Przedstawiono nowatorskie podejście do wywoływania przewlekłej choroby suchego oka u królików poprzez chirurgiczne usunięcie wszystkich gruczołów łzowych oczodołu. Ta metoda, odmienna od wcześniej opisanych, daje stabilny, powtarzalny model suchego oka z niedoborem wody wodnistej, dobrze nadający się do badania fizjologii i patofizjologii łez oraz terapii okulistycznej.
Artykuł metodologiczny
Opracowanie modelu ciężkiego zespołu suchego oka za pomocą całkowitej dacryoadenektomii u królików
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Suche oko (DED) to złożona choroba o wielorakiej etiologii i zmiennych objawach, której kluczowym etapem patofizjologicznym jest zapalenie powierzchni oka. Pomimo postępów w naszym zrozumieniu DED, nadal istnieją znaczne luki w wiedzy. Postępy są ograniczone częściowo ze względu na brak informacyjnych modeli zwierzęcych. Autorzy niedawno poinformowali o metodzie DED indukowanej przez wstrzyknięcie wszystkich tkanek gruczołu łzowego oczodołu (LG) z lektyną konkanawaliną A. W tym miejscu przedstawiamy nowy model DED z niedoborem wody wodnej oparty na chirurgicznej resekcji wszystkich tkanek LG (dakrioadenektomii) oczodołu. Obie metody wykorzystują króliki ze względu na ich podobieństwo do ludzkich oczu pod względem wielkości i budowy powierzchni oka. Tydzień po usunięciu błony naczyniowej, oczodołowy górny LG został chirurgicznie usunięty w znieczuleniu, następnie usunięto LG powiekowe górne, a na końcu usunięto dolne LG. Dacryoadenektomia wywołała ciężkie DED, o czym świadczyło wyraźne skrócenie czasu rozpadu łez i testu łez Schirmera oraz znacznie zwiększona osmolarność łez i barwienie różowego Bengalu. DED wywołane dacryoadenektomią trwało co najmniej osiem tygodni. Nie było żadnych komplikacji, a zwierzęta dobrze znosiły zabieg. Technika ta może być stosunkowo łatwo opanowana przez osoby z odpowiednim doświadczeniem chirurgicznym i zrozumieniem odpowiedniej anatomii królika. Ponieważ model ten podsumowuje cechy ludzkiego DED z niedoborem wody, nadaje się do badań homeostazy powierzchni oka, DED i potencjalnych środków terapeutycznych.
Wprowadzenie
Łzy są wymagane do ochrony powierzchni oka i do utrzymania właściwości optycznych rogówki. Składają się z trzech warstw: wewnętrznej powłoki mucyny, środkowego składnika wodnego i nakładki lipidowej1. Warstwa mucyny jest wytwarzana głównie w komórkach kubkowych spojówki, składnik wodny głównie w gruczołach łzowych (LG), a warstwa lipidowa głównie w gruczołach Meiboma1,2. Oczodołowe LG są głównym źródłem wodnego składnika łez i wielu białek, które chronią powierzchnię przed atakiem bakterii3. Choroby powierzchni oka występują, gdy produkcja łez w stanie wodnistym jest zmniejszona poniżej poziomu krytycznego, co pozbawia powierzchnie nabłonka oka składnika wodnego i kluczowych składników łez, w tym czynników wzrostu, lizozymu i laktoferyny. W przypadku zmniejszonej produkcji łez przez LG, tkanki spojówki i rogówki ulegają adaptacji w celu kompensacji zmienionego środowiska.
Zrozumienie udziału komponentu łez pochodzącego z oczodołowych LG i mechanizmów kompensacyjnych powierzchni oka, gdy go brakuje, wpływa na nasze zrozumienie fizjologii i patofizjologii przedniego odcinka oka oraz, szerzej, zdrowia i choroby na całym globie. Eksperymentalne podejście do tych zagadnień wymaga informacyjnego modelu zwierzęcego. W związku z tym kilka grup podjęło próbę opracowania modeli zwierzęcych, w których oczodołowe LG są usuwane, ułatwiając w ten sposób ocenę roli łez w zdrowiu oczu. Jeden z takich modeli został niedawno zgłoszony dla klasy mouse4. Królik oferuje jednak wiele wyraźnych zalet w porównaniu z modelami gryzoni, w tym podobne struktury anatomiczne i histologiczne LG oraz, co być może ważniejsze, podobny rozmiar i powierzchnię rogówki i tkanek spojówek w porównaniu z ich ludzkimi odpowiednikami3.
Tworzenie wodnistej choroby suchego oka (DED) przez chirurgiczną resekcję tkanki LG u królików nie jest niczym nowym. Liczne doniesienia opisują resekcję tkanek LG z różnym powodzeniem, co znajduje odzwierciedlenie w zmiennych zmianach w produkcji łez mierzonych za pomocą testu łez Schirmera5,6,7,8. Dokładne zrozumienie odpowiedniej anatomii królika i jasność co do terminologii anatomicznej są bardzo pomocne w odtworzeniu tej metody. Dokładny przegląd obu znajduje się poniżej.
Anatomia gruczołów łzowych
Królik ma dwa orbitalne LG: większy niższy LG (ILG) i mniejszy górny LG (SLG; Rysunek 1). ILG rozciąga się wzdłuż dolnego i tylnego aspektu obręczy oczodołu. Z wyjątkiem zmiennego rozmiaru, przednia część ILG ma dość jednolity bulwiasty wygląd, który można zobaczyć jako wypukłość w skórze pod kulą ziemską (Ryc. 2). Ze względu na swój charakterystyczny wygląd w stosunku do reszty gruczołu określa się go mianem "głowy" ILG. Część głowy owija się i leży na zewnętrznej powierzchni kości jarzmowej. Służy to jako użyteczny punkt orientacyjny w biomikroskopii ultradźwiękowej, aby kierować iniekcjami do ILG. Pozostała część głowy znajduje się bardziej przyśrodkowo9 na orbicie.
Ze względu na charakterystyczny wygląd pozostałej części ILG, która jest długa i cienka, ten segment jest określany jako "ogon". Ogon biegnie wzdłuż dolnej krawędzi oczodołu, od głowy ILG do krawędzi oczodołu, gdzie kończy się zmienną anatomią na dolnej i tylnej krawędzi oczodołu (Rysunek 3A). Ogon leży głęboko (przyśrodkowo) w stosunku do kości jarzmowej, oddzielony od zawartości oczodołu pasmem powięziowym przez większość swojego biegu, aż dotrze do tylnej krawędzi oczodołu, gdzie ponownie rozciąga się nad zewnętrzną powierzchnią kości jarzmowej. ILG otrzymuje dopływ krwi z gałęzi tętnicy szyjnej.
SLG ma dwa komponenty analogiczne do ludzkiego. Jednym z nich jest LG powieki górnej (PSLG), która znajduje się w górnej tylnej powiece przyśrodkowej do płytki stępu. Wydaje się, że ma charakter bulwiasty i ma liczne punktowe otwory, które odprowadzają wodnisty płyn łzowy, który jest łatwiej widoczny, gdy jest pokryty 2% fluoresceiną (Rysunek 3B).
