Ten protokół przedstawia solidny, powtarzalny model unaczynionego kompozytowego allotransplantu (VCA) nastawiony na jednoczesne badanie immunologii i funkcjonalnego odzyskiwania. Czas zainwestowany w skrupulatną technikę przeszczepu ortotopowego prawej kończyny tylnej w połowie uda z ręcznie szytymi zespoleniami naczyniowymi i koaaptacją neuronalną daje możliwość badania funkcjonalnej regeneracji.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Kolejny krok: ortotopowy model przeszczepu kończyn tylnych z koaaptacją neuronalną w celu maksymalizacji powrotu do sprawności u szczura
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przeszczep kończyny w szczególności i unaczyniony allotransplant kompozytowy (VCA) ogólnie mają szerokie możliwości terapeutyczne, które zostały zahamowane przez obecne ograniczenia w immunosupresji i funkcjonalnej regeneracji neuromotorycznej. Opracowano wiele modeli zwierzęcych do badania unikalnych cech VCA, ale tutaj prezentujemy solidny, powtarzalny model ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u szczurów, zaprojektowany do jednoczesnego badania obu aspektów obecnego ograniczenia VCA: strategii immunosupresji i funkcjonalnej regeneracji neuromotorycznej. U podstaw modelu leży przywiązanie do skrupulatnych, sprawdzonych technik mikrochirurgicznych, takich jak ręcznie szyte zespolenia naczyniowe i ręcznie szyta koaptacja neuronalna nerwu udowego i nerwu kulszowego. Takie podejście pozwala na trwałe rekonstrukcje kończyn, które pozwalają na dłuższe życie zwierząt zdolnych do rehabilitacji, wznowienia codziennych czynności i testów funkcjonalnych. Przy krótkotrwałym leczeniu konwencjonalnymi lekami immunosupresyjnymi, zwierzęta po alloprzeszczepach przeżywają do 70 dni po przeszczepie, a zwierzęta po izoprzeszczepie zapewniają długotrwałą kontrolę ponad 200 dni po operacji. Dowody na neurologiczne przywrócenie funkcji są obecne do 30 dni po operacji. Model ten nie tylko stanowi użyteczną platformę do zadawania pytań immunologicznych unikalnych dla VCA i regeneracji nerwów, ale także pozwala na testowanie in vivo nowych strategii terapeutycznych specjalnie dostosowanych do VCA.
Wprowadzenie
Przeszczep kończyny w ramach szerszej kategorii allotransplantacji unaczynionej (VCA) lub allotransplantacji tkanek kompozytowych (CTA) jeszcze nie spełnił swojej obietnicy terapeutycznej. Od czasu pierwszych udanych przeszczepów ludzkiej ręki w Lyonie we Francji i Louisville w stanie Kentucky w 1998 i 1999 roku, na całym świecie przeprowadzono ponad 100 przeszczepów kończyn górnych u starannie wybranych pacjentów1. Szersze zastosowanie zostało utrudnione przez znaczną immunosupresję i ograniczoną funkcjonalną regenerację neuromotoryczną. Obecne strategie immunosupresji skutkują 85% częstością występowania ostrego odrzucenia w obliczu 77% częstości występowania infekcji oportunistycznej 2. Z drugiej strony następuje powrót do sprawności funkcjonalnej po przeszczepie ręki; średnie wyniki niepełnosprawności ramienia, barku i ręki (DASH) poprawiły się z 71 do 43, ale ten poziom funkcji może nadal kwalifikować się jako niepełnosprawność2. Biorąc pod uwagę nieratujący życie charakter przeszczepu kończyny, obecne techniki muszą zostać udoskonalone w modelach zwierzęcych, aby zrobić kolejny krok w VCA.
