Artykuł metodologiczny

Kwantyfikacja wymywania metali w chromatografii powinowactwa do unieruchomionych metali

DOI:

10.3791/60690

⸱

17 stycznia 2020

 ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Biochemistry, James Madison University, 2Biophysics Graduate Program, Ohio State University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentujemy test do łatwej kwantyfikacji metali wprowadzonych do próbek przygotowanych za pomocą chromatografii powinowactwa do metali unieruchomionych. Metoda wykorzystuje błękit hydroksynaftolowy jako kolorymetryczny wskaźnik metalu i spektrofotometr UV-Vis jako detektor.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zanieczyszczenie enzymów metalami wypłukanymi z kolumn IMAC (immobilizowanej chromatografii powinowactwa do metali) stanowi poważny problem dla enzymologów, ponieważ wiele popularnych kationów dwu- i trójwartościowych stosowanych w żywicach IMAC ma działanie hamujące na enzymy. Jednak zakres wymywania metali i wpływ różnych odczynników eluujących i redukujących są słabo poznane w dużej mierze ze względu na brak prostych i praktycznych protokołów kwantyfikacji metali przejściowych, które wykorzystują sprzęt zwykle dostępny w laboratoriach biochemicznych. Aby rozwiązać ten problem, opracowaliśmy protokół umożliwiający szybkie ilościowe określenie ilości zanieczyszczeń metalami w próbkach przygotowanych przy użyciu IMAC jako etapu oczyszczania. W metodzie wykorzystuje się błękit hydroksynaftolowy (HNB) jako wskaźnik kolorymetryczny zawartości kationów metali w roztworze próbki oraz spektroskopię UV-Vis jako sposób do ilościowego określenia ilości obecnego metalu w zakresie nanomolowym na podstawie zmiany widma HNB przy 647 nm. Podczas gdy zawartość metalu w roztworze była historycznie określana za pomocą atomowej spektroskopii absorpcyjnej lub technik plazmy sprzężonej indukcyjnie, metody te wymagają specjalistycznego sprzętu i szkolenia wykraczającego poza zakres typowego laboratorium biochemicznego. Proponowana tutaj metoda zapewnia biochemikom prosty i szybki sposób określania zawartości metalu w próbkach przy użyciu istniejącego sprzętu i wiedzy bez poświęcania dokładności.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Od momentu powstania przez Poratha i współpracowników1, chromatografia powinowactwa do metali immobilizowanych (IMAC) stała się metodą szybkiego rozdzielania białek na podstawie ich zdolności do wiązania się z jonami metali przejściowych, takich jak Zn2+, Ni2+, Cu2+ i Co2+. Najczęściej odbywa się to za pomocą zmodyfikowanych znaczników polihistydynowych i jest obecnie jedną z najczęstszych technik oczyszczania chromatograficznego do izolacji białek rekombinowanych2. IMAC znalazł również zastosowania poza oczyszczaniem białek rekombinowanych jako sposób izolowania chinolonów, tetracyklin, aminoglikozydów, makrolidów i β-laktamów do analizy próbek żywności3 oraz jako krok w identyfikacji markerów białkowych krwi w raku wątroby i trzustki4,5. Nic dziwnego, że IMAC stał się również metodą z wyboru do izolacji wielu natywnych enzymów bioenergetycznych6,7,8,9,10. Jednak pomyślne wdrożenie tych metod oczyszczania do badań nad enzymatycznie aktywnymi białkami bioenergetycznymi jest uzależnione od obecności znikomych poziomów kationów metali wypłukiwanych z matrycy kolumny do eluatu. Kationy metali dwuwartościowych powszechnie stosowane w IMAC mają znane patologiczne znaczenie biologiczne, nawet w niskich stężeniach11,12. Fizjologiczne działanie tych metali jest najbardziej widoczne w systemach bioenergetycznych, gdzie mogą okazać się śmiertelne jako inhibitory oddychania komórkowego lub fotosyntezy13,14,15. Podobne problemy są nieuniknione w przypadku większości klas białek, w których resztkowe metale zanieczyszczające mogą zakłócać funkcje biologiczne białka lub charakterystykę za pomocą technik biochemicznych i biofizycznych.

