Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model bólu związanego z chorobą zwyrodnieniową stawów wywołany dostawowym wstrzyknięciem monojodooctanu u szczurów

10.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60649

⸱

20 maja 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1The First Affiliated Hospital, Zhejiang Chinese Medical University, 2College of Pharmaceutical Science, Zhejiang Chinese Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie opisuje metodę dostawowego wstrzykiwania mono-jodooctanu u szczurów i omawia wynikające z tego zachowania związane z bólem i zmianami histopatologicznymi, które dostarczają punktów odniesienia dla przyszłych zastosowań.

Streszczenie

Obecne modele zwierzęce choroby zwyrodnieniowej stawów (OA) można podzielić na modele spontaniczne i modele indukowane, które mają na celu symulację zmian patofizjologicznych w chorobie zwyrodnieniowej stawów u ludzi. Jednak jako główny objaw w późnym stadium choroby zwyrodnieniowej stawów, ból wpływa na codzienne życie pacjentów i nie ma wielu dostępnych modeli. Model indukowany monojodooctanem (MIA) jest najczęściej stosowanym modelem bólu zwyrodnieniowego stawów, stosowanym głównie u gryzoni. MIA jest inhibitorem dehydrogenazy gliceraldehydo-3-fosforanowej, która powoduje śmierć chondrocytów, zwyrodnienie chrząstki, osteofit i mierzalne zmiany w zachowaniu zwierząt. Poza tym w modelu indukowanym przez MIA można wykryć zmiany ekspresji metaloproteinazy macierzy (MMP) i cytokin prozapalnych (IL1 β i TNF α). Zmiany te są zgodne ze stanami patofizjologicznymi choroby zwyrodnieniowej stawów u ludzi, co wskazuje, że MIA może wywołać mierzalny i skuteczny model bólu zwyrodnieniowego stawów. Niniejsze badanie ma na celu opisanie metodyki dostawowego wstrzykiwania MIA u szczurów oraz omówienie wynikających z tego zachowań bólowych i zmian histopatologicznych.

Wprowadzenie

Choroba zwyrodnieniowa stawów (OA) jest najczęstszą chorobą stawów na świecie, dotykającą około 10-12% populacji u dorosłych1. Najpowszechniej zajętym stawem jest staw kolanowy, a choroba zwyrodnieniowa stawów występuje częściej u osób starszych, zwłaszcza kobiet2. Jako choroba przewlekła, choroba zwyrodnieniowa stawów rozwija się stopniowo przez dziesięciolecia w niewydolność stawów z objawami takimi jak utrata chrząstki, zapalenie błony maziowej, osteofitoza, pogorszenie funkcji i przewlekły ból3. Według Światowej Organizacji Zdrowia (WHO) choroba zwyrodnieniowa stawów jest czwartą najbardziej rozpowszechnioną chorobą u kobiet i ósmą najczęściej występującą chorobą u mężczyzn. Do 2020 roku choroba zwyrodnieniowa stawów może stać się czwartą najbardziej niepełnosprawną chorobą u ludzi4. Jednak obecnie dostępne terapie choroby zwyrodnieniowej stawów zajmują się tylko objawami i wydłużają czas do operacji wymiany stawu5.

Spontaniczna choroba zwyrodnieniowa stawów u pacjentów często potrzebuje dużo czasu, aby wywołać objawy kliniczne, takie jak ból związany ze stawami6. We wczesnych stadiach choroby zwyrodnieniowej stawów ból jest zwykle przerywany i staje się częstszy i nasilający się wraz z postępem choroby, co czyni go główną dolegliwością pacjentów7. W związku z tym w ciągu ostatniego półwiecza opracowano obszerne modele zwierzęce bólu związanego z chorobą zwyrodnieniową stawów, aby promować terapię przeciwbólową. Modele otwartego dostępu klasycznie dzielą się na spontaniczne i indukowane. Modele spontaniczne obejmują modele występujące naturalnie i modele modyfikowane genetycznie, które mogą bardziej symulować przebieg pierwotnej choroby zwyrodnieniowej stawów u ludzi8. Modele indukowane można ogólnie podzielić na dwie kategorie: 1) pourazowa choroba zwyrodnieniowa stawów wywołana zabiegiem chirurgicznym lub innym urazem; lub 2) dostawowe wstrzyknięcie substancji chondrotoksycznych lub prozapalnych3. Modele te stanowią podstawę do patofizjologicznych badań nad chorobą zwyrodnieniową stawów i w znacznym stopniu przyczyniają się do opracowania leków zmniejszających ból i zwiększających funkcjonowanie.