Od czasu pierwszego szczurzego modelu przeszczepu kończyny w 1978 roku3, opracowano wiele innowacyjnych modeli zwierzęcych, aby rozwinąć dziedzinę VCA4, zawierające zespolenia naczyniowe w celu zminimalizowania czasu operacji5,6, heterotopowe przeszczepy kostno-skórne w celu zminimalizowania fizjologicznej zniewagi dla biorcy zwierzęcia7,8,9,10,11, oraz nowatorskie podejścia immunologiczne7,12,13,14. Przedstawiony tutaj szczurzy model ortotopowego przeszczepu prawej kończyny tylnej w połowie uda kładzie nacisk na skrupulatne, sprawdzone techniki mikrochirurgiczne, takie jak ręcznie szyte zespolenia naczyniowe i koaptacja neuronalna, jako początkową inwestycję w solidną, powtarzalną platformę modelową do jednoczesnego badania obu aspektów obecnego ograniczenia VCA: strategii immunosupresji i funkcjonalnej regeneracji neuromotorycznej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health (NIH) i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Northwestern. Poszczególne zabiegi zostały wykonane zgodnie z protokołem IS00001663.
UWAGA: Użyto dwóch szczepów szczurów, szczurów Lewisa i szczurów August Copenhagen x Irish (ACI). Zwierzęta podzielono na trzy grupy leczone: allotransplantacja bez supresji immunologicznej (ACI do Lewisa), allotransplantacja z konwencjonalną supresją immunologiczną (ACI do Lewisa) i izotransplantacja (Lewis do Lewisa lub ACI do ACI). Lewis jest szczepem wsobnym, podczas gdy szczury ACI reprezentują niekrewniaczy typu dzikiego, dlatego ta kombinacja została wybrana do modelowania najgorszej przypadku reakcji odrzucenia. Konwencjonalną immunosupresję podawano podskórnie jako rapamycynę w dawce 1 mg/kg od dnia pooperacyjnego (POD) minus 1 do POD 28 lub jako FK506 3 mg/kg od POD 0 do POD 14, a następnie raz w tygodniu. Zarówno samce, jak i samice szczurów były uprawnionymi biorcami w wieku od 8 do 16 tygodni, ważąc od 250 do 400 gramów w momencie operacji.
1. Dawca zbiera prawe kończyny tylne
- Wywołaj znieczulenie ogólne za pomocą 5% izofluranu w czystym tlenie przez parownik z odpowiednim systemem oczyszczania.
- Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca u nogi, a następnie użyj maszynki do strzyżenia włosów, aby przyciąć sierść z prawej tylnej kończyny i prawego miejsca operacji pachwiny
- Zmniejszyć miareczkowanie izofluranu przez stożek nosowy gryzonia do 2-2,5%.
- Ułóż szczura na wznak z rozłożonymi kończynami przyklejonymi taśmą na boki na tablicy operacyjnej z poduszką grzewczą pod spodem. Zdezynfekuj bezwłosą skórę 70% alkoholem i zabezpiecz pole operacyjne sterylną gazą.
- Za pomocą odpowiedniego mikroskopu mikrochirurgicznego, narzędzi mikrochirurgicznych oraz przy łatwym dostępie do elektrokoagulacji bipolarnej i monopolarnej, należy rozpocząć sekcję.
- Użyj nożyczek, aby wykonać obwodowe nacięcie skóry/tkanki podskórnej wokół prawej kończyny tylnej. Zacznij w zgięciu pachwinowym przyśrodkowo na mniej więcej tym samym poziomie co więzadło pachwinowe i rozciągaj się grzbietowo-bocznie, aby zakończyć nacięcie obwodowe.
- Po odsłonięciu warstwy mięśniowej bezpośrednio pod nacięciem, wypreparuj i kauteryzuj powierzchowne naczynia w nadbrzuszu, które prowadzą od warstwy mięśniowej do właśnie utworzonego bliższego płata skórnego / podskórnego.
- Odbijaj płat proksymalny nadprzyśrodkowo do więzadła pachwinowego, a dystalny płat skóry/podskórny dolnie do kolana.
- Użyj zwijacza drutu lub zwiniętej gazy, aby odsłonić pole.
- Zauważ, że anatomia pachwinowa szczura jest podobna do ludzkiej; od bocznej do przyśrodkowej leżą nerwy, tętnice i żyła.
