Artykuł metodologiczny

Zautomatyzowany przeciwprądowy system odśrodkowy do przetwarzania komórek na małą skalę

DOI:

10.3791/60423

⸱

12 grudnia 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1The Ritchie Centre, Hudson Institute of Medical Research, 2Department of Obstetrics and Gynaecology, Monash University, 3Scinogy, 4Australian Regenerative Medicine Institute, Monash University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Automatyzacja jest kluczem do skalowania i zarządzania kosztami w produkcji ogniw. Niniejszy manuskrypt opisuje zastosowanie przeciwprądowego urządzenia do odśrodkowego przetwarzania komórek do automatyzacji etapów wymiany i koncentracji komórek w bioprzetwarzaniu na małą skalę.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udana komercjalizacja terapii opartych na genach i komórkach wymaga procesów produkcyjnych, które są opłacalne i skalowalne. Wymiana buforu i koncentracja produktu są niezbędnymi elementami większości procesów produkcyjnych. Jednak na wczesnych etapach rozwoju produktu kroki te są często wykonywane ręcznie. Ręczne wirowanie ślepego zaułka w celu wymiany jest pracochłonne, kosztowne i nieskalowalne. Zamknięty zautomatyzowany system może skutecznie wyeliminować ten pracochłonny krok, ale wdrożenie może być wyzwaniem. W tym miejscu opisujemy nowo opracowane urządzenie do przetwarzania komórek, które nadaje się do przetwarzania komórek na małą i średnią skalę i ma na celu wypełnienie luki między przetwarzaniem ręcznym a automatyzacją na dużą skalę. Protokół ten można łatwo zastosować do różnych typów komórek i procesów, modyfikując natężenie przepływu i prędkość wirowania. Nasz protokół wykazał wysoki odzysk komórek przy krótszym czasie przetwarzania w porównaniu z procesem ręcznym. Komórki odzyskane w zautomatyzowanym procesie również utrzymały tempo proliferacji. Urządzenie może być stosowane jako komponent modułowy w zamkniętym procesie produkcyjnym, aby dostosować się do takich etapów, jak wymiana buforu, formułowanie komórek i kriokonserwacja.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krajobraz współczesnej medycyny szybko się zmienił dzięki niedawnym osiągnięciom w terapiach genowych i komórkowych (GCT). Jako jedna z najszybciej rozwijających się dziedzin badań translacyjnych, sektor GCT stoi również przed wyjątkowymi i bezprecedensowymi wyzwaniami. Oprócz solidnych wyników klinicznych, wydajne i opłacalne procesy produkcyjne są niezbędne dla komercyjnego sukcesu GCT, który jest szczególnie trudny do osiągnięcia w produkcji na małą skalę1. Koszt czasu, pracy i zapewnienia jakości jest zwiększony, gdy każda partia komórek produkuje tylko kilka dawek dla jednego pacjenta, a nie setki lub tysiące. W przeciwieństwie do allogenicznych terapii komórkowych, w których procesy produkcyjne są bardziej zbliżone do produkcji przeciwciał i rekombinowanych białek, autologiczne terapie komórkowe są zwykle wytwarzane jako operacje na małą skalę1. Jako stosunkowo nowe zjawisko w produkcji biofarmaceutycznej2, opcje przetwarzania komórek na małą skalę są obecnie dość ograniczone.

Wymiana jest niezbędna do produkcji komórek. Jest to jeden z dalszych procesów, w którym komórki są usuwane z pożywki hodowlanej i zagęszczane w celu kriokonserwacji lub infuzji. Obecnie w produkcji ogniw na małą skalę często stosuje się procesy podobne do tych w badaniach akademickich i opiera się na specjalistycznych pomieszczeniach czystych w celu utrzymania sterylności3. W procesach ręcznych często wykorzystuje się wirówki stołowe do granulowania i ponownego zawieszania komórek w celu zmniejszenia objętości i wymiany. Te otwarte procesy są kosztowne (tj. robocizna i utrzymanie pomieszczeń czystych) i mają ograniczoną zdolność produkcyjną, która nie jest idealna dla produkcji komercyjnej2,3.

