W tym protokole opisana jest metoda izolacji i przeszczepu mysich wysp trzustkowych do pachwinowej podskórnej białej tkanki tłuszczowej. Izolowane syngeniczne mysie wysepki są przeszczepiane mysiemu biorcy za pomocą hydrożelu z błony podstawnej. Monitorowany jest poziom glukozy we krwi biorców i przeprowadzana jest analiza histologiczna przeszczepów wysp trzustkowych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Pachwinowy podskórny model przeszczepu białej tkanki tłuszczowej (ISWAT) mysich wysp trzustkowych
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przeszczep wysp trzustkowych jest dobrze znaną metodą leczenia cukrzycy typu 1. Torebka nerkowa jest najczęściej używanym miejscem przeszczepu wysp trzustkowych w modelach gryzoni. Jednak szczelna torebka nerkowa ogranicza przeszczepianie wystarczającej ilości wysp trzustkowych u dużych zwierząt i ludzi. Stwierdzono, że pachwinowa podskórna biała tkanka tłuszczowa (ISWAT), nowa przestrzeń podskórna, jest potencjalnie cennym miejscem do przeszczepu wysp trzustkowych. To miejsce ma lepsze ukrwienie niż inne przestrzenie podskórne. Co więcej, ISWAT mieści większą masę wysp niż torebka nerkowa, a przeszczep do niej jest prosty. W artykule opisano procedurę izolacji i przeszczepu mysich wysp trzustkowych w miejscu ISWAT u syngenicznych myszy z cukrzycą. Korzystając z tego protokołu, mysie wyspy trzustkowe wyizolowano przez standardowe trawienie kolagenazą, a do utrwalenia oczyszczonych wysepek w miejscu ISWAT użyto hydrożelu z macierzy błony podstawnej. Poziom glukozy we krwi myszy biorców był monitorowany przez ponad 100 dni. Przeszczepy wysp trzustkowych pobrano w 100 dniu po przeszczepie w celu analizy histologicznej. Opisany w tym manuskrypcie protokół przeszczepiania wysp trzustkowych w ośrodku ISWAT jest prosty i skuteczny.
Wprowadzenie
Światowa częstość występowania i rozpowszechnienie cukrzycy typu 1 (T1DM) szybko rośnie, zgodnie z danymi statystycznymi Międzynarodowej Federacji Diabetologicznej (IDF)1. Przeszczep wysp trzustkowych jest jednym z najbardziej obiecujących podejść do leczenia cukrzycy typu 1DM4. Od czasu wielkiego przełomu dokonanego w klinicznym przeszczepie wysp trzustkowych przy użyciu protokołu Edmonton2, przeżywalność przeszczepu wysp trzustkowych u biorców T1DM po 5 latach wynosi obecnie około 50%3.
W przeszłości kilka miejsc do przeszczepu, takich jak wątroba, torebka nerkowa, śledziona, obszar śródmięśniowy, przestrzeń podskórna, szpik kostny i woreczek moczowy były badane pod kątem eksperymentalnego przeszczepu wysp trzustkowych5,6,7. Niektóre z powyższych witryn zostały przetestowane w warunkach klinicznych8. Chociaż przeszczepianie wysp trzustkowych do wątroby pozostaje obecnie najczęściej stosowaną metodą w zastosowaniach klinicznych9, istnieje kilka ważnych problemów, które należy rozwiązać podczas korzystania z tej strony. Na przykład, jak zmniejszyć wczesną utratę przeszczepionych wysp trzustkowych spowodowaną natychmiastową reakcją zapalną za pośrednictwem krwi (IBMIR) i słabym zaopatrzeniem w natlenienie10,11 i jak odzyskać przeszczepy wysp trzustkowych, jeśli to konieczne, ponieważ dyfuzyjnie lokalizują się one w wątrobie. Torebka nerkowa może być idealnym miejscem dla biorców gryzoni. Jednak szczelna torebka nerkowa ogranicza przeszczepienie wystarczającej ilości alogenicznych wysp trzustkowych u ludzi, chociaż może być lepszym rozwiązaniem dla ksenotransplantacji wysp trzustkowych ze względu na wysoce oczyszczone preparaty z wysp trzustkowych stosowanych klinicznie5,12. W związku z tym trwają poszukiwania bardziej odpowiedniego miejsca do przeszczepu wysp trzustkowych.
