Artykuł metodologiczny

Ocena autoregulacji przepływu krwi w mózgu u szczura za pomocą laserowej przepływomierza dopplerowskiego

DOI:

10.3791/60540

⸱

19 stycznia 2020

 ,  ,  , 
1Department of Physiology, Medical College of Wisconsin

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł demonstruje użycie laserowej przepływomierza dopplerowskiego do oceny zdolności krążenia mózgowego do autoregulacji przepływu krwi podczas obniżenia ciśnienia tętniczego krwi.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podczas badania mechanizmów regulacji przepływu krwi w mózgu, względny pomiar przepływu krwi w mikrokrążeniu można uzyskać za pomocą laserowej przepływomierzy dopplerowskiej (LDF). W artykule przedstawiono preparat do zamkniętej czaszki, który umożliwia ocenę przepływu krwi w mózgu bez penetracji czaszki lub instalowania komory lub okna mózgowego. Aby ocenić mechanizmy autoregulacyjne, można wykorzystać model kontrolowanego obniżania ciśnienia krwi za pomocą stopniowanego krwotoku przy jednoczesnym zastosowaniu LDF. Umożliwia to śledzenie w czasie rzeczywistym względnych zmian w przepływie krwi w odpowiedzi na spadki ciśnienia tętniczego krwi spowodowane wycofaniem objętości krwi krążącej. Paradygmat ten jest cennym podejściem do badania autoregulacji przepływu krwi w mózgu podczas obniżenia ciśnienia tętniczego krwi i, z niewielkimi modyfikacjami w protokole, jest również cenny jako eksperymentalny model wstrząsu krwotocznego. Oprócz oceny reakcji autoregulacyjnych, LDF może być stosowany do monitorowania przepływu krwi w korze mózgowej podczas badania mechanizmów metabolicznych, miogenicznych, śródbłonkowych, humoralnych lub neuronalnych, które regulują przepływ krwi w mózgu oraz wpływu różnych interwencji eksperymentalnych i stanów patologicznych na przepływ krwi w mózgu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mechanizmy autoregulacyjne w krążeniu mózgowym odgrywają kluczową rolę w utrzymaniu homeostazy i prawidłowego funkcjonowania mózgu. Na autoregulację przepływu krwi w mózgu wpływa wiele czynników, w tym tętno, prędkość krwi, ciśnienie perfuzji, średnica tętnic oporowych mózgu i opór mikrokrążenia, z których wszystkie odgrywają rolę w utrzymaniu całkowitego przepływu krwi w mózgu na stałym poziomie w mózgu w fizjologicznym zakresie ogólnoustrojowego ciśnienia krwi. Kiedy ciśnienie tętnicze wzrasta, mechanizmy te zwężają tętniczki i tętnice oporowe, aby zapobiec niebezpiecznemu wzrostowi ciśnienia śródczaszkowego. Kiedy ciśnienie tętnicze krwi spada, miejscowe mechanizmy kontrolne rozszerzają tętniczki, aby utrzymać perfuzję tkanek i dostarczanieO2. Różne stany patologiczne, takie jak hiperkapnia, urazowe lub globalne niedotlenienie mózgu oraz mikroangiopatia cukrzycowa1,2,3,4,5,6 mogą zakłócać zdolność mózgu do autoregulacji przepływu krwi. Na przykład przewlekłe nadciśnienie tętnicze przesuwa efektywny zakres autoregulacji w kierunku wyższych ciśnień7,8,9, a dieta o wysokiej zawartości soli (HS) nie tylko zakłóca normalne, zależne od śródbłonka rozszerzenie mikrokrążenia mózgowego10, ale także upośledza zdolność mechanizmów autoregulacyjnych w krążeniu mózgowym do rozszerzania i utrzymywania perfuzji tkanek, gdy ciśnienie tętnicze jest reduction11. Autoregulacja mózgu jest również upośledzona u szczurów wrażliwych na sól Dahla, gdy są one karmione dietą HS12.

