Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) u dorosłego szczura

DOI:

10.3791/60841

⸱

25 lutego 2020

 ,  ,  , 
1Department of Surgery, Division of Plastic Surgery, University of Michigan, Ann Arbor, 2Department of Biomedical Engineering, University of Michigan, Ann Arbor

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poniższy manuskrypt opisuje nowatorską metodę rozwoju biologicznego, zamkniętego systemu neuronowego sprzężenia zwrotnego, zwanego kompozytowym regeneracyjnym interfejsem nerwów obwodowych (C-RPNI). Konstrukt ten ma zdolność integracji z nerwami obwodowymi w celu wzmocnienia odprowadzających sygnałów motorycznych, jednocześnie zapewniając aferentne sensoryczne sprzężenie zwrotne.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnie postępy w neuroprotetyce umożliwiły osobom żyjącym z utratą kończyn odtwarzanie wielu funkcji charakterystycznych dla nieobecnej kończyny, a często osiąga się to poprzez integrację z obwodowym układem nerwowym. Niestety, obecnie stosowane metody często wiążą się ze znacznym uszkodzeniem tkanek, co uniemożliwia długotrwałe stosowanie. Ponadto urządzenia te często nie mają żadnego znaczącego stopnia sensorycznego sprzężenia zwrotnego, ponieważ ich złożona konstrukcja tłumi wszelkie wibracje lub inne odczucia, na których użytkownik mógł wcześniej polegać podczas korzystania z prostszych protez. Kompozytowy regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych (C-RPNI) został opracowany jako stabilny, biologiczny konstrukt zdolny do wzmacniania odprowadzających sygnałów nerwu ruchowego przy jednoczesnym zapewnieniu aferentnego sensorycznego sprzężenia zwrotnego. C-RPNI składa się z odcinka wolnego przeszczepu skóry i mięśni zabezpieczonego wokół docelowego mieszanego nerwu czuciowo-ruchowego, z preferencyjnym unerwieniem nerwu ruchowego przeszczepu mięśniowego i unerwieniem nerwu czuciowego przeszczepu skórnego. U szczurów konstrukt ten zademonstrował generowanie złożonych potencjałów czynnościowych mięśni (CMAP), wzmacniając sygnał docelowego nerwu z poziomu mikro- i miliwoltowego, przy średnim stosunku sygnału do szumu wynoszącym około 30-50. Stymulacja składnika skórnego konstruktu generuje złożone potencjały czynnościowe nerwu czuciowego (CSNAP) na nerwie proksymalnym. W związku z tym konstrukt ten ma obiecującą przyszłą użyteczność w kierunku realizacji idealnej, intuicyjnej protezy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Amputacje kończyn dotykają prawie 1 na 190 Amerykanów1, a ich częstość występowania ma wzrosnąć z 1,6 miliona obecnie do ponad 3,6 miliona do 2050 roku2. Pomimo udokumentowanego stosowania od ponad tysiąca lat, idealna proteza nie została jeszcze zrealizowana3. Obecnie istnieją złożone protezy zdolne do wielu manipulacji stawami, które mogą odtwarzać wiele funkcji motorycznych natywnej kończyny4,5. Jednak urządzenia te nie są uważane za intuicyjne, ponieważ pożądany ruch protezy jest zwykle funkcjonalnie oddzielony od wejściowego sygnału sterującego. Użytkownicy zazwyczaj uważają te "zaawansowane protezy" za trudne do nauczenia się i dlatego nie nadają się do codziennego użytku1,6. Ponadto złożone protezy dostępne obecnie na rynku nie zapewniają żadnego znaczącego stopnia subtelnego sensorycznego sprzężenia zwrotnego dla odpowiedniej kontroli. Zmysł dotyku i propriocepcja są niezbędne do wykonywania codziennych zadań, a bez nich proste czynności, takie jak podniesienie filiżanki kawy, stają się uciążliwe, ponieważ opierają się wyłącznie na wskazówkach wizualnych7,8,9. Z tych powodów zaawansowane protezy wiążą się ze znacznym stopniem zmęczenia psychicznego i często są opisywane jako uciążliwe i niezadowalające5,10,11. Aby temu zaradzić, niektóre laboratoria badawcze opracowały protezy zdolne do zapewnienia ograniczonego stopnia sensorycznej informacji zwrotnej poprzez bezpośrednią interakcję neuronową12,13,14,15, ale informacja zwrotna jest często ograniczona do małych, rozproszonych obszarów na dłoniach i palcach12,13, a odczucia były czasami bolesne i nienaturalne15. W wielu z tych badań niestety brakuje znaczącej długoterminowej obserwacji i histologii nerwów, aby określić miejscowy wpływ na tkanki, jednocześnie odnotowując awarię interfejsu w skali tygodni do miesięcy16.

