Artykuł metodologiczny

Synteza peptydów niosących informacje i ich sekwencyjna dynamiczna samoorganizacja kowalencyjna

DOI:

10.3791/60442

⸱

6 lutego 2020

 ,  , 
1Department of Chemical Engineering, University of Michigan, 2Department of Chemical Engineering, Monash University, 3Department of Materials Science and Engineering, Monash University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono protokół do syntezy kodowanych informacyjnie oligomerów peptoidowych oraz do sekwencyjnego samoorganizowania tych peptoidów w drabinki molekularne przy użyciu amin i aldehydów jako dynamicznych par kowalencyjnych reagentów oraz kwaśnych triflatów metali ziem rzadkich Lewisa jako odczynników wielozadaniowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół przedstawia użycie wielozadaniowych odczynników kwasowych Lewisa do obejścia pułapek kinetycznych obserwowanych podczas samoorganizacji kodowanych informacyjnie nici oligomerycznych, w których pośredniczą sparowane dynamiczne oddziaływania kowalencyjne w sposób naśladujący cykl termiczny powszechnie stosowany do samoorganizacji komplementarnych sekwencji kwasów nukleinowych. Pierwszorzędowe monomery aminowe zawierające ugrupowania wiszące aldehydu i aminy są funkcjonalizowane ortogonalnymi grupami ochronnymi do stosowania jako dynamiczne pary reagentów kowalencyjnych. Korzystając ze zmodyfikowanego automatycznego syntezatora peptydów, pierwszorzędowe monomery aminowe są kodowane w niciach oligo(peptoidowych) poprzez syntezę submonomerów w fazie stałej. Po oczyszczeniu za pomocą wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC) i scharakteryzowaniu za pomocą spektrometrii mas z jonizacją elektrorozpylania (ESI-MS), specyficzne dla sekwencji oligomery są poddawane wysokiemu obciążeniu kwaśnym triflatem metali ziem rzadkich Lewisa, który zarówno deprotoratuje ugrupowania aldehydowe, jak i wpływa na równowagę par reagentów tak, że nici całkowicie dysocjują. Następnie ekstrahuje się frakcję kwasu Lewisa, umożliwiając wyżarzanie komplementarnych nici specyficznych dla sekwencji w celu utworzenia zakodowanych informacyjnie drabinek molekularnych charakteryzujących się spektrometrią mas desorpcji/jonizacji laserowej wspomaganej matrycą (MALDI-MS). Prosta procedura opisana w tym raporcie pozwala obejść pułapki kinetyczne powszechnie stosowane w dziedzinie dynamicznego montażu kowalencyjnego i służy jako platforma dla przyszłego projektowania solidnych, złożonych architektur.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Postęp w samoorganizacji, procesie, w którym małe podjednostki generują większe architektury za pomocą ścieżek sterowanych termodynamicznie, pozwolił na lepszą kontrolę nad makro- i supramolekularnymi nanostrukturami, zazwyczaj poprzez wykorzystanie interakcji międzycząsteczkowych, takich jak układanie π i wiązania wodorowe1,2,3,4. W szczególności kwasy nukleinowe (tj. polinukleotydy) okazały się niezwykle wszechstronnymi nośnikami nanokonstrukcyjnymi, ponieważ wysoka gęstość informacji dostarczana przez parowanie zasad Watsona-Cricka pozwala na tworzenie złożonych, selektywnych sekwencyjnie struktur4,5. Podczas gdy z natury niska siła tych przejściowych wiązań międzycząsteczkowych umożliwia przegrupowanie podjednostek i korekcję błędów, powstałe struktury są często podatne na degradację termiczną i mechaniczną6. Natomiast dynamiczne interakcje kowalencyjne7,8,9, klasa reakcji tworzenia wiązań kowalencyjnych, które są odwracalne lub przestawiane w łagodnych warunkach, a ostatnio zostały wykorzystane do uzyskania skomplikowanych makrocząsteczek, takich jak drabiny10,11,12,13, klatki14,15,16, oraz stacks17, oferują zwiększoną siłę wiązania i solidne struktury. Niestety, zdolność do przegrupowania i sprawdzania błędów jest zmniejszona przez stosunkowo niskie tempo przegrupowania tych kowalencyjnych gatunków, co ogranicza ich zdolność do samoorganizacji w pożądane produkty18. Aby rozwiązać ten problem pułapki kinetycznej, często stosuje się katalizatory lub trudne warunki reakcji w połączeniu z prostymi elementami konstrukcyjnymi. W tym miejscu przedstawiamy proces, który omija pułapkowanie kinetyczne, aby umożliwić samoorganizację drabinek molekularnych z oligomerów specyficznych dla sekwencji, w których hybrydyzacja jest kierowana przez informację zakodowaną w sekwencjach reszt oligomerowych.

Biorąc pod uwagę ich syntetyczną dostępność, poli(N-podstawione glicyny) (tj. peptoidy) są używane jako oligomeryczne prekursory, z których składane są molekularne drabiny19. Peptoidy są strukturalnymi izomerami peptydów, w których grupy wiszące są przyczepiane do azotu przenoszonego przez szkielet, zamiast być sprzężone z α-carbon20. Korzystając z syntezy w fazie stałej, można łatwo uzyskać dokładne rozmieszczenie dynamicznych kowalencyjnych grup wisiorków wzdłuż łańcucha peptoidalnego, co pozwala na zaprojektowanie oligomerów prekursorowych, które mogą łączyć się w złożone struktury supramolekularne21.

Dynamiczne kowalencyjne przegrupowanie połączeń imine jest stosowane w tej procedurze, ponieważ reakcja kondensacji generująca aminę dostarcza wygodnego sposobu na scharakteryzowanie samoorganizacji za pomocą spektrometrii mas, ponieważ każde utworzone wiązanie powoduje redukcję masy o 18 g/mol22. Ponadto równowaga między reagentami aminy i aldehydu a produktem iminowym może być zmieniana poprzez zmianę stężenia kwasu. W szczególności triflaty metali ziem rzadkich są używane do wpływania na równowagę, a dodatkowo deprotect aldehydy chronione acetalem etylenu23,24,25. Warto zauważyć, że triflate skandu jest już powszechnie stosowany w dziedzinie dynamicznej samoorganizacji kowalencyjnej, w tym jego niedawny sukces we wspomaganiu syntezy kowalencyjnych struktur organicznych (COF) w temperaturze pokojowej26,27. Dodatkowo, kontrastowa rozpuszczalność sekwencji oligo(peptoidów) i triflatu metalu ziem rzadkich umożliwia kontrolę równowagi poprzez ekstrakcję ciecz-ciecz. Opisany proces wykorzystuje tę kontrolę do obejścia barier kinetycznych uniemożliwiających samoorganizację sterowaną przez informacje.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Kilka substancji chemicznych używanych w tym protokole jest, łatwopalnych lub toksycznych i powinno być używane tylko pod wyciągiem chemicznym. Przed użyciem należy używać odpowiedniego wyposażenia ochrony osobistej i zapoznać się ze wszystkimi odpowiednimi kartami charakterystyki (SDS).

1. Synteza monomerów

UWAGA: Aminy pierwszorzędowe zostały zsyntetyzowane zgodnie z opublikowanymi metodami.

