Tutaj opisujemy przedkliniczny model zwierzęcy do badania patofizjologii uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej. Ten model wolnego płata skóry oparty na powierzchownych naczyniach nadbrzusza ogonowego u szczura może również pozwolić na ocenę różnych terapii i związków przeciwdziałających uszkodzeniom związanym z uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym.
Artykuł metodologiczny
Przedkliniczny model szczurzy do badania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne jest główną przyczyną niewydolności płatów w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej. Szczur jest preferowanym przedklinicznym modelem zwierzęcym w wielu obszarach badań biomedycznych ze względu na jego opłacalność i przełożenie na ludzi. Protokół ten opisuje metodę tworzenia przedklinicznego modelu wolnego płata skóry u szczurów z uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym. Opisany model płata skóry bez szczurów o wymiarach 3 cm x 6 cm można łatwo uzyskać po umieszczeniu kilku ligatur naczyniowych i przekroju szypułki naczyniowej. Następnie, po 8 godzinach od uszkodzenia niedokrwiennego i zakończenia zespolenia mikrochirurgicznego, w wolnym płatze skóry dochodzi do uszkodzenia tkanki. Te uszkodzenia związane z uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym mogą być badane w tym modelu, co czyni go odpowiednim modelem do oceny środków terapeutycznych w celu rozwiązania tego patofizjologicznego procesu. Ponadto w protokole oceny tego modelu zwierzęcego opisano dwie główne techniki monitorowania: technologię ultrasonograficzną w czasie tranzytu i laserową analizę kontrastu plamkowego.
Wprowadzenie
Mikrochirurgia stała się powszechną techniką chirurgiczną do rekonstrukcji, która pozwala na interwencje (np. swobodne transfery tkanek) w celu przywrócenia skomplikowanych ubytków tkankowych, replantacji amputowanych kończyn, a nawet allotransplantacji tkanek kompozytowych.
Rekonstrukcje mikrochirurgiczne są idealne dla szerokiej gamy wad spowodowanych urazami, oparzeniami lub resekcjami onkologicznymi. Istnieje jednak niski odsetek niewydolności płatów swobodnych, wśród których jednym z głównych czynników odpowiedzialnych jest uraz niedokrwienno-reperfuzyjny (I/R). Wszystkie tkanki przenoszone mikrochirurgicznie przechodzą obowiązkowy okres niedokrwienia, po którym następuje reperfuzja. Ten okres pierwotnego niedokrwienia jest zwykle dobrze tolerowany; W związku z tym wskaźnik powodzenia zabiegów mikrochirurgicznych przekracza 90%1,2. Jednak tylko 63,7% płatów wymagających rewizji chirurgicznej można całkowicie uratować3. Ponadto, w przypadku replantacji urazów zwichnięcia palca, wskaźnik sukcesu wynosi 66%4; a w przypadku allotransplantacji tkanek kompozytowych z uszkodzeniem I/R, procent odrzucenia jest zwiększony, ponieważ uraz I/R aktywuje odporność wrodzoną5,6.
Dlatego interesujące jest badanie tego patofizjologicznego zjawiska. Modele zwierzęce są niezbędne do badania mechanizmów fizjologicznych i oceny nowych terapii, zanim będzie można je zastosować u ludzi7. Anatomia naczyń krwionośnych i fizjologiczne podobieństwa między szczurami a ludźmi sprawiają, że szczury są idealnym modelem do badania procesów biologicznych, takich jak urazy I/R.
Tutaj prezentujemy szczegółowy protokół tworzenia modelu płata skóry wolnego od szczurów z uszkodzeniem I/R, a także różne możliwości oceny śród- i pooperacyjnej. Ogólnym celem tej metody jest opisanie użytecznego modelu przedklinicznego do badania uszkodzeń I/R i możliwych metod leczenia w celu zmniejszenia związanych z nimi uszkodzeń.
Protokół
Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z komisją etyczną Centrum Chirurgii Minimalnie Inwazyjnej Jesús Usón oraz wytycznymi rządu regionalnego, które są oparte na prawodawstwie europejskim.
