Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model przedkliniczny do oceny regeneracji mózgu po ostrym udarze mózgu u szczurów

8.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60166

⸱

6 listopada 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Beijing Yinfeng Dingcheng Biological Engineering Technology Ltd., 2Hulunbuir People's Hospital, 3Shandong Qilu Stem Cell Engineering Co. Ltd.

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Celem tego badania jest stworzenie i walidacja modelu zwierzęcego do badań w fazach odzyskiwania i następstwa niedokrwienia mózgu poprzez testowanie zawału mózgu i funkcji sensomotorycznych po okluzji/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu (MCAO/R) po 1-90 dniach u szczurów.

Streszczenie

Celem tego badania było stworzenie i walidacja modelu niedokrwienia mózgu zwierzęcia w fazie rekonwalescencji i następstwa. Wybrano model niedrożności/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu (MCAO/R) u samców szczurów Sprague-Dawley. Zmieniając masę ciała szczura (260−330 g), typ gwintowanej (2636/2838/3040/3043) i czas zawału mózgu (2-3 h), wyższy wynik Longa, większą objętość zawału i większy wskaźnik sukcesu modelu zostały przebadane przy użyciu skali Longa i barwienia TTC. Optymalny stan modelu (300 g, śruba gwintowana 3040, czas zawału mózgu 3 godziny) uzyskano i wykorzystano w okresie obserwacji 1-90 dni po reperfuzji poprzez ocenę funkcji sensomotorycznych i objętości zawału. W tych warunkach obustronny test asymetrii miał istotną różnicę od 1 do 90 dni, a test chodzenia po siatce miał istotną różnicę od 1 do 60 dni; Obie różnice mogą być odpowiednim sensomotorycznym testem funkcjonalnym. W ten sposób znaleziono najbardziej odpowiedni stan nowego modelu szczurzego w fazie rekonwalescencji i następstwa niedokrwienia mózgu: 300 g szczurów, które przeszły MCAO ze śrubą gwintowaną 3040 na 3-godzinny zawał mózgu, a następnie uległy reperfuzji. Odpowiednimi sensomotorycznymi testami funkcjonalnymi były obustronny test asymetrii oraz test chodzenia po siatce.

Wprowadzenie

Niedokrwienie mózgu dzieli się na trzy etapy z różnymi wskaźnikami po udarze: etap ostry (w ciągu 1 tygodnia), etap rekonwalescencji (od 1 tygodnia do 6 miesięcy) i etap następstw (ponad 6 miesięcy). Obecnie większość badań koncentruje się na ostrym stadium niedokrwienia mózgu ze względu na jego znaczący wpływ i wieloaspektowe modele badawcze1,2,3. Jednak etapy rekonwalescencji i następstw niedokrwienia mózgu nie mogą być ignorowane ze względu na ich długotrwałe powikłanie niepełnosprawności. Dlatego celem tego badania jest zbadanie stabilnego, niezawodnego i stosunkowo prostego modelu zwierzęcego do badania etapów odzyskiwania i następstw niedokrwienia mózgu.

Wśród wielu eksperymentalnych modeli niedokrwienia mózgu, używamy okluzji tętnicy środkowej mózgu (MCAO) poprzez wprowadzenie gwintowanej do prawej tętnicy środkowej mózgu (MCA). Ten model jest podobny do ludzkiego udaru, który może powodować większe objętości zawału, powodować wiele zaburzeń behawioralnych związanych z udarem i może umożliwiać reperfuzję krwi (R) poprzez usunięcie gwintu4,5,6. MCAO/R jest również uważany za złoty standard zwierzęcego modelu niedokrwienia mózgu7. Co więcej, stopień uszkodzenia mózgu zależy od średnicy i długości wkręcenia gwintowanej, czasu trwania niedokrwienia mózgu i wagi zwierzęcia (większe szczury mają większe mózgi i grubsze naczynia mózgowe)8. Dlatego, zmieniając typ gwintowanej, czas zawału i wagę szczura, można znaleźć odpowiedni model dla etapów odzyskiwania i następstw niedokrwienia mózgu u szczurów MCAO / R. Aby zweryfikować model szczurzy, przeprowadziliśmy 1-dniowe, 35-dniowe, 60-dniowe i 90-dniowe badanie modelu MCAO/R przy użyciu barwienia TTC i eksperymentów funkcji sensomotorycznych (test obustronnej asymetrii, test chodzenia po siatce, test rotarodu i test liny do podnoszenia).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedura i wykorzystanie zwierząt zostało zatwierdzone przez Narodowy Instytut Zdrowia do opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Protokół ten jest specjalnie dostosowany do testów niedrożności/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu (MCAO/R) i funkcji sensomotorycznych.

