Artykuł metodologiczny

Wsteczne śledzenie embrionalnych neuronów ruchowych Drosophila za pomocą lipofilowych barwników fluorescencyjnych

6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60716

⸱

12 stycznia 2020

 ,  , 
1Department of Cellular Biology, University of Georgia

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy metodę wstecznego śledzenia embrionalnych neuronów ruchowych Drosophila za pomocą lipofilowych barwników fluorescencyjnych.

Streszczenie

Opisujemy technikę wstecznego znakowania neuronów ruchowych u Drosophila. Używamy rozpuszczonego w oleju barwnika lipofilowego i dostarczamy małą kropelkę do embrionalnego preparatu filetowego za pomocą mikroiniektora. Każdy neuron ruchowy, którego błona styka się z kropelką, może być następnie szybko oznakowany. Poszczególne neurony ruchowe są w sposób ciągły znakowane, co umożliwia wyraźną wizualizację drobnych szczegółów strukturalnych. Biorąc pod uwagę, że barwniki lipofilowe występują w różnych kolorach, technika ta zapewnia również sposób na oznaczenie sąsiednich neuronów w wielu kolorach. Ta technika śledzenia jest zatem przydatna do badania morfogenezy neuronów i połączeń synaptycznych w systemie neuronów ruchowych Drosophila.

Wprowadzenie

embrionalny system neuronów ruchowych Drosophila oferuje potężny model eksperymentalny do analizy mechanizmów leżących u podstaw rozwoju ośrodkowego układu nerwowego (CNS)1,2,3. System neuronów ruchowych jest podatny na techniki biochemiczne, genetyczne, obrazowe i elektrofizjologiczne. Korzystając z tych technik, manipulacje genetyczne i analizy funkcjonalne mogą być przeprowadzane na poziomie pojedynczych neuronów ruchowych2,4,5,6.

Podczas wczesnego rozwoju układu nerwowego, neuroblasty dzielą się i generują dużą liczbę gleju i neuronów. Czasoprzestrzenny związek między delaminacją a profilem ekspresji genów neuroblastów został wcześniej szczegółowo zbadany7,8,9. W przypadku układu neuronów ruchowych tworzenie embrionalnego połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ) zostało szeroko zbadane przy użyciu neuronów ruchowych aCC (przednia komórka narożna), RP2 (surowa krewetka 2) i RP52,10. Na przykład, gdy neuron ruchowy RP5 tworzy powstające połączenie synaptyczne, filopodia presynaptyczne i postsynaptyczne są wymieszane11,12,13. Taka bezpośrednia komunikacja komórkowa jest niezbędna do zainicjowania tworzenia się NMJ. W przeciwieństwie do tego, co wiemy o gałęziach nerwów obwodowych, nasza wiedza o tym, jak dendryty motoryczne inicjują połączenia synaptyczne w OUN, jest nadal prymitywna.

W tym raporcie prezentujemy technikę, która pozwala na wsteczne znakowanie neuronów ruchowych w zarodkach za pomocą dostarczania barwników lipofilowych za pośrednictwem mikropipet. Technika ta pozwala nam prześledzić 38 neuronów ruchowych unerwiających każdy z 30 mięśni ściany ciała w segmencie półkulowym po 15 godzinach od złożenia jaj (AEL)14. Korzystając z tej techniki, nasza grupa dokładnie zbadała liczne allele zysku/utraty funkcji15,16,17. Niedawno odkryliśmy mechanizmy molekularne, które napędzają inicjację połączenia dendrytów motorycznych i wykazaliśmy, że interakcja Dscam1-Dock-Pak definiuje miejsce wyrostu dendrytów w neuronach ruchowych aCC 17. Ogólnie rzecz biorąc, technika ta można dostosować do analizy fenotypowej dowolnych embrionalnych neuronów ruchowych w szczepach dzikich lub zmutowanych, zwiększając naszą zdolność do dostarczania nowych informacji na temat funkcjonalnego projektu układu nerwowego Drosophila.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Sprzęt i zaopatrzenie