Podczas gdy poziomy zanieczyszczenia metalami w warunkach utleniania i stosowania imidazolu jako eluantu są zazwyczaj niskie16, izolacje białek wykonywane w obecności środków redukujących cysteinę (DTT, β-merkaptoetanol, itp.) lub silniejszych chelatorów, takich jak histydyna17,18 lub kwas etylenodiaminotetraoctowy (EDTA) powodują znacznie wyższe poziomy zanieczyszczenia metalami19,20. Podobnie, ponieważ jony metali w żywicach IMAC są często koordynowane przez grupy karboksylowe, elucja białek przeprowadzana w warunkach kwaśnych może również mieć znacznie wyższy poziom zanieczyszczenia metalami. Zawartość metalu w roztworach można ocenić za pomocą atomowej spektroskopii absorpcyjnej (AAS) i spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-MS) do granicy wykrywalności w zakresie ppb-ppt21,22,23,24. Niestety, AAS i ICP-MS nie są realistycznymi metodami wykrywania w tradycyjnym laboratorium biochemicznym, ponieważ metody te wymagałyby dostępu do specjalistycznego sprzętu i szkolenia.

Poprzednia praca Brittain25,26 badała użycie błękitu hydroksynaftolowego (HNB) jako sposobu identyfikacji obecności metali przejściowych w roztworze. Było jednak kilka wewnętrznych sprzeczności w data20 i te prace nie oferowały odpowiedniego protokołu. Badania przeprowadzone przez Temel et al.27 oraz Ferreira et al.28 rozszerzyły prace Brittaina z HNB jako potencjalnym wskaźnikiem metalu. Jednak Temel opracował protokół, który wykorzystuje AAS do analizy próbek, używając HNB tylko jako czynnika chelatującego. W badaniu Ferreiry wykorzystano zmianę widm absorbancji HNB przy 563 nm, regionie widm HNB wolnego barwnika, który w dużym stopniu pokrywa się z widmami kompleksów HNB-metal przy pH 5,7, co sprawia, że czułość testu jest dość niska, a także skutkuje stosunkowo słabym powinowactwem do wiązania metali20. Aby rozwiązać problemy w naszym własnym laboratorium z wymywaniem Ni2+ z IMAC, rozszerzyliśmy pracę wykonaną przez Brittain25,26 i Ferreria28, aby opracować łatwy test zdolny do wykrywania poziomów nanomolowych kilku metali przejściowych. Wykazaliśmy, że HNB wiąże nikiel i inne typowe dla IMAC metale o powinowactwie wiązania sub-nanomolowego i tworzy kompleks 1:1 w szerokim zakresie wartości pH20. Przedstawiony tutaj test opiera się na tych wynikach i wykorzystuje zmiany absorbancji w widmie HNB przy 647 nm do ilościowego oznaczania metalu. Test można przeprowadzić w fizjologicznym zakresie pH przy użyciu typowych i oprzyrządowania znajdującego się w typowym laboratorium biochemicznym, wykorzystując kolorymetryczne wykrywanie i kwantyfikację kompleksów metal-barwnik oraz związaną z tym zmianę absorbancji wolnego barwnika, gdy wiąże się on z metalem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie składnika testu