1. Przygotowanie przedoperacyjne i chirurgiczne
- Szczury rasy Wistar o długości 290–350 g w klatkach w temperaturze 22–25 °C ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody. Aklimatyzuj się przez 1 tydzień przed zabiegiem, aby zapobiec problemom wywołanym stresem.
- Umieść szczura w anestezjologicznej komorze indukcyjnej, dostarcz 5 minut tlenu (0,5-1 l / min) i użyj parownika, aby dostarczyć 5% sewofluranu w celu wywołania znieczulenia.
- Wyjmij szczura z komory po wywołaniu znieczulenia. Umieść wziewną maskę na twarz na szczurze i zapewnij szybkość przepływu 2% sewofluranu, aby utrzymać znieczulenie. Sprawdź, czy nie ma reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.
- Używaj maści do oczu, aby zapobiec wysuszeniu i uszkodzeniu rogówki.
- Monitoruj zwierzę w znieczuleniu ogólnym w następujący sposób: Umieść termometr doodbytniczy (35.9–37.5 °C), sprawdź kolor błony śluzowej i ustaw pulsoksymetr gryzoni, aby sprawdzić nasycenieO2 (>95%) i tętno (250–450 uderzeń na minutę).
- Użyj wspomagania termicznego (elektryczne poduszki grzewcze lub koce wodne z cyrkulacją), aby uniknąć hipotermii i poprawić powrót do zdrowia po zabiegu.
- Wstrzyknij 5 ml ciepłego podskórnego roztworu soli fizjologicznej, aby utrzymać prawidłowe nawodnienie.
- Leki przeciwbólowe i przeciwzapalne (meloksykam 1 mg/kg/dobę) oraz profilaktyczne antybiotyki (enrofloksacyna 7,5 mg/kg/dobę) należy podawać podskórnie przed zabiegiem i przez 5 dni po operacji.
- Ogol okolice brzucha i pachwinowości zwierzęcia.
- Zastosuj miejscowo powidon-jod, a następnie 70% etanol. Przykryj zwierzę sterylną zasłoną.
2. Bezpłatna operacja modelowania płatków skórnych
- Za pomocą markera chirurgicznego narysuj płat o wymiarach 3 cm x 6 cm pasujący do jednego z boków 6 cm do linii środkowej brzucha. Następnie wykonaj 6 cm nacięcie skóry na linii środkowej brzucha i dwa prostopadłe 3 cm nacięcia w górnej i dolnej części 6 cm nacięcia w linii środkowej.
- Aby rozpocząć preparowanie zaprojektowanego płata skóry o wymiarach 3 cm x 6 cm, użyj nożyczek i kleszczyków Adson, aby podnieść płat (zamiast skalpela) ze względu na ruchomość skóry.
- Delikatnie pociągnij płat od obszaru czaszki w kierunku obszaru ogonowego, aby pomóc w rozwarstwieniu i zidentyfikowaniu szypułki nadbrzusza otoczonej obfitą luźną tkanką łączną.
- Rozetnij szypułkę klapy, nie dotykając jej lub chwytając przydankę tak rzadko, jak to możliwe, aby uniknąć uszkodzenia ścianki naczynia.
- Użyj nylonowych szwów 8/0, aby zamknąć za pomocą ligatur bliższe ogonowe naczynia udowe, boczne obwodowe naczynia udowe i naczynia odpiszczelowe. W ten sposób perfuzja płata jest zapewniona przez tętnicę udową i przechodzi bezpośrednio przez powierzchowną tętnicę ogonową nadbrzusza, podczas gdy drenaż żylny jest wykonywany przez powierzchowną żyłę nadbrzusza ogonowego w kierunku żyły udowej.
- Zacisnąć szypułkę naczyniową, a następnie przeciąć ją, aby rozpocząć 8-godzinny okres niedokrwienia. Podczas zabiegu należy używać elektrycznych, aby utrzymać temperaturę. Dwukrotnie podaje się podskórnie dwa zastrzyki o pojemności 5 ml ciepłego (25°C) 0,9% roztworu soli fizjologicznej. Pierwsze podanie wykonuje się 2 godziny po rozpoczęciu zabiegu; a drugi po zakończeniu procedury w celu uzyskania właściwego wyzdrowienia zwierzęcia.
- Użyj heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej (100 U/ml) do perfuzji płatka i usunięcia zastoju krwi z mikrokrążenia.