Dla tej populacji, idealne urządzenie protetyczne zapewniłoby wysoką wierność kontroli motorycznej wraz ze znaczącym somatosensorycznym sprzężeniem zwrotnym z otoczenia danej osoby przez całe jej życie. Kluczowe znaczenie dla zaprojektowania tej idealnej protezy ma opracowanie stabilnego, niezawodnego interfejsu, który pozwoliłby na jednoczesną transmisję aferentnych informacji somatosensorycznych z odprowadzającymi sygnałami motorycznymi. Najbardziej obiecującymi z obecnych interfejsów człowiek-maszyna są te, które wchodzą w bezpośrednią interakcję z obwodowym układem nerwowym, a ostatnie osiągnięcia w dziedzinie protetyki neurozintegrowanej przyczyniły się do wypełnienia luki między sygnałami bioelektrycznymi i mechanicznymi17. Obecnie wykorzystywane interfejsy obejmują: elastyczne płytki nerwowe14,15,18, pozaneuronowe elektrody mankietowe13,19,20,21,22,23, elektrody penetrujące tkanki24,25,31,32, oraz elektrody wewnątrzpęczkowe26,27,28. Jednak każda z tych metod wykazała ograniczenia w odniesieniu do specyficzności nerwów, uszkodzenia tkanek, zwyrodnienia aksonów, wyczerpania mieliny i/lub tworzenia się tkanki bliznowatej związanej z przewlekłą reakcją na ciało obce w mieszkaniu16,17,18,19. Ostatnio postulowano, że przyczyną ewentualnej awarii wszczepionej elektrody jest znacząca różnica w modułach Younga między materiałem elektronicznym a natywną tkanką nerwową. Tkanka mózgowa jest codziennie poddawana znacznym mikroruchom i wysunięto teorię, że naprężenie ścinające wywołane różnicami w modułach Younga powoduje stan zapalny i ostatecznie trwałe bliznowacenie30,31,32. Efekt ten jest często potęgowany w kończynach, gdzie nerwy obwodowe podlegają zarówno fizjologicznym mikroruchom, jak i celowym makroruchom kończyn. Ze względu na ten ciągły ruch, uzasadnione jest stwierdzenie, że wykorzystanie całkowicie abiotycznego interfejsu nerwów obwodowych nie jest idealne, a interfejs ze składnikiem biologicznym byłby bardziej odpowiedni.