  1. Oznaczyć frakcje chromatograficzne, które mają być oznaczone, stosując absorbancję optyczną przy 280 nm lub alternatywne metody oznaczania ilościowego białek w celu identyfikacji frakcji wzbogaconych w białko.
    UWAGA: Do tej pracy użyliśmy spektrofotometru UV-Vis z matrycą diodową. Aby zwiększyć przepustowość, można zastosować czytnik płytek zdolny do pomiaru absorbancji UV-Vis.
  2. Przygotowanie niezbędnych składników do oznaczania
    1. Przygotować lub otrzymać bufor 10-100 mM ("bufor próbki") o pH między 7 a 12,
      UWAGA: Typowe biochemiczne, takie jak Tris, HEPES, MOPS i fosforany o neutralnym lub zasadowym pH, są dopuszczalne w teście. Można stosować trycynę i histydynę, ale będą one wymagały krzywych kalibracyjnych, ponieważ oba w znacznym stopniu chelatują jony metali. Przykład kalibracji dla histydyny jest pokazany w reference20.
    2. Przygotować 12% w/v (20-krotnie skoncentrowany) roztwór dyspersji błękitu hydroksynaftolowego (HNB) w buforze próbki, używając 120 mg odczynnika HNB na każdy mililitr przygotowanego roztworu podstawowego.
      UWAGA: Narażenie HNB na oko może spowodować poważne uszkodzenia i podrażnienie. Podczas obchodzenia się z HNB należy stosować ochronę oczu, a po użyciu należy dokładnie umyć ręce.
      UWAGA: HNB jest sprzedawany jako dyspersja na KCl przez głównych dostawców odczynników naukowych. W związku z tym rzeczywiste stężenie w roztworze będzie się różnić w zależności od producenta, partii i miejsca w butelce, z którego pobierana jest dyspersja HNB. Idealnie, po 20-krotnym rozcieńczeniu podstawy, należy osiągnąć absorbancję między 0,5-0,8 przy 647 nm.

2. Przygotowanie próbki i pomiar

  1. Przygotowanie spektrofotometru do zbierania danych
    1. Włącz i rozgrzej spektrofotometr UV-Vis. Ustaw spektrofotometr tak, aby zbierał dane przy 647 nm.
      UWAGA: Jeśli spektrofotometr na to pozwala, należy dodatkowo zebrać dane o długości fali 850 nm lub innej długości fali bez znaczących zmian związanych z widmami barwnik-metal i barwnik, które zostaną wykorzystane do korekty linii podstawowej.
    2. Wykonać ślepe wygaszanie spektrofotometru za pomocą bufora próbki.
      UWAGA: Można używać kuwet kwarcowych lub jednorazowych plastikowych. Kuwety kwarcowe są preferowane do analizy ilościowej, ponieważ pozwolą na większą dokładność i precyzję w porównaniu z jednorazowymi kuwetami plastikowymi. Jednak plastikowe kuwety blokują światło UV, które może być obecne w wiązkach pomiarowych niektórych spektrofotometrów diodowych. Wystawienie HNB na intensywne światło UV powoduje znaczną degradację barwnika i niepożądany powolny spadek absorbancji, który można pomylić z powolnym wiązaniem metalu (na przykład patrz Rysunek 1 w informacjach uzupełniających w Odnośniku 20).
  2. Przygotowanie i pomiar absorbancji kontroli
    1. Przygotować roztwór kontrolny zawierający 50 μl surowca HNB na mililitr całkowitej objętości testu. Aby zapewnić dobre wymieszanie wszystkich próbek, należy najpierw odpipetować małe objętości, następnie dodać bufor próbki, a następnie wymieszać przez pipetowanie. Rozcieńczony roztwór HNB powinien być przygotowany na świeżo, ale zapasy HNB można przechowywać w temperaturze 4 °C i chronić przed światłem przez tygodnie bez znaczącej degradacji.
    2. Pozostawić kontrolę do inkubacji przez co najmniej 3 minuty w temperaturze pokojowej.
      UWAGA: W przypadku próbek o zasadowym pH lub w obecności fosforanów może być konieczny dłuższy czas inkubacji ze względu na tworzenie się słabo rozpuszczalnych kompleksów metali powodujących wolniejsze zrównoważenie.
    3. Zmierzyć i zapisać absorbancję przy długości fali 647 nm dla próbki kontrolnej.
  3. Przygotowanie i pomiar absorbancji próbek
    1. Przygotować próbki do oznaczania, mieszając 50 μl materiału podstawowego HNB z 950 μl odpowiednio rozcieńczonych frakcji białkowych z buforem próbki.
      UWAGA: Ponieważ poziomy zanieczyszczenia metalami zgłaszane w literaturze różnią się ponad 1000 razy w zależności od warunków elucji16,20, może być konieczne wypróbowanie kilku rozcieńczeń oznaczanych frakcji białkowych za pomocą buforu próbki (patrz krok 1.2.1 powyżej), aby uzyskać zmiany absorbancji w zakresie dynamicznym testu.
      UWAGA: Nikiel i inne metale stosowane w IMAC są znane jako drażniące na skórę, podejrzewa się, że są rakotwórcze i mogą uszkadzać nerki i krew po długotrwałym narażeniu. Podczas pracy z próbkami białka przygotowanymi za pomocą IMAC należy używać rękawic i okularów ochronnych.
    2. Pozostawić próbkę do inkubacji przez co najmniej 3 minuty w temperaturze pokojowej i zmierzyć absorbancję przy 647 nm.
      UWAGA: Etapem ograniczającym test pod względem zainwestowanego czasu jest etap inkubacji. Dane do tego artykułu zostały zebrane przy użyciu pojedynczej kuwety kwarcowej, która została starannie umyta między każdą próbką. Nawet po dodatkowym czasie mycia i przygotowania wywaru HNB, zbieranie danych dla 14 próbek i kontroli trwało około półtorej godziny, dzięki czemu protokół można łatwo ukończyć bez konieczności przerywania.
    3. Powtórz kroki 2.3.1 i 2.3.2 dla każdej frakcji, która będzie mierzona.
      UWAGA: Jeżeli do wielu próbek będzie używanych kilka kuwet, próbki należy przygotować w sposób umożliwiający porównywalny czas inkubacji i ekspozycję na światło otoczenia.