1. Eksperymentalne projektowanie i grupowanie

  1. Użyj szczurzego modelu MCAO/R do badania przesiewowego metody modelu niedokrwiennego mózgu szczura z poważniejszym uszkodzeniem mózgu i większym wskaźnikiem sukcesu modelu przy użyciu skali Longa i barwienia TTC.
    1. Eksperyment należy przeprowadzić na samcach szczurów Sprague-Dawley o wadze 260−330 g, które są w wieku 7−9 tygodni. Rzeczywista waga szczura to 275 ± 15 g dla 275 g, 300 ± 10 g dla 300 g, a 320 ± 10 g dla 320 g.
    2. Stosować następujące siedem grup (waga, rodzaj gwintowanej, czas zawału): grupa 1 z 15 szczurami (275 g, 2636, 2 h); grupa 2 z 15 szczurami (275 g, 2636, 3 h); grupa 3 z 15 szczurami (275 g, 2838, 2 h); grupa 4 z 15 szczurami (275 g, 2838, 3 h); grupa 5 z 13 szczurami (300 g, 3040, 3 godz.); grupa 6 z 10 szczurami (320 g, 3040, 3 h); grupa 7 z 13 szczurami (300 g, 3043, 3 h).
  2. Zbadaj stan regeneracji mózgu przez barwienie TTC i użyj odpowiednich testów funkcji sensomotorycznych, aby wskazać długoterminowe deficyty funkcjonalne za pomocą testu asymetrii obustronnej, testu chodzenia po siatce, testu rotarodu i testu liny do podnoszenia po 1, 35, 60, 90 dniach MCAO / R.
    1. Używaj samców szczurów Sprague-Dawley o wadze 300 ± 10 g, które są w wieku 8-9 tygodni.
    2. Użyj następujących pięciu grup: grupa kontrolna (normalna) z 20 szczurami; grupa 1-dniowa z 16 szczurami; grupa 35-dniowa z 16 szczurami; 60-dniowa grupa z 17 szczurami; i 90-dniowa grupa z 19 szczurami.
  3. Po uzyskaniu wyniku Longa w kroku 1.1 lub sensomotorycznych testach funkcjonalnych w kroku 1.2, znieczulenie i odcięcie głów wszystkim szczurom w celu barwienia TTC.

2. Ustanowienie jednostronnego modelu MCAO/R u szczurów9

UWAGA: Podczas operacji delikatnie używaj mikrokleszczyków, aby zapobiec uszkodzeniu naczynia krwionośnego. Unikaj uszkodzenia nerwów i innych naczyń krwionośnych w szyi szczura, gdy naczynie jest odizolowane. Należy dołożyć starań, aby zastosować odpowiednią technikę aseptyczną dla wszystkich zabiegów chirurgicznych mających na celu przetrwanie. Technika zilustrowana w dalszej części filmu powinna być ćwiczona przez całą procedurę.