Aby zaspokoić to zapotrzebowanie na komponent biologiczny, nasze laboratorium opracowało biotyczny interfejs nerwowy zwany Regeneracyjnym Interfejsem Nerwu Obwodowego (RPNI) do integracji przeciętych nerwów obwodowych w szczątkowej kończynie za pomocą urządzenia protetycznego. Wytwarzanie RPNI polega na chirurgicznym wszczepieniu nerwu obwodowego do autologicznego wolnego przeszczepu mięśniowego, który następnie rewaskularyzuje się i unerwia. Nasze laboratorium opracowało ten biologiczny interfejs nerwowy w ciągu ostatniej dekady, odnosząc sukcesy we wzmacnianiu i przekazywaniu sygnałów motorycznych w połączeniu z wszczepionymi elektrodami zarówno w badaniach na zwierzętach, jak i na ludziach, co pozwala na odpowiednią kontrolę protetyczną o wielu stopniach swobody2,34. Ponadto oddzielnie zademonstrowaliśmy sensoryczne sprzężenie zwrotne za pomocą nerwów obwodowych osadzonych w przeszczepach skórnych, określanych jako Dermal Sensory Interface (DSI)3,35. W przypadku amputacji bardziej dystalnych możliwe jest jednoczesne użycie tych konstruktów, ponieważ pęczki motoryczne i czuciowe w docelowym nerwie obwodowym mogą być chirurgicznie oddzielone. Jednak w przypadku amputacji na bardziej proksymalnym poziomie nie jest to możliwe ze względu na przenikanie się włókien motorycznych i czuciowych. Kompozytowy regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych (C-RPNI) został opracowany do amputacji bardziej proksymalnych i polega na wszczepieniu mieszanego nerwu czuciowo-ruchowego do konstruktu składającego się z wolnego przeszczepu mięśniowego przymocowanego do segmentu przeszczepu skórnego (ryc. 1). Nerwy obwodowe wykazują preferencyjne ukierunkowane unerwienie, dzięki czemu włókna czuciowe ponownie unerwiają przeszczep skórny i włókna ruchowe, przeszczep mięśniowy. Konstrukt ten ma zatem zdolność do jednoczesnego wzmacniania sygnałów motorycznych, zapewniając jednocześnie somatosensoryczne sprzężenie zwrotne36 (Rysunek 2), co pozwala na realizację idealnej, intuicyjnej, złożonej protezy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach są przeprowadzane za zgodą Komitetu ds. Użytkowania i Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Michigan.

UWAGA: Szczury-dawcy mają swobodny dostęp do jedzenia i wody przed procedurami dawstwa skóry i mięśni. Eutanazja jest wykonywana w głębokim znieczuleniu, po którym następuje dosercowe wstrzyknięcie chlorku potasu z wtórną metodą obustronnej odmy opłucnowej. W tym eksperymencie teoretycznie można wykorzystać każdy szczep szczura; jednak nasze laboratorium osiągnęło spójne wyniki zarówno u samców, jak i samic szczurów Fischer F344 (~200-250 g) w wieku od dwóch do czterech miesięcy. Szczury-dawcy muszą być izogeniczne w stosunku do szczurów doświadczalnych.

1. Przygotowanie przeszczepu skórnego

  1. Znieczulić szczura-dawcę w komorze indukcyjnej, wykorzystując roztwór 5% izofluranu w tlenie w tempie 0,8-1 l/min. Po znieczuleniu szczura wyjmij go z komory indukcyjnej i umieść na stożku nosowym do ponownego oddychania, obniżając izofluran do 2-2,5% w celu utrzymania znieczulenia.
  2. Podawać roztwór 0,02-0,03 ml karprofenu (50 mg/ml) w 0,2 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej podskórnie między łopatki w celu znieczulenia.
  3. Nałóż maść na sztuczne łzy na oba oczy, aby zapobiec owrzodzeniom rogówki.
  4. Za pomocą maszynki do strzyżenia ogol całe dolne kończyny tylne (kończyny), okolicę kostki i boki łap (łap).
  5. Oczyść wybraną tylną kończynę i podeszwową powierzchnię łapy alkoholem, a następnie roztworem jodopowidonu, kończąc na końcowym oczyszczeniu alkoholem w celu usunięcia resztek jodopowidonu.
  6. Za pomocą ręcznej wiertarki szybkoobrotowej z mikrosilnikiem i wyjmowanym okrągłym kamieniem polerskim o drobnym ziarnie (4000 obr./min), zadzioruj podeszwową powierzchnię łapy, aby usunąć naskórek. Podczas zadziorów stosuj kroplówki soli fizjologicznej, aby nie poparzyć skóry. Leżąca pod spodem skóra właściwa będzie miała błyszczący wygląd z punktowym krwawieniem.
  7. Załóż opaskę uciskową na kończynę dolną, aby spowolnić przepływ krwi.
  8. Usuń ostro skórę podeszwową skalpelem #15 i umieść w gazie zwilżonej solą fizjologiczną, aby zapobiec wysuszeniu. Na tym etapie część tkanki ścięgnistej i łącznej zostanie z natury usunięta wraz ze skórą i zostanie usunięta później.
  9. Nałóż gazę na krwawiącą stopę, aby spowolnić krwotok. Powtórz kroki 1.5-1.9, jeśli wykonujesz dwie konstrukcje.
  10. Pod mikroskopem (20-krotne powiększenie) usuń ścięgno i tkankę łączną z głębokiej warstwy przeszczepu skóry za pomocą mikronożyczek. Uważaj, aby nie zrobić w szczepie. Cienki przeszczep skórny powinien być lekko nieprzezroczysty i zawierać tylko skórę właściwą o wymiarach około 0,5 cm x 1,0 cm.
  11. Umieść w gazie zwilżonej solą fizjologiczną, aż będzie gotowy do produkcji konstrukcji C-RPNI. Szczepy należy zużyć w ciągu 2 godzin od zbioru.