Drugi to orbitalny górny LG (OSLG), rezydujący w pozycji środkowej na górnej orbicie (Rysunek 3C). Ze względu na jego położenie w pobliżu linii środkowej czaszki niemożliwe było jego pomyślne zidentyfikowanie przy użyciu zewnętrznych podejść chirurgicznych z orbity skroniowej lub dolnej. W świeżych próbkach sekcyjnych lub przypadkach chirurgicznych gruczoł ten może ulec wypadnięciu przez tylne nacięcie znajdujące się na grzbietowej powierzchni czaszki, gdy na gałkę przyśrodkową wywierany jest delikatny nacisk. Wypadanie tej tkanki gruczołowej można udokumentować za pomocą biomikroskopii ultradźwiękowej.
PSLG i OSLG to sąsiadujące ze sobą struktury. OSLG jest strukturą rurkowo-pęcherzykową, której architektura przewodowa łączy się z głównym przewodem wydalniczym. Przewód ten przechodzi pod grzbietem nadoczodołowym i biegnie w tkankach górnej powieki, kończąc się PSLG. Wzdłuż przewodu wydalniczego zidentyfikowano tkankę gruczołową zgodną z oryginalnymi opisami Davisa10 (Ryc. 3D).
Uwaga dotycząca terminologii
Doskonałe i wyczerpujące opisy anatomiczne również używają różnych terminologii. Klasyczna anatomia oczodołu autorstwa Davisa definiuje tylko górną i dolną klasę LG10. Jednak jego opis górnego LG wyraźnie wyszczególnia części bardziej szczegółowo zdefiniowane tutaj jako PSLG i OSLG, podczas gdy jego opis dolnego LG wyszczególnia części zdefiniowane tutaj jako głowa i ogon ILG. Nowsze i dokładniejsze atlas11 definiuje te tkanki jako gruczoł jarzmowy i dodatkowy LG. Termin "gruczoł łzowy" jest tu używany w odniesieniu do wspomnianych PSLG i OSLG. Terminologia ta lepiej nadaje się do odtworzenia tej metody bez zbędnego zamieszania.
Protokół
Wszystkie badania na kręgowcach zostały zakończone zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi wytycznymi regulacyjnymi i instytucjonalnymi. Wszystkie badania zostały zatwierdzone przez Institutional Review Board Uniwersytetu Stony Brook i przeprowadzone zgodnie z oświadczeniem Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką (ARVO) dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych.
1. Zwierzęta i pomieszczenia
- Używaj królików nowozelandzkich białych (NZW) o wadze 2-3 kg.
- Króliki trzymane w kurniku indywidualnie w ściśle kontrolowanym środowisku: temperatura (65 ± 5 °F), wilgotność (45 ± 5%) i oświetlenie (12 godzin cyklu włączania/wyłączania).
UWAGA: Ze względu na agresywne zachowania często wykazywane między królikami, które są trzymane w grupie, trzymaj zwierzęta w indywidualnych klatkach, aby zapobiec niezamierzonym obrażeniom oczu. - Zapewnij królikom nieograniczony dostęp do standardowej karmy dla królików i wody.
- Nie należy stosować żadnych innych dodatków dietetycznych, aby zapobiec przypadkowej suplementacji witaminy A, która może wpływać na zespół suchego oka.
- Króliki należy zaaklimatyzować co najmniej dwa tygodnie przed rejestracją parametrów SED.
2. Usunięcie błony ochronnej
UWAGA: Dla uproszczenia, technika dla prawego oka jest opisana poniżej. Wykonaj tę procedurę na lewym oku w identyczny sposób.
- Usuń błonę nazębną obustronnie w okresie aklimatyzacji (zwykle w pierwszym tygodniu).
- Umieść królika w odpowiedniej wielkości torbie krępującej.
- Podać podskórne wstrzyknięcie acepromazyny (1 mg/kg) w ramiona za pomocą strzykawki o pojemności 1 cm3 i igły 26 G w celu uspokojenia królika. Punktem końcowym tej łagodnej sedacji jest sytuacja, w której zwierzę utrzymuje zrelaksowaną pozycję głowy bez normalnych ruchów skanowania, a jego uszy nie są już w pełni wyprostowane.
- Za pomocą mikropipety nanieś na oko 25 μl lidokainy bez konserwantów (1%). Włóż wziernik z drucianej powieki między powieki.
- Chwyć błonę nazębną na jej wierzchołku za pomocą kleszczy 0,3 (lub równoważnego) i przeciągnij ją po powierzchni rogówki. Wstrzyknąć 1% lidokainy z epinefryną w skali 1:100 000 do przestrzeni podspojówkowej błony mitynacyjnej za pomocą igły 26 G. Wstrzyknąć około 0,3 ml, aby utworzyć niewielką ilość pęcherzyka na błonie miężącej. Objętości wstrzyknięć powyżej 1 ml mieszczą się w bezpiecznym zakresie dawek dla królików (2-4 mg/kg).
- Usuń wziernik drutu. Odczekaj około 5 minut, aż lidokaina i epinefryna zaczną działać. W tym czasie wykonaj tę samą procedurę w drugim oku.
- Wymień wziernik pokrywy drucianej. Chwyć i rozciągnij błonę nazębną na powierzchni rogówki za pomocą kleszczy 0,3. Przeciąć błonę u podstawy nożyczkami do tenotomii lub ich odpowiednikiem.
UWAGA: Krwawienie jest zwykle minimalne, ale trzymaj w pobliżu wysokotemperaturowy kauteryzator akumulatorowy i używaj go w razie potrzeby, aby zminimalizować krwawienie. Bezpośredni nacisk na przeciętą podstawę błony nazębnej może być również wykorzystany do zatrzymania niewielkiego krwawienia, jeśli ono wystąpi. - Zdejmij wziernik pokrywy drucianej. Umieść miejscową maść z antybiotykiem (neomycyna, polimyksyna, bacytracyna i hydrokortyzon) na powierzchni rogówki.
- Wykonaj identyczną procedurę jak w innym oku, jak wskazano w protokole.
- Umieść zwierzęta z powrotem w oddzielnych klatkach i pozwól im się zagoić przez co najmniej tydzień lub do momentu, gdy powierzchnia spojówki całkowicie się zagoi z klinicznego punktu widzenia, przed wykonaniem jakichkolwiek dalszych testów lub interwencji.
UWAGA: Całkowite wygojenie kliniczne wskazuje brak obrzęku, iniekcji lub wydzieliny z powierzchni spojówek. Zwierzęta powinny mieć oczy normalnie otwarte, bez obecności ochronnego opadania powieki.
3. Pomiar parametrów suchego oka i pobieranie próbek łez
- Zmierz następujące parametry SED, zgodnie z protokołem eksperymentalnym: osmolarność łez, czas rozpadu łez, test łez Schirmera i barwienie różanego bengalu. Wykonaj je zgodnie z poprzednim opisem12, z zespołem składającym się z co najmniej dwóch badaczy.
UWAGA: Zespół składający się z co najmniej dwóch badaczy pozwala na efektywny pomiar większych grup zwierząt (6 lub więcej) mniej więcej w tym samym czasie, zapobiegając w ten sposób wpływowi ewentualnych zmian okołodobowych na wyniki.
4. Przygotowanie chirurgiczne i znieczulenie
- Zwierzęta lekko uspokajające umieścić w worku krępującym z podskórną acepromazyną, jak powyżej (1 mg/kg).
- Usuń całe futro z twarzy i grzbietowej powierzchni czaszki, aby uwidocznić punkty orientacyjne operacji.
- Przytnij futro nożycami tnącymi, pozostawiając resztki cienkiego futra o długości około 1 mm (Rysunek 4A, po lewej).
- Usuń wszystkie resztki sierści za pomocą łagodnego kremu do depilacji, postępując zgodnie z instrukcjami producenta (Rysunek 4A, po prawej).
