Artykuł ten demonstruje podejście zewnątrztwardówkowe polegające na zniszczeniu endolymfatycznego worka świnki morskiej i uszkodzeniu przewodu endolimfatycznego drobnym wykończkiem, aby wywołać eksperymentalne hydropsy endolimfatyczne.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Zrewidowane podejście chirurgiczne indukujące hydrops endolymfatyczny u świnki morskiej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Endolymfatyczny hydrops to powiększenie scala media, najczęściej kojarzone z chorobą Meniere'a, choć mechanizmy patofizjologiczne pozostają niejasne. Aby odpowiednio zbadać cechy hydropsów endolimfatycznych, takich jak źródła utraty słuchu przy niskich częstotliwościach, potrzebny jest wiarygodny model. Świnka morska jest dobrym modelem, ponieważ słyszy w obszarach o niskiej częstotliwości, które rzekomo są dotknięte hydropsem endolimfatycznym. Wcześniejsze badania wykazały, że hydrops endolimfatyczny może być indukowany chirurgicznie za pomocą metod wewnątrzdrumpowych lub pozatwardówkowych, które polegają na wierceniu przewodu endolimfatycznego i worka orzeczkowego. Jednak nie wiadomo, czy możliwe jest stworzenie modelu hydropsu endolimfatycznego przy użyciu podejścia zewnątrzoponowego unikającego niebezpiecznego wiercenia w przewodzie endolimfatycznym i worku. Celem tego badania było zaprezentowanie zmodyfikowanego podejścia zewnątrzoponowego polegającego na wywołaniu eksperymentalnego hydropsu endolyfatycznego 30 dni po operacji poprzez zniszczenie pęcherza endolimfatycznego i uszkodzenie przewodu endolimfatycznego drobnym wyciskaniem. Próba składała się z siedmiu świnek morskich. Wykonano funkcjonalne pomiary słuchu, a następnie pobrano kości skroniowe do analizy histologicznej. Podejście to osiągnęło skuteczność na poziomie 86% w osiąganiu hydropsów endolimfatycznych. Ryzyko wycieku płynu mózgowo-rdzeniowego było minimalne. W próbce nie odnotowano zgonów okołooperacyjnych ani urazów tylnego kanału półkolistego. Przedstawiona metoda pokazuje bezpieczny i niezawodny sposób indukowania hydropsu endolimfatycznego w stosunkowo krótkim czasie, czyli 30 dni. Kliniczne implikacje są takie, że przedstawiona metoda stanowi wiarygodny model do dalszego badania źródeł utraty słuchu niskich częstotliwości, która może być związana z hydropsem endolimfatycznym.
Wprowadzenie
Hydrops endolimfatyczny to powiększenie scala media. Obecność hydropsu endolimfatycznego można zmierzyć za pomocą przekroju poprzecznego ośrodka scala. Uważa się, że kliniczne hydropsy endolimfatyczne mogą być powiązane z niskoczęstotliwościową utratą słuchu czuciowo-nerwową, taką jak w chorobie Meniere'a. Jednak źródło utraty słuchu pozostaje niejasne. Aby odpowiednio zbadać pochodzenie utraty słuchu niskiej częstotliwości związanej z hydropsem endolipidowym, potrzebny jest wiarygodny model.
W 1965 roku Kimura i Schuknecht opisali, jak indukować hydrops endolimfatyczny u świnki morskiej za pomocą podejścia wewnątrzdępowonowego1. Ich technika polegała na użyciu tylnej jamy czaszkowej do dostępu do dołu operkulum i dołu podłukowego. Etapy obejmowały nacięcie opony twardej, cofnięcie móżdżku za pomocą waty nasączonej roztworem Ringera oraz wiercenie przez przewód endolyfatyczny i pośrednią część worka endolimfatycznego. Następnie do operkulum umieszczano wosk kostny, aby oddzielić przewód endolymfatyczny od dalszego worka endolimfatycznego. Defekt kraniotomii został zamknięty przez nałożenie wchłanialnego proszku żelatynowego (np. pianki żelowej) i przybliżenie mięśni leżących nad nimi. Dowody histologiczne na hydrops endolimfatyczny były konsekwentnie znajdowane w dniach 1, 3, 7, 14, 21 i 30 po operacji, co wykazało, że podejście wewnątrztwardówkowe jest niezawodną metodą indukowania histologicznie potwierdzonego hydropsu endonymfatycznego. Stosując to samo podejście wewnątrztwardówkowe co Kimura i Schuknecht, ale z różnymi punktami czasowymi, Salt i DeMott potwierdzili, że scala media w drugim obrócie ślimaka jest znacząco powiększone w dniu 4 i później po2. Chociaż rzeczywista zachorowalność wywołania wycieku płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) przy użyciu podejścia śródtwardówkowego Kimury i Schuknechta nie została odnotowana w oryginalnym badaniu, obecność wycieku płynu mózgowo-rdzeniowego może zwiększać ryzyko zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych. Sugerowano, że utrata płynu mózgowo-rdzeniowego może prowadzić do wypływu perylimfy, skutkując jednoczesnym tymczasowym rozszerzeniem objętości endolimfatycznej u świnkimorskiej. Podejście zewnątrzoponowkowe do wywołania hydropsu endolifatycznego byłoby bezpieczniejszą opcją.