2. Przygotowanie przeszczepu mięśniowego

  1. Wykonaj podłużne nacięcie wzdłuż przedniej części dolnej kończyny tylnej od tuż nad kostką do tuż poniżej kolana za pomocą skalpela #15. Przeprowadź sekcję przez tkankę podskórną, aby odsłonić leżące pod nią mięśnie.
  2. W dystalnej części nacięcia odsłoń przyczepy ścięgniste mięśni kończyny dolnej. Piszczel przednia (TA) jest zazwyczaj największym i najbardziej wysuniętym do przodu mięśniem, a tuż pod i za tym mięśniem znajduje się prostownik palca długiego (EDL). Odizoluj dystalne ścięgno EDL od innych ścięgien w okolicy, uważając, aby w tym miejscu nie naciąć jego przyczepu.
  3. Zapewnij izolację prawidłowego ścięgna, wkładając oba zęby kleszczyka pod ścięgno i wywierając nacisk w górę, otwierając kleszcze, aby spowodować przemieszczenie ścięgna. Manipulacja tym ścięgnem powinna spowodować jednoczesne wyprostowanie wszystkich palców u stóp.
  4. Wykonaj dystalną tenotomię ostrymi nożyczkami do tęczówki i tępo oddziel mięsień od otaczających tkanek za pomocą tenotomii (lub innych nożyczek z końcówką) pracujących proksymalnie, aby znaleźć pochodzenie ścięgniste.
  5. Po uwidocznieniu ścięgna bliższego należy ponownie wykonać tenotomię za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki. Umieść przeszczep mięśniowy w gazie zwilżonej solą fizjologiczną, aby zapobiec wysuszeniu.
  6. Po usunięciu wszystkich pożądanych przeszczepów od szczura-dawcy należy poddać eutanazji głównie przez wstrzyknięcie KCl do serca (1-2 mEq K+/kg), a następnie wtórną eutanazję z obustronnym nakłuciem odmy opłucnowej z ostrzem #15.

3. Wspólna izolacja i przygotowanie nerwu strzałkowego

  1. Znieczulić i zapewnić znieczulenie szczurowi doświadczalnemu zgodnie z protokołem opisanym w krokach 1.1-1.3.
  2. Ogol pożądane udo i oczyść je alkoholem, betadyną, kończąc na alkoholu, aby usunąć ślady betadyny.
  3. Przenieś zwierzę ze stołu chirurgicznego na stół mikroskopu operacyjnego i umieść na poduszce grzewczej z sondą temperatury w celu utrzymania temperatury ciała. Utrzymuj izofluran na poziomie 2-2,5%, a tlen na poziomie 0,8-1 l/min.
  4. Zaznacz nacięcie, rozciągające się od dystalnego do rwy kulszowej do dolnej części kolana. To oznaczenie powinno być niższe i odchylone od kości udowej. Wykonaj nacięcie ostrzem #15, nacinając powięź mięśnia dwugłowego uda.
  5. Ostrożnie przeprowadź sekcję mięśnia dwugłowego uda za pomocą hemostatu lub mikronożyczek z końcówką do przestrzeni leżącej pod mięśniem dwugłowym uda.
    UWAGA: Nerw kulszowy porusza się mniej więcej w tym samym kierunku, co początkowe nacięcie, które zostało wykonane. Istnieją trzy gałęzie, zazwyczaj z nerwem strzałkowym tylnym i wspólnym nerwem strzałkowym i piszczelowym biegnącym odpowiednio powierzchownie i głęboko do kolana.
  6. Po zidentyfikowaniu wspólnego nerwu strzałkowego (CP), za pomocą pary mikro-, drobno zakończonych kleszczyków i mikronożyczek, ostrożnie odizoluj nerw CP od innych gałęzi kulszowych i usuń wszelkie zalegające dystalnie tkanki łącznej.
  7. W miejscu, w którym nerw przecina powierzchnię kolana, ostro przeciąć nerw za pomocą mikronożyczek.
    UWAGA: Używanie ostrych nożyczek jest niezwykle ważne na tym etapie, ponieważ spowodowanie znacznego urazu nerwu może zwiększyć ryzyko powstania nerwiaka.
  8. Ostrożnie uwolnij pozostałą tkankę łączną z nerwu CP i pracuj proksymalnie, aby uwolnić nerw na długość około 2 cm.