Ostatnio, najczęściej używanym induktorem do modelowania choroby zwyrodnieniowej stawów jest monojodooctan (MIA). MIA, inhibitor dehydrogenazy gliceraldehydo-3-fosforanowej, może powodować zmiany w macierzy chrząstki, degradację, utratę chrząstki, zapalenie błony maziowej i inne zmiany, które są podobne do patologicznych zmian w chorobie zwyrodnieniowej stawów u ludzi9. Zauważono, że dostawowe wstrzyknięcie MIA wywołało ciągły ból po 28 dniach od podania MIA, co wskazuje, że model MIA może być przydatny do badania przewlekłego bólu nocyceptywnego10,11,12. W tym badaniu samce szczurów Sprague-Dawley otrzymały zastrzyki dostawowe z 0,5, 1,5 lub 3 mg MIA w stawy kolanowe. Nasilenie bólu stawów wywołanego zakwasem mięśniowym mierzono na podstawie oceny wrażliwości mechanicznej i termicznej po 1, 7, 14, 21, 28 i 35 dniach od wstrzyknięcia. Na tej podstawie wybrano 1,5 mg MIA jako końcowe stężenie do oceny wzorców chodu i zmian histologicznych po 28 dniach od wstrzyknięcia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet Norm Medycznych i Etyki Chińskiego Uniwersytetu Medycznego w Zhejiang i są zgodne z chińskim ustawodawstwem dotyczącym użytkowania i opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi.

1. Dostawowe wstrzyknięcie monojodooctanu w kolano

  1. Po tygodniu aklimatyzacji losowo i równo podziel 40 samców szczurów Sprague-Dawley o wadze 180−200 g (4−5 tygodni) na cztery grupy (n = 10 szczurów/grupę).
    UWAGA: Szczurom w grupie kontrolnej wstrzyknie się dostawowo 50 μl soli fizjologicznej, podczas gdy szczurom w grupach eksperymentalnych podaje się odpowiednio 0,5, 1,5 lub 3 mg MIA rozpuszczonych w 50 μl soli fizjologicznej.
  2. W dniu wstrzyknięcia należy świeżo przygotować roztwór MIA w sterylnym roztworze soli fizjologicznej (0,9% NaCl) o stężeniach 15, 30 i 60 mg/ml oraz 10% roztwór pentobarbitalu w sterylnym roztworze soli fizjologicznej (0,9% NaCl).
    UWAGA: MIA ma niezwykle destrukcyjny wpływ na błonę śluzową, górne drogi oddechowe, oko oraz skórę i inne tkanki. Dlatego podczas przygotowywania roztworu zaleca się maskę i rękawiczki.
  3. Znieczulenie szczurów należy podać dootrzewnowo ketaminę w dawce 60 mg/kg i ksylazynę w dawce 5 mg/kg (obie przygotowane w roztworze soli fizjologicznej). Delikatnie zaciśnij palce u nóg szczura pęsetą, aby potwierdzić znieczulenie.
  4. Połóż szczura plecami do dołu. Ogol kolano i przetrzyj obszar wokół stawu kolanowego alkoholem.
  5. Trzymaj kolano pod kątem 90° i odsłoń białe ścięgno rzepki poniżej rzepki. Naciśnij ścięgno rzepki opuszkiem palca, aby znaleźć szczelinę pod rzepką.
  6. Jako miejsce wstrzyknięcia należy wybrać połączenie szczeliny z bocznym ścięgnem rzepki. Następnie wprowadzić igłę 26 G pionowo w miejsce na około 5 mm. Nie powinien być odczuwalny żaden opór, gdy igła znajduje się w przestrzeni stawowej.
    UWAGA: Ważne jest, aby igła była ustawiona prostopadle do miejsca wstrzyknięcia.
  7. Wstrzyknąć 50 μl roztworu soli fizjologicznej lub roztworu MIA do jamy stawowej. Powoli wyciągnąć igłę i owinąć kawałek gazy wokół miejsca wstrzyknięcia, aby zminimalizować refluks i przeciekanie. Po odzyskaniu znieczulenia usuń gazę.
  8. Przetestuj zachowanie związane z bólem po 1, 7, 14, 21, 28 i 35 dniach po wstrzyknięciu, jak opisano w punkcie 2.