- Zaznacz miejsca nacięć chirurgicznych długopisem chirurgicznym.
- Zidentyfikuj miejsce nacięcia nad tylnym nacięciem, wywierając przyśrodkowy nacisk na gałkę ziemską, powodując powstanie małego wybrzuszenia w skórze nad tylnym nacięciem z powodu wypadnięcia OSLG.
- Wykonaj liniowy znak o długości 2 cm w kierunku przednim/tylnym na skórze nad grzbietową powierzchnią czaszki bezpośrednio nad tym miejscem za pomocą pisaka chirurgicznego.
- Planując nacięcie do usunięcia ILG, należy zaznaczyć długą, krzywoliniową linię wokół oka (1 cm od dolnego i skroniowego brzegu powieki) rozciągającą się od tylnego (skroniowego) oczodołu do przedniej (przyśrodkowej) kantui. Spraw, aby oznaczenie rozciągało się wzdłuż tylnej orbity do poziomu przyśrodkowej kantu lub po prostu powyżej tego (Rysunek 4B). W niektórych sekcjach nacięcia w celu usunięcia OSLG i ILG zostaną połączone.
UWAGA: Podczas wykonywania operacji obustronnej należy w tym momencie oznaczyć oba oczodoły.
- Przytnij kępę futra o szerokości od 2 do 3 cm nożycami na bocznej powierzchni każdego uda, aby umożliwić umieszczenie monopolarnej płytki kauterycznej.
- Nałożyć żel ultradźwiękowy, aby zapewnić dobry kontakt elektryczny z monopolarną płytką kauteryczną.
- Umieść cewnik dożylny (IV) o sile 25 G w jednej z żył brzeżnych ucha, aby w razie potrzeby podać leki lub płyny.
- Podawać podskórnie ksylazynę (1 mg/kg) i ketaminę dożylnie (15 mg/kg) w celu wstępnej indukcji znieczulenia (przez dostęp dożylny).
UWAGA: Jeśli królik jest wcześniej uspokojony acepromazyną w ilości wystarczającej do utrzymania punktu końcowego opisanego w kroku 2.3, należy zastosować sedację maską gazową z izofluranem jako alternatywę. - Umieść maskę krtaniową przytrzymującą drogi oddechowe za pomocą elastycznej opaski lub sznurka, aby zabezpieczyć i utrzymać drogi oddechowe.
- Podłącz maskę do aparatu anestezjologicznego o przepływie tlenu ustawionym na 1 l/min.
- Początkowo należy ustawić izofluran na poziomie 5%, a następnie zmniejszać go w miarę tolerancji w zależności od poziomu uspokojenia u zwierząt.
- Utrzymać izofluran na poziomie lub wyższym niż 2% aż do ostatecznego zamknięcia rany.
UWAGA: Oceń poziom sedacji, monitorując częstość oddechów i ruchy w odpowiedzi na bodźce chirurgiczne lub bolesne. Zwiększ głębokość znieczulenia, jeśli częstość oddechów wzrasta powyżej 10 oddechów na minutę, jeśli królik zaczyna gryźć osobę utrzymującą drogi oddechowe lub jeśli obserwuje się jakiekolwiek ruchy w odpowiedzi na bolesne bodźce.
- Monitoruj pulsoksymetrię, kapnografię, ciśnienie krwi, temperaturę ciała w odbycie i tętno za pomocą wieloparametrowego urządzenia monitorującego lub innych odpowiednich urządzeń.
- Monitoruj parametry życiowe w sposób ciągły podczas zabiegu i rejestruj co 10 do 15 minut.
- Umieść królika na stole operacyjnym (OR) nad poduszką grzewczą, aby zapobiec hipotermii. Przechyl stół w odwróconej pozycji Trendelenburga pod kątem około 30°, aby zminimalizować krwawienie.
- Przygotować pole operacyjne roztworem jodu powidonu rozcieńczonym do połowy objętości sterylną wodą i obłożyć tak, aby utrzymać sterylne pole.
5. Całkowita chirurgiczna dacryoadenektomia
UWAGA: Pełna chirurgiczna dacryoadenektomia, jak opisano tutaj, została wykonana przy użyciu kleszczy do tkanek 0,3, nożyczek do tenotomii, kleszczyków do tkanek bez zębów i nożyczek. Instrumenty te można wymieniać na podobne instrumenty, które pełnią tę samą funkcję w zależności od preferencji chirurga.
- Najpierw usuń OSLG.
- Naciekać miejsca nacięć (chirurgiczne linie pióra znakującego i górna tylna powieka) mieszaniną 50:50 2% lidokainy z epinefryną 1:100 000 i 0,5% bupiwakainy za pomocą strzykawki o pojemności 5 cm3 z igłą 30 G (Rysunek 5A).
UWAGA: Rozmiar strzykawki i igły nie jest krytyczny. - Użyj igły Colorado podłączonej do jednostki elektrochirurgicznej, aby wykonać nacięcia skóry wzdłuż oznaczeń chirurgicznych. Ustawienia mogą się różnić w zależności od odpowiedzi klinicznej i zazwyczaj wynoszą od 10 do 15 jednostek zarówno dla cięcia, jak i koagulacji (Rysunek 5B).
- Zastosuj przeciwstawne napięcie w poprzek nacięcia skóry, aby oddzielić tkanki i odsłonić leżące pod spodem włókna mięśniowe frontoscutularis.
- Zastosuj nacisk przyśrodkowy na kulę ziemską, aby pomóc w wizualizacji OSLG, widzianej jako wybrzuszona tkanka znajdująca się tylko przyśrodkowo lub głęboko do włókien mięśniowych frontoscutularis. W razie potrzeby przesuń te włókna mięśniowe na bok, aby odsłonić leżące pod spodem nacięcie.
- Za pomocą kleszczyków zębatych (0,3) i nożyczek do kapsulotomii delikatnie wycofaj i odetnij włóknistą kapsułkę pokrywającą OSLG. OSLG zazwyczaj ma bladobrązowy kolor (Rysunek 5C).
- Za pomocą kleszczy zębatych lub nieząbkowanych chwyć tkankę gruczołu OSLG i delikatnie wyciągnij ją przez górne nacięcie za pomocą techniki "ręka nad ręką". Wytnij małe, włókniste pasma za pomocą nożyczek do kapsulotomii, aby uwolnić gruczoł z jego pozycji na orbicie (Rysunek 5D).
UWAGA: Gdy tkanka gruczołu OSLG zostanie usunięta, zacznie łączyć się w dużą strukturę przypominającą rurkę (główny przewód wydalniczy). - Gdy gruczoł zostanie usunięty tak całkowicie, jak to możliwe, użyj obfitej kauteryzacji za pomocą igły Colorado, aby uzyskać zwęglenie tkanki, skracając gruczoł w nacięciu tak głęboko, jak to możliwe. Będzie to później służyć jako punkt orientacyjny potwierdzający podczas usuwania PSLG.
- Naciekać miejsca nacięć (chirurgiczne linie pióra znakującego i górna tylna powieka) mieszaniną 50:50 2% lidokainy z epinefryną 1:100 000 i 0,5% bupiwakainy za pomocą strzykawki o pojemności 5 cm3 z igłą 30 G (Rysunek 5A).
- Usuń PSLG.
- Narysuj górną powiekę za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką. Bulwiasty koniec PSLG jest zwykle dobrze widoczny.
