Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Dokanałowe dostarczanie oligonukleotydów antysensownych w ośrodkowym układzie nerwowym szczura

18.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60274

⸱

29 października 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Biogen, Inc., 2Ionis Pharmaceuticals

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy metodę dostarczania leków do ośrodkowego układu nerwowego szczura poprzez wszczepienie cewnika w śródoponową przestrzeń lędźwiową kręgosłupa. Koncentrujemy się na dostarczaniu oligonukleotydów antysensownych, chociaż ta metoda nadaje się również do dostarczania innych metod terapeutycznych.

Streszczenie

Bariera krew-mózg (BBB) jest ważnym zabezpieczeniem przed przedostaniem się potencjalnie toksycznych lub chorobotwórczych czynników z krwi do ośrodkowego układu nerwowego (OUN). Jednak jego istnienie drastycznie obniża również dostępność leków podawanych ogólnoustrojowo do OUN. Jedną z metod przezwyciężenia tego problemu jest wstrzyknięcie tych środków bezpośrednio do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF), omijając w ten sposób barierę krew-mózg. Można to osiągnąć poprzez wszczepienie cewnika do ciągłej infuzji za pomocą pompy osmotycznej lub do podawania w pojedynczym bolusie. W tym artykule opisujemy protokół chirurgiczny dostarczania oligonukleotydów antysensownych (ASO) ukierunkowanych na OUN przez cewnik wszczepiony bezpośrednio w przestrzeń ogona końskiego kręgosłupa dorosłego szczura. Jako reprezentatywne wyniki pokazujemy skuteczność pojedynczego wstrzyknięcia dooponowego ASO w bolusie (IT) za pomocą tego systemu cewnikowania w powalaniu docelowego RNA w różnych regionach OUN szczura. Zabieg jest bezpieczny, skuteczny i nie wymaga drogiego sprzętu ani narzędzi chirurgicznych. Opisana tutaj technika może być zaadaptowana do dostarczania leków również w innych modalnościach.

Wprowadzenie

Układ naczyniowy ośrodkowego układu nerwowego (OUN) rozwinął się jako krytyczny regulator homeostazy, kontrolując ruch molekuł, dostarczając składników odżywczych i pozbywając się odpadów. System ten jest również pierwszą linią obrony przed atakami zewnętrznych patogenów, dzięki gęstemu rozmieszczeniu ścisłych połączeń wzdłuż ścian komórek śródbłonka. Te ścisłe połączenia stanowią jeden z aspektów bariery krew-mózg (BBB). Podczas gdy BBB umożliwia transport cząsteczek niezbędnych do zaspokojenia zapotrzebowania na składniki odżywcze i energię (np. jony, glukoza), selektywnie ogranicza również przechodzenie patogenów, a także toksycznych chemikaliów1,2,3.

Jak na ironię, ta sama funkcja ochronna BBB, która ogranicza przenikanie patogenów i toksycznych substancji chemicznych, jest również główną przeszkodą dla naszej zdolności do łatwego dostępu do OUN z leczeniem terapeutycznym po ogólnoustrojowym podaniu do organizmu2,4,5. Ta rola BBB przyczyniła się do opracowania mnóstwa nowych technologii i podejść do dystrybucji leków6.

Jednym ze sposobów pokonania tej przeszkody jest wstrzyknięcie leków bezpośrednio do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF), który nieustannie przenika zarówno mózg, jak i rdzeń kręgowy7,8,9,10. W tym artykule opisujemy metodę skutecznego dostarczania środków do lędźwiowej przestrzeni śródoponowej poprzez umieszczenie wewnętrznego końca cewnika całkowicie w przestrzeni ogona końskiego kręgosłupa szczura. Opis tej procedury został wcześniej opublikowany przez Mazura i in. w innym miejscu11.