  1. Przez cały czas trwania zabiegu należy utrzymywać temperaturę ciała szczurów na poziomie 37,0 ± 0,5 °C w termostacie dla małych zwierząt. Przygotuj cztery 6-centymetrowe szwy 5-0.
  2. Ustaw natężenie przepływu tlenu w urządzeniu do znieczulania małych zwierząt (z urządzeniem do oczyszczania gazów odlotowych) na 0,4−0,6 l/min, a stężenie izofluranu na 5%. Umieść szczura w aparacie do znieczulenia.
  3. Po tym, jak zwierzę zemdleje, umieść szczura na chirurgicznym stole mocującym. Podłącz pysk szczura do maski aparatu do znieczulenia (natężenie przepływu tlenu pozostaje niezmienione; dostosuj stężenie izofluranu na 3%). Potwierdź, że zwierzę weszło w głęboką narkozę, obserwując brak napięcia kończyn, odruchy rogówkowe i ból.
  4. Przymocuj jego kończyny tak, aby leżały na stole operacyjnym za pomocą papierowych bandaży (lub innych narzędzi).
  5. Zdejmij okrycie szyi golarką elektryczną i wysterylizuj 75% alkoholem (lepszy jest jodofor). Przymocuj pysk szczura za pomocą haka.
  6. Wytnij 2−3 cm wzdłuż środkowego podłużnego kształtu szyi za pomocą nożyczek okulistycznych.
  7. Oddziel wspólną tętnicę szyjną. Oddziel mięsień podskórny za pomocą kleszczy ocznych. Użyj domowego zwijacza, aby w pełni naświetlić pole widzenia. Po oddzieleniu mięśnia przedniego tchawicy za pomocą kleszczy ocznych należy oddzielić wzdłuż prawego ścięgna mostkowo-obojczykowo-sutkowego, aż do wyświetlenia tętnicy szyjnej wspólnej.
  8. Odizoluj tętnicę szyjną wspólną, tętnicę szyjną zewnętrzną i tętnicę szyjną wewnętrzną za pomocą kleszczy okulistycznych. Podwiązywać tętnicę szyjną wspólną (węzeł twardy), tętnicę szyjną zewnętrzną daleko od końca serca (węzeł twardy) i tętnicę szyjną wewnętrzną (węzeł luźny) za pomocą szwów 5-0. Wyłóż tętnicę szyjną zewnętrzną w pobliżu końca serca szwami 5-0.
  9. Włóż gwintowaną. Wytnij mały otwór w tętnicy szyjnej zewnętrznej za pomocą nożyczek okulistycznych i delikatnie włóż gwintowaną. Podwiązać szew tętnicy szyjnej zewnętrznej, która była w luźnym węźle, i odciąć tętnicę szyjną zewnętrzną.
    1. Poluzuj luźny węzeł tętnicy szyjnej wewnętrznej i kontynuuj wkładanie gwintowanej do początku środkowej tętnicy mózgowej (zaznaczony szew). Następnie odetnij odsłoniętą gwintu.
  10. Po osiągnięciu czasu niedokrwiennego (2-3 godziny) należy zamocować złamanie tętnicy szyjnej zewnętrznej za pomocą jednego mikrokleszcza i delikatnie wyciągnąć gwintowaną za pomocą kolejnych mikrokleszczyków. Gdy przedni koniec gwintowanej zostanie całkowicie wycofany z tętnicy szyjnej wewnętrznej, podwiąż zewnętrzną tętnicę szyjną, która była wyłożona szwami 5-0, a następnie całkowicie wyciągnij gwintowaną.
  11. Poluzuj wspólną tętnicę szyjną i nałóż ~ 50 000 U proszku sodowego penicyliny na powierzchnię rany, aby zapobiec infekcji. Zszyj mięśnie podskórne i skórę za pomocą 4 szwów.
  12. Podaj szczurowi ~0,2 ml sterylnego soli fizjologicznej doustnie za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml (lepsze jest wstrzyknięcie SQ-PEN), aby zapobiec pooperacyjnemu niedoborowi wody po umieszczeniu szczura z powrotem w klatce.
  13. Wybierz zwierzęta po 24 godzinach reperfuzji zgodnie z wynikiem Longa10. Wybierz zwierzęta z wynikiem Longa 1−3 do następnego barwienia TTC w kroku 1.1 oraz zwierzęta z wynikiem Longa 2−3 w badaniu 1, 35, 60, 90 dni w kroku 1.2.
    UWAGA: Wynik Longa10: 0 punktów, brak deficytu neurologicznego; 1 punkt, brak wyprostowania lewego przedniego pazura; 2 punkty, krążąc w lewo; 3 punkty, spadając w lewo; 4 punkty, nie może chodzić spontanicznie i ma obniżoną świadomość.
  14. Przeanalizuj wynik Longa za pomocą jednokierunkowej ANOVA. Pokazane wartości reprezentują średnią± S.D. P < 0,05 wskazują różnicę.