Implementacja automatyzacji została zaproponowana jako rozwiązanie poprawiające wydajność produkcji i osiągające produkcję na skalę komercyjną2. Sterylności nie można osiągnąć w produktach komórkowych za pomocą tradycyjnych metod stosowanych w produktach biologicznych, takich jak napromienianie promieniowaniem gamma lub filtracja końcowa. Zamiast tego wdrażany jest zautomatyzowany system zamknięty, aby zmniejszyć ryzyko zanieczyszczenia i operatorów polegających na pomieszczeniach czystych w celu utrzymania sterylności4. Automatyzacja procesów rozwiązuje również kwestię skalowalności poprzez równoległe działanie wielu systemów (scale-out) lub zwiększenie mocy obliczeniowej pojedynczego urządzenia (scale-up), co z kolei minimalizuje zmienność między operatorami. Co więcej, analiza modelowania kosztów terapii autologicznych sugeruje, że automatyzacja może obniżyć koszty produkcji5,6. Jednak w badaniu klinicznym z wykorzystaniem autologicznych komórek macierzystych, w którym wykorzystano zautomatyzowaną platformę produkcyjną, nie stwierdzono żadnych korzyści kosztowych7, co sugeruje, że korzyści kosztowe wynikające z automatyzacji mogą zależeć od indywidualnego procesu produkcyjnego.

Istnieją różne strategie, w których automatyzacja może być wprowadzona do istniejącego procesu produkcyjnego. Można to osiągnąć poprzez wdrożenie w pełni zintegrowanej platformy lub modułowego łańcucha przetwarzania. Na rynku dostępnych jest kilka w pełni zintegrowanych platform do produkcji ogniw autologicznych, takich jak CliniMACS Prodigy (Miltenyi Biotec), Cocoon (Octane Biotech) i Quantum (Terumo BCT). Te zintegrowane platformy, które są często opisywane jako "GMP-in-a-box", mają niskie wymagania dotyczące infrastruktury i są łatwe w obsłudze. Zdolność produkcyjna w pełni zintegrowanej instalacji może być jednak ograniczona przez inkubator podłączony do systemu. Na przykład zdolność hodowli Prodigy jest ograniczona do 400 ml komory8, a kartridż Quantum ma ograniczoną powierzchnię ustawioną na 2,1 m2 (odpowiednik 120 kolb T175)7, co może być niewystarczające dla pacjentów wymagających większych dawek komórek9,10. Dodatkowo, Prodigy i Quantum mają wspólny atrybut, który ogranicza ich użycie: jednostka operacyjna jest zajmowana przez pojedynczą partię komórek przez cały okres ekspansji komórki, ograniczając w ten sposób liczbę partii, które mogą być wyprodukowane przez każdą jednostkę11. Modułowe podejście do automatyzacji polega na stworzeniu łańcucha produkcyjnego z wieloma modułowymi jednostkami, który symuluje komercyjny proces produkcyjny12,13. To podejście, które oddziela urządzenie do hodowli od urządzenia do mycia komórek, może w ten sposób zmaksymalizować wydajność produkcji. Idealnym urządzeniem przetwarzającym byłoby takie, które można dostosować i skalować do potrzeb produkcyjnych12.

Technologia wirowania przeciwprądowego (CFC), której początki sięgają lat siedemdziesiątych, ma długą historię w przetwarzaniu komórek14. Osiąga koncentrację i separację komórek poprzez zrównoważenie siły odśrodkowej z siłą przeciwprądową. Zazwyczaj zawiesina komórek wchodzi z wąskiego końca komory komórkowej przy stałym natężeniu przepływu, gdy jest poddawana działaniu siły odśrodkowej (Rysunek 1A). Przepływ płynu jest wywierany w kierunku przeciwnym do siły odśrodkowej. Nazywa się to siłą przeciwprądową, która tworzy gradient w komorze komórki. Siła przeciwprądowa zmniejsza się następnie w miarę rozszerzania się komory ogniwa od końcówki komory ogniwa w kształcie stożka. Komórki o większej gęstości i większej średnicy mają większą szybkość sedymentacji, a tym samym osiągają równowagę sił w kierunku końca komory komórkowej w kształcie stożka. Mniejsze cząstki mogą osiągnąć równowagę w kierunku podstawy komory lub być zbyt małe, aby zatrzymać je w komorze i zostaną zmyte. Technologia CFC jest znana głównie ze swojego zastosowania w przetwarzaniu produktów aferezy krwi, takich jak izolowanie monocytów do terapii komórkami dendrytycznymi15,16. Jeśli chodzi o wymianę, technologia CFC została zastosowana tylko w produkcji na dużą skalę17 i nie została jeszcze wykorzystana do produkcji na mniejszą skalę autologicznych terapii komórkowych.