Protokół jest bardzo skuteczny i daje ponad 90% skuteczność dostarczania oligonukleotydów antysensownych (ASO) do OUN, gdy jest oceniany za pomocą ilościowej analizy reakcji łańcuchowej polimerazy (qPCR) docelowego genu knockdown8. Zabieg powoduje minimalny dyskomfort u zwierząt, ponieważ 100% szczurów przeżywa operację i wykazuje minimalny obrzęk wokół rany operacyjnej oraz brak oznak niepokoju (np. nadpobudliwość, odwodnienie, krążenie, utrata równowagi, zmniejszone spożycie pokarmu i odwodnienie) podczas obserwacji pooperacyjnej. Kolejną zaletą opisywanej tutaj metody jest to, że nie wymaga ona drogiego sprzętu, ani żadnych specjalnych narzędzi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury in vivo zostały przeprowadzone zgodnie z zatwierdzonymi protokołami Biogen Institutional Animal Use and Care Committee (IACUC), które są zgodne z wytycznymi określonymi przez Narodowy Instytut Zdrowia Stanów Zjednoczonych w zakresie opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych.

1. Przygotowanie materiału i instrumentu

  1. Przygotuj specjalne kaniule prowadzące.
    1. Użyj narzędzia obrotowego z tarczą do cięcia (lub ostrą piłą), aby odciąć dwa końce igły 19 G, w wyniku czego powstaje kaniula prowadząca o długości ~1,5−2 cm (Rysunek 1Aiii). Użyj ściernicy narzędzia obrotowego, aby wygładzić dwa końce.
      UWAGA: Alternatywnie, gotowe i sterylne kaniule prowadzące można kupić u komercyjnego sprzedawcy (Tabela materiałów).
  2. Przygotuj zespół cewnika/drutu.
    1. Wytnij kawałek rurki PE-10 o długości 8 cm (rurka polietylenowa o średnicy 0.011 cala), aby służył jako cewnik dokanałowy. Zaznacz znak w odległości 2 cm od jednego końca markerem odpornym na etanol. Wytnij drut stylizowany o długości 11 cm z drutu ze stali nierdzewnej pokrytej politetrafluoroetylenem. Włóż drut trzpieniowy (Rysunek 1Aii) do światła cewnika PE-10 (Rysunek 1Ai).
      UWAGA: Dla każdego zwierzęcia potrzebny jest jeden zestaw cewników/przewodów (Rysunek 1Av). Alternatywnie, cewniki i druty do trzpieni można zakupić u komercyjnego sprzedawcy (tabela materiałów).
  3. Przygotuj zespół cewnika do podania.
    1. Wytnij kawałek cewnika PE-50 (5−10 cm, rurka polietylenowa, średnica 0.023 cala) (Rysunek 1Bi). Do jednego końca cewnika PE50 włożyć adapter rurki 23 G (Rysunek 1Biv). Ten koniec zostanie podłączony do strzykawki o pojemności 100 μl (tabela materiałów) podczas operacji. Włóż zmodyfikowaną igłę 30 G z odciętym piastą ( Rysunek 1Biii) do około 0,5 cm kawałka rurki PE-10 (Rysunek 1Bii) i podłącz rurkę PE-10 do drugiego końca cewnika.
    2. Końcówka igłowa 30 G zespołu cewnika podającego (Rysunek 1Bv) zostanie podłączona do dystalnego końca wszczepionego cewnika PE-10 u szczura podczas operacji.
      UWAGA: Alternatywnie, zespół cewnika do podawania (Rysunek 1Bv) można zakupić u komercyjnego sprzedawcy (Tabela materiałów).
  4. Przygotuj zespół kaniuli prowadzącej i igły (Rysunek 1Avi), umieszczając kaniulę prowadzącą (Rysunek 1Aiii) na końcu igły 23 G.
  5. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne, w tym kaniulę prowadzącą i zestawy drutu/cewnika, za pomocą sterylizatora z tlenku etylenu przez 12 godzin
    UWAGA: Wszystkie narzędzia chirurgiczne z wyjątkiem cewnika mogą być sterylizowane w autoklawie; cewnik stopi się w wysokiej temperaturze.