- Do wykonania zespoleń mikrochirurgicznych należy użyć nici nylonowych 10/0.
- Po 8 godzinach niedokrwienia należy ponownie wykonać płatek, usuwając zaciski mikronaczyniowe i sprawdzić drożność naczyń krwionośnych zgodnie z poniższym opisem.
3. Ocena śródoperacyjna
- Wykonaj manualną próbę drożności (test pustego i uzupełniającego) dla żyły i tętnicy. W tym celu należy użyć dwóch kleszczyków mikrochirurgicznych, ustawić je dystalnie do zespolenia i wykonać dojenie. Najpierw zwolnij kleszcze znajdujące się najbliżej miejsca zespolenia. Jeśli przepływ krwi jest kontynuowany po opróżnieniu odcinka naczyniowego, oznacza to, że zespolenie jest oczywiste.
- Oceń przepływ krwi za pomocą przepływomierza ultradźwiękowego w czasie tranzytu i sond mikrochirurgicznych.
- Zmierz średnicę naczyń nasadowych, aby wybrać odpowiedni rozmiar sond przepływu.
nuta: Sonda przepływu 0,7 mm może mierzyć naczynia w zakresie od 0,4 mm do 0,7 mm; Sonda przepływu 1,0 mm może mierzyć naczynia w zakresie od 0,7 mm do 1,0 mm; Sonda przepływu 1,5 mm może mierzyć naczynia w zakresie od 1,0 mm do 1,5 mm. - Umieść naczynie docelowe w okienku czujnika ultradźwiękowego (między odbłyśnikiem a przetwornikami) sondy przepływu, aby określić ilościowo objętość przepływu.
nuta: Trzymaj sondę neutralnie przy płaszczyźnie naczynia, aby uniknąć naprężenia lub ciągnięcia. - Sprawdź jakość sprzężenia akustycznego, obserwując, że wszystkie paski na wyświetlaczu są zielone.
nuta: Jeśli trudno jest uzyskać dobre sprzężenie akustyczne, użyj miejscowo żelu ultradźwiękowego lub roztworu soli fizjologicznej. - Gdy zostanie osiągnięte dobre sprzężenie i naczynie zostanie umieszczone w oknie akustycznym bez żadnego napięcia, kliknij przycisk Nagraj na wyświetlaczu, aby zapisać dane.
nuta: Aby uzyskać wiarygodny i prawidłowy pomiar, upewnij się, że wzór fali jest stale powtarzalny.
- Zmierz średnicę naczyń nasadowych, aby wybrać odpowiedni rozmiar sond przepływu.
- Po zakończeniu użyj wchłanialnych plecionych szwów z kwasem poliglikolowym (PGA) 4-0 (trójkątna igła 16 mm 3/8), aby zamknąć skórę. Użyj prostego, przerwanego wzoru, aby utrzymać siłę i pozycję tkanki, jeśli część szwu zostanie odgryziona przez szczura po operacji.
- Oceń mikrokrążenie płatka za pomocą laserowej analizy kontrastu plamkowego (LASCA).
- Wykonaj nowe nagranie dla każdego zwierzęcia i dla każdej obserwacji badania. W tym celu kliknij Plik/Nowe nagranie. Otworzy się nowe okno i zostanie wyświetlony panel ustawień. Następnie edytuj informacje o nazwie projektu, temacie, operatorze i nazwie nagrania.
- Aby uzyskać maksymalną odtwarzalność, ustandaryzuj następujące parametry: odległość roboczą, obszar pomiaru, gęstość punktów, liczbę klatek na sekundę i warunki oświetlenia otoczenia.
- Dostosuj odległość roboczą, przesuwając laser w stosunku do tkanki. Przybliż lub pomniejsz głowicę lasera w kierunku interesującej Cię tkanki. Aby sprawdzić zmierzoną wartość, kliknij przycisk Image Setup (Ustawienia obrazu). Tutaj ustaw na 12,0 cm.
- Ustandaryzuj obszar pomiaru, wprowadzając żądaną szerokość i wysokość w ustawieniach obrazu. Zaprojektowana klapka ma wymiary 3 cm x 6 cm. Do tego pomiaru wybierz szerokość 4,0 cm i wysokość 7,0 cm, aby mieć trochę dodatkowej przestrzeni.