Przestrzeń podskórna może być wykorzystana jako klinicznie stosowne miejsce do przeszczepu wysp trzustkowych ze względu na jej dostępność. Jednak skuteczność przeszczepu wysp trzustkowych do przestrzeni podskórnej jest niezwykle niska, co wymaga stosunkowo dużej liczby wysp trzustkowych do odwrócenia hiperglikemii13. Niedawno japoński zespół badawczy odkrył ISWAT, nowatorskie miejsce podskórne lepsze do przeszczepu wysp trzustkowych w modelu mysim w porównaniu z klasą wątroby14. ISWAT zawiera tętnicę i żyłę nadbrzusza, więc bogate ukrwienie może zapewnić rewaskularyzację przeszczepu wysp trzustkowych. W tym manuskrypcie proponujemy łatwą metodę implantacji przy użyciu hydrożelu z matrycą błony podstawnej do mocowania syngenicznych mysich wysepek w ISWAT. Protokół ten okazuje się skuteczny w przypadku przeszczepu wysp trzustkowych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury w tym protokole były zgodne z zasadami dobrostanu zwierząt Komisji Oceny Etyki Drugiego Szpitala Ludowego w Shenzhen. Biorcami i dawcami przeszczepu wysp trzustkowych były samce myszy C57BL/6 w wieku od 8 do 10 tygodni zakupione w Centrum Zwierząt Medycznych w prowincji Guangdong. Procedura pobierania, izolacji, hodowli lub podawania pobranych komórek została przeprowadzona w warunkach aseptycznych.
1. Przygotowanie wysepek
- Przygotować roztwór roboczy kolagenazy typu V. Zważyć kolagenazę typu V i rozpuścić w buforze D-Hanka do końcowego stężenia 1 mg/ml, przefiltrować za pomocą jednostki filtrującej napędzanej strzykawką 0,22 μm i strzykawki o pojemności 60 ml i wstępnie schłodzić w lodzie. Wymagana jest objętość 5 ml dla każdego dawcy-biorcy.
- Poddaj eutanazji 10-tygodniowego samca myszy C57BL/6 (23 ± 2 g) przez zwichnięcie szyjki macicy i spryskaj zewnętrzną część myszy 75% etanolem przez kilka sekund. W międzyczasie napełnić strzykawkę o pojemności 5 ml roztworem kolagenazy i wymienić igłę strzykawki na zginaną igłę perfuzyjną o czubku (32 G).
- Umieść mysz dawcę w pozycji leżącej na worku z lodem pod lunetą sekcyjną, wytnij poprzeczny otwór za pomocą prostych, spiczastych nożyczek okulistycznych w skórze okolicy łonowej i całkowicie naciąć skórę w kierunku głowy. Następnie całkowicie otwórz brzuch przez nacięcie w kształcie litery V od okolicy łonowej do wyrostka mieczykowatego.
- Odsłoń woreczek żółciowy i całą długość wspólnego przewodu żółciowego, zmieniając położenie wątroby. Następnie zacisnąć otwór dwunastnicy wspólnego przewodu żółciowego za pomocą zacisku naczyniowego i wyciąć mały otwór w woreczku żółciowym.
UWAGA: Optymalne umieszczenie igły jest ważne, aby zapobiec cofaniu się do wątroby i pęcherzyka żółciowego. - Kankalować wspólny przewód żółciowy z otworu pęcherzyka żółciowego za pomocą igły perfuzyjnej w kroku 1.2, a następnie wstrzyknąć ~ 2 ml roztworu kolagenazy do trzustki. Następnie oddziel perfundowaną trzustkę od jelit, żołądka i śledziony za pomocą dwóch par nieinwazyjnych mikropęset i umieść je w stożkowej probówce o pojemności 50 ml na lodzie.
UWAGA: Powtórz ten proces dla wszystkich myszy dawców. Trzy kolejno perfundowane trzustki (nie więcej niż 40 minut od siebie) można połączyć w stożkową probówkę o pojemności 50 ml wstępnie napełnioną 3 ml roztworu kolagenazy dla każdej trzustki. - Dodać 100 μl DNazy I (10 mg/ml) na trzustkę do stożkowych probówek o pojemności 50 ml i trawić trzustki w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C, potrząsając stożkowymi probówkami przez 3–5 minut
UWAGA: Energicznie potrząsaj rurkami 40 razy w odstępach 10 sekund, aby odłączyć tkankę przed trawieniem w łaźni wodnej, a następnie umiarkowanie potrząsaj rurkami podczas trawienia. - Dodać roztwór zatrzymujący (2,5 mg/ml roztwór BSA-HBSS) do końcowej objętości 50 ml w celu zablokowania trawienia, a następnie odwirować pulsacyjnie probówki do prędkości 750 x g w temperaturze 4 °C i szybko zatrzymać.