2. Przygotowanie do zabiegu

UWAGA: Ta procedura jest rutynowo wykonywana na samcach i samicach szczurów Sprague Dawley o masie ciała od 200 g do 400 g. Dwa szczury są trzymane w klatce w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody.

  1. Zważ szczura i umieść go w komorze izofluranu w celu wywołania znieczulenia (1−5% izofluranu wO2, miareczkowane do efektu).
    UWAGA: Szczur jest następnie stale znieczulany izofluranem w celu utrzymania głębokiego znieczulenia przez stożek nosowy przez cały czas trwania zabiegu. Można zastosować alternatywną metodę znieczulenia (np. podawanie ketaminy w dawce 100 mg/kg i ksylazyny w dawce 10 mg/kg) zatwierdzonej przez IACUC.
  2. Kiedy szczur nie reaguje na szczypanie palca u nogi, ogol jego grzbiet od ogona do ogonowego odcinka piersiowego kręgosłupa i połóż ogolonego szczura na sterylnym prześcieradle położonym na poduszce grzewczej.
  3. Umieść stożkową probówkę wirówkową o pojemności 50 ml pod brzuchem szczura, aby zgiąć kręgosłup w okolicy lędźwiowej (Rysunek 2A) i nałóż maść okulistyczną na oczy.
  4. Wstrzyknąć buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (1,0 mg/kg; Tabela materiałów) podskórnie u szczura. Oczyść odsłoniętą skórę naprzemiennie peelingami powidonowymi i alkoholowymi i powtórz to trzy razy.
    UWAGA: Można zastosować alternatywny środek przeciwbólowy zatwierdzony przez protokół IACUC.
  5. Ułóż zwierzę sterylną przezroczystą serwetą, która została otoczona okienkiem nad polem operacyjnym.