  1. Synteza 4-(2-aminoetylo)-N-(allilokarbonyloksy)fenyloaminy (Npam)25,28
    1. Dodać 5,0 g (36,7 mmol) 4-(2-aminoetylo)aniliny do 150 ml 10% kwasu octowego (roztwór wodny, v/v).
      UWAGA: Zastosowanie słabego kwasu umożliwia selektywną ochronę aminy aromatycznej bez wpływu na aminę alifatyczną ze względu na dużą różnicę wartości pKa między obiema grupami.
    2. Przygotować roztwór 4,9 g (40,4 mmol; odpowiednik 1,1) chloromrówczanu allilu w 150 ml 1,4-dioksanu.
    3. Połączyć roztwory w kolbie okrągłodennej o pojemności 500 ml wyposażonej w mieszadło magnetyczne i mieszać mieszaninę reakcyjną w temperaturze pokojowej przez noc.
    4. Aby przyspieszyć reakcję, rozcieńczyć 500 ml wody dejonizowanej (DI) i przemyć eterem dietylowym (Et2O, 300 ml × 3). Wyrzuć frakcje organiczne.
    5. Doprowadzić fazę wodną do pH 14, dodając 2 M NaOH (roztwór wodny) i ekstrahować za pomocą Et2O (150 ml × 3).
    6. Połącz frakcje organiczne i przemyj wodą DI (150 ml × 3).
    7. Wysuszyć naNa 2SO4, a następnie przefiltrować.
    8. Odparować do sucha pod zmniejszonym ciśnieniem.
    9. Potwierdzić tożsamość wyizolowanego produktu, Npam, za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR). Spodziewaj się następujących wyników: 1H NMR (500 MHz, CdCl3) δ: 7.31 (d, J = 8.0 Hz, 2H, Ar), 7.14 (d, J = 8.5 Hz, 2H, Ar), 6.65 (s, 1H, -NH-), 6.04 – 5.89 (m, 1H, -CH=CH2), 5.36 (dq, J = 17.1, 1.6 Hz, 1H, -CH=CHH), 5.26 (dq, J = 10.5, 1.4 Hz, 1H, -CH=CHH), 4,66 (dt, J = 5,8, 1,5 Hz, 2H, -CH2-CH=CH2), 2,94 (t, J = 6,8 Hz, 2H, -CH2-NH 2), 2,70 (t, J = 6,8 Hz, 2H, -CH2-Ar), 1,04 (s, 2H, -CH2-N H2). 13C NMR (125 MHz, CD3OD) δ: 154.85, 137.00, 134.98, 133.51, 129.36, 119.41, 116.92, 65.62, 59.89, 43.47, 38.72.
      UWAGA: Produkt ma postać jasnożółtą i ma ogólną wydajność 69%. Produkt należy stosować bez dalszego oczyszczania.
  2. Synteza 4-(1,3-dioksacyklopento-2-ylo)benzonitrylu29,30
    1. Rozpuścić 25 g (0,19 mola) 4-cyjanobenzaldehydu w 200 ml toluenu.
    2. Do mieszaniny reakcyjnej dodać 42,2 ml (0,768 mmol; ekwiwalent 4 mmol) glikolu etylenowego i 0,02 g (0,1 mmol; 0,05 mol%) kwasu toluenowo-p-sulfonowego.
    3. Mieszać i refluksować przez noc w temperaturze 120 °C za pomocą pułapki Deana-Starka (tj. destylacji azeotropowej) w celu usunięcia wody powstałej podczas reakcji.
    4. Po zakończeniu reakcji i schłodzeniu do temperatury pokojowej dodać 40 ml 5% roztworu wodnego NaHCO3 (w/v).
    5. Usuń warstwę organiczną i trzykrotnie umyj wodą DI.
    6. Wysuszyć naNa 2SO4, a następnie przefiltrować.
    7. Odparować do sucha pod zmniejszonym ciśnieniem.
    8. Potwierdzić tożsamość wyizolowanego produktu za pomocą spektroskopii NMR. Spodziewaj się następujących wyników: 1H NMR (400 MHz, CDCl3) δ: 7,67 (d, J = 8,0, 2H, Ar), 7,59 (d, J = 8,4, 2H, Ar), 5,84 (s, 1H, CH), 4,12 - 4,03 (AAʹBBʹ, 4H, (CH2O)2). 13C NMR (100 MHz, CDCl3) δ: 143.20, 132.34, 127.30, 118.72, 113.02, 102.56, 65.57.
      UWAGA: Produkt jest białym, krystalicznym ciałem stałym i ma ogólną wydajność 86%. Produkt należy stosować bez dalszego oczyszczania.
  3. Synteza 4-(1,3-dioksacyklopento-2-ylo)benzyloaminy (Npal)29
    1. Przygotować roztwór 10 g (0,057 mola) 4-(1,3-dioksacyklopent-2-ylo)benzonitrylu w 100 ml bezwodnego Et2O.
    2. Ostrożnie dodać 4,3 g (0,11 mol; 2 ekwiwalenty) LiAlH4 do 100 ml bezwodnego Et2O w kolbie okrągłodennej w temperaturze 0 °C. Mieszać w celu uzyskania dobrze wymieszanej zawiesiny i uszczelnić system w atmosferze obojętnej za pomocą balonu wypełnionego argonem. Ostrożnie schłodzić etanolem wszelkie pozostałości LiAlH4 na sprzęcie używanym do ważenia.
      UWAGA: Wodorek litowo-glinowy (LiAlH4) jest łagodnym piroforem; Przechowywać w gazie obojętnym i chronić przed wilgocią.
    3. Roztwór 4-(1,3-dioksacyklopento-2-ylo)benzonitrylu dodawać powoli, używając lejka do dodawania lub pompy strzykawkowej, utrzymując mieszaninę reakcyjną w temperaturze 0 °C.
    4. Mieszaninę reakcyjną mieszać przez 4 godziny w temperaturze 0 °C, a następnie przez 12 godzin w temperaturze pokojowej.
    5. Po zakończeniu reakcji i schłodzeniu do temperatury 0 °C powoli dodawać 95% etanolu (30 ml). Dalej schładzać, dodając 50% etanolu do wody (v/v, 20 ml). Do monitorowania procesu hartowania można użyć bełkotki.
      UWAGA: W razie potrzeby dodać więcej bezwodnego Et2O, aby utrzymać odpowiednią szybkość mieszania.
    6. Oddzielić supernatant eteru i odparować do sucha pod zmniejszonym ciśnieniem.
    7. Przefiltruj powstały olej przez filtr strzykawkowy 0,45 μm.