Aby zaspokoić zapotrzebowanie na odpowiednie urządzenie do produkcji ogniw na małą skalę, niedawno opracowano zautomatyzowane urządzenie CFC (Zobacz Tabelę Materiałów)18. Zautomatyzowane urządzenie do przetwarzania komórek wykorzystuje technologię wirowania przeciwprądowego do usuwania resztek komórek i ułatwiania wymiany. Urządzenie wykonuje wymianę buforu za pomocą jednorazowego zestawu, który można sterylnie podłączyć do worka do przenoszenia komórek, co pozwala na przetwarzanie komórek w sterylnym, zamkniętym systemie. W tym miejscu badamy zastosowanie przeciwprądowego urządzenia odśrodkowego do przeprowadzania wymiany w hodowlach komórek ssaków w zautomatyzowanych protokołach. W tym badaniu przetestowaliśmy protokół wymiany przy użyciu komórek Jurkat i mezenchymalnych komórek zrębowych (MSC) do modelowania odpowiednio nieprzyległych i adherentnych typów komórek. Komórki Jurkata to unieśmiertelnione limfocyty T, często używane do badania ostrej białaczki z komórek T19,20. MSCs to dorosłe komórki macierzyste, które zostały przebadane w badaniach klinicznych na ludziach pod kątem szerokiego zakresu chorób9.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie odczynników i komórek do wymiany

  1. Przygotować (patrz tabela materiałów) w okapie z przepływem laminarnym klasy 2. Za pomocą zestawu strzykawka i igła usuń 50 ml roztworu soli fizjologicznej z worka z solą fizjologiczną o pojemności 500 ml. Zastąp to 50 ml 20% albuminy surowicy ludzkiej (HSA), aby uzyskać 2% HSA w soli fizjologicznej, która posłuży jako bufor do płukania.
  2. Usunąć komórki z naczyń hodowlanych i przeprowadzić zliczanie komórek w celu określenia początkowej ilości komórek i żywotności przez wykluczenie błękitu trypanowego. Załaduj ogniwa do worka transferowego.
    UWAGA: W tym protokole komórki Jurkat hodowano w RPMI, a MSCs hodowano w DMEM:F12. Obie pożywki uzupełniono 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% roztworem antybiotykowo-przeciwgrzybiczym. Komórki hodowano w temperaturze 37 °C z 5% CO2 . W przypadku MSCs lub komórek przylegających należy dodać enzym trawiący (np. trypsynę) do naczyń hodowlanych w celu odłączenia komórek i schudnąć pożywką hodowlaną po odłączeniu komórek. W tym protokole użyto worka transferowego, ponieważ komórki zostały namnażone w naczyniach hodowlanych. Jeśli jednak komórki są hodowane w worku do hodowli komórkowych, można go bezpośrednio podłączyć do zestawu jednorazowego użytku za pomocą sterylnego spawania rurowego. W tym protokole do każdej serii użyto 3 x 107 komórek Jurkata lub 1 x 107 MSC, w których komórki zawieszono w 40 ml pożywki hodowlanej.
    1. Załaduj komórki do worka transferowego (patrz Tabela materiałów) za pomocą zespołu strzykawki i igły, jeśli dostępna jest sterylna spawarka rurowa, która podłączy worek transferowy do jednorazowego zestawu do przetwarzania.
    2. Alternatywnie, użyj pary autoklawowanych nożyczek, aby przeciąć rurkę łączącą tak, aby pozostało około 10 cm przymocowanej do worka transferowego i dodać żeńskie złącze Luer na końcu rurki. Użyj strzykawki do zassania komórek i pożywki, a następnie podłącz strzykawkę do złącza Luer i załaduj komórki do worka transferowego.
  3. Podłącz worek zawierający komórki, worek buforowy do mycia zawierający 500 ml buforu do płukania przygotowanego w kroku 1.1, worek na odpady i strzykawkę do zbierania do zestawu jednorazowego użytku (Rysunek 1B).
    UWAGA: Pozycja łączenia każdej torby zależy od ustawień w programie. W tym protokole połączyliśmy worek na odpady w pozycji A, bufor do mycia w pozycji B, worek na komórki w pozycjach D i F oraz strzykawkę do zbierania w pozycji H (Rysunek 1C).