3. Chirurgia

  1. Gdy szczur jest podtrzymywany przez stożkową rurkę o pojemności 50 ml, zidentyfikuj dwa naturalne doły między mięśniami nad miednicą (strzałki w Rysunek 2A). Jedną ręką trzymając te doły, drugą ręką delikatnie naciśnij i poczuj kręgosłup od kierunku ogonowego do rostralnego i znajdź pierwsze główne wgłębienie między kręgami, a jest to przestrzeń międzykręgowa między kręgami S1 i L6 (Ryc. 2B).
  2. Poruszaj się lekko w kierunku rostralnym, aby zidentyfikować następne wgłębienie, przestrzeń międzykręgową między kręgami L5 i L6 a miejscem wstrzyknięcia (* w Rysunek 2A). Użyj skalpela, aby wykonać nacięcie o długości nie większej niż 2 cm w skórze wzdłuż linii środkowej od rostralu do ogona, tak aby miejsce wstrzyknięcia znajdowało się w środku nacięcia (przerywana linia w Rysunek 2A).
  3. Użyj nożyczek preparacyjnych, aby wypreparować tkankę łączną w celu uwidocznienia warstwy mięśniowej. Następnie wykonaj 1 cm nacięcie w torebce mięśniowej bezpośrednio po stronie grzbietowego wyrostka rdzeniowego kręgu lędźwiowego L6.
    UWAGA: W tym momencie można uwidocznić kości kręgu lędźwiowego L6
    4. .
  4. Umieść zespół kaniuli prowadzącej i igły w pobliżu przedniej części 6. kręgu lędźwiowego i wepchnij go do przestrzeni międzykręgowej wzdłuż przedniej części 6. kręgu tak, aby koniec igły penetrował kanał kręgowy. Wciśnij kaniulę prowadzącą na miejsce wzdłuż igły i wyjmij igłę 23 G, pozostawiając na miejscu tylko kaniulę prowadzącą.
    UWAGA: Pomocne jest użycie kleszczy w celu zlokalizowania wyrostka grzbietowego kręgu lędźwiowego L6 przed wkłuciem igły. Ogólnie rzecz biorąc, płyn płynu mózgowo-rdzeniowego może być widoczny wchodzący do piasty igły (płyn ten może być zabarwiony nutą krwi, ale nie oznacza to, że wyrządzono szkodę lub że igła nie jest prawidłowo umieszczona). Autorzy nie zaobserwowali dużej ilości krwi ani silnego krwawienia podczas tego zabiegu. W przypadku wystąpienia któregokolwiek z nich należy skontaktować się z weterynarzem w celu ustalenia odpowiedniego leczenia i ustalenia, czy zwierzęta powinny zostać poddane eutanazji.
  5. Włóż zespół drutu cewnika do kaniuli prowadzącej. Ustawić zespół drutu cewnika pod kątem około 45° do kanału kręgowego i wcisnąć koniec na około 0,3 cm do kanału kręgowego.
  6. Wyjmij kaniulę prowadzącą, pozostawiając cewnik z drutem trzpieniowym na miejscu. Usuń drut stylowy około 2,5 cm od dokanałowej końcówki cewnika i wsuń cewnik do kanału kręgowego, aż znak 2 cm znajdzie się przy wejściu do kanału (widoczny tylko poniżej mięśnia), jak pokazano w Rysunek 1Bvi.
    UWAGA: Wprowadzony cewnik powinien rozciągać się rostralnie do przestrzeni podpajęczynówkowej. Pomyślne umieszczenie powinno umożliwić swobodne przemieszczanie się cewnika w tej przestrzeni.
  7. Całkowicie wycofaj drut trzpieniowy, a płyn mózgowo-rdzeniowy może być widoczny wchodząc do wszczepionego cewnika.
  8. Podłącz zespół cewnika podającego do dystalnego końca wszczepionego cewnika za pomocą końcówki igły 30 G (Rysunek 1Bv,vi).
  9. Załadować 60 μl sterylnego roztworu soli fizjologicznej do strzykawki o pojemności 100 μl (strzykawki do płukania). Załadować bolus 30 μl badanego związku (np. roztworu ASO) do drugiej strzykawki (strzykawki do wstrzykiwań).