    8. Potwierdzić tożsamość wyizolowanego produktu, NpaI, za pomocą spektroskopii NMR. Spodziewaj się następujących wyników: 1H NMR (400 MHz, CDCl3) δ: 7,44 (d, J = 8, 2H, Ar), 7,32 (d, J = 8, 2H, Ar), 5,80 (s, 1H, CH), 4,14 - 4,0 (AAʹbbʹ, 4H, (CH2O)2), 3,87 (s, 2H, -CH2-NH 2). 13C NMR (100 MHz, CDCl3) δ: 144,53, 136,53, 127,16, 126,77, 103,72, 65,39, 46,35,
      UWAGA: Produkt jest żółtym olejem i ma ogólną wydajność 70%. Produkt należy stosować bez dalszego oczyszczania.
  4. Synteza 2-(2-etoksyetoksy)tosylanu etylu29,31
    1. Dodać 20 g (0,15 mola) eteru monoetylowego glikolu dietylenowego i 50 ml tetrahydrofuranu (THF) do kolby okrągłodennej o pojemności 250 ml z mieszadłem magnetycznym.
    2. Schłodzić do temperatury 0 °C i uszczelnić system w atmosferze obojętnej za pomocą balonu wypełnionego argonem.
    3. Dodać 50 ml 6 M wodnego roztworu NaOH (2 odpowiedniki).
    4. Rozpuścić 54 g (0,28 mola; 2 ekwiwalenty) chlorku tozylu w 80 ml THF i dodawać roztwór do mieszaniny reakcyjnej kroplami. Mieszać przez 1 godzinę w temperaturze 0 °C.
    5. Pozwól, aby mieszanina reakcyjna osiągnęła temperaturę pokojową i mieszaj przez kolejną godzinę.
    6. Ekstrahować mieszaninę reakcyjną za pomocą Et2O (400 ml).
    7. Przemyć warstwę organiczną 1 M NaOH, a następnie wodą DI.
    8. Wysuszyć naNa 2SO4, a następnie przefiltrować.
    9. Odparować do sucha pod zmniejszonym ciśnieniem.
    10. Potwierdzić tożsamość wyizolowanego produktu za pomocą spektroskopii NMR. Spodziewaj się następujących wyników: 1H NMR (400 MHz, CDCl3) δ: 7,78 (d, J = 8,0, 2H, -S-C=CH-CH), 7,33 (d, J = 8,5, 2H, -S-C=CH-CH), 4,15 (t, J = 5,0, 2H, -CH2-C H2-O-Ts), 3,68 (t, J = 5,0, 2H, CH2-CH 2-O-Ts), 3,60-3,42 (m, 6H, O-CH2-C H2-O-C H2-CH 3), 2,43 (s, 3H, C-CH3), 1,17 (t, J = 7,0, 3H, O-CH2-C H3). 13C NMR (100 MHz, CDCl3) δ: 144.79, 132.95, 130.26, 129.80, 127.90, 126.95, 70.75, 69.68, 69.29, 68.61, 66.57, 21.56, 15.11.
      UWAGA: Produkt jest bezbarwną cieczą i ma ogólną wydajność 98%. Produkt należy stosować bez dalszego oczyszczania.
  5. Synteza azydku 2-(2-etoksyetoksy)etylu29,31
    1. Rozpuścić 40 g (0,14 mola) tosylanu 2-(2-etoksyetoksy)etylu w 250 ml dimetyloformamidu (DMF) w kolbie okrągłodennej z mieszadłem magnetycznym. Uszczelnij system w obojętnej atmosferze za pomocą balonu wypełnionego argonem.
    2. Dodać 32 g (0,49 mola; ekwiwalent 3,5) NaN3 do mieszaniny reakcyjnej.
      UWAGA: Nie używaj metalowej szpatułki podczas ważenia NaN3. NaN3 może reagować z ołowiem i miedzią, co prowadzi do powstania wysoce wybuchowych azydków metali. Jest bardzo toksyczny i śmiertelny w przypadku połknięcia lub kontaktu ze skórą.
    3. Podgrzać mieszaninę reakcyjną do temperatury 60 °C i pozostawić na 36 godzin. Następnie ostudzić do temperatury pokojowej.
    4. Rozcieńczyć dużą ilością wody (500 ml) i ekstrahować za pomocą Et2O (150 ml × 3).
    5. Odizoluj warstwę organiczną i wykonaj mycie wodą.
    6. Wysuszyć naNa 2SO4, a następnie przefiltrować.
    7. Odparować do sucha pod zmniejszonym ciśnieniem.
    8. Potwierdzić tożsamość wyizolowanego produktu za pomocą spektroskopii NMR. Spodziewaj się następujących wyników: 1H NMR (400 MHz, CDCl3) δ: 3.64 (m, 4H, O-CH2-C H2-O), 3.58 (m, 2H, N3-CH 2-C H2-O), 3.51 (q, J = 7.5, 2H, O-CH2-CH 3), 3.38 (t, J = 5.0, 2H, N3-C H2-CH 2-O), 1,19 (t, J = 7,5, 3H, O-CH2-C H3). 13C NMR (100 MHz, CDCl3) δ: 70.70, 69.97, 69.80, 66.63, 50.60, 15.08.
      UWAGA: Produkt jest żółtą cieczą i ma ogólną wydajność 85%. Produkt należy stosować bez dalszego oczyszczania.
  6. Synteza 2-(2-etoksyetoksy)etyloaminy (Neee)29,31
    1. Rozpuścić 20 g (0,13 mola) azydku 2-(2-etoksyetoksy)etylu w 160 ml THF w kolbie okrągłodennej o pojemności 500 ml z mieszadłem magnetycznym.
    2. Dodać 40 g (0,15 mola, ekwiwalent 1,1) trifenylofosfiny i mieszać przez noc w temperaturze pokojowej pod argonem.
    3. Mieszaninę reakcyjną ugasić wodą (220 ml) i pozostawić do wymieszania na kolejny dzień.
    4. Przemyć powstały roztwór toluenem, a następnie dichlorometanem (DCM).
    5. Odparować warstwę wodną w próżni.
    6. Potwierdzić tożsamość wyizolowanego produktu, Neee, za pomocą spektroskopii NMR. Spodziewaj się następujących wyników: 1H NMR (400 MHz, CDCl3) δ: 3.62-3.42 (m, 8H, NH2-CH 2-C H 2-O-CH2-C H2-O-C H2-CH 3), 2.82 (m, 2H, NH2-C H2-CH 2-O), 1.48 (s, 2H, NH2), 1.16 (t, J = 7.5, 3H, O-CH2-C H3). 13C NMR (100 MHz, CDCl3) δ: 73.14, 70.72, 69.64, 66.45, 41.35, 15.00.
      UWAGA: Produkt jest żółtą cieczą i ma ogólną wydajność 58%. Produkt należy stosować bez dalszego oczyszczania.