2. Oceny zachowania

  1. Mechaniczny próg wycofania (MWT)
    UWAGA: MWT zostało zmierzone za pomocą testu von Freya13, a obserwator był ślepy na zastrzyki, które otrzymały zwierzęta.
    1. Umieść szczura w podwyższonej plastikowej klatce (17 cm x 11 cm x 13 cm) z podstawą z siatki drucianej zawieszoną 50 cm nad stołem. Upewnij się, że środowisko testowe jest ciche i daj szczurowi 30 minut na przystosowanie się do środowiska.
    2. Dociśnij igłę von Freya prostopadle do podeszwowej powierzchni tylnej łapy każdego szczura. Zwiększaj ciśnienie stopniowo (około 20 g/s) i liniowo, aż do momentu uniesienia łapy lub lizania łapy.
    3. Użyj siły niższej niż poprzedni próg, aby upewnić się, że jest to minimalna siła ściągania. Przetestuj każdego szczura więcej niż trzy razy, w odstępie co najmniej 3-5 minut.
    4. Zapisz minimalną siłę wywołującą odruch wycofania łapy. Uśrednij dane jako MWT szczurów.
  2. Opóźnienie wycofania termicznego (TWL)
    UWAGA: TWL został zmierzony za pomocą aparatury do badania podeszwowego (Tabela Materiałów), a obserwator był ślepy na zastrzyki, które otrzymały zwierzęta.
    1. Umieść pudełko z pleksi (60 cm x 20 cm x 14 cm, podzielone na 6 przegródek) na szklanej płycie o grubości 3 mm i włóż do pudełka szczury (po jednym w każdej komorze). Upewnij się, że otoczenie jest ciche, a temperatura w pomieszczeniu jest stała.
    2. Daj szczurom 30 minut na przystosowanie się do środowiska testowego.
    3. Skalibruj bodziec termiczny za pomocą radiometru na podczerwień. Ustaw żądaną intensywność podczerwieni na 70 jednostek.
    4. Umieść emiter/detektor podczerwieni na pojemniku bezpośrednio pod środkiem badanej łapy.
    5. Naciśnięcie przycisku START. Timer uruchomi się automatycznie. Kontroler automatycznie wyłączy światło podczerwone i całkowicie zatrzyma timer, gdy tylko nastąpi ruch łapy.
    6. Zapisuj czas reakcji, gdy pojawia się wycofanie łapy i lizanie łap.
      UWAGA: Za pozytywną odpowiedź na test uważa się wycofanie łapy i lizanie łapy. Jeśli występuje tylko wycofanie łapy, należy to traktować jako dobrowolny ruch szczura, a nie pozytywną reakcję.
    7. Powtórz test więcej niż trzy razy. Uśrednij dane jako TWL szczurów.
      UWAGA: Każda ekspozycja promieniowania cieplnego nie powinna przekraczać 20 s. Stymulacje w podczerwieni na tej samej tylnej łapie powinny być oddalone od siebie o co najmniej 3-5 minut.