  1. Materiały do pobierania zarodków i szkolenia dorosłych osobników do składania jaj
    1. Przygotuj aparat filtracyjny, przecinając probówkę o pojemności 50 ml i wycinając otwór w nasadce, aby umieścić filtr siatkowy z porami 100 μm (tabela materiałów) między probówką a nasadką.
      UWAGA: Alternatywnie do etapu filtracji pobierania zarodków można użyć sitek komórkowych o porach 100 μm (tabela materiałów).
    2. Wykonaj płytki agarowe z premiksem agaru winogronowego (tabela materiałów) zgodnie z podanymi instrukcjami. Krótko delikatnie wymieszać 1 opakowanie mieszanki proszkowej z 500 ml mleka o temperaturze pokojowej (RT, 23 °C) dH2O i podgrzać rozpuszczoną mieszaninę w kuchence mikrofalowej do energicznego wrzenia. Po schłodzeniu do temperatury 70−75 °C mieszaninę rozlać na szalki Petriego (60 mm). Po zestaleniu się agaru przechowywać płytki w temperaturze 4 °C.
    3. Przygotować pastę drożdżową, mieszając aktywne suche drożdże (Tabela Materiałów) i wodę do konsystencji pasty i przechowywać w temperaturze 4 °C.
    4. Używaj klatek do zbierania jaj (dla szalki Petriego 60 mm, tabela materiałów), które zapewniają wystarczający przepływ powietrza.
  2. Przygotowanie igieł preparacyjnych i mikropipet do iniekcji barwnika
    1. Przygotować mikropipetę do wstrzykiwania barwnika i igłę do rozwarstwiania z tej samej rurki kapilarnej o średnicy wewnętrznej 0,6 mm i średnicy zewnętrznej 1,2 mm (tabela materiałów). Pociągnij rurkę kapilarną za pomocą ściągacza do mikropipet pod kątem 7% od maksymalnej mocy wyjściowej 170 V (tabela materiałów), aby uzyskać ostrą igłę o zwężeniu o długości ~0,4 cm.
    2. W przypadku wstrzykiwania barwnika należy wyregulować mikropipetę za pomocą ukosownika do mikropipet (tabela materiałów) za pomocą techniki ukosowania pęcherzykowego opisanej w instrukcji obsługi urządzenia.
      1. Krótko mówiąc, namocz młynek środkiem zwilżającym (tabela materiałów), aby zapobiec "ciągnięciu" końcówki igły przez wodę. Umieść igłę na zacisku mikropipety pod kątem 25−30° i opuść końcówkę na dwie trzecie promienia od środka powierzchni ukosowania. Zmielić igłę, podczas gdy strzykawka z rurką wpycha powietrze do igły, aby upewnić się, że mikropipeta będzie wolna od wiórów szklanych.
      2. Oznacz mikropipetę markerem permanentnym z cienką końcówką, aby wskazać położenie otworu na końcówce po ukosowaniu, ponieważ trudno jest zlokalizować wąski otwór mikropipety, który jest uformowany pod kątem.

2. Przygotowanie do pobrania zarodków

  1. Upewnij się, że dorosłe muchy (20−40 dzikich typu Canton-S lub białe muchy), samce i samice, są utrzymywane w młodych (<7 dni) i zdrowych warunkach dla idealnego zbierania jaj.
    UWAGA: Aby stymulować składanie jaj, muchy są szkolone w klatce do zbierania jaj na kilka dni przed pobraniem jaj na płytkach agarowych posmarowanych pastą drożdżową co najmniej raz dziennie.

