Wytwarzanie łez przez gruczoł łzowy powieki górny (PSLG). Zdjęcia poklatkowe wykonane po miejscowym zastosowaniu 2% fluoresceiny. Ciecz wodna wydzielająca się z PSLG rozcieńcza początkowo ciemnoniebieski lub barwnik fluoresceinowy, zmieniając go na jasnożółto-zielony (podobnie jak w teście Seidela). (C) Położenie oczodołowego SLG (OSLG) w czaszce królika, leżącego blisko linii środkowej czaszki (linia przerywana) w obrębie tylnego wcięcia (strzałka). Niebieski barwnik Evansa wstrzyknięto do OSLG i gruczołu łzowego powieki górnej. (D) Przekrój histologiczny przez główny przewód wydalniczy OSLG otoczony niewielką ilością tkanki gruczołowej (strzałka) jest widoczny w tym histopatologicznym przekroju wybarwionym barwnikami hematoksyliny i eozyny pobranymi przez tylną (skroniową) stronę górnej prawej powieki. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rycina 4: Przygotowanie pola operacyjnego. (A) Lewy górny panel: Usuwanie długiego futra za pomocą nożyc. Wszystkie resztki delikatnej sierści są następnie usuwane łagodnym kremem do depilacji. Prawy górny panel: Ostateczny wygląd po całkowitym usunięciu sierści, który pozwala na chirurgiczne znakowanie i wykonanie wysokiej jakości ultrasonografii ILG. (B) Pokazane są odpowiednie oznaczenia chirurgiczne prawego obszaru okołooczodołowego; w tym przykładzie nacięcia w celu usunięcia OSLG i ILG zostały połączone, aby utworzyć jedno długie krzywoliniowe nacięcie. Położenie tylnego nacięcia jest oznaczone małym znakiem krzyżyka na krzywoliniowym oznaczeniu miejsca nacięcia (strzałka). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 5: Usunięcie OSLG. (A) Miejsca chirurgiczne są infiltrowane środkiem znieczulającym za pomocą kombinacji 50:50 2% lidokainy z 1:100 000 epinefryny i 0,5% bupiwakainy, którą wstrzykuje się do górnej powieki i wzdłuż linii nacięcia, aby zminimalizować dyskomfort podczas zabiegu. (B) Igła do mikrodysekcji Colorado służy do nacinania skóry i powierzchownych warstw mięśni wzdłuż wstępnie zaznaczonych miejsc nacięć chirurgicznych. Stosuje się delikatne pociągnięcie w poprzek rany, aby pomóc w utworzeniu płaszczyzny rozwarstwienia. Małe punktowe oparzenia (strzałka) zostały wykonane igłą Colorado w jednakowo odległych punktach wzdłuż linii nacięcia, aby pomóc optymalnie wyrównać tkanki podczas zamykania rany. (C) OSLG jest odsłaniany po zmobilizowaniu tkanek pokrywających tylne nacięcie (strzałka). Torebka gruczołu została nacięta. OSLG może ulec wypadnięciu poprzez wywieranie nacisku przyśrodkowego na kulę ziemską, co ułatwia jego usunięcie. (D) Kleszcze są używane do zaczepiania OSLG i delikatnego usuwania go z głębszej pozycji na orbicie przez tylne nacięcie. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rycina 6: Usunięcie gruczołu powiekowego górnego łzowego (PSLG) i przewodu wydalniczego. (A) Po wywinięciu górnej powieki, bulwiasta część PSLG jest zaczepiana kleszczami i wycinana z stępu za pomocą nożyczek. Trakcja wywierana na PSLG za pomocą kleszczy ma kluczowe znaczenie dla utrzymania płaszczyzny operacyjnej. (B) Rozwarstwienie PSLG i głównego przewodu łzowego jest prowadzone w kierunku krawędzi oczodołu za pomocą ostrego rozwarstwienia i ciągłego rozciągania na tkankach gruczołu i przewodu w celu utrzymania odpowiedniej płaszczyzny operacyjnej. Sekcja powinna przebiegać do punktu, w którym usunięto OSLG. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 7: Usuwanie ILG. (A) Skóra i mięsień powierzchowny są nacinane aż do osiągnięcia płaszczyzny powięziowej leżącej nad kością jarzmową lub powierzchowną częścią mięśnia żwacza. Głowa ILG jest zwykle wyraźnie widoczna jako małe wybrzuszenie znajdujące się pod przednim rąbkiem. (B) Włóknistą torebkę ILG nacina się nożyczkami, odsłaniając ILG. Po nacięciu kapsułki głębsze części gruczołu można łatwo usunąć. (C) Najbardziej zewnętrzna część głowy ILG, która leży na kości jarzmowej, została odsłonięta i odbita do przodu, ukazując leżącą poniżej kość jarzmową. (D) Nacięcie przegrody oczodołowej wzdłuż dolnego brzegu odsłania ogon ILG. (E) Gałąź tętnicy szyjnej zewnętrznej zasila ogon ILG (strzałka). (F) Pojawienie się po zamknięciu nacięć skóry po całkowitej dacryoadenektomii. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rycina 8: Różowe zabarwienie powierzchni rogówki przez kolor bengalski. Zewnętrzna fotografia ukazująca wyraźne przebarwienia, najbardziej widoczne na kwadrancie nosowym. U wszystkich oczu poddawanych całkowitej dacryoadenektomii wystąpiły podobne zmiany, które były widoczne już po 1 tygodniu od zabiegu i utrzymywały się przez co najmniej 6 tygodni. Warto zauważyć, że odruch świetlny z pierścieniowej lampy błyskowej wykazuje zniekształcenia spowodowane suchą powierzchnią oka, co pokazuje, jak suche oko może niekorzystnie wpływać na widzenie. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