2. Program do automatycznego protokołu wymiany

  1. Otwórz graficzny interfejs użytkownika (GUI) urządzenia i naciśnij przycisk "START" na laptopie, komputerze lub tablecie. Następnie "Otwórz" istniejący protokół lub naciśnij "Nowy", aby utworzyć nowy.
  2. Użyj przycisków "Do przodu" i "Do tyłu", aby przejść przez każdy krok, wybrać zawory do otwarcia/zamknięcia, prędkość odśrodkową, prędkość pompy, kierunek pompy i wyzwalacze działania. Ustawienia dla każdego kroku podsumowano w tabeli 1. Następnie zapisz protokół.

3. Konfiguracja maszyny

  1. Umieść jednorazowy zestaw do przetwarzania na maszynie i odpowiednio zawieś połączone worki. Naciśnij czerwony przycisk "Stop/Reset", aby zresetować wszystkie zawory do domyślnej pozycji zamkniętej.
    UWAGA: Maszyna przeprowadzi test, gdy drzwi są zamknięte, aby upewnić się, że zestaw został prawidłowo umieszczony i że wszystkie zawory działają prawidłowo.
  2. Podłącz GUI do urządzenia przetwarzającego i naciśnij przycisk "Połącz". Następnie pobierz zapisany program. Gdy zaświeci się zielony przycisk "Play", oznacza to, że protokół jest gotowy do uruchomienia.
  3. Otwórz ręczne zaciski rurki worka transferowego.
    UWAGA: Jeśli operator zapomni otworzyć zaciski, urządzenie zatrzyma się i pojawi się ostrzeżenie czujnika ciśnienia. Naciśnij przycisk "Stop", aby zresetować urządzenie i otwórz zaciski, aby rozpocząć ponownie.

4. Automatyczna wymiana

  1. Naciśnij "Start", aby zainicjować program wymiany.
    UWAGA: Aby ręcznie zmienić zautomatyzowany proces, naciśnij przycisk "Dalej", aby przejść do następnego kroku przed osiągnięciem "Wyzwalacza" lub naciśnij "Pauza", aby wstrzymać proces. Spowoduje to recyrkulację ogniw przez zestaw, pozostawiając otwarte tylko zawory J i K ( Rysunek 1C).
  2. Pod koniec kroku 6 automatyzacji (Tabela 1) proces zostanie wstrzymany, gdy powietrze w opróżnionym worku uruchomi czujnik pęcherzyków. Naciśnij "Dalej", aby przenieść proces do następnego kroku, jeśli worek jest rzeczywiście pusty, lub naciśnij "Pauza", aby wznowić przetwarzanie, jeśli czujnik został wyzwolony przez pęcherzyk w linii.

5. Zbieranie i pobieranie próbek komórek

  1. Po zakończeniu zautomatyzowanego procesu zamknij wszystkie rurki clamps. Otwórz drzwi i wyjmij zestaw jednorazowego użytku z urządzenia. Odłączyć strzykawkę, aby pobrać komórki do kolejnych procesów. Pobrać próbkę pobranych komórek w celu sprawdzenia liczby komórek i żywotności (patrz krok 6.2).