Podczas obniżania ciśnienia tętniczego, rozszerzenie tętnic i tętniczek oporowych mózgu początkowo przywraca przepływ krwi w mózgu do wartości kontrolnych, pomimo zmniejszonego ciśnienia perfuzji. W miarę dalszego obniżania się ciśnienia tętniczego, przepływ krwi w mózgu pozostaje stały przy niższym ciśnieniu (faza plateau odpowiedzi autoregulacyjnej), dopóki układ krwionośny nie może się już rozszerzyć, aby utrzymać przepływ krwi przy niższym ciśnieniu. Najniższe ciśnienie, przy którym narząd może utrzymać prawidłowy przepływ krwi, określa się mianem dolnej granicy autoregulacji (LLA). Przy ciśnieniu poniżej LLA przepływ krwi w mózgu znacznie się zmniejsza w stosunku do wartości spoczynkowych i zmniejsza się w sposób liniowy wraz ze spadkiem ciśnienia perfuzji tętniczej13,14. Przesunięcie LLA w górę, obserwowane w nadciśnieniu tętniczym7,8,9, może zwiększać ryzyko i nasilenie urazu niedokrwiennego w stanach, w których ciśnienie perfuzji tętniczej jest obniżone (np. zawał mięśnia sercowego, udar niedokrwienny lub wstrząs krążeniowy).

LDF okazał się niezwykle wartościowym podejściem do oceny przepływu krwi w mikrokrążeniu w różnych okolicznościach, w tym autoregulacji przepływu krwi w krążeniu mózgowym11,14,15. Oprócz oceny reakcji autoregulacyjnych, LDF może być używany do monitorowania przepływu krwi w korze mózgowej podczas badania mechanizmów metabolicznych, miogenicznych, śródbłonkowych, humoralnych lub neuronalnych, które regulują przepływ krwi w mózgu oraz wpływu różnych interwencji eksperymentalnych i stanów patologicznych na przepływ krwi w mózgu10,16,17,18,19,20,21.

LDF mierzy przesunięcie odbitego światła laserowego w odpowiedzi na liczbę i prędkość poruszających się cząstek - w tym przypadku czerwonych krwinek (RBC). W przypadku badań nad autoregulacją naczyń mózgowych, ciśnienie tętnicze krwi jest zmieniane albo przez infuzję agonisty alfa-adrenergicznego w celu zwiększenia ciśnienia tętniczego (ponieważ samo krążenie mózgowe jest niewrażliwe na agonistów alfa-adrenergicznych zwężających naczynia)12,15 lub poprzez kontrolowane pobranie objętości krwi w celu obniżenia ciśnienia tętniczego11,14. W niniejszym badaniu LDF jest wykorzystywany do wykazania wpływu stopniowanego obniżenia ciśnienia krwi na autoregulację mózgu u zdrowego szczura. Chociaż metody czaszki otwartej i zamkniętej zostały opisane w literaturze22,23,24,25, niniejsza praca przedstawia preparację zamkniętej czaszki, pozwalającą na ocenę przepływu krwi w mózgu bez penetracji czaszki lub instalowania komory lub okna mózgowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Medical College of Wisconsin zatwierdził wszystkie protokoły opisane w tym artykule, a wszystkie procedury są zgodne z przepisami Biura ds. Dobrostanu Zwierząt Laboratoryjnych (OLAW) National Institutes of Health (NIH).