3. Stopień zarodka

  1. Pozwól muszkom złożyć jaja przez noc (lub co najmniej 15 godzin) w temperaturze RT, aby zebrać zarodki po 15 godzinach AEL, tj. stadium 1618, aby zobaczyć dendrytogenezę neuronów ruchowych aCC i RP3. Rano zbierz talerz z jajkami.
    UWAGA: Zarodki po 15 godzinach AEL będą miały wyraźną 4-komorową klasę jelit18. W przypadku obrazowania różne etapy należy kierować się ich specyficznymi kryteriami morfologicznymi i warunkami starzenia.
  2. Aby zebrać zarodki, należy zdekorionować jaja złożone na płytce za pomocą 50% wybielacza przez 5 minut.
  3. Po oczyszczeniu kosmówki przelać zawartość płytki przez aparat filtracyjny lub sitko do komórek w celu wyizolowania zarodków. Używając wyciśniętej butelki z wodą, rozcieńczyć wybielacz pozostały na płytce i zebrać jak najwięcej zarodków, dekantując mieszaninę do filtra.
  4. Umyj zarodki na filtrze 3−4x większą ilością wody lub do momentu, gdy zapach wybielacza zniknie. Wyjmij filtr z aparatu i umyj zarodki na innej czystej płytce z wodą. Zdekantować wodę z nowej płytki, na której znajdują się zarodki.
  5. Przygotuj szklane szkiełko, przykrywając je dwiema warstwami taśmy winylowej pośrodku, tworząc prostokąt. Wytnij prostokątną kałużę z taśmy za pomocą żyletki. Umieść cienki pasek dwustronnej taśmy w kierunku górnego końca basenu, to jest miejsce, w którym zostaną umieszczone zarodki, jak pokazano na Rysunek 1.
  6. Za pomocą cienkich kleszczy wybierz indywidualnie 5-10 zarodków po 15 godzinach AEL i umieść je na taśmie dwustronnej stroną grzbietową skierowaną do góry. Dodaj sól fizjologiczną owada Ringera class<="xref">19 do puli rozwarstwiającej, aby chronić zarodki przed wysuszeniem (Rysunek 1).

4. Rozwarstwienie i barwienie

  1. Za pomocą szklanej igły pod mikroskopem preparacyjnym (Tabela materiałów) przeciąć linię środkową pojedynczego zarodka na jego powierzchni od tylnego do przedniego końca. Następnie przeciągnij zarodek z błony witeliny z taśmy na szkło (w pudełku Ryc. 1). Uważaj, aby nie uszkodzić wewnętrznych tkanek zarodka.
  2. Odwróć tkanki nabłonkowe od środka i przymocuj krawędź naskórka do powierzchni szkiełka (Rysunek 1, wstawka).
  3. Za pomocą igły połączonej z rurką z otworem końcówki ~300 μm (przygotowanej przez złamanie cienkiej końcówki igły preparcyjnej), zassaj lub przedmuchnij powietrze, aby odłączyć i usunąć grzbietowe podłużne pnie tchawicy, a także wszelkie pozostałe jelita.
  4. Użyj 4% paraformaldehydu (PFA) w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), aby utrwalić zarodki przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Umyj zarodki 3x PBS.
  5. Zarodki należy wybarwić 1 μl przeciwciała przeciwko peroksydazie chrzanowej sprzężonego z barwnikiem cyjaniny3 (anty-HRP Cy3) (tabela materiałów) w 200 μl PBS przez 1 godzinę. Po barwieniu przemyć zarodki PBS 3x.
    UWAGA: Barwnik anty-HRP można zmienić w oparciu o wybrane barwniki lipofilowe do wstrzykiwań.

5. Napełnianie mikropipety iniekcyjnej

  1. Przed użyciem podgrzać barwniki lipofilowe (5 mg/ml DiO lub DiD, tabela materiałów) do 60 °C w mieszaninie 1:10 etanolu: olej roślinny.
  2. Przygotować rozpuszczony w oleju szkiełko barwnikowe do mikropipety iniekcyjnej. Umieść mikropipetę w uchwycie kapilarnym (Rysunek 2, #1). Za pomocą mikromanipulatora (tabela materiałów) wyreguluj mikropipetę tak, aby znajdowała się nad szkiełkiem barwnikowym. Następnie wyreguluj stolik, aby umieścić mikropipetę na barwniku (Rysunek 2, #2).
  3. Aby napełnić mikropipetę, użyj mikroiniektora (Tabela materiałów) (Rysunek 2, #3). Zbierz barwnik w mikropipecie, ustawiając Pi (ciśnienie wtrysku) w zakresie 200−500 hPa (hektopaskal), Ti (czas wtrysku) w zakresie 0,1−0,5 s i Pc (ciśnienie kompensacyjne) na 0 hPa przez 5 minut (Rysunek 2, #4).
  4. Po zebraniu barwnika usuń szkiełko barwnikowe i umieść próbkę na stoliku mikroskopu. Następnie zwiększ Pc do zakresu 20-60 hPa przed opuszczeniem mikropipety do próbki, aby zapobiec zanieczyszczeniu PBS przez działanie kapilarne.