3. Barwienie TTC

UWAGA: Forma i ostrze do wycinania mózgu szczura muszą być wstępnie schłodzone w lodówce o temperaturze -20 °C przed użyciem, aby zapobiec przywieraniu spowodowanemu dużą różnicą temperatur. Podczas barwienia należy zapobiegać przyleganiu wycinków mózgu do płytki hodowlanej, co może skutkować niewystarczającym wybarwieniem.

  1. Znieczulić szczura przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 400 mg/kg hydratu chloralu po wyniku Longa w kroku 1.1 lub sensomotorycznych testach funkcjonalnych w kroku 1.2.
  2. Odetnij głowę szczura nożyczkami chirurgicznymi lub aparatem do dekapitacji szczurów. Usuń mózg nożyczkami chirurgicznymi i kleszczami hemostatycznymi.
  3. Wstaw mózg do lodówki w temperaturze -20 °C na 30 minut, aby ułatwić krojenie.
  4. Wyjmij mózg z lodówki i umieść go we wstępnie schłodzonej formie do krojenia mózgu szczura. Pokrój mózg na sześć kolejnych sekcji o grubości 2 mm za pomocą wstępnie schłodzonego ostrza.
  5. Wybarwić skrawki 2% chlorkiem 5-trifenylo-2H-tetrazolu (TTC) na 6-dołkowej płytce hodowlanej.
  6. Hodować skrawki przez 30−60 minut w temperaturze 37 °C w złożu wstrząsającym. Odwracaj sekcje co 10 minut, aż obszar niedokrwienia mózgu i normalny obszar staną się wyraźnie biało-czerwone.
  7. Ułóż plasterki mózgu pionowo w kolejności od tyłu do przodu mózgu. Użyj linijki, aby upewnić się, że całkowita długość każdej linii jest taka sama. Rób zdjęcia aparatem cyfrowym.
  8. Przeanalizuj objętość zawału.
    1. Wstępna obróbka zdjęcia za pomocą oprogramowania Photoshop
      1. Zaimportuj zdjęcie za pomocą programu Photoshop CS6. 00:00-00:14
      2. Kliknij przycisk Wybierz, aby zaznaczyć wycinki mózgu, kliknij przycisk Wybierz | Odwrotny. 00:15-00:36
      3. Kliknij pozycję Pierwszy plan, aby wybrać kolor, a następnie kliknij przycisk OK. 00:37-00:42
      4. Naciśnij Alt + Delete, aby wypełnić kolor tła i CTRL + D, aby usunąć zaznaczenie. 00:43-00:46
      5. Kliknij pozycję Plik | Zapisz na pulpicie. 00:47-01:08
    2. Wstępna obróbka zdjęcia za pomocą oprogramowania Image Pro Plus.
      1. Otwórz oprogramowanie Image Pro Plus 6.0 i zaimportuj zdjęcie. 01:09-01:24
      2. W celu modyfikacji defektów dostosuj jasność za pomocą narzędzia Poprawa kontrastu, tak aby tło było czarne. 01:25-01:37
      3. Użyj narzędzia Mediana w Filtrze, aby usunąć podświetlenia. 01:38-01:46
    3. Oblicz lewy (normalny) obszar mózgu za pomocą oprogramowania Image Pro Plus
      1. Wybierz kolor za pomocą segmentacji i dostosuj wartość H/S/I, tak aby wycinki mózgu były oddzielone od czarnego tła. 01:47-02:12
      2. Wróć do licznika | Rozmiar. 02:13-02:16
      3. Kliknij Policz | Podziel obiekty w Edycji, aby oddzielić mózg od linii środkowej. Oprogramowanie automatycznie rozróżni lewy i prawy obszar półkuli mózgu. 02:17-02:49
    4. Oblicz obszar prawego zawału mózgu za pomocą oprogramowania Image Pro Plus
      1. Zaimplementuj kroki 3.8.1-3.8.2. 02:50-03:14
      2. Wybierz punkt menu Count (Liczba) | Rozmiar. 03:15-03:21
      3. Kliknij Rysuj | Narzędzie Scal obiekty w oknie Edycja. Ręcznie wybierz obszar niedokrwienny i kliknij przycisk Policz, aby obliczyć obszar niedokrwienny. 03:16-05:31
    5. Oblicz zdrowy obszar mózgu za pomocą oprogramowania Image Pro Plus
      1. Zaimplementuj kroki 3.8.1-3.8.2. 05:32-06:44
      2. Wybierz kolor za pomocą Segmentacji i dostosuj wartość H/S/I, tak aby normalna część wycinków mózgu była oddzielona od czarnego tła. 06:45-07:10
      3. Wróć do licznika | Rozmiar i kliknij Policz, aby obliczyć ten obszar. 07:11-07:21
      4. Kliknij Podziel obiekty w Edytuj, aby oddzielić mózg od linii środkowej. Oprogramowanie automatycznie rozróżni lewy i prawy obszar półkuli mózgu. 07:22-08:08
  9. Obliczyć objętość zawału (%) oraz objętość zawału i kurczenia się (%):