1. Zwierzęta doświadczalne i przygotowanie do zapisu

  1. Użyj 8–12-tygodniowych samców szczurów Sprague-Dawley o wadze 250–300 g. W tych eksperymentach karmić szczury standardową dietą składającą się z 0,4% NaCl, 200 g/kg kazeiny, 3 g/kg DL-metioniny, 497,77 g/kg sacharozy, 150 g/kg skrobi kukurydzianej, 50 g/kg oleju kukurydzianego, 50 g/kg celulozy, 2 g/kg dwuwinianu choliny, 35 g/kg mieszanki mineralnej i 10 g/kg mieszanki witaminowej.
  2. Rejestruj odczyty ciśnienia tętniczego krwi i LDF za pomocą oprogramowania do akwizycji danych lub dowolnej porównywalnej metody rejestrowania.
  3. Podłącz przetwornik ciśnienia tętniczego do jednego kanału systemu nagrywania, a sondę LDF do drugiego kanału systemu nagrywającego.
  4. Przed pomiarem skalibruj laserową sondę dopplerowską, aby ustawić wzorzec ruchliwości i upewnić się, że laserowy przepływomierz dopplerowski zapewnia stałą moc wyjściową.
  5. Przygotuj dodatkowy sprzęt potrzebny do operacji przygotowawczej i do eksperymentu: mikroskop preparacyjny, respirator gryzoni, monitor CO2 w końcowym oddechu, przyrząd stereotaktyczny do unieruchomienia głowy szczura w odpowiedniej pozycji oraz mikromanipulator do umieszczenia sondy LDF nad mikrokrążeniem lipidowym i utrzymania jej w stabilnej pozycji.

2. Przygotowanie chirurgiczne

  1. Zważ szczura i znieczul zwierzę w komorze indukcyjnej z 3,5% izofluranem i 30% suplementemO2.
  2. Wyjąć zwierzę z komory indukcyjnej i zastąpić maskę znieczulającą dostarczającą 1,5–3% izofluranu suplementem 30%O2.
  3. Umieść szczura na kocu z krążącą wodą utrzymywaną w temperaturze 37 °C i sprawdź odruchy za pomocą uszczypnięcia palca u nogi, aby upewnić się, że występuje odruch wycofania. Nałóż sterylną maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
  4. Ogol górną część czaszki, brzuszną część szyi i trójkąty udowe. Usuń luźne włosy z tych obszarów i wyczyść je alkoholem.
  5. Umieść szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej z pompą ciepłej wody, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia na poziomie 37 °C i tymczasowo przymocuj go do podkładki za pomocą taśmy medycznej.
  6. Zainstaluj kaniulę tchawicy (rurka polietylenowa PE240) przez brzuszne nacięcie w szyi, jak opisano w innym miejscu26.
  7. Podłącz kaniulę tchawicy do końcowego monitora oddechowego CO2 i respiratora dostarczającego 2,5–3,0% izofluranu (w zależności od wielkości zwierzęcia) i 30% suplementu do inhalacjiO2. Upewnij się, że częstość oddechów, czas wdechu i minutowa objętość wentylacji są ustawione i monitorowane, aby zapewnić wygasły końcowy oddechowy CO2 wynoszący około 35 mmHg przez cały czas trwania eksperymentu.
    UWAGA: Zwykle osiąga się to przy częstości oddechów około 48-60 oddechów/min, objętości oddechowej 1,70-2,30 ml i czasie wdechu 0,50-0,60 s dla szczura o wadze 250-300 g.
  8. Napełnij dwie kaniule polietylenowe PE50 1 μ/ml heparyny w izotonicznym roztworze NaCl, aby zapobiec krzepnięciu i utrzymać drożność cewników. Po wypełnieniu skośuj otwarty koniec każdej kaniuli nożyczkami chirurgicznymi, aby ułatwić wprowadzenie do tętnicy.
  9. Kanulacja prawej i lewej tętnicy udowej zgodnie z opisem w innym miejscu27, aby umożliwić ciągłe monitorowanie ciśnienia tętniczego w jednym cewniku i pobieranie krwi z drugiego cewnika.
    1. Po dokładnym oddzieleniu tętnic od otaczającej tkanki pod mikroskopem preparacyjnym, należy podwiązać dystalny koniec tętnicy i założyć dwa dodatkowe szwy wokół środkowego i bliższego końca tętnicy bez zaciskania węzłów.
    2. Użyj szwu proksymalnego jako ligatury podnoszącej, aby zapobiec krwawieniu z tętnicy po nacięciu w celu wprowadzenia kaniuli (krok 2.11).
  10. Włóż drut w kształcie litery V wykonany ze spinacza do papieru pod tętnicę, aby zatkać naczynie, aż kaniula zostanie zabezpieczona.
  11. Pod mikroskopem preparacyjnym wykonaj małe nacięcie w tętnicy udowej w pobliżu dystalnego podwiązania za pomocą nożyczek Vannas. Włóż ścięty koniec kaniuli do nacięcia i wsuń go do tętnicy udowej. Zaciśnij węzeł na środkowej ligaturze, aby zabezpieczyć kaniulę na miejscu, aby nie została usunięta przez ciśnienie tętnicze po usunięciu ligatury podnoszącej lub spinacza do papieru.
  12. Po zaciśnięciu środkowej ligatury zwolnij napięcie ligatury podnoszącej i/lub wyjmij spinacz do papieru i dokręć bliższą ligaturę.
  13. Zamknij nacięcie cienkimi szwami (jedwab 3-0) lub zszywką chirurgiczną. Alternatywnie umieść wilgotną gazę na miejscu nacięcia, w zależności od wielkości nacięcia.