- Ustaw gęstość punktów jako wysoką w ustawieniach obrazu. Wysoka, średnia i niska to trzy opcje.
- W ustawieniach przechwytywania obrazu wybierz liczbę klatek na sekundę (10 obrazów/s) dla nagrania i czas trwania (1 min) nagrania.
nuta: Mieć takie same warunki oświetlenia otoczenia na sali operacyjnej podczas operacji lub wykonywania ocen. - Kliknij przycisk Nagraj, aby rozpocząć nagrywanie. Panel ustawień zostanie zastąpiony panelem nagrywania. Dane są zapisywane automatycznie. Wykonaj migawki podczas procedury, aby umożliwić dalsze porównanie.
nuta: Skalę perfuzji można zmienić, aby poprawić wizualizację (Kliknij Narzędzia | Filtry i skale kolorów | Skala perfuzji | Ręczny 0 - 150), ale zmierzone wartości perfuzji pozostaną nienaruszone. Przed i po nagraniu można utworzyć różne obszary zainteresowania (ROI), aby zmierzyć perfuzję w ich obrębie. W tym przypadku oceniliśmy tylko obszar ćwiczonej klapy (3 cm x 6 cm).
- Użyj oprogramowania ImageJ, aby zmierzyć obszary przeżycia i martwicy.
- Zlokalizuj linijkę z boku klapy, a następnie wykonaj zdjęcia kontrolne w celu makroskopowych pomiarów obszaru przeżycia klapy.
- Aby ocenić obrazy, otwórz interfejs użytkownika ImageJ. Kliknij Plik i otwórz obraz, który ma być mierzony.
- Wybierz opcję Linia prosta w przyborniku i narysuj linię prostą na 1 cm linijki. Kliknij Analizuj | Ustaw Skala i wprowadź w polu tekstowym dla znanej odległości wartość 1 cm.
- Kliknij narzędzie do zaznaczania wielokątów i narysuj linie wielokątów nad klapą, aby obliczyć realny obszar. Ostatecznie kliknij Analizuj | Zmierz, aby uzyskać wartość powierzchni.
- Przed umieszczeniem zwierzęcia w pomieszczeniu należy założyć opatrunek pooperacyjny, aby zapobiec samookaleczeniu pola operacyjnego. Po zabiegach zwierzęta są trzymane w klatkach indywidualnie, w pomieszczeniu z kontrolowaną temperaturą (od 22°C do 25°C).
4. Ocena pooperacyjna i pobieranie próbek tkanek
- Znieczulij szczura po 7 dniach po operacji w celu oceny płata i pobrania próbki tkanki, wykonując te same czynności, które opisano wcześniej w tym protokole (kroki 1.2 i 1.3). Sprawdź głębokość znieczulenia przez brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.
- Sfotografuj obszar operacyjny, aby umożliwić makroskopowe pomiary obszarów przeżycia płata i martwicy. Wykonać pooperacyjne pomiary makroskopowe, postępując zgodnie z tymi samymi etapami oceny śródoperacyjnej, które zostały wyjaśnione wcześniej w protokole (krok 3.5).
nuta: Zwróć uwagę podczas korzystania z narzędzia do zaznaczania wielokątów, rysując linie na klapce ograniczające żywy obszar (mierzone w cm2). Procent powierzchni żywotnej można obliczyć jako (cm2 powierzchni żywotnej/cm2 całkowitej powierzchni klapy) × 100. - Oceń mikrokrążenie płatka za pomocą techniki LASCA (krok 3.4) w celu wizualizacji i ilościowego określenia różnic w perfuzji
- Po analizie makroskopowej usuń szwy 4/0 i podnieś płat, aby ponownie ocenić przepływ krwi w szypułce naczyniowej za pomocą ultradźwięków w czasie tranzytu.
- Pobieranie próbek tkanek należy przeprowadzić, dzieląc płat wzdłużnie na dwie części o wymiarach 1,5 cm x 6 cm.
- Zanurz jedną część w pojemniku do biopsji z 4% paraformaldehydem w temperaturze pokojowej w celu dalszych analiz histologicznych.