6. Walidacja procesu

  1. Przeprowadzanie eksperymentów kontrolnych przy użyciu protokołu ręcznej wymiany.
    1. Odwirować zawiesinę komórek w ilości 200 x g przez 5 minut. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki za pomocą 30 ml buforu do przemywania komórek. Ponownie odwirować zawiesinę komórkową przy sile 200 x g przez 5 minut. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki za pomocą 10 ml buforu do przemywania komórek.
  2. Przeprowadź liczenie komórek za pomocą testu wykluczania błękitu trypanowego, aby ocenić żywotność komórek za pomocą automatycznego licznika komórek.
  3. Wykonaj test MTS, aby określić ilościowo proliferację komórek w 2, 24 i 48 godz.
    UWAGA: Test MTS przeprowadzono na 96-dołkowej płytce do hodowli tkankowej zgodnie z instrukcjami producenta. Po procesie wymiany buforowej posiano 100 μl podwielokrotności pożywki do hodowli komórkowej (zawierającej 10 000 komórek Jurkat lub 1 500) na studzienkę. W każdym punkcie czasowym do każdego dołka dodawano 20 μl odczynników MTS i inkubowano przez 2 godziny w temperaturze 37 °C. Absorbancję oceniono przy długości fali 490 nm za pomocą czytnika płytek.
  4. Wykonaj testy funkcjonalne, aby porównać wpływ procesu zautomatyzowanego i procesu ręcznego na komórki Jurkata i funkcję MSC.
    1. Hodowla komórek Jurkata na 96-dołkowej płytce o gęstości 1 x 106 komórek/ml stymulowanych 50 ng/ml 12-mirystynianu forbolu 13-octanu (PMA) i 1 μg/ml jonomycyny (koktajl stymulacji komórek) w pożywce DMEM:F12 zawierającej 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) przez 24 godziny. Inkubować komórki w temperaturze 37 °C z 5% CO2 .
    2. Zmierzyć produkcję interleukiny-2 z supernatantu hodowli za pomocą testu ELISA na bazie kulek (patrz tabela materiałów) zgodnie z instrukcjami producenta.
    3. Hodowla MSCs na 12-dołkowej płytce o gęstości 10 000 komórek/cm2 w 1 ml pożywki DMEM:F12 zawierającej 10% FBS uzupełnionej interferonem-γ 50 jednostek/ml przez 48 godzin. Zebrać supernatant do testu stężenia kinureniny, aby zmierzyć aktywność enzymu 2,3-dioksygenazy indoloaminy (IDO) MSC, jak wcześniej opisano21.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole użyliśmy komórek Jurkat i MSC jako reprezentatywnych przykładów, aby zademonstrować proces automatycznej wymiany. W trakcie tego procesu komórki Jurkat i MSC dzieliły te same etapy przetwarzania, różniąc się siłą odśrodkową i prędkością pompy, które kontrolują natężenie przepływu (tabela 1). Rysunek 2 pokazuje reprezentatywne obrazy wykonane przez kamerę, pokazujące, jak fluidyzowane łoże komórkowe może wyglądać podczas procesu wymiany bufora. Zazwyczaj fluid...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany protokół automatycznej wymiany jest prosty i przyjazny dla użytkownika. Niemniej jednak w tym protokole jest kilka kluczowych kroków, które są krytyczne i wymagają szczególnej uwagi. Z naszego doświadczenia wynika, że podczas przetwarzania większych komórek, takich jak MSC (średnia średnica 10–15 μm), każda seria powinna obejmować co najmniej 1 x 107 komórek, aby osiągnąć optymalny odzysk komórek (ryc. 4B). Przetwarzanie mniejszych komórek, takich jak komó...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