3. Przerzedzenie czaszki do pomiarów LDF

  1. Natychmiast po założeniu kaniul należy ułożyć zwierzę w pozycji mostkowej i zabezpieczyć głowę w urządzeniu stereotaktycznym, uważając, aby nie przesunąć cewników ani rurki dotchawiczej.
  2. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby wykonać eliptyczne nacięcie w skórze pokrywającej czaszkę. Użyj bawełnianego wacika, aby usunąć tkankę łączną, upewniając się, że czaszka jest czysta i sucha. Umieść mały, wydłużony i zwinięty kawałek bibuły wokół nacięcia na skórze głowy, aby zatrzymać krwawienie.
  3. Pod mikroskopem preparacyjnym użyj narzędzia Dremel lub wiertła dentystycznego z wiertłem 2,15 mm, aby rozrzedzić niewielki obszar kości (około 0,5–1 cm w zależności od wielkości szczura) w okolicy ciemieniowej nad lewą lub prawą korą somatosensoryczną.
    UWAGA: Rozrzedzać kość powoli i ostrożnie, aby uniknąć penetracji czaszki. Podczas wykonywania tego kroku roztwór soli należy obficie nakładać, aby zapobiec przegrzaniu obszaru.
  4. Gdy czaszka zostanie przerzedzona, a obszar będzie miał różowy wygląd i/lub naczynia krwionośne zostaną uwidocznione, pokryj obszar olejem mineralnym i użyj mikromanipulatora, aby ustawić laserową sondę dopplerowską nad odsłoniętym mikrokrążeniem mózgowym tak, aby końcówka sondy dotykała tylko górnej części basenu oleju mineralnego (Rysunek 1).
    UWAGA: Konieczne jest wykonywanie pomiarów LDF w obszarze, w którym nie ma zewnętrznych wibracji, które zakłócałyby odczyty laserowego Dopplera i aby sonda była bezpiecznie zamocowana na tym samym obszarze docelowym przez cały czas trwania eksperymentu.