W 1989 roku Andrews i Bohmer opisali dwa podejścia chirurgiczne pozaoponowowe, które pozwalają dotrzeć do worka i przewodu endolimfatycznego, za pomocą podejścia środkowej lub tylnej części czaszki, aby wyeliminować worek endolimfatyczny4. Opisali usunięcie operkulum wiertłem diamentowym, a następnie albo wywiercenie pośredniej części worka endolimfatycznego, albo użycie drobnego kilofa do rozbicia worka i przewodu endolimfatycznego. W 1993 roku Lee, Wright i Meyerhoff opisali podobne podejście, które obejmowało wiercenie przez worek endolimfatyczny i kanał, ale różniło się tym, że jednocześnie blokowały także akweduktślimakowy nr 5. Wykazano obecność hydropsu endolimfatycznego, ocenianego za pomocą histologii, cztery tygodnie po zniszczeniu worka endolimfatycznego i zablokowaniu akweduktu ślimakowego. Megerian i in. jako pierwsi opublikowali artykuł wideo demonstrujący pozatwardówkowe zatarcie pęcherza i przewodu endofalowego, które polegało na wierceniu bezpośrednio w przyśrodkowej części operkulum, aby wejść do worka endolimfatycznego i przewodu6. Wykazano histologiczne dowody na hydrops endolimfatyczny u świnki morskiej poświęconej 28 tygodni po operacji, a także utratę słuchu w obszarze 16 kHz6. Czy możliwe było wywołanie histologicznie potwierdzonego hydropsu endolymfatycznego i utraty słuchu niskiej częstotliwości we wczesnym momencie przy użyciu metod pozatwardówkowych, nie było znane.
Głównym celem tego raportu jest wykazanie podejścia zewnątrzoponowego polegającego na wywołaniu eksperymentalnego hydropsu endolimfatycznego 30 dni po operacji poprzez zniszczenie worka endolimfatycznego i uszkodzenie przewodu endolimfatycznego drobnym wycinakiem. Uzasadnieniem stosowania tej techniki jest zaleta polegająca na uniknięciu konieczności wiercenia w kości skroniowej o przepalonym rdzeniu, co eliminuje ryzyko przypadkowego uszkodzenia opony twardej i wycieku płynu mózgowo-rdzeniowego, zmniejsza ryzyko uszkodzenia tylnego kanału półkolistego oraz zmniejsza ryzyko uszkodzenia zatoki egicznej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury wymienione bezpośrednio poniżej w sekcji Protokołu zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych Uniwersytetu Waszyngtońskiego w St. Louis.
1. Indukcja znieczulenia i monitorowanie parametrów życiowych
UWAGA: W badaniu wykorzystano świnki morskie z rodzaju NIH z pigmentem pochodzącymi z kolonii hodowlanej na miejscu.
- Używaj świnek morskich obu płci, ważących co najmniej 350 g.
- Umieść świnkę morską w neonatologicznej izolacie podgrzewającej i podaj mieszankę ketaminy i ksylazyny dootrzewnowej (50 mg/kg ketaminy i 10 mg/kg ksylazyny) do znieczulenia indukcyjnego. Obserwuj świnkę morską, aż przestanie ją uszczypać.
- Gdy nastąpi utrata odruchu szczypania palców, gol tylną szyję i głowę świnki morskiej za pomocą podtrzymywaczki zwykle reklamowanej do użytku u ludzi.
- Wstrzyknąć podskórny bolus 12 mL roztworu Ringera z mlekiem do grzbietu zwierzęcia.