- Odlej supernatant i umyj granulki 2x, delikatnie ponownie zawieszając w 15–25 ml BSA-HBSS. Pulsacyjnie odwirować probówkę z taką samą prędkością, jak opisano w kroku 1.7 przez 1 minutę.
- Odlewać supernatant i zebrać granulki z trzech stożkowych probówek w stożkowej probówce o pojemności 50 ml. Zawiesić granulki w całkowitej objętości 10 ml histopaque-1119. Wymieszać jednorodnie i kolejno dodać 5 ml histopaque-1077 i 5 ml HBSS, pipetując powoli wzdłuż boku probówki.
- Wirować próbki w wirówce w temperaturze 750 x g w temperaturze 4 °C przez 10 minut bez hamulców.
- Odessać wysepki z granicy faz HBSS/histopaque-1077 do stożkowej probówki o pojemności 50 ml za pomocą jednorazowej pipety Pasteura o pojemności 5 ml, dodać BSA-HBSS do końcowej objętości 50 ml i odwirować pulsacyjnie przy 750 x g w temperaturze 4 °C.
- Odlewać sklarowany osad i umyć wysepki za pomocą 30 ml BSA-HBSS. Wirować przez 1 minutę w temperaturze 750 x g w temperaturze 4 °C.
- Zawiesić wysepki za pomocą 30 ml pożywki hodowlanej (10% FBS-1%P/S-CMRL-1066) na probówkę i wlać do światłoszczelnego naczynia hodowlanego o średnicy 10 cm. Pod mikroskopem stereoskopowym, używając końcówek do pipet o pojemności 200 μl z żelem, ręcznie wybierz wysepki z roztworu na podstawie ich morfologii (tj. sferoidalne, białe). Umieścić w naczyniu do hodowli komórkowych niepoddanych działaniu substancji z 10 ml pożywki hodowlanej.
UWAGA: Drugi ręczny zbiór można przeprowadzić, jeśli czystość najpierw oczyszczonych wysepek nie jest optymalna po pierwszym zbiorze. - Sprawdź czystość ręcznie pobranych wysepek przez barwienie ditizonem pod mikroskopem świetlnym i wykryj żywotność wysepek za pomocą barwienia dioctanu fluoresceiny (FDA) i jodku propidyny (PI) pod mikroskopem fluorescencyjnym.
- Wyhodować izolowane wyspy trzustkowe w pożywce hodowlanej (jak w kroku 1.13) w inkubatorze w temperaturze 37 °C, 95% powietrza-5% CO2 przed przesadzeniem.
2. Przeszczep wysp trzustkowych ISWAT
- Wywołać cukrzycę u 8-tygodniowego samca myszy C57BL/6 (22 ± 2 g) za pomocą pojedynczego wstrzyknięcia streptozotocyny (STZ). W dniu -4 pościć myszy przez ~ 4-6 godzin, a następnie przygotować 2% roztwór STZ przy użyciu 0,1 M buforu cytrynianowego (pH 4,4). Zważyć, ponownie zawiesić w buforze i wstrzyknąć myszom dootrzewnowo w dawce 180 mg/kg.
UWAGA: Roztwór STZ musi być świeżo przygotowany przed użyciem i przykryty folią aluminiową ze względu na jego wrażliwość na światło. Należy go zużyć od razu, ponieważ straci aktywność w ciągu 15-20 minut. - Nakłuj żyły ogonowe myszy, którym wstrzyknięto STZ, aby zebrać trochę krwi około godziny 10 rano dnia -1 i dnia 0 i zmierz poziom glukozy we krwi na czczo za pomocą paska testowego i podstawowego przyrządu do monitorowania stężenia glukozy we krwi. Myszy zostaną wykorzystane jako biorcy przeszczepu wysp trzustkowych, jeśli poziom glukozy we krwi w ciągu 2 kolejnych dni testowych wynosi co najmniej 20 mmol/l.
- W dniu 0 zważ i zaznacz wszystkie myszy biorcy. Znieczulenie każdego biorcy poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowo 60 mg/kg pentobarbitalu sodu.