- Wypreparuj nerw udowy, podziel go ostro na więzadle pachwinowym, proksymalnie do rozwidlenia, jeśli to możliwe. Cofnij podzielony nerw niżej, trzymając go bezpiecznie z dala od drogi, przykrytego wilgotną gazą.
- Zwracając uwagę na tętnicę i żyłę udową, użyj jedwabnych opasek o długości 4 cm 7-0, aby atraumatycznie cofnąć naczynia, zamiast dotykać ich bezpośrednio.
- Podwiąż wszystkie gałęzie naczyń udowych, gdy powstają, za pomocą jedwabnych opasek 7-0; podziel gałęzie między wiązaniami. W przypadku bardzo małych gałęzi zamiast wiązań można zastosować kauteryzację dwubiegunową.
UWAGA: Gałęzie tętnicze i żylne, które wymagają podziału, obejmują powierzchowne naczynia biodrowe obwodowe i mięśniowe. Powierzchowny obwód biodrowy jest zwykle największy i wydaje się zanurzać głęboko, podobnie jak profunda kości udowej u ludzi, ale profunda jest nieobecna w klasie rat15. Bardziej dystalne gałęzie naczyń udowych, takie jak najwyższa gałąź kolankowa i odpiszczelowa, zwykle nie wymagają podziału. - Ogólnoustrojowo wstrzyknąć 500 jednostek międzynarodowych heparyny przez żyłę prącia u samca dawcy szczura. Użyj powierzchownej żyły nadbrzusza, jeśli szczur dawca jest samicą.
- Pozwól heparynie krążyć ogólnoustrojowo przez 2 minuty przed przystąpieniem do kolejnych kroków.
- Podwiązać tętnicę udową jedwabnymi opaskami 7-0 jak najbliżej więzadła pachwinowego i podzielić między krawatami.
- Podobnie jak tętnica, podwiązują i dzielą żyłę udową.
- Odbijaj zarówno tętnicę, jak i żyłę niżej, bezpiecznie z drogi, przykryte wilgotną gazą wraz z wcześniej pokrytym nerwem udowym. Wypreparuj brzuszne grupy mięśni, uważając, aby kauteryzować wszelkie widoczne naczynia, które się pojawią. Uwaga na hemostazę w tym miejscu zminimalizuje utratę krwi biorcy po reperfuzji.
- Głęboko do brzusznych grup mięśni zidentyfikuj i ostro podziel nerw kulszowy proksymalnie do jego gałęzi. Zwykle widoczne są trzy gałęzie kulszowe: piszczelowa, strzałkowa i krzyżowa. Wszystkie trzy powinny być zachowane w kończynie dawcy. Czwarta gałąź skórna nie jest zwykle widoczna w tej sekcji15,16.
- Zakończ dzielenie pozostałych grup mięśni brzusznych i grzbietowych na poziomie połowy uda za pomocą skrupulatnej hemostazy. Może być konieczne cofnięcie kończyny przyśrodkowo, aby całkowicie podzielić mięśnie.
- Przeciąć kość udową w środkowej części wału za pomocą ręcznej akumulatorowej piły rotacyjnej.
- Po usunięciu przeszczepu kończyny od dawcy, odetnij jedwabne końcówki od strony przeszczepu, tętnicy udowej i kikutów żył, ponownie otwierając w ten sposób naczynia.
- Wprowadzić angiocewnik o rozmiarze 24 do kikuta tętnicy przeszczepu i przepłukać przeszczep 250 jednostkami międzynarodowymi heparyny rozcieńczonej w 5 ml lodowato zimnej normalnej soli fizjologicznej, obserwując, jak wypływa ona przez otwartą żyłę.
- Powoli, delikatnie płukać przeszczep przez około 3 minuty. Nadmierne silne płukanie może uszkodzić śródbłonek.
- Umieść przeszczep w schłodzonym naczyniu z solą fizjologiczną umieszczonym w wiaderku z lodem do czasu przeszczepu.
- Poddaj szczura dawcy eutanazji za pomocą obustronnej torakotomii.
- Odpowiednio wyczyść wszystkie narzędzia chirurgiczne.