  3. Analiza wzorców chodu
    UWAGA: Analizy wzorców chodu zostały zmierzone za pomocą systemu obrazowania (Tabela Materiałów), a obserwator był ślepy na zastrzyki, które otrzymały zwierzęta.
    1. Dostosuj długość przedziału do chodzenia za pomocą pokręteł na obu końcach przedziału do długości odpowiedniej dla szczurów (np. 61 cm).
    2. Umieść szczura w pomieszczeniu do chodzenia i przeszkol szczury, aby wykonywały nieprzerwane biegi przez co najmniej 5 cykli krokowych z prędkością 18 cm/s przed formalnym eksperymentem><. UWAGA: Gdy szczur zostanie po raz pierwszy umieszczony w komorze spacerowej, prędkość można ustawić na około 20 cm/s i wyłączyć podczas biegu około 2 s. Następnie ustaw prędkość na 18 cm/s. Delikatnie postukaj przegrodą w tył szczura, jeśli szczur zatrzyma się lub wycofa podczas chodzenia. Staraj się stopniowo zmniejszać prędkość z 18 cm/s do 10 cm/s. Jeśli szczur ostatecznie nie wykona testu, dopuszczalne jest wybranie innego szczura do testu.
    3. Powoli zwiększaj prędkość bieżni, aż osiągnie prędkość docelową (18 cm/s). Uchwyć co najmniej 5-sekundowy film przedstawiający ciągły ruch szczura za pomocą szybkiej cyfrowej kamery wideo zamontowanej poniżej przezroczystego pasa bieżni.
    4. Badaj każdego szczura w odstępie co najmniej 5 minut, aby uzyskać co najmniej trzy nieprzerwane serie.
    5. Narysuj "obwiednię", aby zdefiniować granicę obrazu chodzenia zwierzęcia w oprogramowaniu do obrazowania i wprowadź prędkość biegu dla każdego filmu. Wybierz filmy jako grupę i przetwarzaj filmy automatycznie przez oprogramowanie. Po przetworzeniu filmów oprogramowanie wygeneruje kilka arkuszy kalkulacyjnych, aby podać wskaźniki chodu, w tym postawę, wymach, hamowanie, napęd, kadencję, sekwencję kroków itp.
    6. Oblicz całkowitą powierzchnię łapy (cm2), średnią długość kroku (cm) i połącz długość kroku.
      UWAGA: Całkowita powierzchnia łapy to średnia całkowitej powierzchni czterech łap każdej grupy szczurów, a powierzchnia łapy jest definiowana jako maksymalna powierzchnia łapy stykająca się z bieżnią podczas fazy podstawania w cyklu kroków. Długość kroku to odległość między początkowymi kontaktami tej samej łapy w jednym pełnym kroku. Jednostka długości kroku = średnia długość kroku (cm)/długość ciała (cm).