6. Wstrzykiwanie barwnika do neuronów

  1. Zlokalizuj zarodek w środku za pomocą mikroskopu z soczewką obiektywową 10x (tabela materiałów) i wyrównaj mikropipetę z zarodkiem.
    UWAGA: Wielkość kropli barwnika można regulować, zmieniając Pi lub rozmiar otworu końcówki mikropipety. Kropla powinna mieć 10−20 μm, co odpowiada w przybliżeniu szerokości 1 mięśnia.
  2. Zmień soczewkę obiektywu na soczewkę 40-krotną zanurzoną w wodzie (tabela materiałów) i zanurz soczewkę w PBS, aby zobaczyć zarodek.
    1. Użyj mikroskopii fluorescencyjnej, aby sprawdzić morfologię neuronów oznaczoną przez anty-HRP Cy3 i określić miejsce wstrzyknięcia.
    2. Podczas wstrzykiwania należy użyć mikroskopii w jasnym polu, aby zobaczyć kroplę barwnika. Gdy zarodek jest w ostrości, zmień położenie mikropipety, aby delikatnie zetknąć się z końcówką aksonu będącego przedmiotem zainteresowania (np. aCC, RP3).
    3. Upuść barwnik do prawego półsegmentu brzucha (A2−A6) w połączeniu nerwowo-mięśniowym aCC lub RP3 (Ryc. 3) z DiD lub DiO, używając neuronów oznaczonych anty-HRP Cy3. Korzystanie z pilota (mysz; Rysunek 2, 5) Uwolnij barwnik i wyjmij mikropipetę po upuszczeniu barwnika za pomocą mikromanipulatora i przejdź do następnego miejsca wstrzyknięcia.
      UWAGA: W przeciwieństwie do innych barwników (np. żółcień Lucyfera, kalceina), które rozprzestrzeniają się do sąsiednich komórek przez połączenia szczelinowe, barwniki lipofilowe łączą się z błonami komórkowymi i nie przenoszą się na sąsiadów. Jednak ze względu na stosunkowo duży rozmiar kropli barwnika, technika ta powoduje również znakowanie mięśni partnerskich (Rysunek 3A).
  3. Inkubować próbkę w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę po upuszczeniu barwnika przed obrazowaniem.
    UWAGA: Protokół można w tym miejscu wstrzymać przed montażem, a próbkę można przechowywać w temperaturze 4 °C przez noc. Barwniki lipofilowe mogą być również dostarczane za pomocą jonoforezy, jeśli wewnątrzkomórkowy wzmacniacz sprzężony bezpośrednio (DC) jest łatwo dostępny20.