    Objętość zawału (%) = [obszar prawego zawału/(2 x lewy obszar mózgu)] x 100,
    Objętość zawału i skurczu (%) = [(lewy obszar mózgu - prawy obszar mózgu zdrowia) / (2 x lewy obszar mózgu)] x 100,

    UWAGA: Prawa półkula mózgu jest częścią uszkodzoną. Dane zostały przeanalizowane za pomocą jednokierunkowej ANOVA. Pokazane wartości reprezentują średnią± S.D. P < 0,05 wskazują różnicę.

4. Ocena funkcji sensomotorycznych

UWAGA: Szczury (300 g, 3040 gwintowanych, 3 godziny zawału mózgu) z wynikiem Longa 2−3 zostały wybrane do przeprowadzenia eksperymentów z funkcjami sensomotorycznymi od 1 do 90 dni. Zachowaj ciszę i nie przeszkadzaj zwierzętom w tym okresie nauki. Dane zostały przeanalizowane przez dwukierunkową ANOVA. Pokazane wartości reprezentują średnią± S.D. P < 0,05 wskazują różnicę.

  1. Test obustronnej asymetrii11
    1. Owiń taśmę papierową (5 cm długości, 0,8 cm szerokości) na odpiszczelowej części każdego przedniego pazura szczura trzy razy z równym naciskiem.
    2. Dla każdego szczura zapisz, ile razy każdy przedni pazur zetknął się z nim i taśma została usunięta w ciągu 5 minut za pomocą kamery, w tym czasy łap bez wpływu i czasy łap dotknięte chorobą.
    3. Po 30 minutach powtórz ponownie kroki 4.1.1 i 4.1.2.
    4. Oblicz średnią wartość odchylenia sensomotorycznego (%):
      Odchylenie sensomotoryczne (%) = (niezmienione czasy łap - dotknięte czasy łapy)/(niezmienione czasy łap + dotknięte czasy łap) x 100
  2. Test chodzenia po siatce
    1. Umieść szczura na środku podwyższonej platformy o powierzchni siatki (powierzchnia: 1 m2; wysokość: 90 cm) z otworami siatki 2.5 cm2.
    2. Lekko popchnij biodra szczura, aby zachęcić szczura do przejścia przez powierzchnię siatki.
    3. Zarejestruj liczbę wad stóp spowodowanych przez niedotknięte (prawe) i dotknięte (lewe) kończyny oraz całkowitą liczbę kroków w ciągu 1 minuty za pomocą kamery.
    4. Oblicz czasy błędów:
      Czasy błędów (%) = [niedotknięta (prawa) kończyna - dotknięta (lewa) kończyna]/całkowita liczba kroku x 100,
      UWAGA: Usunięto łączną liczbę kroków poniżej danych z 20 kroków.
  3. Rotarod test12,13
    1. Ustaw na komputerze aparat do zmęczenia szczurów z obracającym się prętem (średnica 90 mm) za pomocą oprogramowania pomocniczego do prędkości 13 obr./min w ciągu 5 minut.
    2. Uruchom programy komputerowe i w tym samym czasie umieść szczura na szczeblach rotarodu.
    3. Zakończ próbę, jeśli szczur spadnie ze szczebla lub będzie chodził przez 5 minut i zapisz czas rotacji.
    4. Niech szczur odpoczywa przez 30 minut.
    5. Powtórz kroki 4.3.2−4.3.4 jeszcze dwa razy i wybierz maksymalną wartość jako czas ostatniego obrotu.
  4. Test liny do podnoszenia14
    1. Umieść linę do podnoszenia (70 cm wysokości; lina ma 0.2 cm średnicy i 40 cm długości) na biurku.
    2. Niech szczur chwyci linę przednimi kończynami i powiesi szczura.
    3. Zapisz czas zawieszenia i oblicz wyniki.
      UWAGA: Wynik 3: 0−2 s na linie; Wynik 2: 3−4 s na linie; Wynik 1:5−6 s na linie; Wynik 0: więcej niż 7 s na linie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stosując powyższą procedurę dla modelu MCAO/R z oceną w skali Longi i barwieniem TTC, wykorzystano różne warianty średniej masy ciała (275/300/320 g), typy śrub (2636/2838/3040/3043; Tabela 1) oraz czasy niedokrwienia (2-3 h) i 1 dobę reperfuzji w celu wyłonienia optymalnego modelu niedokrwienia mózgu u szczurów. Parametry modelu obejmujące masę 300 g, śrubę z gwintem 3040 oraz czas niedokrwienia mózgu 3 h okazały się najodpowiedniejsze dla uzyskania największego obszaru ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wiele modeli ustanawiających metody i wskaźniki behawioralne, które są dobrze stosowane w ostrym niedokrwieniu mózgu, może nie mieć znaczących zmian w etapach rekonwalescencji i następstw niedokrwienia mózgu16,17. Jednak liczba pacjentów z niedokrwieniem mózgu w fazie rekonwalescencji i następstw jest największa. Niezbędne jest wybranie odpowiedniego modelu zwierzęcego do etapów rekonwalescencji i następstw udaru niedokrwiennego.