UWAGA: W niektórych rozwarstwieniach anatomicznych możliwe jest uwidocznienie głównego przewodu wydalniczego jako bladej liniowej struktury o szerokości około 1 lub 2 mm. - Zaczep PSLG za pomocą kleszczy zębatych (0,3) i odsuń go od powierzchni powieki, używając nożyczek do kapsulotomii, aby przeciąć jego podstawę, oddzielając go od leżącego poniżej stępu (Rysunek 6A).
- Kontroluj umiarkowane krwawienie za pomocą kauteryzacji monopolarnej.
- Zastosuj ciągłą trakcję na oddzielonej tkance, aby utrzymać płaszczyznę tkanki do rozwarstwienia. Pozwoli to również na usunięcie głównego przewodu wydalniczego SLG (Rysunek 6B).
UWAGA: Podczas przeprowadzania sekcji zazwyczaj przesuwa się ona do górnej krawędzi oczodołu, gdzie można zobaczyć ślady kauteryzacji pozostawione po usunięciu bardziej górnego i przyśrodkowo położonego OSLG.
- Narysuj górną powiekę za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką. Bulwiasty koniec PSLG jest zwykle dobrze widoczny.
- Odciąć ILG.
- Odczekaj co najmniej 5 minut, aby znieczulenie miejscowe zaczęło działać.
- Naciąć skórę, mięsień depresyjny dolnej części powieki, część jarzmowo-wargową mięśnia jarzmowego i mięsień okrężny za pomocą igły do mikrodysekcji Colorado i oddzielić jak dla OSLG w punkcie 5.1.
- Utrzymuj hemostazę za pomocą kauteryzacji monopolarnej.
- Ponieważ nacięcie jest prowadzone głębiej przez znakowanie skóry, poszukaj połysku płaszczyzny powięziowej nad kością jarzmową lub powierzchowną częścią mięśnia żwaczego. W tym momencie utrzymuj płaszczyznę tkanki i przenoś ją wyżej w kierunku krawędzi oczodołu za pomocą igły Colorado do cięcia (Rysunek 7A).
UWAGA: W celu identyfikacji ILG najłatwiej jest wykonać tę część sekcji nad głową ILG, która jest zwykle dolna od przedniego rąbka oka. - Po zidentyfikowaniu i nacięciu torebki otaczającej ILG należy zidentyfikować brązową tkankę ILG. Widoczna będzie tylko przednia część głowy ILG (Rysunek 7B). Jednak głowa może być śledzona przyśrodkowo, gdy przechodzi pod łukiem jarzmowym i przechodzi w ogon (Rysunek 7C).
- Użyj nożyczek do tenotomii, aby przeciąć przegrodę oczodołową wzdłuż dolnej krawędzi, odsłaniając bardziej tylną część ogona ILG. Po zidentyfikowaniu płaszczyzny tkanki rozciągnij sekcję do tyłu wzdłuż całej linii nacięcia (Rysunek 7D).
UWAGA: Przewód ILG przechodzi przez dolną włóknistą tkankę łączną, aby wejść do dolnej przestrzeni spojówkowej w skroniowym aspekcie powieki. Na tylnym brzegu ogon ILG może mieć różne konfiguracje anatomiczne. Czasami kończy się niżej od tylnego (bocznego) cantu, podczas gdy w innych sekcjach rozciąga się wyżej wokół orbity skroniowej. - Zachowaj szczególną ostrożność, aby zapobiec przypadkowemu uszkodzeniu dopływu krwi, który ILG otrzymuje z gałęzi tętnicy szyjnej. Dopływ krwi można zobaczyć podczas tej części sekcji (Ryc. 7E).
- W przypadkach, gdy ogon kończy się pod tylnym (bocznym) kątem, może być konieczne przecięcie skroniowej części mięśnia czołowo-skórnego w celu odsłonięcia ogona ILG, który leży wzdłuż kości jarzmowej.
- Po odizolowaniu i odsłonięciu całego ILG należy go usunąć. Ze względu na duży rozmiar często lepiej jest przeciąć gruczoł na pół nożyczkami i usunąć głowę oddzielnie od ogona.
- Postępuj bardzo ostrożnie podczas zdejmowania głowy ILG, ponieważ leży ona bezpośrednio w sąsiedztwie dużej zatoki żylnej na oczodole. Chociaż krwawienie z tej struktury podczas resekcji chirurgicznych nie wystąpiło, należy zastosować wystarczającą ilość środków hemostatycznych, aby zmniejszyć to ryzyko.
- Po usunięciu całej tkanki gruczołu zamknij głęboką płaszczyznę tkanki łącznej wieloma przerwanymi szwami z politereftalanu etylenu 5-0. Zamknij mięśnie powierzchowne i skórę za pomocą biegnącego szwu 6-0 polyglactin 910 (Rysunek 7F) za pomocą kleszczy do tkanek 0,3 i wkrętaka igłowego.
6. Opieka pozabiegowa
- Rozłóż zwierzęta na plecach i oczyść miejsca operowane sterylną wodą.
- Zastosuj miejscowy antybiotyk okulistyczny i maść steroidową (neomycyna, polimyksyna, bacytracyna i hydrokortyzon) na nacięcia. Kontynuuj tę aplikację dwa razy dziennie przez 2 dni.
- Wykonać podskórne wstrzyknięcie 20 ml soli fizjologicznej w łopatki za pomocą igły 26 G.
- Podawać podskórnie buprenorfinę 0,01 mg/kg lub ketoprofen 3 mg/kg w celu kontroli bólu za pomocą strzykawki o pojemności 1 cm3 i igły 30 G.
UWAGA: Zwierzęta powinny powrócić do normalnego spożycia i aktywności w ciągu 1-2 dni. Króliki należy badać co najmniej raz w tygodniu pod kątem klinicznych objawów zakażenia, o których świadczy postępujący obrzęk, ból, rumień, kaloryczność lub ropna wydzielina w miejscach nacięć. Należy również obserwować zwierzęta, aby upewnić się, że nie zaczną drapać miejsc nacięć/linii szwów. Pomocne w tym zakresie może być przycięcie wszystkich pazurów przed dacryoadenektomią. W przypadku zaobserwowania zarysowania linii nacięcia można zastosować standardowe kołnierze ochronne, aby zapobiec samookaleczeniom. - Odwróć znieczulenie.
- Usuń utrzymywacz dróg oddechowych, gdy zwierzę zareaguje na bodźce i zacznie wykazywać spontaniczne żucie, ale zanim osoba utrzymująca drogi oddechowe może zostać uszkodzona.
- Monitoruj zwierzęta przez około 1-2 godziny lub do momentu, gdy całkowicie wyzdrowieją ze znieczulenia, o czym świadczy spontaniczny ruch w klatkach.
- Oceń zwierzęta pod kątem bólu i odpowiednio traktuj.
- Pozwól zwierzętom dojść do siebie przez co najmniej 1 tydzień po zabiegu chirurgicznym przed podjęciem jakichkolwiek pomiarów klinicznych DED.
Wyniki
Opisana tutaj kompletna metoda dacryoadenektomii została przeprowadzona na 8 zwierzętach. Wymaga ona umiarkowanego poziomu umiejętności chirurgicznych. Średni czas operacji w przypadku zabiegu obustronnego wynosił około 2,2 h, z wyłączeniem usunięcia błony nictitującej, które wykonano osobno i trwało <10 minut. Nie odnotowano żadnych zgonów ani powikłań śródoperacyjnych, a żaden królik nie wymagał żadnej pomocy hemostatycznej poza umiarkowaną kauteryzacją.