  10. Podłączyć strzykawkę płuczącą (wypełnioną solą fizjologiczną) do końcówki adaptera rurki zespołu cewnika dostarczającego (Rysunek 1Bv). Wstrzyknąć 20 μl sterylnego roztworu soli fizjologicznej do przestrzeni dooponowej (płukanie przed wstrzyknięciem).
  11. Podłączyć strzykawkę do wstrzykiwań (wypełnioną badanym związkiem) do końcówki adaptera rurki zespołu cewnika doprowadzającego (Rysunek 1Bv). Wstrzyknąć 30 μl badanego związku do przestrzeni dooponowej przez 30 s.
    UWAGA: Rutynowa objętość wstrzyknięcia ASO wynosi 30 μl, aby uzyskać dobre knockdown w rdzeniu kręgowym i korze mózgowej. Doniesiono, że objętości wstrzyknięć mogą mieć wpływ na rozkład związku12, chociaż nie przetestowano różnych objętości wstrzyknięć. W przypadku stosowania innego związku lub objętości należy empirycznie określić bezpieczeństwo i skuteczność.
  12. Powtórzyć krok 3.10 i przepłukać cewnik kolejnymi 40 μl sterylnego roztworu soli fizjologicznej (płukanie po wstrzyknięciu). Następnie odłącz zespół cewnika podającego od wszczepionego cewnika.
    UWAGA: Uważa się, że płukanie przed i po wstrzyknięciu zmniejsza lokalną sekwestrację związków i poprawia ich dystrybucję do struktur rostralnych12.
  13. Aseptycznie odciąć i uszczelnić wszczepiony cewnik: Umieść parę sterylnych kleszczy preparacyjnych w sterylizatorze kulkowym, aż będą bardzo gorące, a następnie zaciśnij rurkę gorącym końcem kleszczy.
    UWAGA: To działanie powoduje stopienie cewnika. W ten sposób otwór w rurce jest zapadany i wszystkie boki przylegają do siebie, uszczelniając rurkę w sposób aseptyczny, a następnie umieszcza się ją w przestrzeni podskórnej.
  14. Użyj wchłanialnych szwów monofilamentowych, aby przymocować pozostały zgrzewany cewnik do tkanki łącznej. Następnie użyj niewchłanialnych szwów monofilamentowych, aby zamknąć skórę nad zabezpieczonym cewnikiem zgrzewanym.
    UWAGA: Klipsy do nawijania ran mogą być również używane zgodnie z protokołem IACUC. Technika ta jest kompatybilna z wielokrotnymi wstrzyknięciami, chociaż była używana tylko do jednorazowych wstrzyknięć w nasze ręce. Wykonalność powtarzanych wstrzyknięć powinna zostać oceniona empirycznie za zgodą IACUC.
  15. Użyj gazy i soli fizjologicznej, aby zmyć krew ze skóry i pozwól zwierzęciu dojść do siebie po znieczuleniu w podgrzewanym inkubatorze do momentu, gdy będzie mobilne, po czym wraca do klatki domowej (dwa szczury na klatkę).
    UWAGA: Wykonując operacje na wielu szczurach tego samego dnia, wyczyść narzędzia wodą w celu usunięcia krwi i ponownie wysterylizuj za pomocą podgrzanego sterylizatora z suchymi kulkami (przez co najmniej 20 sekund, z czasem do ostygnięcia) między zwierzętami. Nowy zestaw instrumentów jest używany co 5 zwierząt.
  16. Monitorować zwierzęta codziennie przez co najmniej 3 dni po operacji i kontynuować monitorowanie zwierząt co tydzień po powrocie do zdrowia po operacji zgodnie z protokołem IACUC.
    UWAGA: Jeśli wystąpią jakiekolwiek powikłania (zatrzymanie moczu, infekcje po nacięciach, zaburzenia neurologiczne, takie jak drgawki lub paraliż), należy skontaktować się z weterynarzem w celu ustalenia odpowiedniego leczenia i czy zwierzęta powinny zostać poddane eutanazji. Jeśli buprenorfina o przedłużonym uwalnianiu nie jest stosowana, środek przeciwbólowy należy podawać codziennie po zabiegu chirurgicznym zgodnie z protokołem IACUC.