UWAGA: Uszczypnij palec u nogi, aby sprawdzić głębokość znieczulenia. Jeśli mysz biorcy nie ma odruchu wycofania, poziom znieczulenia jest wystarczający do operacji. W przeciwnym razie należy podać dodatkowe 10 mg/kg sodu pentobarbitalowego. Zastosowany pentobarbital sodu rozcieńczono w sterylnym roztworze soli fizjologicznej w stężeniu 2% (m/v). - Wyjmij hydrożel z zamrażarki o temperaturze -20 °C i trzymaj go na lodzie, aby umożliwić rozmrożenie. Hydrożel jest płynny w temperaturze 4–10 °C i krzepnie w wyższej temperaturze.
- Pobrać ~450–500 ekwiwalentów wysepek (IEQ) dla każdego biorcy do sterylnej probówki wirówkowej o pojemności 1,5 ml pod mikroskopem stereoskopowym (jak w kroku 1.13) z 200 μl pożywki hodowlanej i trzymać na lodzie, aż będzie gotowa do przeszczepu.
- Wymaz z lewej okolicy pachwinowej biorcy za pomocą 75% etanolu. Umieść go w pozycji leżącej na plecach i przymocuj cztery kończyny za pomocą taśmy chirurgicznej. Zgolić włosy wokół pola operacyjnego za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia i przetrzyj obszar jodoforem.
- Wykonaj pionowe nacięcie skóry w tym obszarze za pomocą nożyczek okulistycznych i nieinwazyjnej mikropęsety, zidentyfikuj dolną tętnicę i żyłę nadbrzusza w ISWAT i utwórz małą kieszeń nad naczyniami.
- Obracać rurkę z wysepkami przez 30 s przy 200 x g i usunąć supernatant tak bardzo, jak to możliwe. Odessać 20 μl całkowicie rozmrożonego hydrożelu i załadować go do probówki z wysepkami. Delikatnie zawieś wysepki, unikając pęcherzyków.
- Dostarczyć całą mieszaninę wysepki i hydrożelu w probówce do kieszeni (krok 2.7) odbiorcy za pomocą końcówki do pipety o pojemności 200 μl.
UWAGA: Ten proces wymaga dwóch techników, jednego do zbierania krawędzi kieszeni za pomocą nieinwazyjnej pęsety, a drugiego do dostarczania mieszanki wysp trzustkowych do kieszeni. - Dodać 20 μl cefalosporyny (~5–10 mg) do miejsca przeszczepu po całkowitym zestaleniu mieszaniny wysp trzustkowych i hydrożelu, a następnie użyć szwu chirurgicznego 5-0, aby zamknąć mięsień i skórę metodą szwu ciągłego.
UWAGA: Hydrożel potrzebuje około 3 minut, aby zastygnąć ze względu na temperaturę ciała. - Umieść odbiorcę w czystej klatce i utrzymuj w cieple za pomocą podkładki termicznej. Kontynuuj monitorowanie, aż odbiorca w pełni wyzdrowieje i zacznie poruszać się autonomicznie. Następnie podać dootrzewnowo 0,03 mg/ml buprenorfiny ze sterylnym roztworem soli fizjologicznej, zgodnie z dawką 0,1 mg/kg.
- Powtórz kroki 2.3–2.11 dla każdej myszy odbiorcy.
- Mierz poziom glukozy we krwi bez czczo myszy biorców (jak w kroku 2.2) 3-4 razy w tygodniu przez pierwszy miesiąc, a następnie 1 raz w tygodniu.
- Pod koniec obserwacji (100 dni po przeszczepie), w znieczuleniu (przeprowadzonym jak w kroku 2.3) należy wyciąć ISWAT, na którym znajduje się przeszczep, od biorców, postępując zgodnie z sterylnymi krokami opisanymi w kroku 2.6. Utrwalić tkankę w formalinie i paraformaldehydzie zgodnie z protokołami histologicznymi barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E) oraz immunofluorescencji insuliny i glukagonu.