4. Ocena autoregulacji naczyń mózgowych

  1. Po ustaleniu sondy LDF na miejscu, przed rozpoczęciem eksperymentu odczekaj 30–45 minut okresu równowagi. Po okresie równowagi mierz średnie ciśnienie tętnicze (MAP) i laserowy przepływ krwi w mózgu (LCBF) co 30 s przez 2 minuty i uśredniaj wartości, aby uzyskać wartości wyjściowe dla ciśnienia krwi przed krwotokiem i LCBF.
  2. Aby ocenić autoregulację naczyń mózgowych w odpowiedzi na obniżenie ciśnienia tętniczego, zmierz LCBF i MAP po kolejnych pobraniach 1,5 ml krwi z tętnicy udowej11. Aby zachować patent na cewnik, należy upewnić się, że objętość roztworu heparyny (100 j./ml w izotonicznym roztworze soli fizjologicznej) w przybliżeniu równa objętości cewnika jest podawana po każdym pobraniu krwi.
    UWAGA: Podczas podawania roztworu heparyny w celu utrzymania drożności cewnika, ważne jest, aby jak najdokładniej dopasować objętość roztworu heparyny do objętości cewnika, aby zapobiec otrzymywaniu przez zwierzę zbyt dużej ilości heparyny, co mogłoby spowodować niepożądane krwawienie.
  3. Po każdym pobraniu objętości krwi pozwól szczurowi na równowagę przez 2 minuty, po czym MAP i LCBF są rejestrowane co 30 s przez 2 minuty. Powtarzaj pobieranie objętości krwi, aż zwierzę osiągnie MAP około 20 mmHg.
  4. Określ efektywny zakres autoregulacji, identyfikując zakres ciśnienia krwi od MAP krwotoku przedkrwotocznego do LLA (kroki 4.5 i 5.3 poniżej).
  5. Określ LLA, identyfikując najniższe ciśnienie, przy którym LCBF nadal powraca do wartości kontrolnej przed krwotokiem z dokładnością do 20% po pobraniu objętości krwi, jak opisano wcześniej11,28 lub identyfikując punkt przecięcia linii regresji wyznaczony podczas fazy plateau autoregulacji i poniżej LLA, gdzie LCBF zmniejsza się z każdym kolejnym pobraniem krwi (krok 5.3, poniżej).
    UWAGA: Kryteria definiowania LLA i plateau autoregulacyjnego mogą się różnić w zależności od laboratoriów (np. Takada i wsp.28 vs. Jones et al.29), a także procedury obniżania ciśnienia tętniczego krwi (np. pobranie określonej objętości krwi vs. kontrolowany krwotok w celu osiągnięcia określonego poziomu ciśnienia tętniczego)11.
  6. Pod koniec eksperymentu poddaj zwierzę eutanazji poprzez wytworzenie obustronnej odmy opłucnowej w znieczuleniu chirurgicznym, zgodnie z aprobatą IACUC.
  7. Wartości LDF uzyskane w tkance po uśmierceniu zwierzęcia zapewnią zerową wartość przepływu na linii bazowej dla układu doświadczalnego.

5. Analiza statystyczna

  1. Wykonaj analizę regresji liniowej, aby ocenić korelację między wartościami LDF a odpowiadającym im ciśnieniem tętniczym. Użyj podstawowych odczytów LDF uzyskanych po uśpieniu zwierzęcia, aby upewnić się, że nie było niespecyficznego sygnału LDF wpływającego na mierzone natężenia przepływu.