SW, IF i DJ są dyrektorem operacyjnym, dyrektorem technicznym i dyrektorem generalnym firmy Scinogy Pty. Ltd. Dostęp do urządzenia CFC został również zapewniony przez firmę Scinogy.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest wspierana przez Program Wsparcia Infrastruktury Operacyjnej Rządu Wiktorii oraz Bon Technologiczny Rządu Wiktorii dostarczony przez Departament Rozwoju Gospodarczego, Miejsc Pracy, Transportu i Zasobów. RL jest laureatem stypendium National Health and Medical Research Council Career Development Fellowship. AL jest laureatem australijskiej nagrody podyplomowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
20 ml strzykawki Luer lockBD302830
20% albumina surowicy ludzkiej (HSA)CSL BehringAUST R 46283
4-(dimetyloamino)benzaldehydSigma-Aldrich156477-25g
500ml IV worek solifizjologicznej Fresenius KabiK690521
Antybiotykowo-PrzeciwgrzybiczyThermo Fisher Scientific15240112
Automatyczny licznik komórek (Countess)Thermo Fisher ScientificN/A
Szkiełka komory do liczenia komórekThermo Fisher ScientificC10228
Koktajl stymulacji komórek (500x)Thermo Fisher Scientific00-4970-93
Worki do przenoszenia komórekTerumoT1BBT060CBB
CellTiter AQueous One Solution Test proliferacji komórek (MTS)Wirówka PromegaG3582
Eppendorf5810R
DMEM: Nośnik F12Thermo Fisher Scientific11320082
Czytnik płytek EnVisionPerkin ElmerN/A
Surowica bydlęca płodu (FBS)Thermo Fisher Scientific10099141
Zestaw interleukiny ludzkiej 2 (IL2)Perkin ElmerAl221C
Złączki Luer (żeńskie)CPCLF41
PC laptop lub tablet PCASUSN/A
Czytnik płyt (SpectraMax i3)Urządzenie molekularneNie dotyczy
Rekombinowany ludzki IFN-γPeproTech300-02
Wirówka przeciwprądowa Rotea urządzenie do przetwarzania komórekScinogyN/A Jednorazowy
zestaw do przetwarzania RoteaMedia ScinogyN/A
RPMIThermo Fisher Scientific11875119
Nożyczki chirurgiczneProSciTech420SS
Kwas trichlorooctowySigma-AldrichT6399-250g
Trypanowa niebieska plamaThermo Fisher ScientificT10282
Enzym trawienia trypsyny (TrypLE Express Enzyme)Thermo Fisher Scientific12604013