3. Kwantyfikacja metalu

  1. Oznaczanie stężenia metalu w każdej próbce
    1. Znajdź różnicę absorbancji każdej próbki przy 647 nm od kontroli HNB.
    2. Określić stężenie metalu (w μM) za pomocą poniższego wzoru:

      figure-protocol-1

      gdzie DF jest współczynnikiem rozcieńczenia dla frakcji testowej, ΔAbs647 jest zmianą absorbancji przy 647 nm, 3,65x10-2 reprezentuje współczynnik ekstynkcji HNB (ε=36,5 mM-1·cm-1 patrz Reference20, aby uzyskać więcej informacji), a l to ścieżka optyczna kuwety w cm.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Widmo wolnego HNB przy neutralnym pH (linia) oraz reprezentatywne widma frakcji oznaczone dla Ni2+ z izolacji MSP1E3D129 są pokazane w Rysunek 2. Udana seria testów powinna wykazywać zmniejszoną absorbancję przy 647 nm w porównaniu z kontrolą HNB, co odpowiada tworzeniu kompleksów HNB w obecności metalu przejściowego. Na nieudany test wskazywałby wzrost absorbancji przy 647 nm. Alternatywnie, spadek o ponad 90% w stosunku do początkowej absorbancji przy 647...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Detekcja kolorymetryczna metali za pomocą HNB zapewnia prosty sposób ilościowego określenia stopnia zanieczyszczenia białek jonami metali przejściowych z żywic IMAC. Jak ustaliliśmy w odnośniku 20, Ni2+ wiąże się z HNB za pomocą stechiometrii 1:1, a stała dysocjacji dla kompleksu Ni-HNB zmienia się wraz z pH. Jednak kompleks Kd znajduje się w zakresie sub-nM dla wszystkich zalecanych (7-12) wartości pH. W praktyce oznacza to, że wszystkie Ni2+ w dowolnych badanych frakcjach będą wiązać si...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten materiał jest oparty na pracy wspieranej przez National Science Foundation w ramach grantu MCB-1817448 oraz na podstawie nagrody od Thomas F. and Kate Miller Jeffress Memorial Trust, Bank of America, Trustee i określonego darczyńcy Hazel Thorpe Carman i George Gay Carman Trust.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2xYT bulionFisher ScientificBP9743-500pożywka do wzrostu E.coli
HEPES, wolny kwasBioBasicHB0264alternatywny bufor
Żywica HisPur Ni-NTAThermo Scientific88222
Hydroksynaftol niebieska sól disoidumSigma-Aldrich219916-5g
ImidazolFisher ScientificO3196-500
ImidazolBioBasicIB0277
MOPS, wolny kwasBioBasicMB0360alternatywny bufor
Chlorek soduFisher ScientificS271-500
Fosforan soduFisher ScientificS369-500alternatywny bufor
TricineGold BioT870-100
TrisFisher ScientificBP152-500
Triton X-100Sigma-AldrichT9284-500