- Połóż świnkę morską na plecach na podgrzewce z uniesionymi nogami i umieść igłę motylkową o pojemności 27,5 g wewnątrzotrzewnej. Sprawdź, czy igła motylkowa znajduje się we właściwej pozycji w przestrzeni otrzewnej, upewniając się, że zasysany jest tylko powietrze. Jeśli krew lub płyn zostanie zasysany, istnieje obawa o dostarczenie do układu naczyniowego lub jelitowego. Igła motylkowa stosuje się do wielokrotnego podawania znieczulenia.
- Przełóż świnkę morską do pozycji leżącej i przymocuj głowę do uchwytu stereotaktycznego.
- Przymocuj pulsoksymetr do stopy. Jeśli używasz świnek morskich z pigmentem, łapki z pigmentem mogą uniemożliwić odczyt nasycenia tlenem. Dlatego umieść pulsoksymetr na każdej łapie, która nie jest pigmentowana.
- Włóż sondę do pomiaru temperatury odbytu. Sonda odbytnicza jest częścią systemu koca grzewczego, który utrzymuje temperaturę ciała na poziomie 38 °C. Nie włączaj koca grzewczego, dopóki sonda odbytnicza nie zostanie założona, aby zapobiec przegrzaniu koca. Jeśli masz trudności z umieszczeniem sondy odbytniczej, można ją położyć obok ciała świnki morskiej.
- Nałóż lubrykant na oba oczy świnki morskiej, aby zapobiec otarciom rogówki.
- Podawaj tlen dodatkowy w razie potrzeby za pomocą gumowej rurki umieszczonej blisko nosa, aby utrzymać poziom nasycenia tlenem powyżej 90%.
- Podaj enrofloksacynę 0,5 mg/kg podskórnie jako profilaktykę antybiotykową.
- Podaj 0,25 mg/kg bupivakainy z 1:100 000 epinefryny podskórnie w przewidywanym miejscu nacięcia dla znieczulenia miejscowego i skutków zwężających naczynia.
- Podawaj znieczulenie podtrzymujące co 20 minut przez 4 cykle, a następnie tylko w razie potrzeby, w zależności od parametrów życiowych. Rutynowo monitoruj głębokość znieczulenia według temperatury ciała, tempa oddechu, nasycenia tlenem i tętna.
- Monitoruj parametry życiowe co 15 minut (temperatura, częstość oddechu, tętno i nasycenie tlenem).
2. Przygotowanie do operacji
- Gdy głowa świnki morskiej jest dobrze umieszczona w stereotaktycznym uchwycie, nałóż kawałek taśmy maskującej na plecy, aby zapewnić odpowiednie napięcie wzdłuż skóry nad potyłką. Przymocuj końce taśmy do uchwytu stereotaktycznego.
- Dokładnie przygotuj skórę pokrywającą potyczkę i tylną część szyi za pomocą jodu povidonu, a następnie 70% etanolu metodą aseptyczną, z trzema naprzemiennymi aplikacjami antyseptycznymi.
- W tym momencie stosuj sterylne środki ostrożności i przyrządy z autoklawem. Załóż na świnkę morską sterylne zasłony.
3. Zabieg chirurgiczny
- Używając ostrza 15, wykonaj małe, środkowe nacięcie wzdłuż tylnej potyszy, prowadzące w dół do tylnej części szyi. Po wejściu pod skórę użyj nożyczek do tęczówki, aby odłączyć prawe tylne mięśnie szyjne od kości potylicznej. Jeśli podczas cięcia mięśni pojawi się krwawienie, należy je powstrzymać, naciskając sterylną waciczką.
- Stosując kombinację diamentowego zadziora o średnicy #3 mm, #2 mm i #1 mm z zasysnięciem 5-0 i sterylnym płukaniem, wykonaj kraniotomię ograniczoną przez zewnętrzny grzebień potyliczny, grzbiet lamboidalny, linię szwów potycipitomastykoidalną oraz grzbietową brzeg otworu wielkiego.
- Delikatnie umieść pod kością mały kawałek waty zwilżonej solą fizjologiczną, oddzielając kość potyliczną od opony twardej.
- Szkieletonizuj zatokę egiową za pomocą diamentowego zadzioru o średnicy #0,5 mm i ostrożnie usuń kość nad nią.
- Gdy zatoka egiowa jest odsłonięta, delikatnie cofnij zatokę igicową przyśrodkową za pomocą wacika i przełącz na ssanie 3-0.