4. Produkcja konstrukcji C-RPNI

  1. Usuń przeszczep mięśniowy z gazy zwilżonej solą fizjologiczną i usuń całą centralną tkankę ścięgnistą, a także mały centralny segment epimysium. Pozostaw ścięgniste końce nienaruszone.
  2. Korzystanie z 8-0 nylonowy szew, przymocuj epineurium przeciętego końca nerwu CP do obszaru przeszczepu mięśniowego pozbawionego epimysium za pomocą dwóch przerwanych szwów po obu stronach nerwu.
  3. Przymocuj przeszczep mięśniowy do okostnej kości udowej za pomocą pojedynczego nylonowego szwu przerywanego 6-0 zarówno proksymalnie, jak i dystalnie, z połączeniem nerwowo-mięśniowym skierowanym w stronę przeciwną od kości udowej.
    UWAGA: Zabezpiecz mięsień tak, aby był na normalnej długości rozluźnienia. Staraj się nie rozciągać znacząco mięśnia ani nie pozostawiać zbyt dużej wiotkości podczas zabezpieczania.
  4. Postaw 8-0 ścieg nylonowy na dolnym, środkowym brzegu epimysium przeszczepu mięśniowego, mocując go do nerwu CP epineurium w taki sposób, aby stworzyć wiotkość nerwu w przeszczepie mięśniowym i pomóc złagodzić wszelkie przyszłe napięcia, na które może być narażony przy późniejszym poruszaniu się.
  5. Usuń przeszczep skóry z gazy nasączonej solą fizjologiczną i ułóż go na przeszczepie mięśniowym w taki sposób, aby całkowicie zakrył nerw i większość mięśnia. Upewnij się, że głęboki brzeg skóry właściwej spoczywa na mięśniu. Przytnij każdą skórę właściwą, która wystaje poza granicę mięśnia.
  6. Przymocuj przeszczep skóry do przeszczepu mięśniowego obwodowo za pomocą 8-0 Nylonowe szwy przerywane. Zazwyczaj stosuje się 4-8 całkowitych szwów w zależności od wielkości konstrukcji.
  7. Zamknij powięź mięśnia dwugłowego uda nad konstrukcją w biegu za pomocą szwu chromowego 5-0.
  8. Zamknij leżącą na powierzchni skórę za pomocą chromowego szwu 4-0 w stylu biegowym.
  9. Przetrzyj obszar operacyjny wacikiem nasączonym alkoholem i nałóż maść z antybiotykiem.
  10. Zaprzestań wziewnego środka znieczulającego i pozwól szczurowi dojść do siebie dzięki źródłom pożywienia i wody oddzielonym od kolegów z klatki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Produkcja konstrukcji jest uważana za nieudaną, jeśli u szczurów rozwinie się infekcja lub nie przeżyją znieczulenia chirurgicznego. Wcześniejsze badania wykazały, że te konstrukty potrzebują około trzech miesięcy na rewaskularyzację i ponowne unerwienie2,3,17,36. Po trzymiesięcznym okresie rekonwalescencji można przeprowadzić testy konstrukcji w celu zbadania ż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