2. Odbiorca rodzimej amputacji prawej kończyny tylnej
- Wywołaj znieczulenie izofluranem w dawce 5%, potwierdź głębokość, przytnij futro, ułóż zwierzę i zdezynfekuj skórę alkoholem, jak opisano dla szczura dawcy.
- Zmniejsz dawkę izofluranu do 2-2,5% i wstrzyknij podskórnie przedoperacyjne znieczulenie buprenorfiną w dawce 1,2 mg/kg mc. oraz profilaktykę przedoperacyjną enrofloksacyną w dawce 7,5 mg/kg.
- Podobnie jak w przypadku dawcy, wykonaj nacięcie obwodowe w zgięciu pachwinowym, odbij płaty skóry zapewniające hemostazę i wypreparuj nerw udowy, tętnicę i żyłę, podwiązując te same naczynia rozgałęzione, co powyżej.
- Podziel nerw udowy bardziej dystalnie niż u dawcy, ale jeśli to możliwe, proksymalnie do rozwidlenia.
- Wyciąć tętnicę i żyłę udową z wystarczającą ilością miejsca, aby zacisnąć je osobno na poziomie więzadła pachwinowego. Zacisnąć żyłę i tętnicę za pomocą mikrochirurgicznych zacisków buldoga. Po zaciśnięciu ostro podziel każde naczynie nożyczkami.
- Podziel mięśnie brzuszne i grzbietowe uda na poziomie połowy uda za pomocą skrupulatnej hemostazy, w razie potrzeby cofając kończynę przyśrodkowo.
- Zidentyfikuj i podziel nerwy kulszowe proksymalnie do ich punktów rozgałęzienia, jak powyżej.
- Przeciąć kość udową w środkowej części wału za pomocą piły.
- Usuń rodzimą prawą tylną kończynę biorcy i odpowiednio zutylizuj.
- Zmniejszyć dawkę izofluranu do 1-1,5% przez stożek nosowy.
3. Wszczepienie kończyny dawcy do biorcy
- Za pomocą ręcznej piły mechanicznej ogol wszelkie nierówności zarówno na końcach kości udowej dawcy, jak i biorcy.
- Za pomocą piły odetnij koniec piasty igły o rozmiarze 18, który stanie się prętem śródszpikowym kości udowej.
- Przed manipulacją kością nałóż niewielką ilość wosku kostnego na odcięty koniec kości udowej biorcy, aby zmniejszyć krwawienie ze szpiku podczas procesu rozwiercania.
- Zwiąż kości udowe dawcy i biorcy za pomocą igły o rozmiarze 18 jako pręta śródszpikowego. Potrzebna jest pewna siła, ale nie rozwiercaj żadnej kości tak daleko, aby złamać korę.
- W razie potrzeby wyjąć igłę i przyciąć ją do odpowiedniej długości, tak aby obie kości gładko przylegały do igły, bez wystającej igły między kośćmi.
- Umieść małą podporę, taką jak gaza lub mały kamień lub modelina, pod kończyną dawcy, aby utrzymać ją w napięciu.
- Ponownie przybliż brzuszne grupy mięśniowe za pomocą ośmiu do dziesięciu prostych, przerywanych szwów poliglaktynowych 5-0, tak aby przeszczep nie obracał się wokół igły kości udowej. Daje to kończynie stabilność zespoleń.
- Okresowo przepłukuj przeszczep i pole operacyjne lodowatą solą fizjologiczną, aby uzyskać lepszą wizualizację i zmniejszyć ciepłe uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienne.
- Wyrównaj tętnice udowe dawcy i biorcy i zespol je od końca do końca za pomocą prostego, przerywanego nylonowego szwu 10-0, unikając zarówno naprężenia, jak i pętli. Tętnica wymaga średnio sześciu szwów.
- Podobnie jak w przypadku tętnicy, zespolenie żył udowych dawcy i biorcy od końca do końca. Żyła wymaga od sześciu do ośmiu szwów.