	Dacryoadenektomia
	średnia ± SEM; n = 16 oczu
	linia bazowa	Tydzień 2
Czas zerwania łez, s	60.0 ± 0.0	4,5 ± 1,2
		p < 0,0001
Osmolarność łez, mOsm	291.2 ± 3.7	315,3 ± 5,5
		p = 0,001
Test na rozdarcie Schirmera, mm	18.3 ± 1.3	10,5 ± 1,6
		p = 0,0006
Różowy bengal, zmodyfikowany wynik NEI	0.0 ± 0.0	4,28 ± 0,6
		p < 0,0001
Operowano w porównaniu z wartością wyjściową: Dacryoadenektomia: TBUT, p < 0,0001; osmolarność łez, p < 0,001; próba rozdarcia Schirmera, p < 0,0006); i różany bengalski.

Tabela 1: Parametry suchego oka w 2. tygodniu po operacji.

Discussion

DED dzieli się na dwie główne grupy w zależności od wpływu na stabilność filmu łzowego: niedobór wody łzowej (zmniejszona produkcja wodnego składnika filmu łzowego; ~20% DED) i parowanie (zwiększone parowanie filmu łzowego; ~50% DED). Około 30% pacjentów z DED wykazuje dowody na oba (mieszane DED). Stan zapalny jest podstawowym mechanizmem SED, do którego zbiegają się jego różnorodna etiologia ^13,14. Nasza metoda modeluje DED z niedoborem wody.

Jak wspomniano wcześniej, ważnymi pierwszymi krokami w odtwarzaniu naszej metody jest docenienie drobnych punktów anatomii gruczołów łzowych oczodołu (LG) królika i uniknięcie nieporozumień spowodowanych różnorodną, a czasem sprzeczną terminologią anatomiczną. Atlas anatomiczny autorstwa Popesko i ^wsp.11 jest niezwykle dokładny. Dla tych, którzy nie czują się komfortowo z anatomią królika, sekcja próbek z sekcji zwłok zapewnia łatwe zapoznanie się z tymi strukturami i pomaga w ich chirurgicznym usunięciu u żywych okazów.

Krytyczne porady dotyczące pomieszczeń i aklimatyzacji zwierząt zostały zamieszczone w naszej publikacji^{towarzyszącej 12}. W tym samym artykule przedstawiono również przydatne uwagi do oznaczania parametrów DED stosowanych w obu metodach.

W przeciwieństwie do poprzedniej metody¹², ta wymaga wyższego poziomu umiejętności chirurgicznych ze względu na zakres i bardziej inwazyjny charakter technik potrzebnych do usunięcia LG. Największym ryzykiem podczas tych resekcji jest katastrofalne krwawienie spowodowane uszkodzeniem głównych naczyń krwionośnych, które znajdują się w bliskiej odległości od LG, takich jak gałęzie tętnicy szyjnej. Można tego uniknąć, odpowiednio wizualizując każdy LG i jego marginesy w polu operacyjnym. Wreszcie, nadgorliwe usuwanie błony chłonnej może prowadzić do wypadnięcia gruczołu Hardera, co może zakłócić ocenę filmu łzowego.