- Dodać cefalosporynę i zamknąć nacięcie biorców, jak w kroku 2.10, a następnie przygotować się do rekonwalescencji, jak w kroku 2.11.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W niniejszym protokole przedstawiono dwie procedury: preparowanie wysepek trzustkowych myszy oraz transplantację wysepek do miejsca ISWAT. W pierwszej procedurze, po perfuzji i trawieniu roztworem kolagenazy typu V, oczyszczaniu przy użyciu Histopaque-1119 i Histopaque-1077 oraz dodatkowym etapie ręcznego wyboru, wyizolowane wysepki mysie będą wystarczająco czyste do transplantacji (jak pokazano na Rysunku 1), a do transplantacji zostaną wykorzystane wyizolowane wysepki o wysokiej żywotności...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Przeszczep wysp trzustkowych jest obiecującą terapią w leczeniu cukrzycy typu 1. Na efekt tej terapii wpływa wiele czynników, a wybór optymalnego miejsca do implantacji wysp trzustkowych jest niezwykle ważny. Idealne miejsce anatomiczne do przeszczepu wysp trzustkowych powinno mieć następujące cechy: dostępność dla prostych procedur przeszczepu, biopsji i pobierania przeszczepów; zmniejszone powikłania; wysoki wskaźnik sukcesu kontroli poziomu glukozy we krwi; i długotrwałe przeżywalność szczepów wysp trzustkowych
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie zgłaszają konfliktu interesów.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez granty z Narodowego Kluczowego Programu Badawczo-Rozwojowego Chin (2017YFC1103704)Specjalne fundusze na budowę szpitali wysokiego poziomu w prowincji Guangdong (2019), Projekt Medyczny Sanming w Shenzhen (SZSM201412020), Fundusz na Budowę Dyscypliny Medycznej Wysokiego Poziomu w Shenzhen (2016031638), Fundacja Nauki i Technologii Shenzhen (JCJY20160229204849975, GJHZ20170314171357556), Fundacja Zdrowia i Komisji Planowania Rodziny w Shenzhen (SZXJ2017021SZXJ2018059), Medyczna Fundacja Badań Naukowych prowincji Guangdong w Chinach (A2019218), Chińska Fundacja Nauk Podoktoranckich (2018M633218).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,22 &m; m Jednostka filtrująca napędzana strzykawką Merck | Millipore | SLHV033RB | |
| 1,5 ml probówka wirówkowa | Axygen | MCT-150-C | |
| 5 ml Pipeta Pasteura | JingAn Biological, Chiny | J00085 | |
| Strzykawka 5 ml | Szboon, Chiny | 20170829 | |
| 50 ml stożkowa rurka | Corning | 430829 | |
| 5-0 szew chirurgiczny | sh-Jinhuan, Chiny | CR537 | |
| Strzykawka 60 ml | Szboon, Chiny | 20170623 | |
| 75% etanolu | LIRCON, Chiny | 9180527 | |
| Alexa Fluor 488 osioł anty-mysi IgG (H + L) | Invitrogen | A21202 | Rozcieńczenie (1:200) |
| przeciwciało przeciw myszom Przeciwciało przeciw glukagonowi | Abcam | ab10988 | Rozcieńczenie (1:100) |
| przeciwciało przeciwko myszom | Technologia sygnalizacji | 3014s | Rozcieńczenie (1:100) |
| tępo zakończona igła perfuzyjna | Oloey, Chiny | 005 | 32G, żółta |
| BSA | Meilune, Chiny | MB4219 | |
| C57BL / 6 Myszy | Centrum Zwierząt Medycznych w prowincji | ~ 10 tygodni | |
| naczynie do hodowli komórkowej | BIOFIL, Chiny | TCD000100 | Ogólne, nieleczone, średnica 87,8 mm |
| wirówka | Thermo Scientific | ST16R | |
| Lukang medyczna, Chiny | 150303 | ||
| CMRL-1066 | Sigma-Aldrich | C0422 | |
| Codos Pet Clipper | Szcodos, Chiny | CP-8000 | |
| kolagenaza Typ V | Sigma | C9262 | |
| DAPI | Thermo Fisher | D1306 | |
| Bufor D-hanka | Coolaber, Chiny | PM5140-10 | |
| ditizon | Sigma-Aldrich | D5130 | |
| Dnaza I | Sigma-Aldrich | D4263 | |
| Podłoże do barwienia eozyny | Beyotime Biotech, Chiny | C0109 | |
| FBS | GE Healthcare Nauki przyrodnicze | SH30084 | |
| dioctan fluoresceiny (FDA) | Thermo Fisher | F1303 | |
| Końcówki do pipet | |||
| HBSS | Coolaber, Chiny | PM5150-10 | |
| media barwiące hematykaliną | Technologia sygnalizacji komórkowej | 14166S | |
| HISTOPAQUE-1077 | Sigma-Aldrich | RNBG0522 | |
| HISTOPAQUE-1119 | Sigma-Aldrich | RNBG0536 | |
| Hydrożel | BD Biosciences | 356234 | Matryca błony podstawnej |
| Jodophor | LIRCON, Chiny | 5190313 | |
| światłoszczelne naczynie hodowlane | DVS, Chiny | AN-5058548 | Samodzielna produkcja szklane naczynie spryskane czarną farbą |
| Medyczna taśma klejąca | Cofoe, Chiny | K12001 | |
| nieinwazyjna mikropęseta | RWD Life Science | F11033-11 i F12016-15 | |
| One Touch ultraeasy Podstawowy system monitorowania stężenia glukozy we krwi | Johnson & Nożyczki | 33391713 | |
| RWD Life Science | S12012-12 i S11001-08 | ||
| P/S (penicylina / streptomycyna) | Gibco | 15140-122 | |
| pentobarbital sodowy | Sigma-Aldrich | P-010 | |
| Jodek propidyny | Sigma-Aldrich | P4864 | |
| STZ (streptozotocyna) | Sigma-Aldrich | S0130 | |
| Pasek testowy | GenUltimate | 100-50 | |
| Sprzężony z TRITC kozioł anty-króliczy IgG (H + L) | proteintech | SA00007-2 | Rozcieńczenie (1:200) |
| zacisk naczyniowy | RWD Life Science | R31006-04 |
Bibliografia
- Cho, N. H., et al. IDF Diabetes Atlas: Global estimates of diabetes prevalence for 2017 and projections for 2045. Diabetes Research and Clinical Practice. 138, 271-281 (2018).