UWAGA: Obfite irygowanie zimną solą fizjologiczną, atraumatyczna technika obsługi naczyń i pozostawianie długich ogonków, które służą jako szwy podtrzymujące do cofania naczyń, są ważnymi narzędziami do skutecznych zespoleń mikrochirurgicznych. - Umieść niewielką ilość hemostatycznego proszku celulozowego wokół obu zespoleń, a następnie usuń proksymalne mikrochirurgiczne zaciski buldoga na żyle i tętnicy.
- Sprawdzić oba zespolenia pod kątem dobrej drożności i przepływu. Użyj bawełnianych patyczków, aby delikatnie szturchnąć żyłę i zapewnić dobrą hemostazę obu zespoleń. Utrzymuj ucisk w miejscach krwawienia i w razie potrzeby umieść więcej hemostatycznego proszku celulozowego. Kolejny szew może być założony przez krwawiący otwór w obawie o "zaściankowanie" igły tylko w ostateczności.
- Gdy oba zespolenia zostaną potwierdzone jako zadowalające, przyciąć pozostałe ogony szwów długotrwałych, aby pasowały do pozostałych.
- Ustaw szczura w lewej bocznej pozycji odleżynowej, użyj liberalnej elektrokoagulacji, aby uzyskać skrupulatną hemostazę każdego krwawienia z mięśni reperfuzyjnych.
- Zwróć uwagę na zespolenia nerwowe, gdy zapewniona jest hemostaza mięśniowa. Przytnij wszelkie przecięte nerwy końcówki, które wydają się postrzępione.
- Zreackrymuj grupy mięśni grzbietowych pod nerwem kulszowym za pomocą prostych przerywanych szwów poliglaktynowych 5-0.
- Zreaguj nerw kulszowy. Zwykle wystarczy od ośmiu do dziesięciu nylonowych prostych przerywanych szwów nerwowych 10-0.
- Zreacymuj przypominające grupy mięśni grzbietowych, a następnie zamknij skórę grzbietową za pomocą ciągłego szwu 4-0 poliglaktyny.
- Ustaw szczura z powrotem w pozycji leżącej na plecach i ponownie przybliż nerw udowy. Zwykle wystarczą dwa do trzech nylonowych prostych przerywanych szwów nerwowych 10-0.
- Zamknij skórę brzuszną za pomocą ciągłego szwu 4-0 poliglaktyny. Unikaj nadmiaru ogona szwowego, który może być drażniący dla szczura po przebudzeniu.
4. Opieka pooperacyjna
- Zwierzęta mogą przebywać w klatkach z poduszką grzewczą pod klatką i łatwym dostępem do jedzenia i wody, monitorując wczesne powikłania codziennie przez pierwszy tydzień.
- Zapewnij pooperacyjną analgezję za pomocą podskórnego meloksykamu w dawce 1 mg/kg dziennie przez POD 2. Zapewnij pooperacyjną profilaktykę antybiotykową rozcieńczoną enrofloksacynę w sprayu. Zniechęcenie do autotomii (samookaleczenia) za pomocą mgły Bitter Safe Mist rozpylanej dwa razy dziennie do przeszczepu przez POD 7.
- Utrzymuj przeszczepione szczury w klatkach z innymi szczurami, aby stymulować powrót do codziennych czynności i rehabilitować przeszczepioną kończynę.
5. Pooperacyjne badanie czucia
- Zastosuj protokół testowania Hargreavesa dotyczący czucia termicznego, opisany również w innym miejscu17,18.
- Umieść szczura w pojemniku testowym i pozwól mu się zaaklimatyzować przez 20 minut. Potwierdzono, że szkło aparatu jest czyste, a źródło ciepła działa palcem badacza.
- Przed badaniem upewnij się, że szczur nie śpi, a badana łapa jest umieszczona nad czujnikiem ruchu na podczerwień.
- Przesyła energię cieplną na poziomie intensywności 90. Rejestrowane jest opóźnienie czasowe w odsuwaniu łapy zwierzęcia od źródła ciepła. Jeśli w ciągu 20 sekund nie nastąpi żaden ruch, test zostaje przerwany, aby zapobiec obrażeniom.
- Wykonaj pięć prób dla każdej badanej kończyny, wykluczając najwyższą i najniższą wartość przed obliczeniem średniego czasu opóźnienia wycofania dla każdego zwierzęcia.