Należy zachować ostrożność, aby zminimalizować ilość zaburzeń spojówek po usunięciu PSLG, nowego aspektu naszej metody, który poprawia odtwarzalność i zwiększa nasilenie DED. Zaskakująco łatwo jest ustalić płaszczyznę preparacji i przenieść ją z powrotem do górnego grzbietu oczodołu, o ile do tkanek zostanie zastosowana przyczepność. Pocieszające jest to, że można zobaczyć ślady kauteryzacji po obcięciu OSLG; Potwierdzają one całkowite usunięcie głównego przewodu wydalniczego gruczołu.

Usunięcie ILG w całości również wiąże się z wyzwaniami. Najpierw odizoluj głowę gruczołu, ponieważ jest to najłatwiejsza część do wizualizacji. Cała głowa tkanki gruczołu łatwo oddziela się od otaczających tkanek; należy jednak zachować pewną ostrożność, aby zapobiec uszkodzeniu dużej zatoki żylnej, która leży przyśrodkowo do głowy ILG. Ogon ILG może być następnie śledzony z powrotem, gdy przechodzi pod kością jarzmową. Większość ogona jest łatwa do odizolowania. Jednak najbardziej tylny aspekt ogona może okazać się trudniejszy ze względu na zmienną anatomię i bliskość średniej wielkości gałęzi tętnicy szyjnej. Staranna sekcja powinna pozwolić na wyraźne zobaczenie wszystkich brzegów ILG, co ułatwi jej całkowite usunięcie. Badacz powinien być przygotowany do przeprowadzenia sekcji z większą dokładnością w przypadkach, gdy ogon gruczołu kończy się pod bocznym kantem, jak wyjaśniono we wcześniejszym omówieniu anatomii gruczołów łzowych. Warto zauważyć, że autorzy nigdy nie byli w stanie zidentyfikować żadnej części OSLG podczas preparowania ILG przez krzywoliniowe nacięcie wzdłuż kuli skroniowej i dolnej. Chociaż jest to technicznie możliwe, takie podejście chirurgiczne niesie ze sobą zbyt duże ryzyko poważnego krwawienia. Zbliżanie się do OSLG przez tylne wgłębienie okazuje się znacznie bezpieczniejsze.

Można zobaczyć, jak przewód wydalniczy ILG przenika przez dolną płaszczyznę powięzi, gdy przechodzi do dolnej sklepienia spojówkowego. Czasami widoczne są tu również małe zraziki tkanki przypominającej gruczoły, które można ostrożnie usunąć.

Bardzo pomocne jest zachowanie kolejności resekcji LG, jak pokazano tutaj. Jeśli ILG zostanie usunięta jako pierwsza, izolacja OSLG staje się technicznie znacznie trudniejsza. Głównym powodem jest to, że po usunięciu ILG OSLG nie może być łatwo wypadnięty, a tym samym zidentyfikowany.

Istotną zaletą naszego modelu jest to, że może być "modułowy". Innymi słowy, stopień DED indukowany przez dacryoadenektomię można skalibrować tak, aby służył potrzebom eksperymentalnym. Na przykład, resekcja wszystkich LG spowodowałaby maksymalne DED, ale resekcja tylko SLG spowodowałaby najłagodniejszą postać DED i resekcja tylko ILG wywołałaby chorobę o średnim nasileniu.

Nasze podejście, które podsumowuje odrębne zdarzenie patofizjologiczne polegające na zmniejszonej produkcji łez, oferuje dodatkowe korzyści w porównaniu z już opisanymi metodami. Krótko mówiąc, żaden inny model chirurgiczny nie wyeliminował wytwarzania łez przez wszystkie oczodołowe LG 5,6,7,15,16; w tym przywspółczulne odnerwienie LG¹⁷ i farmakologiczne zahamowanie produkcji łez^18,19, przy czym te dwa ostatnie mają swoje niezamierzone skutki jako znaczące czynniki zakłócające. Wreszcie, model ten minimalizuje główny błąd systematyczny zależny od badacza, a mianowicie niepełną resekcję LG, ponieważ technika chirurgiczna zapewnia ich pełną wizualizację; Pomaga w tym fakt, że nie jest wymagana hemostaza inna niż kauteryzacja.