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lopes, A. G., Sinclair, A., Frohlich, B. Cost Analysis of Cell Therapy Manufacture: Autologous Cell Therapies, Part 1. BioProcess International. 16 (3), (2018).
  2. Hampson, B., Ceccarelli, J. Factories of the future: Can Patient-Specific Cell Therapies Get There from Here? BioProcess International. 14 (4), (2016).
  3. Preti, R., Daus, A., Hampson, B., Sumen, C. Mapping success for commercial cell therapy manufacturing. BioProcess International. 13 (9), 33-38 (2015).
  4. Heathman, T. R., et al. The translation of cell-based therapies: clinical landscape and manufacturing challenges. Regenerative Medicine. 10 (1), 49-64 (2015).
  5. Lipsitz, Y. Y., et al. A roadmap for cost-of-goods planning to guide economic production of cell therapy products. Cytotherapy. 19 (12), 1383-1391 (2017).
  6. Lopes, A. G., Sinclair, A., Frohlich, B. Cost Analysis of Cell Therapy Manufacture: Autologous Cell Therapies, Part 2. BioProcess International. 16 (4), 12-19 (2018).
  7. Hanley, P. J., et al. Efficient manufacturing of therapeutic mesenchymal stromal cells with the use of the Quantum Cell Expansion System. Cytotherapy. 16 (8), 1048-1058 (2014).
  8. Leong, W., Nakervis, B., Beltzer, J. Automation: what will the cell therapy laboratory of the future look like? Cell Gene Therapy Insights. 4 (9), 679-694 (2018).
  9. Galipeau, J., Sensebe, L. Mesenchymal Stromal Cells: Clinical Challenges and Therapeutic Opportunities. Cell Stem Cell. 22 (6), 824-833 (2018).
  10. Salmikangas, P., Kinsella, N., Chamberlain, P. Chimeric Antigen Receptor T-Cells (CAR T-Cells) for Cancer Immunotherapy - Moving Target for Industry? Pharmaceutical Research. 35 (8), 152(2018).
  11. James, D. How short-term gain can lead to long-term pain. Cell Gene Therapy Insights. 3 (4), 271-284 (2017).
  12. Rafiq, Q. A., Thomas, R. J. The evolving role of automation in process development, manufacture of cell, gene-based therapies. Cell Gene Therapy Insights. 2 (4), 473-479 (2016).
  13. Rafiq, Q. A. Emerging Automated Approaches for Cell and Gene Therapy Manufacture. Cell Gene Therapy Insights. 4 (9), 911-914 (2018).
  14. Contreras, T. J., Jemionek, J. F., French, J. E., Shields, L. J. Human Granulocyte Isolation by Continuous Flow Centrifugation Leukapheresis and Counterflow Centrifugation Elutriation (CFCL/CCE). Transfusion. 19 (6), 695-703 (1979).
  15. Berger, T. G., et al. Efficient elutriation of monocytes within a closed system (Elutra™) for clinical-scale generation of dendritic cells. Journal of Immunological Methods. 298 (1), 61-72 (2005).
  16. Chen, Y., Hoecker, P., Zeng, J., Dettke, M. Combination of Cobe AutoPBSC and Gambro Elutra as a platform for monocyte enrichment in dendritic cell (DC) therapy: Clinical study. Journal of Clinical Apheresis. 23 (5), 157-162 (2008).
  17. Whitford, W. G. Continuous Processing in Pharmaceutical Manufacturing. Subramanian, G. , (2014).
  18. Scinogy. SMALL BATCH CELL SEPARATION, WASH & CONCENTRATION. , https://www.scinogy.com/projects (2019).
  19. Yu, D., et al. Targeting Jurkat T Lymphocyte Leukemia Cells by an Engineered Interferon-Alpha Hybrid Molecule. Cellular Physiology and Biochemistry. 42 (2), 519-529 (2017).
  20. Moharram, S. A., Shah, K., Kazi, J. U. T cell Acute Lymphoblastic Leukemia Cells Display Activation of Different Survival Pathways. Journal of Cancer. 8 (19), 4124(2017).
  21. Ling, W., et al. Mesenchymal stem cells use IDO to regulate immunity in tumor microenvironment. Cancer Research. 74 (5), 1576-1587 (2014).
  22. Tanzeglock, T., Soos, M., Stephanopoulos, G., Morbidelli, M. Induction of mammalian cell death by simple shear and extensional flows. Biotechnology and Bioengineering. 104 (2), 360-370 (2009).
  23. Aguado, B. A., Mulyasasmita, W., Su, J., Lampe, K. J., Heilshorn, S. C. Improving viability of stem cells during syringe needle flow through the design of hydrogel cell carriers. Tissue engineering. Part A. 18 (7-8), 806-815 (2012).
  24. Zhu, F., et al. Hydroxyethyl starch as a substitute for dextran 40 for thawing peripheral blood progenitor cell products. Cytotherapy. 17 (12), 1813-1819 (2015).
  25. Schwandt, S., Korschgen, L., Peters, S., Kogler, G. Cord blood collection and processing with hydroxyethyl starch or non-hydroxyethyl starch. Cytotherapy. 18 (5), 642-652 (2016).
  26. Stroncek, D. F., et al. Counter-flow elutriation of clinical peripheral blood mononuclear cell concentrates for the production of dendritic and T cell therapies. Journal of Translational Medicine. 12, 241(2014).
  27. Mfarrej, B., et al. Pre-clinical assessment of the Lovo device for dimethyl sulfoxide removal and cell concentration in thawed hematopoietic progenitor cell grafts. Cytotherapy. 19 (12), 1501-1508 (2017).
  28. Abonnenc, M., Pesse, B., Tissot, J. D., Barelli, S., Lion, N. Automatic washing of thawed haematopoietic progenitor cell grafts: a preclinical evaluation. Vox Sanguinis. 112 (4), 367-378 (2017).
  29. Panes, J., et al. Expanded allogeneic adipose-derived mesenchymal stem cells (Cx601) for complex perianal fistulas in Crohn's disease: a phase 3 randomised, double-blind controlled trial. Lancet. 388 (10051), 1281-1290 (2016).
  30. Lim, R., et al. First-In-Human Administration of Allogeneic Amnion Cells in Premature Infants With Bronchopulmonary Dysplasia: A Safety Study. Stem Cells Translational Medicine. 7 (9), 628-635 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Centryfugacja przeciwpr dowazautomatyzowana wymiana buforuurz dzenie do przetwarzania kom rekjednorazowy zestaw do przetwarzaniazfluidyzowane o e kom rkowewysoka odzyskowalno kom rekzamkni ty system produkcyjnyprotok wymiany buforuocena ywotno ci kom rek

Powiązane artykuły