3. Analizy histopatologiczne i immunohistochemiczne

  1. Poddać szczury eutanazji przez dootrzewnowe wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu w dawce 150 mg/kg (przygotowanego w roztworze soli fizjologicznej). Natychmiast należy wyciąć stawy kolanowe w celu przeprowadzenia analiz histologicznych.
  2. Umocuj stawy w 10% formalinie przez 24 godziny, odwapnij 10% EDTA w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) przez 8 tygodni, a następnie zanurz stawy w parafinie.
    UWAGA: Formalina może powodować podrażnienie oczu, skóry i dróg oddechowych. Powinien być obsługiwany w kapturze.
  3. Spoiny zatopione w parafinie o grubości 3 mm należy rozdrobnić za pomocą mikrotomu i umieścić w łaźni wodnej o temperaturze 40 °C zawierającej wodę destylowaną.
  4. Przenieś sekcje na szkiełka podstawowe. Wysuszyć szkiełka przez noc i przechowywać je w temperaturze pokojowej (RT), aby kontynuować następujące barwienie.
  5. Umieść szkiełka w piekarniku o temperaturze 60 °C na 4 godziny w celu odparafinowania.
  6. Zanurz szkiełka kolejno w ksylenie, ksylenie, 100% etanolu, 100% etanolu, 95% etanolu, 80% etanolu i 75% etanolu odpowiednio na 5 minut w temperaturze pokojowej.
  7. Wybarwienia z hematoksyliną i eozyną (H&E), safraniną-O (SO) i hematoksyliną błękitu alcian (ABH), a także przeciwciałami przeciwko kolagenowi szczura typu II (Col2), kolagenowi typu X (Col10) i metaloproteinazie macierzy 13 (MMP13), jak opisano w krokach 3.8−3.12.
  8. Barwienie H&E
    1. Szkiełka płucz dejonizowanymH2Oprzez 3 min. Szkiełka barwiące hematoksyliną przez 3−5 min.
    2. Przepłukać szkiełka dejonizowanymH2O3x po 1 minutę każda, aż na powierzchni nie pozostanie hematoksylina.
    3. Szkiełka barwiące z eozyną przez 30 s. Następnie przepłukać szkiełka dejonizowanym H2O 3 razy po 1 minutę, aż na powierzchni nie pozostanie eozyna.
    4. Zanurz szkiełka w 0,1% amoniaku na 10−20 s. Następnie przepłukać szkiełka dejonizowanym H2O 3 razy po 1 minutę każda.
    5. Zanurzaj szkiełka kolejno w 95% etanolu, 100% etanolu, ksylenie, ksylenie i ksylenie odpowiednio na 1 min.
    6. Szkiełko nakrywkowe pokryć żywicą neutralną.
  9. Barwienie SO
    1. Szkiełka płucz dejonizowanymH2Oprzez 3 min. Szkiełka barwiące hematoksyliną przez 3−5 min.
    2. Szybko różnicować w 1% kwaśnym alkoholu (około 3 s). Następnie przepłukać szkiełka dejonizowanymH2O3x po 1 minutę, aż na powierzchni nie pozostanie hematoksylina.
    3. Szkiełkowanie szkiełkami z roztworem Fast Green (FCF) przez 5 min. Następnie przepłukać szkiełka dejonizowanym H2O 3 razy po 1 minutę każda.
    4. Bejca szkiełkuje za pomocą SO przez 1−2 min. Następnie przepłukać szkiełka dejonizowanym H2O 3 razy po 1 minutę każda.
    5. Płukać szkiełka 1% kwasem octowym przez 1-2 minuty, aby usunąć resztki FCF. Płukać szkiełka dejonizowanymH2Oprzez 1 min.
    6. Zanurzaj szkiełka kolejno w 95% etanolu, 100% etanolu, ksylenie, ksylenie i ksylenie odpowiednio na 1 min.
    7. Szkiełko nakrywkowe pokryć żywicą neutralną.