2. Synteza submonomerów w fazie stałej oligo(peptoidów)

UWAGA: Zastosowano podejście submonomerowe do syntezy fazy stałej (SPS), ponieważ umożliwia ono produkcję specyficznych dla sekwencji oligomerów o wysokiej wydajności sprzęgania. Zautomatyzowany syntezator peptydów został przystosowany do szybkiego generowania oligo(peptydów). Ustawienia mogą wymagać modyfikacji dla różnych oprzyrządowania.

  1. preparat
    1. Odważyć 0,125 g żywicy Fmoc-Photolabile SS (typowe obciążenie 0,8 mmol/g, skala 0,1 mmol, 100-200 mesh, 1% DVB) i dodać do spiekanego naczynia reakcyjnego automatycznego syntezatora. Włóż naczynie do części mikrofalowej syntezatora.
    2. Napełnij główną butelkę z rozpuszczalnikiem DMF, a butelkę odochronną 20% 4-metylopirydyną w DMF (v/v). Puste odpady.
    3. Przygotować 1 M roztwory kwasu bromooctowego i N,N'-diizopropylokarbodimidu (DIC) w DMF o całkowitej objętości 1,5 ml × (liczba pozostałości w sekwencji) + 5 ml. Dodatkowe 5 ml zapewnia, że do wnętrza urządzenia nie dostanie się powietrze. Dodać 0,47 ml bezwodnika octowego do DMF, aby uzyskać 5 ml roztworu zamykającego.
      UWAGA: DIC może powodować poważne uszkodzenie oczu, podrażnienie i uczulenie skóry oraz podrażnienie i uczulenie dróg oddechowych.
    4. Przygotować 0,5 M roztwory każdej pierwszorzędowej aminy (Npam, Npal, Neee i Nma (2-metoksyetyloamina)) w N-metylo-2-pirolidonie (NMP) używanym do etapu wypierania. Całkowita objętość pierwszorzędowych roztworów amin powinna wynosić 2,5 ml × (liczba reszt odpowiedniej aminy pierwszorzędowej) + 2,5 ml.
    5. Dodaj wszystkie rozwiązania do automatycznego rozdzielacza syntezatora.
  2. Synteza
    UWAGA: Wykonuj przy użyciu automatycznego syntezatora peptydów.
    1. Pęcznieć żywicę w temperaturze pokojowej przez 5 minut z 10 ml DMF. Opróżnić naczynie reakcyjne.
    2. Rozszczepić grupę Fmoc 3 ml 20% roztworu 4-metylopipryrydyny przez 30 s w temperaturze 75 °C i 90 s w temperaturze 90 °C. Opróżnić naczynie. Powtórzyć. Przemyć DMF (2 ml × 2).
    3. Dodać do naczynia 1,5 ml roztworu kwasu bromooctowego i 1,5 ml roztworu DIC. Podgrzewać reakcję w temperaturze 75 °C przez 4,5 minuty w celu przeprowadzenia reakcji bromoacetylacji. Umyj żywicę (5 ml DMF × 3).
    4. Przeprowadzić reakcję wypierania, dodając 2,5 ml pierwszorzędowego roztworu monomeru aminowego do naczynia reakcyjnego. Podgrzewać w temperaturze 75 °C przez 4,5 min. Żywica do płukania (5 ml DMF × 3).
    5. Powtórzyć kroki 2.2.3 i 2.2.4, kolejno podstawiając pierwszorzędowy monomer aminowy użyty w kroku 2.2.4 w celu wyhodowania łańcucha oligo(peptoidalnego) w sposób specyficzny dla sekwencji.
    6. Po ostatnim etapie przemieszczenia zamknij sekwencję, dodając 2,5 ml roztworu bezwodnika octowego i 2 ml roztworu DIC. Podgrzewać w temperaturze 50 °C przez 2 min. Umyj żywicę (5 ml DMF × 6).
    7. Przenieść żywicę do naczynia reakcyjnego ze spiekanego szkła wyposażonego w 3-kierunkowy zawór odcinający. Szklane naczynie reakcyjne powinno być wcześniej silikonowane, aby zapobiec przywieraniu kulek do ścianek. Sylianizuj ścianki, wypełniając naczynie 5% roztworem dichlorodimetylosilanu w roztworze dichloroetanu (DCE) (v/v) do góry i pozostawiając go na 30 minut. Opróżnij naczynie i przemyj DCE i metanolem. Suche szklane naczynie przed użyciem.
    8. Przemyj żywicę za pomocą DCM (5 ml × 3), bulgoczącN2 przez jedno ramię i wciągając próżnię drugim.
    9. Wysuszyć i przechowywać żywicę i dołączony oligo(peptoid) do momentu deprotekcji i rozszczepienia.
  3. Deprotekcja allok-aminowa i rozszczepienie z żywicy
    1. Jeśli żywica była przechowywana dłużej niż jeden dzień, należy ją ponownie spęczniać, bulgocząc 5 ml DMF przez 10 minut. Następnie opróżnij naczynie i dodaj małe mieszadło magnetyczne.
    2. Dodać 3 ml suchego DCM do szklanego naczynia peptydowego.
    3. Odważyć 0,1 ekwiwalentu tetrakis(trifenylofosfiny)palladu(0) i 25 równoważników fenylosilanu na grupę allok. Użyj zacisku, aby ustawić naczynie reakcyjne pod kątem nad płytką mieszającą, tak aby żywica była delikatnie mieszana, pozostając zawieszona w rozpuszczalniku. Aby zapobiec parowaniu DCM, należy zakryć naczynie reakcyjne.
    4. Po 1 godzinie odfiltrować roztwór i przemyć żywicę DCM (3 × 5 mL).
    5. Powtórzyć kroki 2.3.2 i 2.3.3.
    6. Przepłucz żywicę sekwencyjnie metanolem i DCM dwukrotnie.
    7. Przenieść żywicę i mieszadło magnetyczne do fiolki o pojemności 20 ml.
    8. Zanurz żywicę w DMF, wymieszaj i rozszczep pod wpływem promieniowania na 36 godzin przy około 25 mW.cm-2 przy długości fali 405 nm. Niewielka część żywicy może zostać rozszczepiona i scharakteryzowana w ESI-MS przed tym krokiem, aby zapewnić całkowitą deprotekcję aminy Alloc. Jeśli pozostaną jakiekolwiek grupy Alloc, powtórz kroki 2.3.2 i 2.3.3.
    9. Oddziel uwolniony oligo(peptoid) od żywicy za pomocą filtra strzykawkowego. Usuń rozpuszczalnik w próżni.
  4. Oczyszczanie i charakterystyka oligo(peptoidów)
    1. Rozpuść peptoidy w mieszaninie wody z acetonitrylem w proporcji 50/50.
    2. Oczyszczać za pomocą preparatywnej HPLC z odwróconą fazą (C18). Połącz oczyszczone frakcje, zamroź i liofilizuj, aby uzyskać białawy proszek. Proszek można przechowywać do dalszego wykorzystania.
    3. Analizować za pomocą ESI-MS po oczyszczeniu.
    4. Wykonaj spektrometrię mas MALDI w trybie reflektronowych jonów dodatnich. Zmieszać 2 μl roztworu próbki (1 mM) z 6 μl mieszaniny 10 mg matrycy kwasu [2-(4-hydroksyfenyloazo)benzoesowego (HABA)] w 200 μl acetonitrylu. Umieścić na płytce MALDI i pozostawić do wyschnięcia na powietrzu.
    5. W celu uzyskania czystości należy przeprowadzić analityczną HPLC oczyszczonych oligo(peptoidów).