Zastosowane podejście chirurgiczne skutecznie wywołało zespół suchego oka we wszystkich badanych oczach. Zostało to potwierdzone przez panel klinicznych i laboratoryjnych markerów DED (Tabela 1). W ciągu 8 tygodni obserwacji średni TBUT uległ obniżeniu o ponad 75% w stosunku do poziomów przedoperacyjnych (p < 0,0001 dla wszystkich punktów czasowych). Podobnie, wynik testu Schirmera spadł o około 50% i utrzymywał się na tym poziomie przez 8 tygodni obserwacji; nie odnotowano tendencji do regeneracji w okresie monitorowania. Po operacji osmolarność łez wzrosła o 10%, co jest zgodne z obrazem DED, a stan ten utrzymywał się przez co najmniej 8 tygodni po zabiegu. Barwienie rogówki różą bengalską również nasiliło się i nie wykazało oznak ustępowania w ciągu 8 tygodni obserwacji (Rysunek 8). We wszystkich oczach poddanych całkowitej dacryoadenektomii stwierdzono wyraźną redukcję liczby komórek kubkowych oraz zmiany nabłonkowe charakterystyczne dla suchego oka (cytologia z odcisku spojówki).
Rycina 1: Anatomia gruczołu łzowego królika (prawe oko). Orbitalna część górnego gruczołu łzowego (OSLG) składa się z większej części orbitalnej i mniejszego komponentu powiekowego. Większy dolny gruczoł łzowy (ILG) składa się z części przedniej (głowowej) i tylnej (ogonowej). Osie współrzędnych przedstawiają terminologię stosowaną we wszystkich opisach orientacji w tekście. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rysunek 2: Lokalizacja głowy ILG. Widok boczny prawej strony twarzy po usunięciu futra. Wypukłość konturu skóry (wskazana grubymi strzałkami) poniżej przedniej części oczodołu wskazuje lokalizację głowy ILG, która w tym miejscu znajduje się na powierzchni zewnętrznej kości jarzmowej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 3: Dołkowe gruczoły łzowe. (A) Prawy dolny gruczoł łzowy (ILG) po barwieniu błękitem Evansa, wykazujący bliskie sąsiedztwo ogona ILG (czerwona strzałka) bezpośrednio przyśrodkowo względem kości jarzmowej (czarna strzałka) i poniżej gałki ocznej. (B) Produkcja łez z powiekowej części górnego gruczołu łzowego (PSLG). Zdjęcia z odstępami czasowymi wykonane po miejscowym zastosowaniu 2% fluoresceiny. Płyn wodnisty wypływający z PSLG rozcieńcza początkowo ciemnoniebieski lub czarny barwnik fluoresceinowy, zmieniając jego kolor na jaskrawo żółto-zielony (podobnie jak w teście Seidela). (C) Położenie dołkowej części górnego gruczołu łzowego (OSLG) w czaszce królika, znajdujące się blisko linii środkowej czaszki (linia przerywana) w obrębie wcięcia tylnego (strzałka). Błękit Evansa został wstrzyknięty do OSLG i powiekowej części górnego gruczołu łzowego. (D) Przekrój histologiczny przez główny przewód wydalniczy OSLG otoczony niewielką ilością tkanki gruczołowej (strzałka) widoczny na tym histopatologicznym przekroju poprzecznym zabarwionym hematoksyliną i eozyną, wykonanym przez tylny (skroniowy) odcinek górnej powieki prawej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 4: Przygotowanie pola operacyjnego. (A) Panel górny lewy: Usuwanie długiego futra za pomocą nożyczek. Całe pozostałe krótkie futro jest następnie usuwane za pomocą łagodnego kremu do depilacji. Panel górny prawy: Końcowy wygląd po całkowitym usunięciu futra, który umożliwia wykonanie oznaczeń chirurgicznych oraz wysokiej jakości badania USG gruczołu łzowego wewnętrznego (ILG). (B) Pokazano odpowiednie oznaczenia chirurgiczne prawego obszaru okołogałkowego; w tym przykładzie nacięcia do usunięcia gruczołu łzowego zewnętrznego (OSLG) i wewnętrznego (ILG) zostały połączone w jedno długie nacięcie łukowate. Lokalizacja tylnego wcięcia jest zaznaczona małym kreskowaniem na oznaczeniu miejsca nacięcia łukowatego (strzałka). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 5: Usunięcie OSLG. (A) Miejsca operacyjne są infiltrowane środkiem znieczulającym w proporcji 50:50 mieszanki 2% lidokainy z epinefryną 1:100 000 i 0,5% bupiwakainy, która jest wstrzykiwana w górną powiekę oraz wzdłuż linii nacięcia w celu zminimalizowania dyskomfortu podczas procedury. (B) Igła do mikrodissekcji Colorado jest używana do nacięcia skóry i powierzchownych warstw mięśniowych wzdłuż wcześniej wyznaczonych miejsc nacięcia chirurgicznego. W celu ułatwienia stworzenia płaszczyzny dyssekcji zastosowano delikatną trakcję rany. Małe, punktowe wypalenia (strzałka) wykonano igłą Colorado w równych odstępach wzdłuż linii nacięcia, aby pomóc w optymalnym dopasowaniu tkanek podczas zamykania rany. (C) OSLG zostaje odsłonięte po zmobilizowaniu tkanek pokrywających tylne nacięcie (strzałka). Torebka gruczołu została nacięta. OSLG można wypchnąć, wywierając nacisk przyśrodkowy na gałkę oczną, co ułatwia jego usunięcie. (D) Pęseta służy do uchwycenia OSLG i jego delikatnego usunięcia z głębszej pozycji w obrębie oczodołu poprzez tylne nacięcie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 6: Usunięcie powiekowego górnego gruczołu łzowego (PSLG) i przewodu wydzielniczego. (A) Po wywinięciu górnej powieki, kulista część PSLG zostaje uchwycona pęsetą i oddzielona od tarczki powieki za pomocą nożyczek. Przyłożenie trakcji do PSLG za pomocą pęsety jest kluczowe dla utrzymania płaszczyzny chirurgicznej. (B) Disekcja PSLG i głównego przewodu łzowego jest prowadzona górnie w kierunku brzegu oczodołu, wykorzystując ostrą disekcję i ciągłą trakcję tkanek gruczołu i przewodu w celu utrzymania odpowiedniej płaszczyzny chirurgicznej. Disekcja powinna postępować do miejsca, w którym usunięto OSLG. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 7: Usunięcie ILG. (A) Skórę i mięśnie powierzchowne nacinamy, aż do osiągnięcia płaszczyzny powięziowej nad kością jarzmową lub powierzchowną częścią mięśnia żwacza. Głowa ILG jest zazwyczaj wyraźnie widoczna jako niewielkie uwypuklenie znajdujące się pod przednim limbusm. (B) Torebkę włóknistą ILG nacinamy nożyczkami, odsłaniając ILG. Po nacięciu torebki głębsze części gruczołu można łatwo usunąć. (C) Najbardziej zewnętrzna część głowy ILG spoczywająca na kości jarzmowej została odsłonięta i odgięta do przodu, ukazując leżącą pod nią kość jarzmową. (D) Nacięcie przegrody ocznej wzdłuż dolnej krawędzi odsłania ogon ILG. (E) Gałąź tętnicy szyjnej zewnętrznej doprowadza krew do ogona ILG (strzałka). (F) Wygląd po zamknięciu nacięć skóry po całkowitej dacryoadenektomii. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 8: Barwienie powierzchni rogówki różą bengalską. Zdjęcie zewnętrzne wykazujące wyraźne barwienie, najbardziej widoczne w kwadrancie nosowym. Wszystkie oczy poddane całkowitej dacryoadenektomii rozwinęły podobne zmiany, które były widoczne w 1 tygodniu po operacji i utrzymywały się przez co najmniej 6 tygodni. Należy zauważyć, że odblask światła z pierścieniowego lampy błyskowej wykazuje zniekształcenie wynikające z suchej powierzchni oka, co demonstruje, jak zespół suchego oka może negatywnie wpływać na widzenie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
| Dacryoadenektomia | ||
| średnia ± SEM; n = 16 oczu | ||
| Wartość wyjściowa | Tydzień 2 | |
| Czas przerwania filmu łzawego, s | 60.0 ± 0.0 | 4.5 ± 1.2 |
| p < 0.0001 | ||
| Osmolarność łez, mOsm | 291.2 ± 3.7 | 315.3 ± 5.5 |
| p = 0,001 | ||
| test Schirmera, mm | 18.3 ± 1.3 | 10.5 ± 1.6 |
| p = 0,0006 | ||
| róż bengalowa, zmodyfikowana skala NEI | 0.0 ± 0.0 | 4.28 ± 0.6 |
| p < 0.0001 | ||
| Obsługiwany kontrapoziom bazowy: Dacryoadenektomia: TBUT, p < 0,0001; osmolarność łez, p < 0,001; test Schirmera, p < 0,0006) oraz bengałą różową. | ||
Tabela 1: Parametry zespołu suchego oka w 2. tygodniu po operacji.