  2. Oblicz LLA, korzystając z przecięcia między liniami regresji powyżej i poniżej plateau autoregulacyjnego. Aby obliczyć LLA przy użyciu tej metody, połącz dwa równania regresji i rozwiąż wynikowe równanie ciśnienia tętniczego.
  3. Porównując różne grupy doświadczalne, użyj analizy regresji liniowej, aby obliczyć nachylenia zależności LDF w stosunku do ciśnienia tętniczego powyżej i poniżej LLA dla każdego zwierzęcia i podsumować je jako średnią ± SEM dla zwierząt w tej grupie doświadczalnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 2 podsumowuje wyniki eksperymentów przeprowadzonych na 10 samcach szczurów rasy Sprague-Dawley karmionych standardową karmą laboratoryjną. W tych eksperymentach średnie LCBF utrzymywało się w granicach 20% wartości przedkrwotoku po pierwszych trzech pobraniach objętości krwi, aż średnie ciśnienie tętnicze osiągnęło LLA. Późniejsze pobranie objętości krwi przy ciśnieniu poniżej LLA spowodowało postępujące zmniejszenie LCBF, pokazując, że krążenie mózgowe nie było już w stanie wytworzy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ocena reakcji przepływu krwi w tkankach za pomocą laserowej przepływomierzy dopplerowskiej (LDF). Jak wspomniano powyżej, sygnał LDF jest proporcjonalny do liczby i prędkości poruszających się cząstek, w tym przypadku RBC, w mikrokrążeniu. Odczyty LDF w różnych narządach są dobrze skorelowane z przepływem krwi w całym narządzie ocenianym za pomocą uznanych metod, takich jak przepływomierze elektromagnetyczne i mikrosfery promieniotwórcze30 i są ogólnie zgodne z badaniami oceniając...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy wyrażają szczere podziękowania dla Kaleigh Kozak, Megan Stumpf i Jacka Bullisa za ich wyjątkową pomoc w ukończeniu tego badania i przygotowaniu rękopisu. Wsparcie finansowe: NIH #R01-HL128242, #R21-OD018309 i #R21-OD024781.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3-0 pleciony jedwabny szewMidwest Vet193.73000.2
Przetwornik ciśnienia tętniczegoMerit Medical041516504A Zautomatyzowane
systemy akwizycji danych (WINDAQ & System BIOPAC)DATAQ Instruments
Wyświetlacz ciśnienia krwiStoelting50115
Pompa cyrkulacyjna ciepłej wodyGaymar IndustriesT-pump
Monitor CO2 końca pływuStoeltingCapstar-100
Heparyna Sód MidwestVet191.46720.3
KimwipeFisher Scientific06-666A Laserowy
PerimedPeriFlux 5000 LDPM
Laserowy wkład dopplerowski Standardowa ruchliwośćPerimedPF1001
Rurka polietylenowa (PE240) (do kaniuli tchawicy)VWR63018-828
Rurka polietylenowa (PE50) (do cewników udowych)VWR63019-048
Respirator gryzoniCwe/ StoeltingSAR-830/P
SalineMidwest Vet193.74504.3
Szczury niebredne Sprague-DawleyZmienneszczury N/Azostały zamówione w różnych firmach
Standard Rat ChowDyets, Inc.
Stereotaktyczny instrumentCwe/StoeltingClasic Lab Standard
przepływomierz dopplerowski 113755