- Wprowadzić drugą część tkanki do probówki do krioprezerwacji, zanurzyć ją w ciekłym azocie, a następnie kriokonserwować probówkę, przechowując ją w temperaturze -80 °C do przyszłych analiz molekularnych.
- Poddać szczura eutanazji w znieczuleniu wziewnym za pomocą szybkiego wstrzyknięcia dosercowego 2 M KCl/kg, zgodnie z zaleceniami komisji etycznej.
Wyniki
Bezpośrednio po wykonaniu anastomoz mikrosurgicalnych uzyskaliśmy objętości przepływu krwi wyższe niż minimalne przepływy zalecane w literaturze8; w związku z tym wszystkie anastomozy mikrosurgicalne pozostały drożne tydzień po operacji (Rycina 1).
Rysunek 1: Pomiar przepływu krwi metodą ultradźwiękową z pomiarem czasu przejścia. (A) Położenie mikrosurgicalnej sondy przepływu do oceny przepływu krwi. (B) Wzorzec i ilościowe oznaczenie przepływu krwi w zespolonych naczyniach szypuły płata. Aby wyświetlić większą wersję tej figury, kliknij tutaj.
Dzięki technice LASCA możliwe było zaobserwowanie niedoboru przepływu krwi w mikrokrążeniu podczas niedokrwienia, w tym natychmiastowej hiperperfuzji podczas reperfuzji płata, a w okresie okooperacyjnym – różnych obszarów o mniejszej perfuzji i wyższym ryzyku pooperacyjnej martwicy płata, które rzeczywiście uległy martwicy 7 dni po zakończeniu badania (Rysunek 2).
Rysunek 2: Technologia analizy kontrastu plamek laserowych. (AWizualizacja perfuzji krwi w tkankach mikrokrążenia w warunkach fizjologicznych.BWizualizacja mikrokrążenia i perfuzji tkankowej krwi podczas niedokrwienia. (C) Wizualizacja perfuzji krwi w mikrokrążeniu tkankowym bezpośrednio po reperfuzji. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.
Powierzchnia przeżycia płata po 8 h niedokrwienia i następującej po nim reperfuzji wynosiła około 40%. Wcześniej opublikowane wyniki9 wykazały statystycznie istotne różnice w porównaniu tego modelu z płatami, w których nie wywołano niedokrwienia.
Dyskusja
Mikrochirurgiczne transfery tkanek wolnych stały się metodą z wyboru do rekonstrukcji dużych ubytków. Podczas takich swobodnych transferów tkanek następuje okres niedokrwienia. Gdy ten okres przekracza tolerancję tkanki, uraz I/R może spowodować awarię ćwiczonego wolnego płata9. Opis metodologii opracowania opłacalnego i translacyjnego modelu przedklinicznego do badania uszkodzeń I/R w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej może pomóc w prowadzeniu badań nad różnymi związkami w celu przeciwdziałania temu procesowi patofizjologicznemu.
W opisanym modelu zwierzęcym, po założeniu więzadeł naczyniowych i podniesieniu wolnego płata, nie stwierdzono zaburzeń przepływu krwi w kończynach tylnych, ani bólu czy utykania. Jak opisali Kochi i wsp.10 , nasz model pozostawił również trzy poboczne drogi przez sieci domięśniowe.
Monitorowanie wolnych płatów ma ogromne znaczenie11, ponieważ czas odzyskania jest odwrotnie proporcjonalny do czasu między wystąpieniem niedokrwienia a jego klinicznym rozpoznaniem. W tym celu należy badać wolne płaty w trakcie i po operacji.