Dyskusja
DED dzieli się na dwie główne grupy w zależności od wpływu na stabilność filmu łzowego: niedobór wody łzowej (zmniejszona produkcja wodnego składnika filmu łzowego; ~20% DED) i parowanie (zwiększone parowanie filmu łzowego; ~50% DED). Około 30% pacjentów z DED wykazuje dowody na oba (mieszane DED). Stan zapalny jest podstawowym mechanizmem SED, do którego zbiegają się jego różnorodna etiologia 13,14. Nasza metoda modeluje DED z niedoborem wody.
Jak wspomniano wcześniej, ważnymi pierwszymi krokami w odtwarzaniu naszej metody jest docenienie drobnych punktów anatomii gruczołów łzowych oczodołu (LG) królika i uniknięcie nieporozumień spowodowanych różnorodną, a czasem sprzeczną terminologią anatomiczną. Atlas anatomiczny autorstwa Popesko i wsp.11 jest niezwykle dokładny. Dla tych, którzy nie czują się komfortowo z anatomią królika, sekcja próbek z sekcji zwłok zapewnia łatwe zapoznanie się z tymi strukturami i pomaga w ich chirurgicznym usunięciu u żywych okazów.
Krytyczne porady dotyczące pomieszczeń i aklimatyzacji zwierząt zostały zamieszczone w naszej publikacjitowarzyszącej 12. W tym samym artykule przedstawiono również przydatne uwagi do oznaczania parametrów DED stosowanych w obu metodach.
W przeciwieństwie do poprzedniej metody12, ta wymaga wyższego poziomu umiejętności chirurgicznych ze względu na zakres i bardziej inwazyjny charakter technik potrzebnych do usunięcia LG. Największym ryzykiem podczas tych resekcji jest katastrofalne krwawienie spowodowane uszkodzeniem głównych naczyń krwionośnych, które znajdują się w bliskiej odległości od LG, takich jak gałęzie tętnicy szyjnej. Można tego uniknąć, odpowiednio wizualizując każdy LG i jego marginesy w polu operacyjnym. Wreszcie, nadgorliwe usuwanie błony chłonnej może prowadzić do wypadnięcia gruczołu Hardera, co może zakłócić ocenę filmu łzowego.
Należy zachować ostrożność, aby zminimalizować ilość zaburzeń spojówek po usunięciu PSLG, nowego aspektu naszej metody, który poprawia odtwarzalność i zwiększa nasilenie DED. Zaskakująco łatwo jest ustalić płaszczyznę preparacji i przenieść ją z powrotem do górnego grzbietu oczodołu, o ile do tkanek zostanie zastosowana przyczepność. Pocieszające jest to, że można zobaczyć ślady kauteryzacji po obcięciu OSLG; Potwierdzają one całkowite usunięcie głównego przewodu wydalniczego gruczołu.
Usunięcie ILG w całości również wiąże się z wyzwaniami. Najpierw odizoluj głowę gruczołu, ponieważ jest to najłatwiejsza część do wizualizacji. Cała głowa tkanki gruczołu łatwo oddziela się od otaczających tkanek; należy jednak zachować pewną ostrożność, aby zapobiec uszkodzeniu dużej zatoki żylnej, która leży przyśrodkowo do głowy ILG. Ogon ILG może być następnie śledzony z powrotem, gdy przechodzi pod kością jarzmową. Większość ogona jest łatwa do odizolowania. Jednak najbardziej tylny aspekt ogona może okazać się trudniejszy ze względu na zmienną anatomię i bliskość średniej wielkości gałęzi tętnicy szyjnej. Staranna sekcja powinna pozwolić na wyraźne zobaczenie wszystkich brzegów ILG, co ułatwi jej całkowite usunięcie. Badacz powinien być przygotowany do przeprowadzenia sekcji z większą dokładnością w przypadkach, gdy ogon gruczołu kończy się pod bocznym kantem, jak wyjaśniono we wcześniejszym omówieniu anatomii gruczołów łzowych. Warto zauważyć, że autorzy nigdy nie byli w stanie zidentyfikować żadnej części OSLG podczas preparowania ILG przez krzywoliniowe nacięcie wzdłuż kuli skroniowej i dolnej. Chociaż jest to technicznie możliwe, takie podejście chirurgiczne niesie ze sobą zbyt duże ryzyko poważnego krwawienia. Zbliżanie się do OSLG przez tylne wgłębienie okazuje się znacznie bezpieczniejsze.
Można zobaczyć, jak przewód wydalniczy ILG przenika przez dolną płaszczyznę powięzi, gdy przechodzi do dolnej sklepienia spojówkowego. Czasami widoczne są tu również małe zraziki tkanki przypominającej gruczoły, które można ostrożnie usunąć.
Bardzo pomocne jest zachowanie kolejności resekcji LG, jak pokazano tutaj. Jeśli ILG zostanie usunięta jako pierwsza, izolacja OSLG staje się technicznie znacznie trudniejsza. Głównym powodem jest to, że po usunięciu ILG OSLG nie może być łatwo wypadnięty, a tym samym zidentyfikowany.
Istotną zaletą naszego modelu jest to, że może być "modułowy". Innymi słowy, stopień DED indukowany przez dacryoadenektomię można skalibrować tak, aby służył potrzebom eksperymentalnym. Na przykład, resekcja wszystkich LG spowodowałaby maksymalne DED, ale resekcja tylko SLG spowodowałaby najłagodniejszą postać DED i resekcja tylko ILG wywołałaby chorobę o średnim nasileniu.