Badacz powinien mieć świadomość, że całkowita resekcja wszystkich oczodołowych LG nie powoduje całkowitego braku łez i na przykład nie należy oczekiwać, że wartości testu łez Schirmera zbliżające się do zera będą bliskie. Wynika to z faktu, że zawsze istnieją inne źródła płynu łzowego, takie jak dodatkowe LG Wolfringa i Krausego oraz wyciek osocza z naczyń spojówkowych 20,21,22. Z eksperymentalnego punktu widzenia powinno to być postrzegane jako pozytywny aspekt metody, ponieważ utrzymuje ona powierzchnię oka; Całkowita kseroftalmia całkowicie zniszczyłaby rogówkę, negując użyteczność modelu. Dodatkowo, w swoim obecnym wcieleniu, model ten oferuje doskonałą okazję do zbadania takich mechanizmów kompensacyjnych i transportu płynów przez te mniejsze przedziały.

Podsumowując, przedstawiono specyfikę nowatorskiej i wszechstronnej metody indukowania DED z niedoborem wody, która nadaje się do badania fizjologii łez, patogenezy DED i badania środków terapeutycznych opracowywanych dla tego wskazania.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
acepromazyna, Aceproinj	Henry Schein Animal Health, Dublin, OH	NDC11695-0079-8	0,1 ml / kg wstrzyknięcie podskórne do uspokojenia królika
waporyzator anestezjologiczny	VetEquip, Pleasanton, CA	Pozycja # 911103	Protokół 4.8
torba do krępowania zwierząt	Henry Schein Animal Health, Dublin, OH	Jorvet J0170	Użyj torby o odpowiednim rozmiarze.
bupiwakaina, 0,5%	Hospira Inc, Lake Forest IL	NDC: 0409-1162-02	Zmieszana 50:50 z 2% lidokainą z 1:100 000 epinefryną do infiltracji miejsc nacięć, protokół 5.1
buprenorfina	Henry Schein Animal Health, Dublin, OH		0,01 mg/kg, do opieki pozabiegowej, 6.1.4
jednostka kauteryzacji, wysokotemperaturowa, zasilana bateryjnie	Medline Industries Inc, Northfield, IL	REF ESCT001	Mieć pod ręką w przypadku krwawienia, protokół 2.7
maszynka do strzyżenia, Wahl Mini Arco	Henry Schein Animal Health, Dublin, OH	No. 022573 Nożyce	akumulatorowe do usuwania sierści, protokół 4.2
Igła Colorado	Stryker Craniomaxillofacial, Kalamazoo, MI	N103A	Stosowanie z jednostką elektrochirurgiczną do wykonywania nacięć, protokół 5.1 i 5.3
jednostka elektrochirurgiczna z monopolarną płytką kauteryczną	Valleylab, Boulder, CO	Force FXc	Stosowanie z jednostką elektrochirurgiczną do wykonywania nacięć, protokół 5.1 i 5.3
fluoresceina, Ak-Fluor 10%	AKRON, Lake Forest, IL	NDC17478-253	Rozcieńczony do 0,2% z PBS do pomiaru TBUT, pomiar parametrów suchego oka, protokół 3.1
foceps, zakrzywiony opatrunek	Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ	Storz E1406	delikatne ząbkowane kleszcze opatrunkowe
, 0,3	Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ	ET6319	Do usuwania błony niktacyjnej, kleszcze protokołu 2.5
, Bishop Harmon	Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ	E1500-C	Użyj kleszczyków zębatych do dacryoadenektomii, protokół 5.1 i 5.2
balsam do usuwania włosów, Nair	Powszechnie dostępny	Zmiękczający olejek dla niemowląt	Krem do włosów Dipilitory do skóry wrażliwej, protokół 4.2
izofluran	Henry Schein Animal Health, Dublin, OH	29405	Możliwa alternatywna sedacja, protokół 4.7
Cewnik dożylny, Terumo Surflo ETFE 24-gauge	Terumo, Tokio, Japonia; dostępny w Fisher Sci., VWR, McKesson itp.	SR-OX2419CA	o rozmiarze 25 dla mniejszych królików; protokół 4.6
ketamina	Henry Schein Animal Health, Dublin, OH	NDC 11695-0701-1; NADA 200-055	15 mg/kg, protokół 4.7
ketoprofen	Hospira, Inc., Lake Forest, IL		3 mg/kg, do opieki pozabiegowej, 6.1.4
maska krtaniowa dróg oddechowych	Docsinnovent Ltd, Londyn, Wielka Brytania	Vgel R3	Protokół 4.8