6. Pooperacyjne badania motoryczne
- Korzystając z bieżni do analizy chodu i zintegrowanej platformy analizy oprogramowania, wybierz kandydatów do testów na bieżni w ciągu czterech do sześciu tygodni po operacji.
- Przytnij wszystkie paznokcie u nóg szczura na jeden lub dwa dni przed badaniem.
- Zaaklimatyzuj zwierzęta w pomieszczeniu testowym na godzinę przed testem i pozwól na minutę pieszczot przed testem, aby uspokoić niepokój.
- Umieszczając szczura w bieżni, uruchom bieżnię w próbach zwiększania prędkości, od 10 cm/s, przez 14 cm/s, do celu 18 cm/s. Jeśli szczur jest małomówny i nie można go nakłonić do chodzenia, przerwij badanie tego dnia, aby uniknąć negatywnego kondycjonowania. Pozwól osobom o wysokich wynikach chodzić z prędkością do 24 cm/s.
- Opłucz urządzenie bieżni 70% etanolem między badanymi zwierzętami.
- Parametry chodu są wyprowadzane z autorskiego oprogramowania platformy analitycznej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Przeżywalność i rekonwalescencja zależą od skrupulatnej techniki chirurgicznej. Zwrócenie szczególnej uwagi na anastomozy naczyniowe i nerwowe, a także na koaptację kości, zgodnie z powyższym opisem, jest kluczowe dla maksymalizacji sukcesu tego modelu. Schemat operacyjny oraz reprezentatywne wyniki anastomoz przedstawiono na Rysunku 1.
Ogólna śmiertelność była zależna od strategii immunosupresji; większość zwierząt po izotransplantacji osiągnęła punkt końcowy bad...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Przeszczep kończyny, w ramach szerszej kategorii allotransplantacji unaczynionego składnika (VCA), ma szeroko stosowaną obietnicę terapeutyczną, która nie została jeszcze spełniona. Główne przeszkody leżą w nierozwiązanych problemach immunologicznych unikalnych dla VCA i stosowanych obecnie technik odzyskiwania neuromotorycznego. Rozwój nowych technik będzie zależał od modelowania zwierząt, które jest elastyczne, solidne i powtarzalne.
W VCA ustalono wiele modeli zwierzęcych, z których każdy m...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca została sfinansowana przez Fundację Frankela i Northwestern Memorial Hospital McCormick Grant (Operacja RESTORE). Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of General Medicial Sciences of the National Institutes of Health w ramach nagrody numer T32GM008152. Prace te były wspierane przez Northwestern University Microsurgery Core i Behavioral Phenotyping Core.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Maszyna anestezjologiczna | Vet Equip | 911103 | |
| strzykawka 0,5 cm3 | Exel | 26018 | |
| igła 18 mm | BD | 305196 | |
| strzykawka | 1cc BD | 309659 | |
| igła 22 BD | 305156 | ||
| angiocewnik o rozmiarze 24 | Sur-Vet | SROX2419V | |
| 25- igła miernika | Exel | 26403 | |
| Strzykawka 3 cc | |||
| 5cc | Exel | 26230 | |
| Alcohol | Fisher Scientific | HC-600-1GAL | |
| Komora indukcyjna anestezjologii | Vet Equip | 941443 | |
| System znieczulającego oczyszczacza gazów | Vet Equip | 931401 | |
| Bipolarny elektrokoagulacja | Aura | 26-500 | |
| Gorzka mgła w sprayu | Henry Schein | 5553 | |
| Wosk kostny | CP Medical | CPB31A | |
| Obwód oddechowy | Vet Equip | 921413 | |
| Buprenophine | Reckitt Benckiser | 12496075705 | |
| Castro-Viejos Igłowskazy | Roboz | RS-6416 | |
| Akumulatorowa piła rotacyjna | Dremel | 8050-N/18 | |
| Wacik bawełniany w patyczku | Fisher Scientific | 23-400-101 | Do hemostazy |
| Aparat DigiGait i oprogramowanie | Specyfikacja myszy | MSI-DIG, DIG-SOFT | |
| Kleszcze Dumont (#4) | Roboz | RS-4972 | |