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Aso, Y., Inukai, T., Takemura, Y. Evaluation of microangiopathy of the skin in patients with non-insulin-dependent diabetes mellitus by laser Doppler flowmetry; microvasodilatory responses to beraprost sodium. Diabetes Research and Clinical Practice. 36, 19-26 (1997).
  2. Golding, E. M., Robertson, C. S., Bryan, R. M. Jr The consequences of traumatic brain injury on cerebral blood flow and autoregulation: a review. Clinical and Experimental Hypertension. 21, 299-332 (1999).
  3. Grunwald, J. E., DuPont, J., Riva, C. E. Retinal haemodynamics in patients with early diabetes mellitus. British Journal of Ophthalmology. 80, 327-331 (1996).
  4. Mankovsky, B. N., Piolot, R., Mankovsky, O. L., Ziegler, D. Impairment of cerebral autoregulation in diabetic patients with cardiovascular autonomic neuropathy and orthostatic hypotension. Diabetic Medicine. 20, 119-126 (2003).
  5. Symon, L., Held, K., Dorsch, N. W. A study of regional autoregulation in the cerebral circulation to increased perfusion pressure in normocapnia and hypercapnia. Stroke. 4, 139-147 (1973).
  6. Taccone, F. S., et al. Cerebral autoregulation is influenced by carbon dioxide levels in patients with septic shock. Neurocritical Care. 12, 35-42 (2010).
  7. Barry, D. I., et al. Cerebral blood flow in rats with renal and spontaneous hypertension: resetting of the lower limit of autoregulation. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 2, 347-353 (1982).
  8. Faraci, F. M., Baumbach, G. L., Heistad, D. D. Cerebral circulation: humoral regulation and effects of chronic hypertension. Journal of the American Society of Nephrology. 1, 53-57 (1990).
  9. Strandgaard, S. Autoregulation of cerebral blood flow in hypertensive patients. The modifying influence of prolonged antihypertensive treatment on the tolerance to acute, drug-induced hypotension. Circulation. 53, 720-727 (1976).
  10. McEwen, S. T., Schmidt, J. R., Somberg, L., de la Cruz, L., Lombard, J. H. Time-course and mechanisms of restored vascular relaxation by reduced salt intake and angiotensin II infusion in rats fed a high-salt diet. Microcirculation. 16, 220-234 (2009).
  11. Allen, L. A., et al. High salt diet impairs cerebral blood flow regulation via salt-induced angiotensin II suppression. Microcirculation. , e12518(2018).
  12. Smeda, J. S., Payne, G. W. Alterations in autoregulatory and myogenic function in the cerebrovasculature of Dahl salt-sensitive rats. Stroke. 34, 1484-1490 (2003).
  13. Greene, N. H., Lee, L. A. Modern and Evolving Understanding of Cerebral Perfusion and Autoregulation. Advances in Anesthesia. 30, 97-129 (2012).
  14. Merzeau, S., Preckel, M. P., Fromy, B., Leftheriotis, G., Saumet, J. L. Differences between cerebral and cerebellar autoregulation during progressive hypotension in rats. Neuroscience Letters. 280, 103-106 (2000).
  15. Zagorac, D., Yamaura, K., Zhang, C., Roman, R. J., Harder, D. R. The effect of superoxide anion on autoregulation of cerebral blood flow. Stroke. 36, 2589-2594 (2005).
  16. Hudetz, A. G., Lee, J. G., Smith, J. J., Bosnjak, Z. J., Kampine, J. P. Effects of volatile anesthetics on cerebrocortical laser Doppler flow: hyperemia, autoregulation, carbon dioxide response, flow oscillations, and role of nitric oxide. Advances in Pharmacology. 31, 577-593 (1994).
  17. Hudetz, A. G., Shen, H., Kampine, J. P. Nitric oxide from neuronal NOS plays critical role in cerebral capillary flow response to hypoxia. American Journal of Physiology. 274, H982-H989 (1998).
  18. Okamoto, H., Hudetz, A. G., Roman, R. J., Bosnjak, Z. J., Kampine, J. P. Neuronal NOS-derived NO plays permissive role in cerebral blood flow response to hypercapnia. American Journal of Physiology. 272, H559-H566 (1997).
  19. Okamoto, H., Roman, R. J., Kampine, J. P., Hudetz, A. G. Endotoxin augments cerebral hyperemic response to halothane by inducing nitric oxide synthase and cyclooxygenase. Anesthesia and Analgesia. 91, 896-903 (2000).
  20. Schulte, M. L., Hudetz, A. G. Functional hyperemic response in the rat visual cortex under halothane anesthesia. Neuroscience Letters. 394, 63-68 (2006).
  21. Schulte, M. L., Li, S. J., Hyde, J. S., Hudetz, A. G. Digit tapping model of functional activation in the rat somatosensory cortex. Journal of Neuroscience Methods. 157, 48-53 (2006).
  22. Alkayed, N. J., et al. Inhibition of brain P-450 arachidonic acid epoxygenase decreases baseline cerebral blood flow. American Journal of Physiology. 271, H1541-H1546 (1996).
  23. Alonso-Galicia, M., Hudetz, A. G., Shen, H., Harder, D. R., Roman, R. J. Contribution of 20-HETE to vasodilator actions of nitric oxide in the cerebral microcirculation. Stroke. 30, 2727-2734 (1999).
  24. Kurosawa, M., Messlinger, K., Pawlak, M., Schmidt, R. F. Increase of meningeal blood flow after electrical stimulation of rat dura mater encephali: mediation by calcitonin gene-related peptide. British Journal of Pharmacology. 114, 1397-1402 (1995).