3. Samodzielny montaż drabiny selektywnej sekwencyjnie

  1. Samoorganizacja poprzez dysocjację/ekstrakcję/wyżarzanie
    1. Przygotować 10 mM roztworów podstawowych każdej sekwencji oligonukle(peptoidowej) używanej do samoorganizacji oraz 10 mM roztworu podstawowego triflatu skandu (Sc(OTf)3) w bezwodnym acetonitrylu.
    2. Do fiolki o pojemności 3 ml wyposażonej w mieszadło magnetyczne dodać 20 μl każdego roztworu podstawowego peptoidu. Dodać 1,5 eq Sc(OTf)3 na potencjalne wiązanie iminowe z roztworu podstawowego. Dodać tyle wody i acetonitrylu, aby uzyskać 200 μl 2% (v/v) całkowitego roztworu woda/acetonitryl.
    3. Mieszać delikatnie w temperaturze 70 °C przez 2 godziny w celu usunięcia aldehydu z acetalu i dysocjacji wszystkich pasm.
    4. Napełnić fiolkę 200 μl chloroformu i 2 ml wody. Delikatnie wstrząśnij.
    5. Pozostawić mieszaninę do odstawienia (co najmniej 15 minut) i po całkowitym oddzieleniu faz wyekstrahować warstwę organiczną za pomocą strzykawki o pojemności mikrolitrów.
    6. Wymieszać nową fiolkę w temperaturze 70 °C do wyżarzania oligomerów, zwykle 6 godzin. Hybrydyzację drabinkową można również przeprowadzić w temperaturze pokojowej, ale przez dłuższy czas.
  2. Charakterystyka gatunków samoorganizujących się
    1. Przeprowadzić spektrometrię mas MALDI-TOF na roztworach mieszanin reakcyjnych po krokach 3.1.3., 3.1.5 i 3.1.6 w celu monitorowania reakcji. Jeśli hybrydyzacja jest niekompletna, dodać 1,5 eq Sc(OTf)3 na potencjalne wiązanie iminowe z roztworu podstawowego i powtórzyć kroki 3.1.3-3.1.6. aż do zakończenia.
    2. Wysuszyć próbkę pod stałym strumieniem azotu i rozpuścić w 1 ml 2% kwasu azotowego (roztwór wodny, v/v). Rozcieńczyć 4 × 106-krotnie wodą HPLC. Określ stężenie skandu po ekstrakcji za pomocą spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-MS).

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby zademonstrować zdolność kodowanych informacyjnie peptoidów do przechodzenia selektywnej sekwencyjnie dynamicznej kowalencyjnej samoorganizacji w molekularne drabinki, zsyntetyzowano reprezentatywną nić, H2N-[Npam-Neee-Npal-Neee]2-Npam-Nma, która została zhybrydyzowana z komplementarną sekwencją peptoidalną. Monomery Npam i Npal (charakteryzujące się 1H NMR (500 MHz), Rysunek 1) zastosowano jako dynamiczne pary kowalencyjnych reagentów z Neee wspomagające rozpuszczalność końcowych produktów samoorganizujących się. Dodatkowo, włączenie dostępnego na rynku monomeru Nma umożliwia różnicowanie masy między dwiema komplementarnymi sekwencjami. Po zakończeniu syntezy submonomeru w fazie stałej, grupa Alloc została usunięta za pomocą Pd(PPh3)4. Przed i po deprotekcji, części żywicy zostały rozszczepione pod wpływem światła o długości fali 405 nm i scharakteryzowane za pomocą ESI-MS (Rysunek 2). Sekwencję oczyszczono za pomocą preparacji HPLC, liofilizowano w celu uzyskania białawego proszku, a czystość potwierdzono analityczną metodą HPLC (Ryc. 3). Oligo(peptoid) został następnie zhybrydyzowany ze swoją komplementarną sekwencją, H2N-[Npal-Neee-Nam-Neee]2-Npal, aby zapewnić drabinę w rejestrze potwierdzoną przez MALDI-MS (Rysunek 4).

figure-results-1
Rysunek 1: Schematy syntezy monomerów i widma 1H-NMR. A) schematy syntetyczne monomerów z odczynnikami i warunkami: (i) chloromrówczan allilu, 10% wodny roztwór kwasu octowego, 1,4-dioksan, w temperaturze pokojowej, przez noc; (ii) glikol etylenowy, kwas p-sulfonowy toluen, toluen, refluks, przez noc; (iii) LiAlH4, bezwodny Et2O, 0 °C przez 4 godziny, a następnie w temperaturze pokojowej przez 12 godzin; (iv) chlorek tozylu, THF, 0 °C; (v) NaN3, DMF, 60 °C, 36 h; (vi) trifenylofosfina, THF, na noc. b) widma monomeru 1H-NMR (500 MHz, CDCl3): (i) 4-(2-aminoetylo)-N-(allilokarbonyloksy)fenyloamina (Npam); (ii) 4-(1,3-dioksacyklopento-2-ylo)benzyloamina (Npal); (iii) 2-(2-etoksyetoksy)etyloamina (Neee). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Synteza i deprotekcja specyficznego dla sekwencji oligo(peptoidu). (A) StrukturyH2N-[Npam-Neee-Npal-Neee]2-Npam-NMA przed i po usunięciu grupy chroniącej Alloc z towarzyszącym widmem masowym (B) ESI. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Oczyszczanie i charakterystyka peptoidu zakodowanego informacyjnie. (A) chromatogram HPLC oczyszczania nici za pomocą preparatywnej HPLC z liniowym gradientem acetonitrylu (MeCN) i wody: (1) 30% MeCN, 0,1-2,1 min; (2) 30-95% MeCN, 2,1-16,1 min; (3) 95% MeCN, 16,1-23,1 min; (4) 95% MeCN, 23,1-26,1 min. Piki i ii odpowiadają produktom ubocznym reakcji o niskiej masie cząsteczkowej, głównie DIC-mocznikowi i gatunkom oligomerycznym, w tym odpowiednio pożądanemu produktowi. (B) Analityczny chromatogram HPLC i (C) widmo masowe ESIH2N-[Npam-Neee-Npal-Neee]2-Npam-Nma po liofilizacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Samoorganizacja H2N-[Npam-Neee-Npal-Neee]2-Npam-Nma i jego komplementarnej sekwencji, H2N-[Npal-Neee-Nam-Neee]2-Npal. (A) Struktury dwóch sekwencji i wynikający z nich montaż sterowany sekwencją. (B) Widmo masowe MALDI drabiny molekularnej po wyżarzaniu w temperaturze pokojowej przez noc. Masy: oczekiwane [M+Na]+ = 3306.7, znaleziono 3306.0; oczekiwano [M-1 imine+Na]+ = 3324,7, znaleziono 3323,9; oczekiwano [M-2 imine +Na]+ = 3342,7, znaleziono 3342,8; oczekiwano [M-2 imine +CH3OH+H]+ = 3352.8, znaleziono 3352.0. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Technika opisana w niniejszym dokumencie opisuje dynamiczne kowalencyjne składanie się zawierających informacje oligomerów peptyidowych, w których informacja jest kodowana w sekwencji ich grup wiszących. Zastosowanie monomeru aminowego chronionego przez Alloc w połączeniu z monomerem aldehydu chronionym acetalem etylenu pozwala na ortogonalną deprotekcję, umożliwiając deprotekcję Alloc na kulkach i deprotekcję acetalu in situ podczas reakcji samoorganizacji, zapewniając w ten sposób, że zsyntetyzowane sekwencje nie reagują przedwcześnie przed oczyszczeniem i charakteryzacją oligomerów. Co ważne, synteza w fazie stałej odbywa się przy użyciu żywicy fotolabilnej, aby umożliwić rozszczepienie oligomerów z kulki pod wpływem promieniowania UV lub fioletowego, co wyklucza przedwczesną deprotekcję labilnej kwasowo grupy ochronnej na bazie acetalu etylenu. Można rozważyć kilka alternatywnych schematów usuwania ochrony. Na przykład, początkowo zastosowaliśmy podwójne grupy chroniące przed kwasowością i labilnością (Boc-amina i aldehyd octowy etylenu) z zamiarem deprotekcji in situ za pomocą mocnego kwasu, a następnie neutralizacji, aby umożliwić postęp reakcji samoorganizacji; Jednak takie podejście spowodowało natychmiastowe wytworzenie osadu po dodaniu zasady. Alternatywnie, przewidywano ochronę aminy za pomocą fotolabilnej grupy ochronnej, 2-(2-nitrofenylo)propoksykarbonylu (NPPOC), ponieważ aldehyd może być selektywnie dechroniony po traktowaniu kwasem trifluorooctowym (TFA) przed oczyszczeniem. Niestety, fotoliza in situ grupy ochronnej światłem UV nie pozwoliła na ilościową deprotekcję, nawet w obecności fotouczulaczy i po dłuższych okresach naświetlania25. Trimethylsilylethoxycarbonyl (tj. Teoc) może być stosowany jako grupa chroniąca przed aminami i ulega rozszczepieniu po potraktowaniu triflatami metali ziem rzadkich; jednak ilościowa deprotekcja Teoc wymaga znacznie większych obciążeń triflatem metali ziem rzadkich niż jest to konieczne do deprotekcji acetalu etylenu. W tym protokole można zastosować Teoc-aminy, ale stężenie kwasu Lewisa musi być odpowiednio dostosowane, ponieważ subilościowa deprotekcja amin może okazać się problematyczna dla większych samoorganizujących się struktur. Pokrótce omówiono alifatyczne grupy funkcyjne, ale deprotekcja aldehydów alifatycznych wymaga trudnych warunków, które skracają sekwencje peptoidowe32,33.