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Porath, J., Carlsson, J. A. N., Olsson, I., Belfrage, G. Metal chelate affinity chromatography, a new approach to protein fractionation. Nature. 258 (5536), 598-599 (1975).
  2. Block, H., et al. Immobilized-Metal Affinity Chromatography (IMAC): A Review. Methods in Enzymology. 463, 439-473 (2009).
  3. Takeda, N., Matsuoka, T., Gotoh, M. Potentiality of IMAC as sample pretreatment tool in food analysis for veterinary drugs. Chromatographia. 72 (1/2), 127-131 (2010).
  4. Felix, K., et al. Identification of serum proteins involved in pancreatic cancer cachexia. Life sciences. 88 (5-6), 218-225 (2011).
  5. Wu, C., et al. Surface enhanced laser desorption/ionization profiling: New diagnostic method of HBV-related hepatocellular carcinoma. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 24 (1), 55-62 (2009).
  6. Goldsmith, J. O., Boxer, S. G. Rapid isolation of bacterial photosynthetic reaction centers with an engineered poly-histidine tag. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1276 (3), 171-175 (1996).
  7. Guergova-Kuras, M., et al. Expression and one-step purification of a fully active polyhistidine-tagged cytochrome bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides. Protein Expression and Purification. 15 (3), 370-380 (1999).
  8. Mitchell, D. M., Gennis, R. B. Rapid purification of wildtype and mutant cytochrome c oxidase from Rhodobacter sphaeroides by Ni(2+)-NTA affinity chromatography. FEBS Letters. 368 (1), 148-150 (1995).
  9. Tian, H., White, S., Yu, L., Yu, C. A. Evidence for the head domain movement of the rieske iron-sulfur protein in electron transfer reaction of the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 274 (11), 7146-7152 (1999).
  10. Tian, H., Yu, L., Mather, M. W., Yu, C. A. Flexibility of the neck region of the rieske iron-sulfur protein is functionally important in the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 273 (43), 27953-27959 (1998).
  11. Louie, A. Y., Meade, T. J. Metal complexes as enzyme inhibitors. Chemical Reviews. 99 (9), 2711-2734 (1999).
  12. Tamás, M. J., Sharma, S. K., Ibstedt, S., Jacobson, T., Christen, P. Heavy Metals and Metalloids As a Cause for Protein Misfolding and Aggregation. Biomolecules. 4 (1), 252-267 (2014).
  13. Gerencser, L., Maroti, P. Retardation of proton transfer caused by binding of the transition metal ion to the bacterial reaction center is due to pKa shifts of key protonatable residues. Biochemistry. 40 (6), 1850-1860 (2001).
  14. Klishin, S. S., Junge, W., Mulkidjanian, A. Y. Flash-induced turnover of the cytochrome bc1 complex in chromatophores of Rhodobacter capsulatus: binding of Zn2+ decelerates likewise the oxidation of cytochrome b, the reduction of cytochrome c1 and the voltage generation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1553 (3), 177-182 (2002).
  15. Link, T. A., von Jagow, G. Zinc ions inhibit the QP center of bovine heart mitochondrial bc1 complex by blocking a protonatable group. Journal of Biological Chemistry. 270 (42), 25001-25006 (1995).
  16. Block, H., Kubicek, J., Labahn, J., Roth, U., Schäfer, F. Production and comprehensive quality control of recombinant human Interleukin-1beta: a case study for a process development strategy. Protein Expression and Purification. 57 (2), 244-254 (2008).
  17. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: II. Kinetics and mechanism of binding. Journal of Biological Chemistry. 285 (29), 22522-22531 (2010).
  18. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: I. Equilibrium and modeling studies. Journal of Biological Chemistry. 285 (29), 22513-22521 (2010).