  10. Barwienie ABH
    1. Szkiełka płuczemy dejonizowanymH2Oprzez 3 min. Zanurzamy szkiełka w 1% kwaśnym alkoholu na 30 s i krótko odsączamy na ręczniku papierowym (nie spłukujemy).
    2. Zanurz zjeżdżalnie w ABH na 1 godzinę. Następnie przepłukać szkiełka dejonizowanym H2O 3 razy po 1 minutę, aż na powierzchni nie pozostanie ABH.
    3. Szybko różnicować w 1% kwaśnym alkoholu (około 3 s). Przepłukać szkiełka dejonizowanym H2O 3 razy po 1 min każda.
    4. Zanurz szkiełka w 0,5% wodzie amonowej na 15 s. Następnie przepłukać szkiełka dejonizowanym H2O 3 razy po 1 minutę każda.
    5. Zanurz szkiełka w 95% etanolu na 1 minutę. Zanurz szkiełka w roztworze eozyny/pomarańczy G na 1,5 minuty.
    6. Zanurzaj szkiełka kolejno w 95% etanolu, 100% etanolu, ksylenie, ksylenie i ksylenie odpowiednio na 1 min.
    7. Szkiełko nakrywkowe pokryć żywicą neutralną.
  11. Zbadaj wszystkie preparaty pod mikroskopem i statystycznie oceń w skali 0−13 poprzez podwójnie ślepą obserwację, zgodnie z systemem punktacji Mankina14.
  12. Immunohistochemia
    1. Płukać szkiełka dejonizowanymH2Oprzez 3 min.
    2. Zanurzyć szkiełka w 0,1 M roztworze cytrynianu sodu i umieścić szkiełka w piecu o temperaturze 60 °C na 4 godziny w celu pobrania antygenu.
    3. Zanurz szkiełka w 0,3% Triton X-100 w PBS na 10 minut. Następnie przepłukać szkiełka podstawowym środkiem PBS 2x, po 3 minuty każda.
    4. Inkubować skrawki w 3% roztworze H2O2 w metanolu w temperaturze pokojowej przez 10 minut w celu zablokowania endogennej aktywności peroksydazy. Przepłukać szkiełka za pomocą PBS 2x, po 3 minuty każda.
    5. Inkubować skrawki z 5% surowicą kozią w PBS przez 30 minut w temperaturze pokojowej, aby zablokować wszelkie niespecyficzne wiązanie. Przepłukać szkiełka za pomocą PBS 2x, po 3 minuty każda.
    6. Inkubować skrawki przez noc w temperaturze 4 °C ze 100 μl rozcieńczonych PBS (1:1 000) przeciwciał pierwszorzędowych przeciwko kolagenowi szczura typu II (Col2), kolagenowi typu X (Col10) i metaloproteinazie macierzy 13 (MMP13). Przepłukać szkiełka za pomocą PBS 2x, po 3 minuty każda.
    7. Inkubować skrawki ze 100 μl rozcieńczonego PBS (1:1 000) przeciwciała drugorzędowego (kozie anty-mysie wtórne lub kozie anty-mysie wtórne) przez 20 minut w temperaturze pokojowej. Przepłukać szkiełka PBS 2x, po 3 minuty każda.
    8. Inkubować sekcje ze 100 μl roztworu roboczego 3,3′-diaminobenzydyny (DAB). Monitoruj reakcję, gdy reakcja chromogenna zmienia miejsca epitopów na brązowe.
      UWAGA: DAB jest czynnikiem rakotwórczym. Zawsze noś rękawice i pracuj w kapturze podczas pracy z DAB.
      UWAGA: Czas wywoływania koloru może wynosić od kilku sekund do 10 minut.
    9. Gdy tylko na skrawkach pojawi się brązowy kolor, spłucz szkiełka dejonizowanymH2O2x, po 3 minuty każda.
    10. Zanurz szkiełka w hematoksylinie na 1-2 minuty, aby przeciwdziałać plamom na szkiełkach. Następnie przepłukać szkiełka dejonizowanym H2O 3 razy po 1 minutę każda.