7. Obrazowanie za pomocą mikroskopu konfokalnego

  1. Usuń taśmę dwustronną i taśmę winylową ze szkiełka za pomocą kleszczy.
  2. Przygotować szkiełko nakrywkowe (szkło nakrywkowe 22 x 22 mm2 nr 1) z niewielką ilością smaru próżniowego (tabela materiałów) w czterech rogach i ostrożnie umieścić na próbce, unikając pęcherzyków powietrza. Usuń nadmiar PBS za pomocą wycieraczek zadań.
  3. Dociśnij szkiełko nakrywkowe, aby wyregulować odległość roboczą między soczewką obiektywu a próbką. Całkowicie uszczelnij krawędzie szkiełka nakrywkowego lakierem do paznokci.
  4. Obraz w powiększeniu 10x i 100x za pomocą mikroskopu konfokalnego.
  5. Użyj oprogramowania ImageJ do przetwarzania surowych obrazów z mikroskopu (tabela materiałów).
    UWAGA: Obserwacja musi rozpocząć się w ciągu 10 minut po zamontowaniu, aby uzyskać najlepsze obrazy. W przeciwnym razie, w RT, barwnik rozprzestrzeni się na miejsca sąsiadujące z miejscem wstrzyknięcia, tworząc niepożądane tło do obrazowania. Aby spowolnić dyfuzję barwnika, próbkę można przechowywać w temperaturze 4 °C przez kilka godzin.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Reprezentatywny obraz neuronów ruchowych aCC i RP3 przedstawiono na Rysunku 3C, aby zademonstrować wielokolorowe znakowanie neuronów ruchowych w 15 h AEL. Ich morfologia dendrytów jest w dużej mierze niezmienna pomiędzy zarodkami. Wzór barwienia uzyskany z przeciwciałem anty-HRP pokazano w kolorze szarym. Mała kropla DiO lub DiD została naniesiona odpowiednio na NMJ mięśnia 1 lub 6/7. Rysunek 4 demonstruje możliwość ilościowego pomiaru fenotypu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zastosowanie znakowania barwnikiem do badania morfologii neuronów ma kilka zalet w porównaniu z technikami genetycznego znakowania komórek. Technika znakowania barwnikiem może zminimalizować ilość czasu potrzebnego na znakowanie i obrazowanie morfologii neuronów ruchowych. Proces znakowania barwnikiem jest dość szybki, ponieważ trwa mniej niż 2 godziny i pozwala nam określić zarys projekcji neuronalnych. Alternatywnie można uwidocznić neuron ruchowy aCC, wybierając linię GAL4, która wyraża drożdżowy czynnik transkrypcyjn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy członkom Laboratorium Kamiyama za komentarze do manuskryptu. Praca ta była wspierana przez NS107558 NIH R01 (do M.I., K.B. i D.K.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Soczewka obiektywowa 10xNikonPlan
40x Soczewka zanurzeniowa w wodzieNikonNIR Apo
Rurka kapilarnaFrederick Haer& Co27-31-1
Mikroskop konfokalnyAndorN/ADragonfly Jednostka konfokalna z wirującym dyskiem
Szkło osłonoweCorning22x22 mm Kwadrat #1
DiDThermoFisherV22886
DiIThermoFisherV22888
DiOThermoFisherV22887
Mikroskop preparacyjnyNikonN/ASMZ-U
Taśma dwustronnaScotch665
Dow Corning Smar wysokopróżniowyFisher Sci.14-635-5D
Dumont #5 KleszczeFine Science Tools11252-20
Klatka do zbierania jajFlyStuff59-100
FemtoJet 5247Eppendorfwycofany z produkcjiFemtoJet 4i (nr kat. 5252000021)
ImageJNIHOprogramowanie do przetwarzania obrazu
MikromanipulatorSutterMP-225
Ukosowarka do mikropipetSutterBV-10-B
Ściągacz igiełNarishigePC-100
Nutri-Fly Pakiety premiksów z agarem winogronowym w proszkuFlyStuff47-102
Filtr z siatki nylonowejMilipore
Paraformaldehyd 16% roztwór, klasa EMMikroskopia elektronowa Nauki15710Dowolne gatunki EM
PBSRoche11666789001Sprzedawane na sigmaaldrich, pudełko 10x roztwór
Photo-Flo 200Kodak146 4510Środek zwilżający
Pionowy mikroskop fluorescencyjnyNikonN/AEclipse Ci ze źródłem światła LED
Winylowa taśma izolacyjnaScotch6143
VWR Sitka do komórekVWR10199-659
DrożdżeFlyStuff62-103Aktywne suche drożdże (RED STAR)