  19. Bornhorst, J. A., Falke, J. J. Purification of proteins using polyhistidine affinity tags. Methods in Enzymology. 326, 245-254 (2000).
  20. Kokhan, O., Marzolf, D. R. Detection and quantification of transition metal leaching in metal affinity chromatography with hydroxynaphthol blue. Analytical Biochemistry. 582, 113347(2019).
  21. Doyle, C., Naser, D., Bauman, H., Rumfeldt, J., Meiering, E. Spectrophotometric method for simultaneous measurement of zinc and copper in metalloproteins using 4-(2-pyridylazo)resorcinol. Analytical Biochemistry. 579, 44-56 (2019).
  22. Furrer, J., Smith, G. S., Therrien, B. Inorganic Chemical Biology. Gasser, G. , (2014).
  23. Hogeling, S. M., Cox, M. T., Bradshaw, R. M., Smith, D. P., Duckett, C. J. Quantification of proteins in whole blood, plasma and DBS, with element-labelled antibody detection by ICP-MS. Analytical Biochemistry. 575, 10-16 (2019).
  24. Yamasaki, S., Tsumura, A., Takaku, Y. Ultratrace Elements in Terrestrial Water as Determined by High-Resolution ICP-MS. Microchemical Journal. 49 (2), 305-318 (1994).
  25. Brittain, H. G. Complex Formation Between Hydroxy Naphthol Blue and First Row Transition Metal Cyanide Complexes. Analytical Letters. 10 (13), 1105-1113 (1977).
  26. Brittain, H. G. Binding of Transition Metal Ions by the Calcium Indicator Hydroxy Naphthol Blue. Analytical Letters. 11 (4), 355-362 (1978).
  27. Temel, N. K., Sertakan, K., Gürkan, R. Preconcentration and Determination of Trace Nickel and Cobalt in Milk-Based Samples by Ultrasound-Assisted Cloud Point Extraction Coupled with Flame Atomic Absorption Spectrometry. Biological Trace Element Research. 186 (2), 597-607 (2018).
  28. Ferreira, S. L. C., Santos, B. F., de Andrade, J. B., Costa, A. C. S. Spectrophotometric and derivative spectrophotometric determination of nickel with hydroxynaphthol blue. Microchimica Acta. 122 (1), 109-115 (1996).
  29. Denisov, I. G., Grinkova, Y. V., Lazarides, A. A., Sligar, S. G. Directed Self-Assembly of Monodisperse Phospholipid Bilayer Nanodiscs with Controlled Size. Journal of the American Chemical Society. 126 (11), 3477-3487 (2004).
  30. Grinkova, Y. V., Denisov, I. G., Sligar, S. G. Engineering extended membrane scaffold proteins for self-assembly of soluble nanoscale lipid bilayers. Protein Engineering, Design and Selection. 23 (11), 843-848 (2010).
  31. Bonta, M., Hegedus, B., Limbeck, A. Application of dried-droplets deposited on pre-cut filter paper disks for quantitative LA-ICP-MS imaging of biologically relevant minor and trace elements in tissue samples. Analytica Chimica Acta. 908, 54-62 (2016).
  32. Olmedo, P., et al. Validation of a method to quantify chromium, cadmium, manganese, nickel and lead in human whole blood, urine, saliva and hair samples by electrothermal atomic absorption spectrometry. Analytica Chimica Acta. 659 (1), 60-67 (2010).
  33. Shyamal, M., et al. Highly Selective Turn-On Fluorogenic Chemosensor for Robust Quantification of Zn(II) Based on Aggregation Induced Emission Enhancement Feature. ACS Sensors. 1 (6), 739-747 (2016).
  34. Kudo, H., Yamada, K., Watanabe, D., Suzuki, K., Citterio, D. Paper-Based Analytical Device for Zinc Ion Quantification in Water Samples with Power-Free Analyte Concentration. Micromachines. 8 (4), 127(2017).
  35. Liu, R., Zhang, P., Li, H., Zhang, C. Lab-on-cloth integrated with gravity/capillary flow chemiluminescence (GCF-CL): towards simple, inexpensive, portable, flow system for measuring trivalent chromium in water. Sensors and Actuators B: Chemical. 236 (C), 35-43 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hydroxynaphthol BlueUV Vis SpectroscopyTransition Metal QuantificationProtein PurificationNickel NTA ColumnSpectral AnalysisMetal ContaminationBiochemical Assay

Powiązane artykuły