- Zidentyfikowaj operkulum jako strukturę szczelinowatą znajdującą się wewnątrz kości skroniowej o włókniście. Jamka podłukowata będzie położona u góry, a zatoka egiowa będzie od niej przyśrodkowa. Pozakostna część worka endolimfatycznego jest następnie wizualizowana jako przezroczysty worek wchodzący do operkulum i przyczepiony do opony twardej leżącej nad zatoką esicową. Osłona jest owalna, około 3 do 4 mm na 1,5 do 2 mm. Jednak z perspektywy chirurgicznej operkulum wygląda jako szcięcie o grubości około 1 mm. Widoczna część worka z widoku chirurgicznego jest mniej więcej tej samej wielkości co widoczna część operkulum, jeśli nie mniejsza.
- Delikatne cofnięcie zatoki egicznej przyśrodkowo, aby wyraźnie zobaczyć pozakostną część worka endolimfatycznego i zwiększyć napięcie między częścią zewnątrzosedną a wewnątrzkostną worka endolimfatycznego.
- Użyj drobnego kostnego kostka, aby delikatnie usunąć pośrednią część pęcherzyka endolimfatycznego. Kluczowe jest, aby proces usuwania nie pozostawił widocznego połączenia między oponą twardą a operkulum; Następnie umieść drobny kilofek wewnątrz operkulum, aby szeroko zeskrobać wewnętrzną stronę kości, by ją uszkodzić.
- Obróć cienką kostkę w kierunku przewodu endolifatycznego i na ślepo rozbij wyściełkę. W tym momencie może wystąpić krwawienie z naczynia wewnątrz opowieści. Można ją kontrolować małym kawałkiem bawełny.
- Pusty opustek osusz małym kawałkiem waty. Używam ssania 3-0 w razie potrzeby, aby bawełna pozostała sucha.
- Uzyskaj pył kostny, używając małej kirety, aby zeskrobać po łuskasowej części kości skroniowej. Hojnie wypełnij operculum pyłem kostnym. Użyj wacika i ssania, aby utrzymać miejsce suche, jednocześnie wypełniając go pyłem kostnym.
- Nałóż wosk kostny na operkulum, aby go uszczelnić. Upewnij się, że nie ma nadmiaru wosku kostnego wydzielonego do czaszki.
- Użyj wosku kostnego, aby zakryć wadę czaszki.
- Przybliż tylne mięśnie szyjne za pomocą splecionej, chłonnej szywki 4-0 w sposób przerwany.
- Wykonaj zamknięcie podskórne za pomocą szwu 4-0 z warkotem i wchłaniającym się.
4. Opieka po zabiegu
- Wyjmij świnkę morską z niestandardowego uchwytu stereotaktycznego i przełóż do izolety grzewczej.
- Podaj 2 mg/kg Atipamezolu i 24 mL roztworu Ringera z mlekiem (podskórnie z dala od nacięcia). Podaj roztwór Ringera z mleczeniem ze względu na moczopędne działanie ksylazyny. Podaj 0,2 mg/kg meloksykamu podskórnie dla pokrycia pooperacyjnego lekiem przeciwbólowym.
- Obserwuj parametry życiowe co 15 minut, aż świnka morska całkowicie wyjdzie z znieczulenia.
- Podaj dodatkowe 12 ml płynu z mlekowym roztworem Ringera około 2 godziny przed zakończeniem operacji w trakcie rekonwalescencji.
- Gdy świnka morska jest czujna, porusza się, robi mocz i ma wypróżnienia, odłóż świnkę morską do ośrodka zwierzęcego. Potrzeba około 2 do 4 godzin, aby świnka morska całkowicie wybudziła się z narkozy.
- Obserwuj świnki morskie dwa razy dziennie przez pierwsze trzy dni po operacji. Jeśli zauważą się objawy dyskomfortu, podawaj 0,2 mg/kg meloksykamu podskórnie co 24 godziny w razie potrzeby. Alternatywnie, buprenorfinę (0,05 mg/kg) można podawać podskórnie, jeśli meloksykam nie jest odpowiednio kontrolowany.