Nasze podejście, które podsumowuje odrębne zdarzenie patofizjologiczne polegające na zmniejszonej produkcji łez, oferuje dodatkowe korzyści w porównaniu z już opisanymi metodami. Krótko mówiąc, żaden inny model chirurgiczny nie wyeliminował wytwarzania łez przez wszystkie oczodołowe LG 5,6,7,15,16; w tym przywspółczulne odnerwienie LG17 i farmakologiczne zahamowanie produkcji łez18,19, przy czym te dwa ostatnie mają swoje niezamierzone skutki jako znaczące czynniki zakłócające. Wreszcie, model ten minimalizuje główny błąd systematyczny zależny od badacza, a mianowicie niepełną resekcję LG, ponieważ technika chirurgiczna zapewnia ich pełną wizualizację; Pomaga w tym fakt, że nie jest wymagana hemostaza inna niż kauteryzacja.
Badacz powinien mieć świadomość, że całkowita resekcja wszystkich oczodołowych LG nie powoduje całkowitego braku łez i na przykład nie należy oczekiwać, że wartości testu łez Schirmera zbliżające się do zera będą bliskie. Wynika to z faktu, że zawsze istnieją inne źródła płynu łzowego, takie jak dodatkowe LG Wolfringa i Krausego oraz wyciek osocza z naczyń spojówkowych 20,21,22. Z eksperymentalnego punktu widzenia powinno to być postrzegane jako pozytywny aspekt metody, ponieważ utrzymuje ona powierzchnię oka; Całkowita kseroftalmia całkowicie zniszczyłaby rogówkę, negując użyteczność modelu. Dodatkowo, w swoim obecnym wcieleniu, model ten oferuje doskonałą okazję do zbadania takich mechanizmów kompensacyjnych i transportu płynów przez te mniejsze przedziały.
Podsumowując, przedstawiono specyfikę nowatorskiej i wszechstronnej metody indukowania DED z niedoborem wody, która nadaje się do badania fizjologii łez, patogenezy DED i badania środków terapeutycznych opracowywanych dla tego wskazania.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów, z wyjątkiem BR, który posiada udziały w Medicon Pharmaceuticals, Inc. i Apis Therapeutics, LLC; oraz LH, pracownik Medicon Pharmaceuticals, Inc. posiadający udziały w Apis Therapeutics, LLC.
Podziękowania
Dziękujemy za wsparcie finansowe z grantu Targeted Research Opportunities od Stony Brook University School of Medicine oraz grantu badawczego od Medicon Pharmaceuticals, Inc., Setauket, NY. Dziękujemy Michele McTernan za wsparcie redakcyjne.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| acepromazyna, Aceproinj | Henry Schein Animal Health, Dublin, OH | NDC11695-0079-8 | 0,1 ml / kg wstrzyknięcie podskórne do uspokojenia królika |
| waporyzator anestezjologiczny | VetEquip, Pleasanton, CA | Pozycja # 911103 | Protokół 4.8 |
| torba do krępowania zwierząt | Henry Schein Animal Health, Dublin, OH | Jorvet J0170 | Użyj torby o odpowiednim rozmiarze. |
| bupiwakaina, 0,5% | Hospira Inc, Lake Forest IL | NDC: 0409-1162-02 | Zmieszana 50:50 z 2% lidokainą z 1:100 000 epinefryną do infiltracji miejsc nacięć, protokół 5.1 |
| buprenorfina | Henry Schein Animal Health, Dublin, OH | 0,01 mg/kg, do opieki pozabiegowej, 6.1.4 | |
| jednostka kauteryzacji, wysokotemperaturowa, zasilana bateryjnie | Medline Industries Inc, Northfield, IL | REF ESCT001 | Mieć pod ręką w przypadku krwawienia, protokół 2.7 |
| maszynka do strzyżenia, Wahl Mini Arco | Henry Schein Animal Health, Dublin, OH | No. 022573 Nożyce | akumulatorowe do usuwania sierści, protokół 4.2 |
| Igła Colorado | Stryker Craniomaxillofacial, Kalamazoo, MI | N103A | Stosowanie z jednostką elektrochirurgiczną do wykonywania nacięć, protokół 5.1 i 5.3 |
| jednostka elektrochirurgiczna z monopolarną płytką kauteryczną | Valleylab, Boulder, CO | Force FXc | Stosowanie z jednostką elektrochirurgiczną do wykonywania nacięć, protokół 5.1 i 5.3 |
| fluoresceina, Ak-Fluor 10% | AKRON, Lake Forest, IL | NDC17478-253 | Rozcieńczony do 0,2% z PBS do pomiaru TBUT, pomiar parametrów suchego oka, protokół 3.1 |
| foceps, zakrzywiony opatrunek | Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ | Storz E1406 | delikatne ząbkowane kleszcze opatrunkowe |
| , 0,3 | Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ | ET6319 | Do usuwania błony niktacyjnej, kleszcze protokołu 2.5 |
| , Bishop Harmon | Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ | E1500-C | Użyj kleszczyków zębatych do dacryoadenektomii, protokół 5.1 i 5.2 |
| balsam do usuwania włosów, Nair | Powszechnie dostępny | Zmiękczający olejek dla niemowląt | Krem do włosów Dipilitory do skóry wrażliwej, protokół 4.2 |
| izofluran | Henry Schein Animal Health, Dublin, OH | 29405 | Możliwa alternatywna sedacja, protokół 4.7 |
| Cewnik dożylny, Terumo Surflo ETFE 24-gauge | Terumo, Tokio, Japonia; dostępny w Fisher Sci., VWR, McKesson itp. | SR-OX2419CA | o rozmiarze 25 dla mniejszych królików; protokół 4.6 |
| ketamina | Henry Schein Animal Health, Dublin, OH | NDC 11695-0701-1; NADA 200-055 | 15 mg/kg, protokół 4.7 |
| ketoprofen | Hospira, Inc., Lake Forest, IL | 3 mg/kg, do opieki pozabiegowej, 6.1.4 | |
| maska krtaniowa dróg oddechowych | Docsinnovent Ltd, Londyn, Wielka Brytania | Vgel R3 | Protokół 4.8 |
| wziernik pokrywy, drut | Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ | Barraquer SUH01 | Do usuwania błony niktacyjnej, protokół 2.4 |
| lidokaina 2% z epinefryną 1:100 000; 50:50 mieszanina | Hospira Inc, Lake Forest IL | NDC 0409-3182-02 | Wstępna obróbka przed usunięciem błon niktycyjnych, protokół 2.4 |
| lidokaina, bez konserwantów | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO | L5647 | 1% w PBS dla środka znieczulającego, do aplikacji na oko, protokół 2.4 |
| mikropipeta | Eppendorf | Research Plus 100 uL | Do stosowania lidokainy bez konserwantów do oka, protokół 2.4 |
| Końcówki do mikropipet | World Wide Medical Products | 41071052 | Do aplikacji lidokainy bez konserwantów do oka, urządzenie monitorujące protokół 2.4 |
| , wieloparametrowe | SurgiVet, Waukesha, WI | V9201 | Do monitorowania parametrów życiowych, protokół 4.9 |
| igła, BD o rozmiarze 26 | , Franklin Lakes, NJ | REF 305115 | Do wstrzykiwania lidokainy/epinefryny, protokół 2.3 i igła 2.5 |
| , rozmiar 30 | BD, Franklin Lakes, NJ | REF 305106 Do | infiltracji miejsc nacięć; rozmiar strzykawki i igły nie jest krytyczny, Protokół 5.1 |
| Wskazówki dotyczące osmolarności | TearLab Corp., San Diego, CA | #100003 REV R | Pomiar osmolarności łez parametrów suchego oka, protokół 3.1 |