Śródoperacyjnie szeroko stosowany test opróżniania i napełniania lub akustyczny Doppler umożliwia identyfikację, ale nie kwantyfikację obecności lub braku przepływu przez zespolenie12. Z tego powodu zastosowaliśmy technologię ultrasonograficzną w czasie tranzytu, nowatorską metodę, która pozwala chirurgom określić ilościowo przepływ krwi w zespoleniach mikrochirurgicznych13. W naszym badaniu wszystkie zespolenia mikrochirurgiczne zostały uwidocznione po 8 godzinach od uszkodzenia niedokrwiennego, a także na końcu badania. Bezpośrednio po utworzeniu zespoleń mikrochirurgicznych zauważyliśmy większe objętości przepływu krwi niż minima zalecane w piśmiennictwie8. Przewidywało to dobrą perfuzję szypułki pod koniec badania, wykazując, że na wyniki nie miała wpływu technika mikrochirurgiczna, ale raczej kaskada zdarzeń związanych z urazem I/R. Jednak ta technika nie jest wolna od ograniczeń. Aby uzyskać wiarygodne wyniki, sondy mikrochirurgiczne muszą być trzymane neutralnie w stosunku do płaszczyzny naczynia, nie ciągnąc go ani nie wytwarzając żadnego napięcia. Dobre sprzężenie akustyczne jest potrzebne do uzyskania odpowiedniego sygnału, który można uzyskać za pomocą żelu ultradźwiękowego lub soli fizjologicznej. Wysokiej jakości sygnał sprzęgający, dostarczany przez urządzenie, jest ważnym parametrem, który należy wziąć pod uwagę podczas pomiarów.
Zastosowaliśmy LASCA, znaną również jako laserowe obrazowanie z kontrastem plamkowym lub laserowe obrazowanie plamkowe, po operacji14. Technologia ta stanowi cenną technikę półilościowego mapowania przepływu w czasie rzeczywistym w wolnych klapach, co zostało zweryfikowane tutaj. Jednym z ograniczeń jest to, że wyniki są podawane w dowolnych jednostkach i nie są bezpośrednio związane z rzeczywistymi wartościami przepływu. W tym sensie potrzebne są dalsze badania, aby potwierdzić tę korelację. Laserowa przepływomierz dopplerowska jest częściej stosowana, ale ograniczona przez fakt, że mierzy perfuzję tylko w jednym punkcie płata, podczas gdy LASCA pozwala na wykrycie regionalnych zmian w perfuzji skóry w obrębie płata15. Ponadto niedawne badanie16 wykazało, że LASCA może w okresie okołooperacyjnym przewidywać regiony wysokiego ryzyka pooperacyjnej martwicy płatów. Nasze wyniki sugerują, że LASCA jest obiecującą techniką monitorowania około- i pooperacyjnego wolnych płatów.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Projekt badawczy został przeprowadzony w Centrum Chirurgii Minimalnie Inwazyjnej Jesús Usón (CCMIJU), będącym częścią ICTS Nanbiosis. Badanie przeprowadzono przy pomocy następujących jednostek nanbiozy: U21, eksperymentalna sala operacyjna; U22, pomieszczenia dla zwierząt; i U14, terapia komórkowa. Prace te były wspierane przez ISCIII Project PI16/02164 oraz przez Europejski Fundusz Rozwoju Regionalnego (FEDER), A way to make Europe. Podmiot finansujący nie odgrywał żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu i analizie danych, podejmowaniu decyzji o publikacji ani przygotowywaniu manuskryptu. Szczególne podziękowania kierujemy do Maríi Pérez za przygotowanie rycin oraz do Fernandy Carrizosy za nieustanne zachęcanie i wspieranie bibliografii naukowej.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| AureFlo Unit | Transonic (Ithaca, USA) | N/A | Przepływomierz ultradźwiękowy w czasie tranzytu |
| Zintegrowany podstawowy zestaw do chirurgii ręki i rekonstrukcyjnej (okrągły uchwyt) | S& T AG (Neuhausen, Szwajcaria) | RHR-SET. Nr kat. 00795 | Zestaw narzędzi mikrochirurgicznych |
| FLOW-i | Maquet Critical Care AB (Solna, Szwecja) | N/A | System podawania znieczulenia |
| Mikrozaciski ABB-1 | S& T AG (Neuhausen, Szwajcaria) | 00408V | Podwójny zacisk mikronaczyniowy z ramką |
| Mikrozaciski ABB-11 | S& T AG (Neuhausen, Szwajcaria) | 00414V | Podwójny zacisk mikronaczyniowy bez ramki |
| Mikrozaciski B-1 | S& T AG (Neuhausen, Szwajcaria) | 00396V | Zacisk mikronaczyniowy Sigle |
| Szew nylonowy 10/0 | Laboratorio Aragó (Barcelona, Hiszpania) | 19921 | Szew mikrochirurgiczny |
| OPMI Pentero 800 | Carl Zeiss AG (Oberkochen, Niemcy) | Nie dotyczy | Mikroskop chirurgiczny |
| PeriCam PSI System | Perimed AB (Jä Specyfikacja RFÄ lla, Szwecja) | N/A | Laserowy aparat do analizy kontrastu |
| plamkowego Philips Intellivue MX450 | Philips Medizin Systeme (Bö blingen, Niemcy) | N/A | System monitorowania |
| Protector posoperatorio para roedores | Fundació n Centro de Cirugí a de Mí nima invasió n Jesú s Us ó n (Cá ceres, Hiszpania) | P201400272 | Ochraniacz pooperacyjny dla gryzoni |
Bibliografia
- Siemionow, M., Arslan, E. Ischemia/reperfusion injury: a review in relation to free tissue transfers. Microsurgery. 24 (6), 468-475 (2004).