- Podaj 12 mL płynu z mlekowym roztworem Ringera podskórnie dwa razy dziennie przez okres do trzech dni, aż świnka morska osiągnie wagę przedoperacyjną. Jeśli świnka morska osiągnie swoją przedoperacyjną wagę przed trzecim dniem pooperacyjnym, należy przerwać podawanie płynów. Jeśli świnka morska będzie nadal tracić na wadze po pierwszych trzech dniach, użyj suplementu odżywczego zwykle reklamowanego do spożycia przez ludzi, zmieszanego z rozdrobnionymi granulkami karmowymi dla świnek morskich.
- Obserwuj świnki morskie co tydzień aż do ich końcowego momentu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Przedstawiona metoda wykorzystywała podejście zewnątrztwardówkowe do zniszczenia worka endolimfatycznego i uszkodzenia przewodu endolimfatycznego drobnym wyciskaniem u siedmiu świnek morskich, składających się z dwóch samców i pięciu samic. Średni czas trwania operacji wynosił 2 godziny od nacięcia do zamknięcia. Całkowity czas ćwiczeń wynosił od 5 do 10 minut. Potrzeba było do 4 godzin, by świnka morska całkowicie wybudziła się z narkozy. W próbce nie odnotowano zgonów wewnątrzoperacyjny...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Przedstawiona metoda zewnątrzoponowa wykazała skuteczność na poziomie 86% w uzyskaniu histologicznie potwierdzonego hydropsu endolimfatycznego oraz utraty słuchu w niskich częstotliwościach. Metoda ta niezawodnie uzyskała dowody histologiczne na hydrops endolifatyczny do 30. dnia po operacji, zgodnie z wcześniejszymi badaniami stosującymi podejście wewnątrztwardówkowe2. Znaczenie tej metody w porównaniu z istniejącymi metodami polega na tym, że nie jest wymagany wyciek płynu mózgowo-rdzeniowego, c...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Dziękujemy Shannon M. Lefler za pomoc przy liczbach i Tabeli Materiałów. Badania opisane w tej publikacji zostały wspierane przez National Institute of Deafness and Other Communication Disorders w ramach National Institutes of Health poprzez grant szkoleniowy "Development of Clinician/Researchers in Academic ENT", numer nagrody T32DC000022 (C.V.V.) oraz przez R01 DC014997 (J.T.L.). Treść jest wyłącznie odpowiedzialnością autorów i niekoniecznie odzwierciedla oficjalne poglądy Narodowych Instytutów Zdrowia.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Strzykawka 12 mL | Wilk Henke-Sass | 5100-X00V0 | |
| 1 mL i 3 mL strzykawki | BD Precision (zamówione z Fischer Sci) | 14-826-87 15859152 | |
| Wskazówka o przekroju motylkowym 27,5 | Terumo Surflo Skrzydłowy Zestaw Infuzji, Terumo Corporation, Japonia) (Zamówione od McKesson) | 448407 | |
| Szew 4-0 | McKesson | 1034507 | |
| Gąbki gazowe 4 x 4 | Książęcy (uporządkowany w formie McKesson) | 374454 | |
| Strzykawka 60 mL | Fisher Sci | 22-031-375 | |
| Wiertło anspach otologiczne | Anspach | SC2100 | |
| Atipamezol | Zoetis | 107204-6 | |
| Autoklaw. | Fisher sci | 15-103-0508 | |
| Worki autoklawowe | McKesson | 524881 | |
| Separator bagnetów | Olympus | AL 130564 | |
| bupivicaine | Auro Medics Pharma | 555150-169-10 | |
| przezroczysta sterylna zasłona | 3M | 1020 | |
| Waty | Fisherbrand (zamówione z Fisher Sci) | 22-456-885 | |
| Paciki watowe | McKesson | 508716 | |
| Diamentowe zadziarny #3, #2, #1 i #0,5 mm | Anspach | QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD | |
| Podpasaczka do pieluch | McKesson | 945330 | |
| jednorazowe ostrze 15 | Swann-Morton | 0305 | |
| enrofloxacyna | Hospira | 0409-4888-01 | |
| Epinefryna | McKesson | 63739-0456 | |
| maść do oczu | Produkty Dechra Vet | 17033-211-38 | |
| Wolniejsza winda | Grace Medical | 215100FX | |
| Żelowa piana | Pfizer (Zamówione przez McKesson) | 82830 | |
| Podtrzymujące włosy | Oster Power Pro Cordless (zamówiony z Amazon) | 078400-020-000 | |
| peeling jodowy | Purdue Pharma (zamówione od mcKesson) | 521243 | |