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
- McCall, M., Shapiro, A. M. Update on islet transplantation. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), 007823(2012).
- Pathak, V., Pathak, N. M., O'Neill, C. L., Guduric-Fuchs, J., Medina, R. J. Therapies for Type 1 Diabetes: Current Scenario and Future Perspectives. Clinical Medicine Insights: Endocrinology and Diabetes. 12, 1179551419844521(2019).
- Bottino, R., Knoll, M. F., Knoll, C. A., Bertera, S., Trucco, M. M. The Future of Islet Transplantation Is Now. Frontiers in Medicine (Lausanne). 5, 202(2018).
- Stokes, R. A., et al. Transplantation sites for human and murine islets. Diabetologia. 60 (10), 1961-1971 (2017).
- van der Windt, D. J., Echeverri, G. J., Ijzermans, J. N., Cooper, D. K. The choice of anatomical site for islet transplantation. Cell Transplantation. 17 (9), 1005-1014 (2008).
- Addison, P., Fatakhova, K., Rodriguez Rilo, H. L. Considerations for an Alternative Site of Islet Cell Transplantation. Journal of Diabetes Science and Technology. , (2019).
- Pepper, A. R., Bruni, A., Shapiro, A. M. J. Clinical islet transplantation: is the future finally now. Current Opinion in Organ Transplantation. 23 (4), 428-439 (2018).
- Bellin, M. D., et al. Similar islet function in islet allotransplant and autotransplant recipients, despite lower islet mass in autotransplants. Transplantation. 91 (3), 367-372 (2011).
- Bruni, A., Gala-Lopez, B., Pepper, A. R., Abualhassan, N. S., Shapiro, A. J. Islet cell transplantation for the treatment of type 1 diabetes: recent advances and future challenges. Diabetes, Metabolic Syndrome and Obesity: Targets and Therapy. 7, 211-223 (2014).
- Smood, B., Bottino, R., Hara, H., Cooper, D. K. C. Is the renal subcapsular space the preferred site for clinical porcine islet xenotransplantation? Review article. International Journal of Surgery and Medicine. 69, 100-107 (2019).
- Luan, N. M., Iwata, H. Long-term allogeneic islet graft survival in prevascularized subcutaneous sites without immunosuppressive treatment. American Journal of Transplantation. 14 (7), 1533-1542 (2014).
- Yasunami, Y., et al. A Novel Subcutaneous Site of Islet Transplantation Superior to the Liver. Transplantation. 102 (6), 945-952 (2018).
- Rajab, A. Islet transplantation: alternative sites. Current Diabetes Reports. 10 (5), 332-337 (2010).
- Ekser, B., Vagefi, P. A. Search for the best site in islet xenotransplantation. International Journal of Surgery and Medicine. 70, 106-107 (2019).
- Lu, Y., et al. A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse. Journal of Visualized Experiments. (143), e57160(2019).
- Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination. Journal of Visualized Experiments. (88), e50374(2014).
- Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation. Journal of Visualized Experiments. (50), e2096(2011).
- Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559(2018).
- Carter, J. D., Dula, S. B., Corbin, K. L., Wu, R., Nunemaker, C. S. A practical guide to rodent islet isolation and assessment. Biological Procedures Online. 11, 3-31 (2009).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