wziernik pokrywy, drut	Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ	Barraquer SUH01	Do usuwania błony niktacyjnej, protokół 2.4
lidokaina 2% z epinefryną 1:100 000; 50:50 mieszanina	Hospira Inc, Lake Forest IL	NDC 0409-3182-02	Wstępna obróbka przed usunięciem błon niktycyjnych, protokół 2.4
lidokaina, bez konserwantów	Sigma-Aldrich, St. Louis, MO	L5647	1% w PBS dla środka znieczulającego, do aplikacji na oko, protokół 2.4
mikropipeta	Eppendorf	Research Plus 100 uL	Do stosowania lidokainy bez konserwantów do oka, protokół 2.4
Końcówki do mikropipet	World Wide Medical Products	41071052	Do aplikacji lidokainy bez konserwantów do oka, urządzenie monitorujące protokół 2.4
, wieloparametrowe	SurgiVet, Waukesha, WI	V9201	Do monitorowania parametrów życiowych, protokół 4.9
igła, BD o rozmiarze 26	, Franklin Lakes, NJ	REF 305115	Do wstrzykiwania lidokainy/epinefryny, protokół 2.3 i igła 2.5
, rozmiar 30	BD, Franklin Lakes, NJ	REF 305106 Do	infiltracji miejsc nacięć; rozmiar strzykawki i igły nie jest krytyczny, Protokół 5.1
Wskazówki dotyczące osmolarności	TearLab Corp., San Diego, CA	#100003 REV R	Pomiar osmolarności łez parametrów suchego oka, protokół 3.1
osmometr	TearLab TearLab Corp., San Diego, CA	Model#200000W REV A	Pomiar osmolarności łez, pomiar parametrów suchego oka, protokół 3.1
roztwór jodu powidonu	Medline Industries Inc, Northfield, IL	PVP Prep Solution, NDC: 53329-939-04, REF MDS 093944	Aby utrzymać sterylne pole, protokół 4.11
królik, Nowa Zelandia White	Charles River Labs, Waltham, MA (NZW)	2-3 kg	Zwierzęta badawcze
Różowa plama bengalska	Amcon Laboratories Inc., St. Louis, MO	NDC51801-004-40	1% w PBS, do barwienia powierzchni oka, pomiaru parametrów suchego oka, protokół 3.1
sól fizjologiczna, normalna	B. Braun Medical, Irvine, CA	REF R5200-01	Do opieki pozabiegowej, protokół 6.1.3
Paski testowe łez Schirmera	Eaglevision, produkty Katena. Denville, NJ	AX13613	Pomiar produkcji łez, pomiar parametrów suchego oka, nożyczki protokołu 3.1
, Vannas	McKesson Medical-Surgical, San Francisco, CA	Miltex 2-130	do dakrioadenektomii, nożyczki protokołu 5.1 i 5.2
, tenotomia Westcotta	McKesson Medical-Surgical, San Francisco, CA	Miltex 18-1480	Do usunięcia błony niktacyjnej, protokół 2.7
maska przeciwgazowa	DRE Weterynarz, Louisville, KY	#1381	Możliwa alternatywna sedacja, protokół 4.7
długopis do znakowania chirurgicznego	Medical Action Industries, Arden, ND	REF 115	Protokół 4.2
szwy, 5-0 Mersilene	Ethicon US, LLC		Szwy z politereftalanu etylenu, stosowane do głębokiego zamykania tkanki łącznej, protokół 5.3.11
szwy, Vicryl 6-0	Ethicon US, LLC		Nici poliglaktyny 910, stosowane do powierzchownego zamykania mięśni i skóry, strzykawka protokołu 5.3.11
, 1 cc	BD, Franklin Lakes, NJ	ref 309659	Do wstrzykiwań lidokainy/epinefryny, strzykawka protokołu 2.3 i 2,5
, 5 cc	BD, Franklin Lakes, NJ	REF 309603	Do naciekania miejsc nacięć; rozmiar strzykawki i igły nie są krytyczne, protokół 5.1
kleszcze tkankowe, 0,8 mm Graefe	Roboz Surgical Store, Gaithersburg, MD	RS-5150	Zakrzywione kleszcze Wecka
miejscowa maść antybiotykowa (neomycyna, polimyksyna, bacytracyna i hydrokortyzon)	Bausch and Lomb, Tampa, FL	NDC 24208-785-55	Stosowany po usunięciu błony niktacyjnej, protokół 2.8 oraz do opieki pozabiegowej, protokół 6.1.2
żel ultradźwiękowy	Parker Laboratories, Inc., Fairfield, NJ	Aquasonic 100	Aby zapewnić kontakt elektryczny z monopolarną płytką kauteryczną, protokół 4.5
ksylazyna	Henry Schein Animal Health, Dublin, OH	NADA: 139-236	1 mg/kg, protokół 4.7