| Nożyczki do irysa | Olympus | CL-542114 | |
| ketamina | Henry Schein Zdrowie Zwierząt | 55853 | |
| Ringery mleczne | B. Braun Medical (zamówione przez McKesson) | 186662 | |
| Lancetowy nóż firmy Rosen | Grace Medical | 151100FX | w tekście określana jako curette |
| Smar | Milex (zamówiony z Cooper Surgical) | MX5030 | |
| Taśma maskująca | 3M (zamówione przez fisher sci | 19047259 | |
| Metalowy Basen Prostokątny | Amazon | B07NQDBC6T | |
| Uchwyt na igły | Olympus | CR 213015-ENT | |
| Drty: 27 gauge, 18 gauge | BD Precision (zamówione z Fischer Sci) | 14-826-48 14-826-5D | |
| Neonatologiczny ogrzewający isollete | Systemy podtrzymywania życia w powietrzu | 731-1800 | |
| Mikroskop operacyjny | Carl Zeiss | OPMI pico | |
| Butla z tlenem | AirGas | OX USP200 | |
| Saturacja | CapnoTrue (Zamówione z Medacx) | M-3090112001 | |
| Sonda odbytu z kocem grzewczym | Aparat Harvarda | sonda: PY2 50-7217 Koc grzewczy: PY2 50-7214 | |
| Czerwony uchwyt na nadwozie | Laboratorium Lichtenhana | Nie ma | Produkt wewnętrzny |
| Kąt prosty | Olympus | BV-230337 | |
| Rosen Needle | Olympus | AM-130566 | spersonalizowany, to narzędzie, którego używam do rozdzierania worka |
| gumowe rurki do podawania O2 | Fisher Sci | 14-171-104 | |
| Folia sarnowa | Fisher Sci | NC9617977 | |
| Stereotaktyczny uchwyt głowicy | Warsztat Maszyn WUSTL | Nie ma | Produkt wewnętrzny |
| Sterylne zasłony | Kardynał Zdrowia | 7553 | |
| rurka ssąca przez Barona | Grace Medical | 034903FX 034905FX | #3 i #5 Ssanie |
| Kleszcze tkankowe Adson Brown | Grace Medical | 325112FX | |
| Retraktor Weitlandera | Olympus Grace Medical | BL200011 100313FX | |
| ksylazyna | Akorn | 59399-110-20 |
Bibliografia
- Kimura, R. S., Schuknecht, H. F. Membranous Hydrops in the Inner Ear of the Guinea Pig after Obliteration of the Endolymphatic Sac. Pract oto-rhino-laryng. 27, 343-354 (1965).
- Salt, A. N., DeMott, J. Time course of endolymph volume increase in experimental hydrops measured in vivo with an ionic volume marker. Hearing Research. 74 (1-2), 165-172 (1994).
- Walsted, A., Garbarsch, C., Michaels, L. Effect of craniotomy and cerebrospinal fluid loss on the inner ear. An experimental study. Acta Oto-Laryngologica. 114 (6), 626-631 (1994).
- Andrews, J. C., Bohmer, A. The surgical approach to the endolymphatic sac and the cochlear aqueduct in the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 10 (1), 61-66 (1989).
- Lee, J. R., Wright, C. G., Meyerhoff, W. L. Modified occipital approach to the endolymphatic sac and cochlear aqueduct of the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 14 (2), 165-169 (1993).
- Megerian, C. A., et al. Surgical induction of endolymphatic hydrops by obliteration of the endolymphatic duct. Journal of Visualized Experiments. (35), (2010).
- Lichtenhan, J. T., Cooper, N. P., Guinan, J. J. Jr A new auditory threshold estimation technique for low frequencies: proof of concept. Ear and Hearing. 34 (1), 42-51 (2013).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J., Dornhoffer, J. R., Donovan, K. M., Salt, A. N. Drug delivery into the cochlear apex: Improved control to sequentially affect finely spaced regions along the entire length of the cochlear spiral. Journal of Neuroscience Methods. 273, 201-209 (2016).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J. J., Gill, R. M., Guinan, J. J. Jr, Salt, A. N. The auditory nerve overlapped waveform (ANOW) originates in the cochlear apex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (3), 395-411 (2014).
- Lichtenhan, J. T., Hirose, K., Buchman, C. A., Duncan, R. K., Salt, A. N. Direct administration of 2-Hydroxypropyl-Beta-Cyclodextrin into guinea pig cochleae: Effects on physiological and histological measurements. PloS One. 12 (4), e0175236(2017).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