| Kleszcze Dumont (#5) | Roboz | RS-5035 | |
| Enrofloksacyna | Norbrook | ANADA 200-495 | |
| FK-506 | Astellas | 301601 | |
| Gauze | Kendall | 1903 | |
| Gauze Covidien | 8044 | ||
| Rękawiczki | Microflex | DGP-350-M | |
| Maszynka do strzyżenia włosów | Oster | 078005-010-003 | |
| Ręczna monopolarna elektrokoagulacja | Bovie | AA00 | |
| Aparat Hargreaves | Ugo Basile S.R.L. Gemonio, Włochy | 37370 | |
| Poduszka grzewcza | Walgreens | 126987 | |
| Heparyna | Fresenius Kabi | 42592K | |
| Płyta grzejna | Corning | PC-351 | Do rozgrzewania płynu resuscytacyjnego |
| Izofluran | Henry Schein | 29405 | |
| Dzwonki z mleczanami | Baxter | 2B2074 | |
| Duża szalka Petriego | Fisher Scientific | FB0875713 | Do przeszczepu dawcy w schłodzonej soli fizjologicznej |
| Meloksykam | Henry | Schein 49755 | |
| mikro Collin Hartmann retraktor | |||
| Mikro nożyczki preparacyjne | Roboz | RS-5841 | |
| Kolagen mikrofibrylarny w proszku | BD | 1010590 | Do hemostazy |
| Klipsy mikronaczyniowe | Roboz | RS-5420 | |
| Sól fizjologiczna normalna | Baxter | 2F7124 | |
| Smar oftalmiczny | Dechra | IS4398 | |
| Rapmycin | MedChem Express | HY-10219 | |
| Mała szalka Petriego | Fisher Scientific | FB0875713A | Do podgrzewanego płynu |
| resuscytacyjnegoSterylne obłożenia | ProAdvantage | N207100 | |
| Fartuch chirurgiczny | Cardinal Health | 9511 | |
| Maska chirurgiczna | 3M | 1805 | |
| Mikroskop operacyjny, model optyczny OPMIMD | Zeiss | 169756 | |
| , uniwersalny | S3 Zeiss | 243188 | |
| Szew 10-0 nylon | Covidien | N2512 | |
| Szew 5-0 vicryl | Ethicon | J213H | |
| Szew 7-0 jedwabny krawat | Teleflex | 103-S | |
| Taśma | 3M | 1530-1 | |
| Ultradźwiękowy środek do czyszczenia narzędzi | Roboz | RS-9911 | |
| Kleszcze do rozszerzania naczyń | Roboz | RS-5047 |
Bibliografia
- Elliott, R. M., Tintle, S. M., Levin, L. S. Upper extremity transplantation: current concepts and challenges in an emerging field. Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 7 (1), 83-88 (2014).
- Petruzzo, P., et al. The International Registry on Hand and Composite Tissue Transplantation. Transplantation. 90 (12), 1590-1594 (2010).
- Shapiro, R. I., Cerra, F. B. A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb. Journal of Surgical Research. 24 (6), 501-506 (1978).
- Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Research Part C: Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
- Furtmuller, G. J., et al. Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (108), e53483(2016).
- Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (41), e2022(2010).
- Horner, B. M., et al. In vivo observations of cell trafficking in allotransplanted vascularized skin flaps and conventional skin grafts. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (4), 711-719 (2010).
- Fleissig, Y., et al. Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research. Journal of Visualized Experiments. (146), e59458(2019).
- Zhou, X., et al. A series of rat segmental forelimb ectopic implantation models. Scientific Reports. 7 (1), (2017).
- Adamson, L. A., et al. A modified model of hindlimb osteomyocutaneous flap for the study of tolerance to composite tissue allografts. Microsurgery. 27 (7), 630-636 (2007).
- Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation. Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).
- Fries, C. A., et al. enzyme responsive, tacrolimus-eluting hydrogel enables long-term survival of orthotopic porcine limb vascularized composite allografts: A proof of concept study. PLoS One. 14 (1), 0210914(2019).