Włączenie Neee i Nma jako obojętnych reszt dystansowych służy poprawie rozpuszczalności oligomerów i umożliwia łatwe znakowanie masowe oligomerów prekursorowych, aby umożliwić łatwą identyfikację wytworzonych gatunków za pomocą spektroskopii mas. Ponadto, biorąc pod uwagę konformację "nici Σ" peptoidów, w których sąsiednie segmenty szkieletu przyjmują przeciwstawne stany rotacji, tworząc liniowy, wolny od skrętu oligomer34,35, sekwencje zawierające naprzemienne dynamiczne sekcyjne kowalencyjne i obojętne reszty dystansowe ułatwiają strukturę, w której reaktywne grupy wisiorków są zorientowane w tym samym kierunku. Biorąc pod uwagę wszechstronność metody submonomerów, duża i zróżnicowana biblioteka amin pierwszorzędowych może być wykorzystana do dalszej modyfikacji oligomerów peptoidowych, ale może wymagać dostosowania protokołu w celu utrzymania wysokiej wydajności sprzężenia.

Podczas gdy oligo(peptoidy) mogą być syntetyzowane ręcznie w szklanym naczyniu reakcyjnym19, automatyzacja procesu skraca czas dodawania każdej pozostałości z kilku godzin do pół godziny. Ponadto automatyzacja zmniejsza ilość odpadów monomerów i rozpuszczalników do mycia, co jest szczególnie pożądane w przypadku stosowania pierwszorzędowych monomerów aminowych, które nie są dostępne na rynku. Chociaż rozszczepienie alloc z reszt chronionych amin jest wydajną reakcją, utlenianie palladu może skutkować niepełną deprotekcją. W związku z tym sugeruje się przetestowanie rozszczepienia części żywicy i scharakteryzowanie zakresu deprotekcji za pomocą ESI-MS. W przypadku testowych rozszczepienia, 30 minut poniżej 405 nm napromieniowania uwalnia peptoid wystarczający do spektrometrii mas. Częściowa deprotekcja może być ograniczona poprzez zastosowanie warunków beztlenowych lub powtórzenie reakcji deprotekcji.

Podczas gdy ten artykuł koncentruje się na Sc(OTf)3 jako odczynniku wielorolowym, wykazano, że inne triflaty metali ziem rzadkich, takie jak triflat iterbu, skutecznie pośredniczą w kierowanym informacyjnie składaniu drabin molekularnych. Warto zauważyć, że Sc(OTf)3 jest najbardziej kwaśnym z triflatów metali ziem rzadkich; W związku z tym, ze względu na zmniejszoną zdolność katalityczną zapewnianą przez inne triflaty metali ziem rzadkich24,36, mogą być wymagane większe ekwiwalenty do przeprowadzenia całkowitej deprotekcji octanu etylenu i dysocjacji nici. Wymaganą liczbę równoważników można określić za pomocą spektrometrii mas MALDI, obserwując punkt, w którym nici całkowicie dysocjują. Dysocjacja ma kluczowe znaczenie w procesie samoorganizacji i jest analogiczna do topnienia nici kwasu nukleinowego w podwyższonej temperaturze. Późniejsza ekstrakcja katalizatora umożliwia tworzenie i przerywanie dynamicznych par kowalencyjnych, napędzających montaż dupleksów specyficznych dla sekwencji. To stopniowe wyżarzanie pasm oligomerycznych pozwala uniknąć pułapkowania kinetycznego (które w przypadku drabin molekularnych może dawać gatunki nierejestrowane lub nieprawidłowo sparowane sekwencje) doświadczanego innymi metodami.

Chloroform jest doskonałym rozpuszczalnikiem, ponieważ separacja faz w zastosowanym tutaj układzie trójskładnikowym chloroform/acetonitryl/woda sprzyja częściowej ekstrakcji kwasu Lewisa bez powodowania wytrącania się samoorganizujących się struktur37. Dodatkowo chloroform jest jednym z niewielu rozpuszczalników, który wspomaga tworzenie imin przy zachowaniu rozpuszczalności w drabince molekularnej. Ze względu na dynamiczną naturę systemu często można zaobserwować śladowe ilości nierejestrowanych i nieprawidłowo sparowanych dupleksów. Chociaż na system ten w dużej mierze nie mają wpływu niewielkie wahania stężeń triflatów metali ziem rzadkich podczas ekstrakcji, czasami niewystarczająca ekstrakcja katalizatora generuje znaczną część niepełnej hybrydyzacji i niespecyficznych sprzężeń oligomerów. W takim przypadku generalnie lepiej jest najpierw ponownie zdysocjować za pomocą kolejnych 1,5 odpowiedników katalizatora, a następnie wyekstrahować po raz drugi, niż natychmiast ponownie wyekstrahować, ponieważ całkowita dysocjacja pojedynczych nici jest niezbędna dla procesu. Aby jednocześnie złożyć kilka unikalnych drabinek molekularnych zakodowanych informacjami, może być konieczne zwiększenie stężenia roztworu podstawowego triflatu metali ziem rzadkich stosowanego do utrzymania równoważników i całkowitej objętości reakcji.