Używa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81603315, 81603316), Kluczowy plan badawczo-rozwojowy prowincji Jiangxi w Chinach (20171ACH80001), Projekty współpracy przemysłowej i akademickiej w szkołach wyższych i uniwersytetach prowincji Fujian w Chinach (2018Y41010011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikroskop anatomicznyLeica (Niemcy)S8Mikroskopijny instrument operacyjny
OstrzeGellette/Cięcie sekcji mózgu
Łóżko do wytrząsania o stałej temperaturzeTaicang Fabryka sprzętu eksperymentalnegoTHZ-CAby utrzymać sekcje mózgu zabarwione równomiernie i w stałej temperaturze
Aparat cyfrowyCanon700DDo robienia zdjęcia golarki elektrycznej do barwienia TTC
Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.3000#Usuwanie włosów z szyi szczurów
Kleszcze HamostaticShanghai Medical device Co., Ltd.14 cmSłuży do usuwania mózgu
Image Pro Plus SoftwareMedia Cybernetics Inc.6.0Analizuj objętość zawału
IzofluranRWD Nauki przyrodnicze217170702Mikrokleszcze do gazów anestezjologicznych
Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 cmMikronożyce do mikromanipulacji naczyniowej
Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 cmmikromanipulacji naczyniowej
Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 cmanatomii skóry i mięśni
Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.10 cmSłuży do cięcia skóry szyi
Forma do wycinania mózgu szczuraShanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.400 gDo standardowego, równomiernego cięcia tkanki mózgowej
Aparat do zmęczenia pręta obrotowego szczuraAnhui Zhenghua Biological Instrument and Equipment Co., Ltd.ZH-300BDo testowania funkcji sensomotorycznych
Maszyna do znieczulenia małych zwierzątShanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.ABM3000Maszyna do znieczulania gazem
Termostat dla małych zwierzątBeijing Damida Technology Co., Ltd.DM.7-YLS-20AAby utrzymać stałą temperaturę ciała zwierzęcia podczas operacji
Nożyczki chirurgiczneShanghai Medical Device Co., Ltd.16 cmSłuży do dekapitacji i usuwania mózgu
SzewShanghai Jinhuan Medical Devices Co., Ltd.4-0 / 5-0Stosowanie do szwów skórnych i mięśniowych / Stosowanie do podwiązywania naczyń krwionośnych
Śruba gwintowanaBeijing Cinontech Co., Ltd.2636/2838/3040/3043-A4Zablokowanie środkowej tętnicy mózgowej u szczurów
Chlorek 5-trifenylo-2H-tetrazolu (TTC)SigmaLOT#BCBP3272VOdczynnik do barwienia sekcji mózgu
Kleszcze okulistyczne do Pomocnicze nożyczki do