- Wang, W. Z., Baynosa, R. C., Zamboni, W. A. Update on ischemia-reperfusion injury for the plastic surgeon: 2011. Plastic and Reconstructive Surgery. 128 (6), 685-692 (2011).
- Chen, K. T., et al. Timing of presentation of the first signs of vascular compromise dictates the salvage outcome of free flap transfers. Plastic and Reconstructive Surgery. 120 (1), 187-195 (2007).
- Sears, E. D., Chung, K. C. Replantation of finger avulsion injuries: a systematic review of survival and functional outcomes. The Journal of Hand Surgery. 36 (4), 686-694 (2011).
- Caterson, E. J., Lopez, J., Medina, M., Pomahac, B., Tullius, S. G. Ischemia-reperfusion injury in vascularized composite allotransplantation. The Journal of Craniofacial Surgery. 24 (1), 51-56 (2013).
- Amin, K. R., Wong, J. K. F., Fildes, J. E. Strategies to Reduce Ischemia Reperfusion Injury in Vascularized Composite Allotransplantation of the Limb. The Journal of Hand Surgery. 42 (12), 1019-1024 (2017).
- Barre-Sinoussi, F., Montagutelli, X. Animal models are essential to biological research: issues and perspectives. Future Science OA. 1 (4), (2015).
- Shaughness, G., Blackburn, C., Ballestin, A., Akelina, Y., Ascherman, J. A. Predicting Thrombosis Formation in 1-mm-Diameter Arterial Anastomoses with Transit-Time Ultrasound Technology. Plastic and Reconstructive Surgery. 139 (6), 1400-1405 (2017).
- Ballestin, A., et al. Ischemia-reperfusion injury in a rat microvascular skin free flap model: A histological, genetic, and blood flow study. PloS One. 13 (12), 0209624(2018).
- Kochi, T., et al. Characterization of the Arterial Anatomy of the Murine Hindlimb: Functional Role in the Design and Understanding of Ischemia Models. PloS One. 8 (12), (2013).
- Smit, J. M., Zeebregts, C. J., Acosta, R., Werker, P. M. Advancements in free flap monitoring in the last decade: a critical review. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 177-185 (2010).
- Krag, C., Holck, S. The value of the patency test in microvascular anastomosis: Correlation between observed patency and size of intraluminal thrombus: An experimental study in rats. British Journal of Plastic Surgery. 34, 64-66 (1981).
- Selber, J. C., et al. A prospective study of transit-time flow volume measurement for intraoperative evaluation and optimization of free flaps. Plastic and Reconstructive Surgery. 131 (2), 270-281 (2013).
- Briers, D., et al. Laser speckle contrast imaging: theoretical and practical limitations. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 066018(2013).
- Zotterman, J., Bergkvist, M., Iredahl, F., Tesselaar, E., Farnebo, S. Monitoring of partial and full venous outflow obstruction in a porcine flap model using laser speckle contrast imaging. Journal of Plastic, Recontructive and Aesthetic Surgery. 69 (7), 936-943 (2016).
- Zotterman, J., Tesselaar, E., Farnebo, S. The use of laser speckle contrast imaging to predict flap necrosis: An experimental study in a porcine flap model. Journal of Plastic, Recontructive and Aesthetic Surgery. 72 (5), 771-777 (2019).
Przedruki i uprawnienia