Chociaż te samomontaże charakteryzują się przede wszystkim spektrometrią mas, możliwe są inne techniki, w tym transfer energii rezonansu fluorescencyjnego (FRET). Ograniczenia obejmują ilość niezbędnego materiału, przystępność cenową monomerów i stosunek sygnału do szumu. Techniki wymagające rozpuszczalników, takie jak 1H NMR, mogą dodatkowo cierpieć z powodu nierozpuszczalności samoorganizujących się struktur. Ponadto stężenia triflatów metali ziem rzadkich po ekstrakcji można określić za pomocą takich metod, jak ICP-MS lub 19F NMR z wzorcem wewnętrznym.

Wraz z postępem w kierunku lepszej kontroli nad makro- i supramolekularnymi nanostrukturami i materiałami, pojawia się wyzwanie związane z projektowaniem i wytwarzaniem regularnych, ale modyfikowalnych zespołów. Protokół opisany w tym raporcie zapewnia ścieżkę do uzyskania takich nanostruktur poprzez selektywne sekwencjonowanie zestawów za pomocą dynamicznych oddziaływań kowalencyjnych.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Departament Energii Stanów Zjednoczonych, Biuro Nauki, Podstawowe Nauki o Energii, w ramach Award #DESC0012479. S.C.L. dziękuje za wsparcie od National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program, a A.F.A. potwierdza wsparcie od Abu Dhabi National Oil Company (ADNOC).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,4-dioksanFisher ScientificD1114Certyfikowany przez ACS
kwas 2-(4-hydroksyfenyloazo)benzoesowy (HABA)Millipore-Sigma54793Substancja matrycowa do MALDI-MS; ≥ 99,5%
4-(2-aminoetylo)anilinaOntario ChemicalsA207698%
4-cyjanobenzaldehydOakwood Chemical04931799%
4-metylopipryrydynaTCI AmericaP0445≥ 98,0%
chlorek 4-toluenesulfonyluOakwood ChemicalBR170399%
50 ml wysokowydajne probówki wirówkoweVWR International21008-240używane do automatycznego syntezatora
Kwas octowyFisher ScientificA38-212Lodowcowy
bezwodnik octowyFisher ScientificA10Certyfikowany ACS
AcetonitrylMillipore-Sigma34851do HPLC; Stopień nachylenia; ≥ 99,9%
Całkowicie plastikowe strzykawki Norm-JectThermo Fisher ScientificS7510-10Strzykawka Luer-Slip
Chloromrówczan alliluAcros Organics22174100097%
Kwas bromooctowyAlfa AesarA14403≥ 98,0%
Chloroform Millipore-Sigma288306bezwodny; ≥ 99%; Zawiera 0,5-1,0% etanolu jako stabilizator
Chloroform-dAcros OrganicsAC320690075Do NMR; 99,8 atomu % D; Pakowane w ampułki 0,75 ml
DichlorodimethylsilaneAcros Organics1133100≥ 99,0%
DichloroetanFisher ScientificE175Certyfikowany ACS
DichlorometanFisher ScientificD37-4Stabalizowany; Certyfikowany
ACS Eter dietylowyAcros Organics615080010bezwodny; Odczynnik ACS
Eter monoetylowy glikolu dietylenowegoTCI AmericaE0048≥ 99,0%
etanolDecon Labs2701200 Dowód; Bezwodny
glikol etylenowyFisher ScientificE178Certyfikowana
żywica Fmoc-Photolabile SSCreoSalusSA50785100-200 mesh; 1%
szklane naczynie peptydoweChemglassCG-1866-02Faza stała, PTFE z otworem T Stpk, próżnia, średnia fryta, gwint GL 25
Pompy LC-6AD HPLCShimadzu CorporationSprzęt
LED 405nmThorLabsM405L2-C1405 nm LED używany do fotorozszczepienia peptoidowego
sterownika LEDThorLabsLEDD1BSterownik światła LED używanego w fotorozszczepieniu peptydu
Liberty Blue Automatyczny syntezator peptydówCEM CorporationEquipment
Wodorek litowo-glinowyMillipore-Sigma199877Proszek; Klasa odczynnika; 95%; UWAGA: Umiarkowanie piroforyczny, obsługiwany w gazie obojętnym i chroniący przed wilgocią
Luna C18 analityczna kolumna RP-HPLCPhenomenex00G-4252-E0Sprzęt
Luna C18 prepatoryczna kolumna RP-HPLCPhenomenex00G-4253-P0-AXSprzęt
MetanolFisher ScientificA412Certyfikowana
ACS mikrolitrowa strzykawkaHamilton Company80700Igła cementowana (N)
N,N'-diizopropylokarbodimid (DIC)Dąb ChemicznyM02889≥ 99.0%; UWAGA: DIC jest niebezpieczny dla oczu, skóry, poprzez wdychanie oddechowe i może powodować uczulenie skóry
Odczynnik N,N-DimethylformamideMillipore-Sigma319937ACS; ≥ 99,8%
Kwas azotowyFisher ScientificA200-212Certyfikowany ACS Plus
Gazy kriogeniczneazotemZawartość pod ciśnieniem, może eksplodować po podgrzaniu
FenylosilanOakwood ChemicalS1360097%
Prominencja SPD-10A Detektor UV / visShimadzu CorporationSprzęt
Monohydrat kwasu p-toluenosulfonowegoOdczynnik Millipore-Sigma402885ACS; ≥ 98,5%
Skand(III) triflateDąb Chemiczny00934399%
Igła jednorazowaExel International2642018G x 1 1/2″
Azydek soduOakwood Chemiczny09444899%; UWAGA: NaN3 może reagować z ołowiem i miedzią, co prowadzi do powstania wysoce wybuchowych azydków metali. Jest bardzo toksyczny i śmiertelny w przypadku połknięcia lub kontaktu ze skórą.
Wodorowęglan soduFisher ScientificS233w proszku; Certyfikowany ACS
Wodorotlenek soduFisher ScientificS318-100Granulki; Certyfikowany
ACS Siarczan soduFisher ScientificS421-500Bezwodny; Ziarnisty; Certyfikowany
filtr strzykawkowy ACS 0,45 i mikro; mVWR International28145-497- PTFE, Filtry strzykawkowe z polipropylenową obudową
TetrahydrofuranFisher ScientificT397Certyfikowany
Tetrakis(trifenylofosfina) pallad(0)Oakwood Chemical03427998%
toluenuFisher ScientificT324Certyfikowany ACS
TrifenylofosfinDąb Chemiczny03781899%
DVB z