  25. Mayhan, W. G., Faraci, F. M., Heistad, D. D. Impairment of endothelium-dependent responses of cerebral arterioles in chronic hypertension. American Journal of Physiology. 253, H1435-H1440 (1987).
  26. Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for tracheostomy in the rat. MethodsX. 5, 61-67 (2018).
  27. Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for femoral vascular access in the rat. MethodsX. 4, 498-507 (2017).
  28. Takada, J., et al. Valsartan improves the lower limit of cerebral autoregulation in rats. Hypertension Research. 29, 621-626 (2006).
  29. Jones, S. C., Radinsky, C. R., Furlan, A. J., Chyatte, D., Perez-Trepichio, A. D. Cortical NOS inhibition raises the lower limit of cerebral blood flow-arterial pressure autoregulation. American Journal of Physiology. 276, H1253-H1262 (1999).
  30. Smits, G. J., Roman, R. J., Lombard, J. H. Evaluation of laser-Doppler flowmetry as a measure of tissue blood flow. Journal of Applied Physiology (1985). 61, 666-672 (1986).
  31. Durand, M. J., Raffai, G., Weinberg, B. D., Lombard, J. H. Angiotensin-(1-7) and low-dose angiotensin II infusion reverse salt-induced endothelial dysfunction via different mechanisms in rat middle cerebral arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 299, H1024-H1033 (2010).
  32. Lombard, J. H., Sylvester, F. A., Phillips, S. A., Frisbee, J. C. High-salt diet impairs vascular relaxation mechanisms in rat middle cerebral arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 284, H1124-H1133 (2003).
  33. Weber, D. S., Lombard, J. H. Elevated salt intake impairs dilation of rat skeletal muscle resistance arteries via ANG II suppression. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 278, H500-H506 (2000).
  34. Weber, D. S., Lombard, J. H. Angiotensin II AT1 receptors preserve vasodilator reactivity in skeletal muscle resistance arteries. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 280, H2196-H2202 (2001).
  35. Liu, Y., Rusch, N. J., Lombard, J. H. Loss of endothelium and receptor-mediated dilation in pial arterioles of rats fed a short-term high salt diet. Hypertension. 33, 686-688 (1999).
  36. Priestley, J. R., et al. Reduced angiotensin II levels cause generalized vascular dysfunction via oxidant stress in hamster cheek pouch arterioles. Microvascular Research. 89, 134-145 (2013).
  37. McEwen, S. T., Balus, S. F., Durand, M. J., Lombard, J. H. Angiotensin II maintains cerebral vascular relaxation via EGF receptor transactivation and ERK1/2. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 297, H1296-H1303 (2009).
  38. Jensen, N. F., Todd, M. M., Kramer, D. J., Leonard, P. A., Warner, D. S. A comparison of the vasodilating effects of halothane and isoflurane on the isolated rabbit basilar artery with and without intact endothelium. Anesthesiology. 76, 624-634 (1992).
  39. Avram, M. J., et al. Isoflurane alters the recirculatory pharmacokinetics of physiologic markers. Anesthesiology. 92, 1757-1768 (2000).
  40. Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice? Experimental Brain Research. 207, 249-258 (2010).
  41. Ayata, C., et al. Pronounced hypoperfusion during spreading depression in mouse cortex. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 24, 1172-1182 (2004).
  42. Niwa, K., et al. Cerebrovascular autoregulation is profoundly impaired in mice overexpressing amyloid precursor protein. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283, H315-H323 (2002).
  43. Carreira, S., et al. Diaphragmatic Function Is Preserved during Severe Hemorrhagic Shock in the Rat. Anesthesiology. 120, 425-435 (2014).
  44. Kerby, J. D., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock with HBOC-201 in the setting of traumatic brain injury. Shock. 27, 652-656 (2007).
  45. Krejci, V., et al. Continuous measurements of microcirculatory blood flow in gastrointestinal organs during acute haemorrhage. British Journal of Anaesthesia. 84, 468-475 (2000).
  46. Rosengarte, B., Hecht, M., Wolff, S., Kaps, M. Autoregulative function in the brain in an endotoxic rat shock model. Inflammation Research. 57, 542-546 (2008).
  47. Rozet, I., et al. Cerebral autoregulation and CO2 reactivity in anterior and posterior cerebral circulation during sevoflurane anesthesia. Anesthesia and Analgesia. 102, 560-564 (2006).
  48. Hudetz, A. G., Biswal, B. B., Feher, G., Kampine, J. P. Effects of hypoxia and hypercapnia on capillary flow velocity in the rat cerebral cortex. Microvascular Research. 54, 35-42 (1997).
  49. Shi, Y., et al. Interaction of mechanisms involving epoxyeicosatrienoic acids, adenosine receptors, and metabotropic glutamate receptors in neurovascular coupling in rat whisker barrel cortex. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 28, 111-125 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

obni enie ci nienia t tniczegostopniowane krwawienieautoregulacja m zgowacie czenie czaszkikaniulacja t tnicy udowejwarstwa oleju mineralnegorozmieszczenie sondy LDFrednie ci nienie t tnicze

Powiązane artykuły