- Cottrell, B. L., et al. Neuroregeneration in composite tissue allografts: effect of low-dose FK506 and mycophenolate mofetil immunotherapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (3), 5(2006).
- Benhaim, P., Anthony, J. P., Lin, L. Y., McCalmont, T. H., Mathes, S. J. A long-term study of allogeneic rat hindlimb transplants immunosuppressed with RS-61443. Transplantation. 56 (4), 911-917 (1993).
- Greene, E. C. Anatomy of the rat. Volume N.S. American Philos. Soc. , Philadelphia, Pa. 27(1935).
- Schmalbruch, H. Fiber composition of the rat sciatic nerve. Anatomical Record. 215 (1), 71-81 (1986).
- Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal Pain Sensation in Rats and Mice Using the Hargreaves Test. Bio-protocol. 7 (16), (2017).
- Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
- Hong, S. H., Eun, S. C. Experimental Forelimb Allotransplantation in Canine Model. BioMed Research International. 2016, 1495710(2016).
- Mathes, D. W., et al. A preclinical canine model for composite tissue transplantation. Journal of Reconstructive Microsurgery. 26 (3), 201-207 (2010).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).
- Fries, C. A., et al. A Porcine Orthotopic Forelimb Vascularized Composite Allotransplantation Model: Technical Considerations and Translational Implications. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3), 71(2016).
- Kim, M., Fisher, D. T., Powers, C. A., Repasky, E. A., Skitzki, J. J. Improved Cuff Technique and Intraoperative Detection of Vascular Complications for Hind Limb Transplantation in Mice. Transplantation Direct. 4 (2), 345(2018).
- Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 3 (12), 015495(2013).
- Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).
- Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. Development of a mouse model for heterotopic limb and composite-tissue transplantation. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (4), 267-273 (2001).
- Tang, J., et al. A vascularized elbow allotransplantation model in the rat. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 24 (5), 779-786 (2015).
- Yan, Y., et al. Nerve regeneration in rat limb allografts: evaluation of acute rejection rescue. Plastic and Reconstructive Surgery. 131 (4), 511(2013).
- Georgiade, N. G., Serafin, D. A Laboratory Manual of Microsurgery. Fourth Printing. , (1986).
- Tseng, S. H. Suppression of autotomy by N-methyl-D-aspartate receptor antagonist (MK-801) in the rat. Neuroscience Letters. 240 (1), 17-20 (1998).
- Haselbach, D., et al. Regeneration patterns influence hindlimb automutilation after sciatic nerve repair using stem cells in rats. Neuroscience Letters. 634, 153-159 (2016).
- Kloos, A. D., Fisher, L. C., Detloff, M. R., Hassenzahl, D. L., Basso, D. M. Stepwise motor and all-or-none sensory recovery is associated with nonlinear sparing after incremental spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 191 (2), 251-265 (2005).
- Berryman, E. R., Harris, R. L., Moalli, M., Bagi, C. M. Digigait quantitation of gait dynamics in rat rheumatoid arthritis model. Journal of Musculoskeletal and Neuronal Interactions. 9 (2), 89-98 (2009).
- Hamers, F. P., Lankhorst, A. J., van Laar, T. J., Veldhuis, W. B., Gispen, W. H. Automated quantitative gait analysis during overground locomotion in the rat: its application to spinal cord contusion and transection injuries. Journal of Neurotrauma. 18 (2), 187-201 (2001).
- Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 11622, 179-188 (2014).
- Bozkurt, A., et al. Aspects of static and dynamic motor function in peripheral nerve regeneration: SSI and CatWalk gait analysis. Behavioural Brain Research. 219 (1), 55-62 (2011).
- Neckel, N. D. Methods to quantify the velocity dependence of common gait measurements from automated rodent gait analysis devices. Journal of Neuroscience Methods. 253, 244-253 (2015).
- Yeh, L. S., Gregory, C. R., Theriault, B. R., Hou, S. M., Lecouter, R. A. A functional model for whole limb transplantation in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 105 (5), 1704-1711 (2000).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