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Seeman, N. C. Nucleic acid junctions and lattices. Journal of Theoretical Biology. 99 (2), 237-247 (1982).
  2. Rothemund, P. W. K. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns. Nature. 440, March 297-302 (2006).
  3. Watt, A. A. R., Bothma, J. P., Meredith, P. The supramolecular structure of melanin. Soft Matter. 5 (19), 3754-3760 (2009).
  4. Tørring, T., Voigt, N. V., Nangreave, J., Yan, H., Gothelf, K. V. DNA origami: A quantum leap for self-assembly of complex structures. Chemical Society Reviews. 40 (12), 5636-5646 (2011).
  5. Wei, B., Dai, M., Yin, P. Complex shapes self-assembled from single-stranded DNA tiles. Nature. 485 (7400), 623-626 (2012).
  6. Clausen-Schaumann, H., Rief, M., Tolksdorf, C., Gaub, H. E. Mechanical stability of single DNA molecules. Biophysical Journal. 78 (4), 1997-2007 (2000).
  7. Rowan, S. J., Cantrill, S. J., Cousins, G. R. L., Sanders, J. K. M., Stoddart, J. F. Dynamic covalent chemistry. Angewandte Chemie - International Edition. 41 (6), (2002).
  8. Jin, Y., Yu, C., Denman, R. J., Zhang, W. Recent advances in dynamic covalent chemistry. Chemical Society Reviews. 42 (16), 6634-6654 (2013).
  9. Furgal, J. C., Dunn, M., Wei, T., Scott, T. F. Emerging Applications of Dynamic Covalent Chemistry from Macro- to Nanoscopic Length Scales. Dynamic Covalent Chemistry: Principles, Reactions, and Applications. , 389-434 (2017).
  10. Hartley, C. S., Elliott, E. L., Moore, J. S. Covalent assembly of molecular ladders. Journal of the American Chemical Society. 129 (15), 4512-4513 (2007).
  11. Wei, T., Furgal, J. C., Jung, J. H., Scott, T. F. Long, self-assembled molecular ladders by cooperative dynamic covalent reactions. Polymer Chemistry. 8 (3), 520-527 (2017).
  12. Dunn, M. F., Wei, T., Scott, T. F., Zuckermann, R. N. Aqueous dynamic covalent assembly of molecular ladders and grids bearing boronate ester rungs. Polymer Chemistry. (18), 2337-2343 (2019).
  13. Furgal, J. C., Van Dijck, J. M., Leguizamon, S. C., Scott, T. F. Accessing sequence specific hybrid peptoid oligomers with varied pendant group spacing. European Polymer Journal. (118), 306-311 (2019).
  14. Tozawa, T., et al. Porous organic cages. Nature Materials. 8 (12), 973-978 (2009).
  15. Tian, J., Thallapally, P. K., Dalgarno, S. J., McGrail, P. B., Atwood, J. L. Amorphous molecular organic solids for gas adsorption. Angewandte Chemie - International Edition. 48 (30), 5492-5495 (2009).
  16. Jin, Y., Wang, Q., Taynton, P., Zhang, W. Dynamic covalent chemistry approaches toward macrocycles, molecular cages, and polymers. Accounts of Chemical Research. 47 (5), 1575-1586 (2014).
  17. Ren, F., Day, K. J., Hartley, C. S. Two- and three-tiered stacked architectures by covalent assembly. Angew. Chem. Int. Ed. 55 (30), 8620-8623 (2016).
  18. Elliott, E. L., Hartley, C. S., Moore, J. S. Covalent ladder formation becomes kinetically trapped beyond four rungs. Chemical Communications. 47 (17), 5028-5030 (2011).
  19. Tran, H., Gael, S. L., Connolly, M. D., Zuckermann, R. N. Solid-phase submonomer synthesis of peptoid polymers and their self-assembly into highly-ordered nanosheets. Journal of Visualized Experiments. (57), 1-6 (2011).
  20. Zuckermann, R. N. Peptoid origins. Biopolymers. 96 (5), 545-555 (2011).
  21. Sun, J., Zuckermann, R. N. Peptoid polymers: A highly designable bioinspired material. ACS Nano. 7 (6), 4715-4732 (2013).
  22. Belowich, M. E., Stoddart, J. F. Dynamic imine chemistry. Chemical Society Reviews. 41 (6), 2003-2024 (2012).
  23. Giuseppone, N., Schmitt, J. L., Schwartz, E., Lehn, J. M. Scandium(III) catalysis of transimination reactions. Independent and constitutionally coupled reversible processes. Journal of the American Chemical Society. 127 (15), 5528-5539 (2005).
  24. Shū, K. Scandium triflate in organic synthesis. European Journal of Organic Chemistry. 1999 (1), 15-27 (1999).
  25. Wei, T., Furgal, J. C., Scott, T. F. In situ deprotection and dynamic covalent assembly using a dual role catalyst. Chemical Communications. 53 (27), 3874-3877 (2017).
  26. Matsumoto, M., et al. Rapid, low temperature formation of imine-linked covalent organic frameworks catalyzed by metal triflates. Journal of the American Chemical Society. 139 (14), 4999-5002 (2017).
  27. Ma, X., Scott, T. F. Approaches and challenges in the synthesis of three-dimensional covalent-organic frameworks. Communications Chemistry. , (2018).
  28. Perron, V., Abbott, S., Moreau, N., Lee, D., Penney, C., Zacharie, B. A method for the selective protection of aromatic amines in the presence of aliphatic amines. Synthesis. 2 (2), 283-289 (2009).
  29. Wei, T., Jung, J. H., Scott, T. F. Dynamic covalent assembly of peptoid-based ladder oligomers by vernier templating. Journal of the American Chemical Society. 137 (51), 16196-16202 (2015).
  30. Ouari, O., Chalier, F., Bonaly, R., Pucci, B., Tordo, P. Synthesis and spin-trapping behaviour of glycosylated nitrones. Journal of the Chemical Society, Perkin Transactions. 2 (10), 2299-2308 (1998).
  31. Sun, J., Stone, G. M., Balsara, N. P., Zuckermann, R. N. Structure-conductivity relationship for peptoid-based PEO-mimetic polymer electrolytes. Macromolecules. 45 (12), 5151-5156 (2012).
  32. Sartori, G., Ballini, R., Bigi, F., Bosica, G., Maggi, R., Righi, P. Protection (and deprotection) of functional groups in organic synthesis by heterogeneous catalysis. Chemical Reviews. 104 (1), 199-250 (2004).
  33. Kim, S., et al. Unusual truncation of N-acylated peptoids under acidic conditions. Organic & biomolecular chemistry. 12 (28), 5222-5226 (2014).
  34. Mannige, R. V., et al. Peptoid nanosheets exhibit a new secondary-structure motif. Nature. 526 (7573), 415-420 (2015).
  35. Edison, J. R., et al. Conformations of peptoids in nanosheets result from the interplay of backbone energetics and intermolecular interactions. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (22), 5647-5651 (2018).
  36. Kobayashi, S., Sugiura, M., Kitagawa, H., Lam, W. W. L. Rare-earth metal triflates in organic synthesis. Chemical Reviews. 102 (6), 2227-2302 (2002).
  37. Fujinaga, S., Hashimito, M., Tsukagoshi, K. Investigation of the composition for a ternary solvent system in tube radial distribution chromatography. Journal of Liquid Chromatography and Related Technologies. 38 (5), 600-606 (2015).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Synteza peptoid wdynamiczny monta kowalencyjnykataliza kwasem Lewisasynteza submonomerowa w fazie sta ejoczyszczanie metod HPLCcharakterystyka ESI MSanaliza MALDI MStriflan skandusekwencyjny samozespoligomery nios ce informacj

Powiązane artykuły