| osmometr | TearLab TearLab Corp., San Diego, CA | Model#200000W REV A | Pomiar osmolarności łez, pomiar parametrów suchego oka, protokół 3.1 |
| roztwór jodu powidonu | Medline Industries Inc, Northfield, IL | PVP Prep Solution, NDC: 53329-939-04, REF MDS 093944 | Aby utrzymać sterylne pole, protokół 4.11 |
| królik, Nowa Zelandia White | Charles River Labs, Waltham, MA (NZW) | 2-3 kg | Zwierzęta badawcze |
| Różowa plama bengalska | Amcon Laboratories Inc., St. Louis, MO | NDC51801-004-40 | 1% w PBS, do barwienia powierzchni oka, pomiaru parametrów suchego oka, protokół 3.1 |
| sól fizjologiczna, normalna | B. Braun Medical, Irvine, CA | REF R5200-01 | Do opieki pozabiegowej, protokół 6.1.3 |
| Paski testowe łez Schirmera | Eaglevision, produkty Katena. Denville, NJ | AX13613 | Pomiar produkcji łez, pomiar parametrów suchego oka, nożyczki protokołu 3.1 |
| , Vannas | McKesson Medical-Surgical, San Francisco, CA | Miltex 2-130 | do dakrioadenektomii, nożyczki protokołu 5.1 i 5.2 |
| , tenotomia Westcotta | McKesson Medical-Surgical, San Francisco, CA | Miltex 18-1480 | Do usunięcia błony niktacyjnej, protokół 2.7 |
| maska przeciwgazowa | DRE Weterynarz, Louisville, KY | #1381 | Możliwa alternatywna sedacja, protokół 4.7 |
| długopis do znakowania chirurgicznego | Medical Action Industries, Arden, ND | REF 115 | Protokół 4.2 |
| szwy, 5-0 Mersilene | Ethicon US, LLC | Szwy z politereftalanu etylenu, stosowane do głębokiego zamykania tkanki łącznej, protokół 5.3.11 | |
| szwy, Vicryl 6-0 | Ethicon US, LLC | Nici poliglaktyny 910, stosowane do powierzchownego zamykania mięśni i skóry, strzykawka protokołu 5.3.11 | |
| , 1 cc | BD, Franklin Lakes, NJ | ref 309659 | Do wstrzykiwań lidokainy/epinefryny, strzykawka protokołu 2.3 i 2,5 |
| , 5 cc | BD, Franklin Lakes, NJ | REF 309603 | Do naciekania miejsc nacięć; rozmiar strzykawki i igły nie są krytyczne, protokół 5.1 |
| kleszcze tkankowe, 0,8 mm Graefe | Roboz Surgical Store, Gaithersburg, MD | RS-5150 | Zakrzywione kleszcze Wecka |
| miejscowa maść antybiotykowa (neomycyna, polimyksyna, bacytracyna i hydrokortyzon) | Bausch and Lomb, Tampa, FL | NDC 24208-785-55 | Stosowany po usunięciu błony niktacyjnej, protokół 2.8 oraz do opieki pozabiegowej, protokół 6.1.2 |
| żel ultradźwiękowy | Parker Laboratories, Inc., Fairfield, NJ | Aquasonic 100 | Aby zapewnić kontakt elektryczny z monopolarną płytką kauteryczną, protokół 4.5 |
| ksylazyna | Henry Schein Animal Health, Dublin, OH | NADA: 139-236 | 1 mg/kg, protokół 4.7 |
Bibliografia
- Gillan, W. D. H. Tear biochemistry: A review. South African Optometrist. 69 (2), 100-106 (2010).
- Conrady, C. D., Joos, Z. P., Patel, B. C. Review: The Lacrimal Gland and Its Role in Dry Eye. Journal of Ophthalmology. 2016, 7542929(2016).
- Schechter, J. E., Warren, D. W., Mircheff, A. K. A lacrimal gland is a lacrimal gland, but rodents' and rabbits' are not human. Ocular Surface. 8 (3), 111-134 (2010).
- Shinomiya, K., Ueta, M., Kinoshita, S. A new dry eye mouse model produced by exorbital and intraorbital lacrimal gland excision. Scientific Reports. 8 (1), 1483(2018).
- Bhattacharya, D., et al. Tear Production After Bilateral Main Lacrimal Gland Resection in Rabbits. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 56 (13), 7774-7783 (2015).
- Chen, Z. Y., Liang, Q. F., Yu, G. Y. Establishment of a rabbit model for keratoconjunctivitis sicca. Cornea. 30 (9), 1024-1029 (2011).
- Li, N., et al. Establishment of the mild, moderate and severe dry eye models using three methods in rabbits. BioMed Central Ophthalmology. 13, 50(2013).
- Honkanen, R., et al. A New Rabbit Model of Chronic Dry Eye Disease Induced by Complete Surgical Dacryoadenectomy. Current Eye Research. , 1-10 (2019).
- Nisha, S., Deepak, K. An Insight Into Ophthalmic Drug Delivery System. International Journal of Pharmaceutical Studies and Research. 3 (2), 9-13 (2012).
- Davis, F. A. The Anatomy and Histology of the Eye and Orbit of the Rabbit. Transactions of the American Ophthalmological Society. 27, (1929).
- Popesko, P., Rajitova, V., Horak, J. Rabbit - Guinea Pig. A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. 1, Saunders. Philadelphia, PA. (1992).
- Honkanen, R. A., Huang, L., Rigas, B. A rabbit model of aqueous-deficient dry eye disease induced by concanavalin A injection into the lacrimal glands: Application to drug efficacy studies. Journal of Visualized Experiments. , e59631(2019).
- Wei, Y., Asbell, P. A. The core mechanism of dry eye disease is inflammation. Eye & Contact Lens. 40 (4), 248-256 (2014).
- Pflugfelder, S. C., de Paiva, C. S. The Pathophysiology of Dry Eye Disease: What We Know and Future Directions for Research. Ophthalmology. 124 (11S), S4-S13 (2017).
- Gilbard, J. P., Rossi, S. R., Gray, K. L. A new rabbit model for keratoconjunctivitis sicca. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 28 (2), 225-228 (1987).
- Odaka, A., et al. Efficacy of retinol palmitate eye drops for dry eye in rabbits with lacrimal gland resection. Clinical Ophthalmology. 6, 1585-1593 (2012).
- Toshida, H., Nguyen, D. H., Beuerman, R. W., Murakami, A. Evaluation of novel dry eye model: preganglionic parasympathetic denervation in rabbit. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (10), 4468-4475 (2007).
- Burgalassi, S., Panichi, L., Chetoni, P., Saettone, M. F., Boldrini, E. Development of a simple dry eye model in the albino rabbit and evaluation of some tear substitutes. Ophthalmic Research. 31 (3), 229-235 (1999).
- Xiong, C., et al. A rabbit dry eye model induced by topical medication of a preservative benzalkonium chloride. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (5), 1850-1856 (2008).
- Shiue, M. H., et al. Pharmacological modulation of fluid secretion in the pigmented rabbit conjunctiva. Life Science. 66 (7), 105(2000).
- Li, Y., et al. Rabbit conjunctival epithelium transports fluid, and P2Y2(2) receptor agonists stimulate Cl(-) and fluid secretion. American Journal of Physiology: Cell Physiology. 281 (2), C595-C602 (2001).
- Dartt, D. A. Regulation of mucin and fluid secretion by conjunctival epithelial cells. Progress in Retinal and Eye Research. 21 (6), 555-576 (2002).
Przedruki i uprawnienia