    11. Zanurzaj szkiełka kolejno w 95% etanolu, 100% etanolu, ksylenie, ksylenie i ksylenie odpowiednio na 1 min.
    12. Szkiełko nakrywkowe pokryć żywicą neutralną.
    13. Obserwuj kolor barwienia przeciwciał w skrawkach pod mikroskopem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dzięki zastosowaniu tej metodologii opracowaliśmy model bólu w chorobie zwyrodnieniowej stawów (OA) u szczura i wykryliśmy wynikające z niej zmiany. MWT i TWL odzwierciedlały odpowiednio allodynię mechaniczną i hiperalgezję termiczną. Jak pokazano na Rysunku 1, MIA wywołało allodynię mechaniczną i hiperalgezję termiczną w sposób zależny od dawki. Co niezwykłe, spadek MWT osiągnął szczyt między 21. a 28. dniem, a następnie nastąpił wzrost, co sugeruje, że na tym etapie może dochodzić do regen...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Szczurzy model choroby zwyrodnieniowej stawów indukowanej przez MIA jest dobrze ugruntowanym, szeroko stosowanym modelem. Dostawowe wstrzyknięcie MIA początkowo powoduje ciężki i ostry stan zapalny, który prowadzi do dłuższej i zwyrodnieniowej fazy choroby zwyrodnieniowejstawów 17,18. W tym badaniu zmierzyliśmy czułość nocyceptywną za pomocą MWT i TWL oraz oceniliśmy zmiany chodu za pomocą systemu obrazowania. Wcześniejsze doniesienia wykazały, że wstrzyknięcie M...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane przez Zhejiang Provincial Natural Science Foundation of China (Grant No: LY17H270016), National Natural Science Foundation of China (Grant No: 81774331, 81873049, and 81673997), oraz Zhejiang Provincial Science and Technology Project of Traditional Chinese Medicine of China (Grant No: 2013ZQ007 i 2016ZZ011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przeciwciało anty-Collagen IIAbcam (Wielka Brytania)34712Podstawowe przeciwciało immunohistochemiczne (IHC)
Przeciwciało anty-Collagen X (Col10)Abcam (Wielka Brytania)49945Przeciwciało pierwszorzędowe dla IHC
DigiGait Imaging SystemMouse Specifics (Boston, MA, USA)Sprzęt do analizy wzorców chodu
EosinSigma-Aldrich861006Barwnik dla HE barwienie
Fast Green FCFSigma-AldrichF7252Barwnik do barwienia SO Kozie
przeciwciało anty-mysieZSGQ-BIO (Pekin, Chiny)PV-9002Przeciwciało drugorzędowe dla
przeciwciała anty-królika IHC GoatZSGQ-BIO (Pekin, Chiny)PV-9001Przeciwciało drugorzędowe dla IHC
HematoxylinSigma-AldrichH3163Barwnik do barwienia HE
MIASigma-AldrichI4386-10Gproszek
MMP13Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, USA)69926Przeciwciało pierwotne dla IHC
Modułowe centrum zatapiania tkanekThermo Fisher Scientific (USA)EC 350Produkuj bloki parafinowe.
Aparatura do testu podeszwowegoUgoBasile (Włochy)37370Sprzęt do testu TWL
Zestaw odczynników PrimeScript RT (Perfect Real Time)TaKaRa Biotechnology Co. Ltd. (Dalian, Chiny)RR037A Ekstrakcjacałkowitego RNA z hodowanych komórek
Mikrotomy obrotowe i przesuwneThermo Fisher Scientific (USA)HM325Precyzyjne sekcje parafinowe.
Safranin-OSigma-AldrichS2255Barwnik do barwienia SO
Tissue-Tek VIP 5 JrSakura (Japonia)Procesor infiltracji próżniowej