4. Ocena specyficznego dla tkanki knockdownu po wstrzyknięciu IT

  1. Dwa tygodnie po wstrzyknięciu ASO w bolusie IT należy pobrać różne obszary mózgu (tj. korę mózgową, prążkowie i móżdżek), a także różne segmenty rdzenia kręgowego (tj. szyjkę macicy, klatkę piersiową i odcinek lędźwiowy). Wyodrębnij całkowite tkankowe RNA za pomocą komercyjnego zestawu do ekstrakcji RNA i przeprowadź reakcję syntezy cDNA zgodnie z wcześniejszym opisem13.
    UWAGA: Do qPCR użyto standardowych odczynników z następującymi testami: szczur Malat1 i szczur GAPDH. Względne poziomy transkryptu obliczono metodą 2-ΔΔCT (CT = cykl progowy).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stosując opisaną tutaj metodę, wykonaliśmy iniekcje u dwóch grup dorosłych samic szczurów (250−30 g; n = 10/grupa) pojedynczą dawką bolusową soli fizjologicznej PBS lub 30 µg ASO celującego w długi niekodujący (linc) RNA Malat1; w naszym laboratorium rutynowo stosujemy ASO Malat1 jako związek kontrolny, ponieważ Malat1 jest powszechnie i w wysokich poziomach ekspresowany we wszystkich tkankach14, w tym w mózgu i rdzeniu kręgowym. ASO Malat1 działa poprzez mechanizm...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejszy artykuł przedstawia skuteczną metodę dostarczania środków terapeutycznych bezpośrednio do ośrodkowego układu nerwowego szczura. Teoretycznie podobną technikę można również zastosować u myszy, choć ze względu na mniejszy rozmiar metoda może być bardziej wymagająca. Dlatego nasza grupa wykonuje zastrzyki domózgowo-komorowe (ICV) u myszy w celu dostarczenia leku do OUN, które osiągają te same cele poprzez inną drogę podawania. Metoda ta została opisana w innym badaniu16.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wszyscy autorzy są pracownikami firm Biogen, Inc. lub Ionis Pharmaceuticals. Autorzy otrzymują opisane w artykule oligonukleotydy antysensowne od firmy Ionis Pharmaceuticals.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować firmie Ionis Pharmaceuticals za dostarczenie ASO opisanych w artykule.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3M Steri-Drape Mała serweta z otworem samoprzylepnym3M1020
70% etanoluDecon Laboratories, Inc8416-160Z
Patyczki nasączone alkoholemDynarexNO 1204
BD Strzykawki ogólnego użytku 1 ml Końcówka Luer-LokBD1ml TB Końcówka Luer-LokBD 302830
Rurka BD Intramedic PERurka polietylenowa BD PE50 Średnica 0,023 calaBD 427400 (10 stóp, Fischer Scientific 22-204008) lub 427401 (100 stóp, Fischer Scientific 14-170-12P)
Rurka BD Intramedic PERurka polietylenowa BD PE10 Średnica 0,011 calaBD 427410 (10 stóp, Fischer Scientific 14-170-11B) lub 4274011 (100 stóp, Fischer Scientific 14-170-12B)
Adaptery rurek BD Intramedic PE23 gauge intramedic luer stub adaperBD 427565 lub Fisher Scientific 14-826-19E
BD PrecisionGlide Igły jednorazowego użytku 30GBDBD
Buprenorfina o przedłużonym uwalnianiu-labZooPharmWymagana
recepta Sterylizator tlenku etylenuAndersen Sterilizer INC.AN 74i, sterylizator gazowyKaniula prowadząca AN 74i
BD19G x 1 WT (1,1 mm x 25mm) igłaBD 305186
Strzykawka Hamilton 100ulfirma Hamiltonstrzykawka Hamilton 100ul
Sterylizator gorących kulekNarzędziaSTERYLIZATOR MODELNO FST 250
Maść okulistycznaDechra produkt17033-211-38
Pocket Pro Pet TrymerBraintree ScientificCLP-9931 B
Peeling PovidonePDIS48050
SalineBaxterChlorek sodu 0,9% Napar dożylny BP 50ml
FE1306G SkalpelFeatherjednorazowy skalpelnr 10
Poduszka grzewcza dla małych zwierzątK& H Model produkcyjny# 1060
Drut StyletMcMaster-Carr1749T14LH-36233780
Serweta na ręcznik chirurgicznyDynarex4410
Nożyczki chirurgiczne i kleszczeFST i Fisher Scientific
SuturesEthicon4-0 lub 5-0
Narzędzie do wykonania prowadnicy kanciastejGraingerNarzędzie obrotowe (Dremel)14H446 (Mfr: EZ456)
Blokada EZ odcięta Koło1PKX5 (Mfr: 3000-1/24)
Ściernica, Tlenek glinu38EY44 (Mfr: EZ541GR)
Trzpień zamka EZ1PKX8 (Mfr: EZ402-01)
Podłoga z tarczą diamentową Płytka3DRN4 (Mfr: EZ545)
Alternatywne źródło gotowych i wysterylizowanych materiałów do tej procedury
System cewników dozującychSystemy infuzyjne SAIProwadnica
kaniuliinfuzyjne SAI CewnikiRIDC-GCA
Systemy infuzyjne SAI SystemyRIDC-INC
Stylet WireSAIRIDC-STY
BD 305128 naukowe weterynaryjny Systemy wewnętrzne infuzyjne