Bibliografia

  1. Arzan Zarin, A., Labrador, J. P. Motor axon guidance in Drosophila. Seminars in Cell and Developmental Biology. 85, 36-47 (2019).
  2. Nose, A. Generation of neuromuscular specificity in Drosophila: novel mechanisms revealed by new technologies. Frontiers in Molecular Neuroscience. 5, 62(2012).
  3. Kim, M. D., Wen, Y., Jan, Y. N. Patterning and organization of motor neuron dendrites in the Drosophila larva. Developmental Biology. 336 (2), 213-221 (2009).
  4. Manning, L., et al. A resource for manipulating gene expression and analyzing cis-regulatory modules in the Drosophila CNS. Cell Reports. 2 (4), 1002-1013 (2012).
  5. Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures. Journal of Visualized Experiments. (27), e1347(2009).
  6. Chen, K., Featherstone, D. E., Broadie, K. Electrophysiological recording in the Drosophila embryo. Journal of Visualized Experiments. (27), e1348(2009).
  7. Doe, C. Q. Temporal Patterning in the Drosophila CNS. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 33, 219-240 (2017).
  8. Homem, C. C., Knoblich, J. A. Drosophila neuroblasts: a model for stem cell biology. Development. 139 (23), 4297-4310 (2012).
  9. Urbach, R., Technau, G. M. Neuroblast formation and patterning during early brain development in Drosophila. Bioessays. 26 (7), 739-751 (2004).
  10. Carrero-Martínez, F. A., Chiba, A. Cell Adhesion Molecules at the Drosophila Neuromuscular Junction. The Sticky Synapse: Cell Adhesion Molecules and Their Role in Synapse Formation and Maintenance. Umemori, H., Hortsch, M. , Springer. New York. 11-37 (2009).
  11. Ritzenthaler, S., Suzuki, E., Chiba, A. Postsynaptic filopodia in muscle cells interact with innervating motoneuron axons. Nature Neuroscience. 3 (10), 1012-1017 (2000).
  12. Kohsaka, H., Takasu, E., Nose, A. In vivo induction of postsynaptic molecular assembly by the cell adhesion molecule Fasciclin2. Journal of Cell Biology. 179 (6), 1289-1300 (2007).
  13. Kohsaka, H., Nose, A. Target recognition at the tips of postsynaptic filopodia: accumulation and function of Capricious. Development. 136 (7), 1127-1135 (2009).
  14. Landgraf, M., Bossing, T., Technau, G. M., Bate, M. The origin, location, and projections of the embryonic abdominal motorneurons of Drosophila. Journal of Neuroscience. 17 (24), 9642-9655 (1997).
  15. Kamiyama, D., Chiba, A. Endogenous activation patterns of Cdc42 GTPase within Drosophila embryos. Science. 324 (5932), 1338-1340 (2009).
  16. Furrer, M. P., Vasenkova, I., Kamiyama, D., Rosado, Y., Chiba, A. Slit and Robo control the development of dendrites in Drosophila CNS. Development. 134 (21), 3795-3804 (2007).
  17. Kamiyama, D., et al. Specification of Dendritogenesis Site in Drosophila aCC Motoneuron by Membrane Enrichment of Pak1 through Dscam1. Developmental Cell. 35 (1), 93-106 (2015).
  18. Campos-Ortega, J. A., Hartenstein, V. The embryonic development of Drosophila melanogaster. , Springer-Verlag. Berlin, Germany. (1985).
  19. Drosophila Ringer's solution. Cold Spring Harbor Protocols. 2007 (4), (2007).
  20. Rickert, C., Kunz, T., Harris, K. -L., Whitington, P., Technau, G. Labeling of single cells in the central nervous system of Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments. (73), e50150(2013).
  21. Fujioka, M., et al. Even-skipped, acting as a repressor, regulates axonal projections in Drosophila. Development. 130 (22), 5385-5400 (2003).
  22. Sink, H., Rehm, E. J., Richstone, L., Bulls, Y. M., Goodman, C. S. sidestep encodes a target-derived attractant essential for motor axon guidance in Drosophila. Cell. 105 (1), 57-67 (2001).
  23. Furrer, M. P., Kim, S., Wolf, B., Chiba, A. Robo and Frazzled/DCC mediate dendritic guidance at the CNS midline. Nature Neuroscience. 6 (3), 223-230 (2003).
  24. Landgraf, M., Jeffrey, V., Fujioka, M., Jaynes, J. B., Bate, M. Embryonic origins of a motor system: motor dendrites form a myotopic map in Drosophila. PLoS Biology. 1 (2), 41(2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

neurony ruchowe Drosophilatechnika mikrowstrzykiwaniaprzygotowanie preparatu z p ata embrionalnegomikroskopia fluorescencyjnamikroskopia konfokalnamorfogeneza neuronalnaczno synaptycznaprotok wstrzykiwania barwnika

Powiązane artykuły