Bibliografia

  1. Hunter, D. J., Schofield, D., Callander, E. The individual and socioeconomic impact of osteoarthritis. Nature Reviews Rheumatology. 10 (7), 437-441 (2014).
  2. Neogi, T. The epidemiology and impact of pain in osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 21 (9), 1145-1153 (2013).
  3. Teeple, E., Jay, G. D., Elsaid, K. A., Fleming, B. C. Animal models of osteoarthritis: challenges of model selection and analysis. AAPS Journal. 15 (2), 438-446 (2013).
  4. Woolf, A. D., Pfleger, B. Burden of major musculoskeletal conditions. Bulletin of the World Health Organization. 81 (9), 646-656 (2003).
  5. Bijlsma, J. W., Berenbaum, F., Lafeber, F. P. Osteoarthritis: an update with relevance for clinical practice. Lancet. 377 (9783), 2115-2126 (2011).
  6. McCoy, A. M. Animal Models of Osteoarthritis: Comparisons and Key Considerations. Veterinary Pathology. 52 (5), 803-818 (2015).
  7. O'Neill, T. W., Felson, D. T. Mechanisms of Osteoarthritis (OA) Pain. Current Osteoporosis Reports. 16 (5), 611-616 (2018).
  8. Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. Animal models of osteoarthritis: classification, update, and measurement of outcomes. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11, 19(2016).
  9. Takahashi, I., Matsuzaki, T., Hoso, M. Long-term histopathological developments in knee-joint components in a rat model of osteoarthritis induced by monosodium iodoacetate. Journal of Physical Therapy Science. 29 (4), 590-597 (2017).
  10. Liu, P., et al. Ongoing pain in the MIA model of osteoarthritis. Neuroscience Letters. 493 (3), 72-75 (2011).
  11. Combe, R., Bramwell, S., Field, M. J. The monosodium iodoacetate model of osteoarthritis: a model of chronic nociceptive pain in rats. Neuroscience Letters. 370 (2-3), 236-240 (2004).
  12. Pomonis, J. D., et al. Development and pharmacological characterization of a rat model of osteoarthritis pain. Pain. 114 (3), 339-346 (2005).
  13. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  14. Mankin, H. J., Dorfman, H., Lippiello, L., Zarins, A. Biochemical and metabolic abnormalities in articular cartilage from osteo-arthritic human hips. II. Correlation of morphology with biochemical and metabolic data. Journal of Bone and Joint Surgery. 53 (3), 523-537 (1971).
  15. Yan, L., et al. Chondroprotective effects of platelet lysate towards monoiodoacetate-induced arthritis by suppression of TNF-α-induced activation of NF-ĸB pathway in chondrocytes. Aging. 11 (9), 2797-2811 (2019).
  16. Yan, B., et al. Intra-Articular Injection of Extract Attenuates Pain Behavior and Cartilage Degeneration in Mono-Iodoacetate Induced Osteoarthritic Rats. Frontiers in Pharmacology. 9, 1360(2018).
  17. Wang, C., et al. Agkistrodon ameliorates pain response and prevents cartilage degradation in monosodium iodoacetate-induced osteoarthritic rats by inhibiting chondrocyte hypertrophy and apoptosis. Journal of Ethnopharmacology. 231, 545-554 (2019).
  18. Yamada, E. F., et al. Evaluation of monosodium iodoacetate dosage to induce knee osteoarthritis: Relation with oxidative stress and pain. International Journal of Rheumatic Diseases. 22 (3), 399-410 (2019).
  19. Schuelert, N., McDougall, J. J. Electrophysiological evidence that the vasoactive intestinal peptide receptor antagonist VIP6-28 reduces nociception in an animal model of osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 14 (11), 1155-1162 (2006).
  20. Lee, S. E. Choline, an alpha7 nicotinic acetylcholine receptor agonist, alleviates hyperalgesia in a rat osteoarthritis model. Neuroscience Letters. 548, 291-295 (2013).
  21. Piesla, M. J., et al. Abnormal gait, due to inflammation but not nerve injury, reflects enhanced nociception in preclinical pain models. Brain Research. 1295, 89-98 (2009).
  22. Udo, M., et al. Monoiodoacetic acid induces arthritis and synovitis in rats in a dose- and time-dependent manner: proposed model-specific scoring systems. Osteoarthritis and Cartilage. 24 (7), 1284-1291 (2016).
  23. Guingamp, C., et al. Mono-iodoacetate-induced experimental osteoarthritis: a dose-response study of loss of mobility, morphology, and biochemistry. Arthritis & Rheumatism. 40 (9), 1670-1679 (1997).
  24. Jeong, J. H., et al. Eupatilin Exerts Antinociceptive and Chondroprotective Properties in a Rat Model of Osteoarthritis by Downregulating Oxidative Damage and Catabolic Activity in Chondrocytes. PLoS ONE. 10 (6), 0130882(2015).
  25. Cook, J. L., et al. Animal models of cartilage repair. Bone & Joint Research. 3 (4), 89-94 (2014).
  26. Little, C. B., Zaki, S. What constitutes an "animal model of osteoarthritis"--the need for consensus. Osteoarthritis and Cartilage. 20 (4), 261-267 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wtryskiwanie monojodoacetatumechaniczny próg wycofaniaczas latencji wycofania termicznegoanaliza choduanaliza histopatologicznaekspresja MMP 13kolagen typu 10degeneracja chrząstki
Model bólu związanego z chorobą zwyrodnieniową stawów wywołany dostawowym wstrzyknięciem monojodooctanu u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.