Bibliografia

  1. Abbott, N. J. Dynamics of CNS barriers: evolution, differentiation, and modulation. Cellular and Molecular Neurobiology. 25 (1), 5-23 (2005).
  2. Greene, C., Campbell, M. Tight junction modulation of the blood brain barrier: CNS delivery of small molecules. Tissue Barriers. 4 (1), e1138017(2016).
  3. Daneman, R., Engelhardt, B. Brain barriers in health and disease. Neurobiology of Disease. 107, 1-3 (2017).
  4. Ballabh, P., Braun, A., Nedergaard, M. The blood-brain barrier: an overview: structure, regulation, and clinical implications. Neurobiology of Disease. 16 (1), 1-13 (2004).
  5. Cardoso, F. L., Brites, D., Brito, M. A. Looking at the blood-brain barrier: molecular anatomy and possible investigation approaches. Brain Research Reviews. 64 (2), 328-363 (2010).
  6. Larsen, J. M., Martin, D. R., Byrne, M. E. Recent advances in delivery through the blood-brain barrier. Current Topics in Medicinal Chemistry. 14 (9), 1148-1160 (2014).
  7. Brinker, T., Stopa, E., Morrison, J., Klinge, P. A new look at cerebrospinal fluid circulation. Fluids Barriers CNS. 11, 10(2014).
  8. Standifer, K. M., Chien, C. C., Wahlestedt, C., Brown, G. P., Pasternak, G. W. Selective loss of delta opioid analgesia and binding by antisense oligodeoxynucleotides to a delta opioid receptor. Neuron. 12 (4), 805-810 (1994).
  9. Wahlestedt, C., et al. Antisense oligodeoxynucleotides to NMDA-R1 receptor channel protect cortical neurons from excitotoxicity and reduce focal ischaemic infarctions. Nature. 363 (6426), 260-263 (1993).
  10. Wahlestedt, C., Pich, E. M., Koob, G. F., Yee, F., Heilig, M. Modulation of anxiety and neuropeptide Y-Y1 receptors by antisense oligodeoxynucleotides. Science. 259 (5094), 528-531 (1993).
  11. Mazur, C., et al. Development of a simple, rapid, and robust intrathecal catheterization method in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 280, 36-46 (2017).
  12. Wolf, D. A., et al. Dynamic dual-isotope molecular imaging elucidates principles for optimizing intrathecal drug delivery. Journal of Clinical Investigation Insight. 1 (2), e85311(2016).
  13. Becker, L. A., et al. Therapeutic reduction of ataxin-2 extends lifespan and reduces pathology in TDP-43 mice. Nature. 544 (7650), 367-371 (2017).
  14. Zhang, X., Hamblin, M. H., Yin, K. J. The long noncoding RNA Malat1: Its physiological and pathophysiological functions. RNA Biology. 14 (12), 1705-1714 (2017).
  15. Crooke, S. T., Witztum, J. L., Bennett, C. F., Baker, B. F. RNA-Targeted Therapeutics. Cell Metabolism. 27 (4), 714-739 (2018).
  16. DeVos, S. L., Miller, T. M. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. Journal of Visualized Experiments. (75), e50326(2013).
  17. McCampbell, A., et al. Antisense oligonucleotides extend survival and reverse decrement in muscle response in ALS models. Journal of Clinical Investigation. 128 (8), 3558-3567 (2018).
  18. Schoch, K. M., Miller, T. M. Antisense Oligonucleotides: Translation from Mouse Models to Human Neurodegenerative Diseases. Neuron. 94 (6), 1056-1070 (2017).
  19. Lane, R. M., et al. Translating Antisense Technology into a Treatment for Huntington's Disease. Methods in Molecular Biology. 1780, 497-523 (2018).
  20. Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Antisense oligonucleotides in neurological disorders. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).
  21. Haché, M., et al. Intrathecal Injections in Children With Spinal Muscular Atrophy: Nusinersen Clinical Trial Experience. Journal of Child Neurology. 31 (7), 899-906 (2016).
  22. Goodkey, K., Aslesh, T., Maruyama, R., Yokota, T. Nusinersen in the Treatment of Spinal Muscular Atrophy. Methods in Molecular Biology. 1828, 69-76 (2018).
  23. Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Nusinersen for spinal muscular atrophy. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Implantacja cewnikawstrzykiwanie do kana u kr gowegop yn m zgowo rdzeniowyszczurze modele chor bocena farmakokinetykiocena farmakodynamikiskuteczno terapeutyczna
Dokanałowe dostarczanie oligonukleotydów antysensownych w ośrodkowym układzie nerwowym szczura
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.