Bibliografia

  1. Kong, L. L., et al. Neutralization of chemokine-like factor 1, a novel C-C chemokine, protects against focal cerebral ischemia by inhibiting neutrophil infiltration via MAPK pathways in rats. Journal of Neuroinflammation. 11, 112(2014).
  2. Jiang, M., et al. Neuroprotective effects of bilobalide on cerebral ischemia and reperfusion injury are associated with inhibition of pro-inflammatory mediator production and down-regulation of JNK1/2 and p38 MAPK activation. Journal of Neuroinflammation. 11, 167(2014).
  3. Thomas, A., Detilleux, J., Flecknell, P., Sandersen, C. Impact of Stroke Therapy Academic Industry Roundtable (STAIR) Guidelines on Peri-Anesthesia Care for Rat Models of Stroke: A Meta-Analysis Comparing the Years 2005 and 2015. PLoS One. 12, e0170243(2017).
  4. Kumar, A., Aakriti,, Gupta, V. A review on animal models of stroke: An update. Brain Research Bulletin. 122, 35-44 (2016).
  5. Tong, F. C., et al. An enhanced model of middle cerebral artery occlusion in nonhuman primates using an endovascular trapping technique. AJNR Am. Journal of Neuroradiology. 36, 2354-2359 (2015).
  6. Li, F., Omae, T., Fisher, M. Spontaneous hyperthermia and its mechanism in the intraluminal suture middle cerebral artery occlusion model of rats. Stroke. 30, 2464-2470 (1999).
  7. Herson, P. S., Traystman, R. J. Animal models of stroke: translational potential at present and in 2050. Future Neurology. 9, 541-551 (2014).
  8. Abrahám, H., Somogyvári-Vigh, A., Maderdrut, J. L., Vigh, S., Arimura, A. Filament size influences temperature changes and brain damage following middle cerebral artery occlusion in rats. Exp. Brain Res. 142, 131-138 (2002).
  9. Sun, M. N., et al. Coumarin derivatives protect against ischemic brain injury in rats. European Journal of Medicinal Chemistry. 67, 39-53 (2013).
  10. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20, 84-91 (1989).
  11. Smith, E. J., et al. Implantation site and lesion topology determine efficacy of a human neural stem cell line in a rat model of chronic stroke. Stem Cell. 30, 785-796 (2012).
  12. Zhang, S., et al. Protective effects of Forsythia suspense extract with antioxidant and anti-inflammatory properties in a model of rotenone induced neurotoxicity. Neurotoxicology. 52, 72-83 (2016).
  13. Milani, D., et al. Poly-arginine peptides reduce infarct volume in a permanent middle cerebral artery rat stroke model. BMC Neuroscience. 17, 19(2016).
  14. DeGraba, T. J., Ostrow, P., Hanson, S., Grotta, J. C. Motor performance, histologic damage, and calcium influx in rats treated with NBQX after focal ischemia. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 14, 262-268 (1994).
  15. Liu, P., et al. Validation of a preclinical animal model to assess brain recovery after acute stroke. European Journal of Pharmacology. 835, 75-81 (2018).
  16. Zuo, W., et al. IMM-H004 prevents toxicity induced by delayed treatment of tPA in a rat model of focal cerebral ischemia involving PKA-and PI3K-dependent Akt activation. European Journal of Neuroscience. 39, 2107-2118 (2014).
  17. Yang, L., et al. L-3-n-butylphthalide Promotes Neurogenesis and Neuroplasticity in Cerebral Ischemic Rats. CNS Neuroscience & Therapeutics. 21, 733-741 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Zator tętnicy środkowej mózguszczurzy model niedokrwienia mózgusensorimotoryczne testy funkcjonalneanaliza barwienia TTCtest asymetrii obustronnejtest chodzenia po kratcetest wkładania nitki do otworuobjętość zawału mózguzapobieganie pooperacyjnemu odwodnieniuchirurgiczna technika aseptyczna
Model przedkliniczny do oceny regeneracji mózgu po ostrym udarze mózgu u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.