C-RPNI to nowatorska konstrukcja, która zapewnia jednoczesne wzmocnienie sygnałów odprowadzających motorycznych nerwu docelowego z zapewnieniem aferentnego sensorycznego sprzężenia zwrotnego. W szczególności C-RPNI ma wyjątkową użyteczność dla osób żyjących z amputacjami bliższymi, ponieważ ich pęczki motoryczne i czuciowe nie mogą być łatwo mechanicznie oddzielone podczas operacji. Zamiast tego C-RPNI wykorzystuje nieodłączne preferencyjne właściwości reinerwacyjne samego nerwu, aby zachęcić do reinerwacji włókien czuci...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować Jana Moon za fachową pomoc techniczną. Badania przedstawione w tym artykule zostały sfinansowane z grantu R21 (R21NS104584) dla SK.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#15 SkalpelAspen Surgical, IncRef 371115Ostrza chirurgiczne ze stali węglowej z żeberkami (#15)
4-0 Szew chromowyEthiconSKU# 1654GP-3 Igła do odwróconego cięcia
5-0 Szew chromowyEthiconSKU# 687GP-3 Igła do odwróconego cięcia
6-0 Ethilon SetureEthicon SKU# 697GP-1 Igła do odwróconego cięcia (szew nylonowy)
8-0 Szew monofilamentowyAROSurgicalT06A08N14-13poliamidowy szew monofilamentowy na gwintowanej igle stożkowej
Szczury eksperymentalneEnvigoF344-NH-sdSzczury to Fischer F344 Szczep
Fluriso (izofluoran)VetOne13985-528-40Wziewna znieczulająca
wiertarka szybkoobrotowa z mikrosilnikiem z StoneMasterMechanic Model 151369Ręczne narzędzie obrotowe; zestaw zawiera wiele drobnych kamieni
kriogenicznych Tlenowe gazy kriogeniczneUN1072Standardowe kanistry z tlenem klasy medycznej
Chlorek potasuAPP Pharmaceuticals63323-965-20Forma do wstrzykiwań, 2 mEq / ml
Povidone Jodine USPMediChoice65517-0009-110% roztwór do stosowania miejscowego, można używać jednej butelki do wielu przygotowań chirurgicznych
Maść okulistyczna Puralube VetDechra17033-211-38Maść chroniąca rogówkę do stosowania podczas zabiegu
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Forma do wstrzykiwań, 50 mg / ml
Mikroskop stereoskopowyLeicaModel M60Użytkownik może dostosować powiększenie do swoich preferencji
Instrumenty chirurgiczneNarzędzia do naukiRóżniużytkownicy mogą wybierać instrumenty zgodnie z osobistymi preferencjami lub z tego, co jest obecnie dostępne w ich laboratorium
Maść z potrójnym antybiotykiemMediChoice39892-0830-2Maść jest dostarczana w sterylnych, jednorazowych opakowaniach
VaporStick 3SurgivetV7015Wieża anestezjologiczna z miejscem na butlę z izofluoranem i tlenem
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Chusteczki nasączone alkoholem; użyj nowej chusteczki do każdego przygotowania

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Biddiss, E. A., Chau, T. T. Upper limb prosthesis use and abandonment: A survey of the last 25 years. Prosthetics and Orthotics International. 31 (3), 236-257 (2007).
  2. Kung, T. A., et al. Regenerative peripheralnerve interface viability and signal transduction with an implanted electrode. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 1380-1394 (2014).
  3. Larson, J. V., et al. Prototype Sensory Regenerative Peripheral Nerve Interface for Artificial Limb Somatosensory Feedback. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (3 Suppl), 26-27 (2014).
  4. Hijjawi, J. B., et al. Improved myoelectric prosthesis control accomplished using multiple nerve transfers. Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (7), 1573-1578 (2006).
  5. Pylatiuk, C., Schulz, S., Döderlein, L. Results of an Internet survey of myoelectric prosthetic hand users. Prosthetics and Orthotics International. 31 (4), 362-370 (2007).
  6. Baghmanli, Z., et al. Biological and electrophysiologic effects of poly(3,4-ethylenedioxythiophene) on regenerating peripheral nerve fibers. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (2), 374-385 (2013).
  7. Dhillon, G. S., Horch, K. W. Direct neural sensory feedback and control of a prosthetic arm. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 13 (4), 468-472 (2005).
  8. Romo, R., Hernández, A., Zainos, A., Salinos, E. Somatosensory discrimination based on cortical microstimulation. Nature. 392, 387-390 (1998).
  9. O'Doherty, J., et al. Active tactile exploration using a brain-machine-brain interface. Nature. 479, 228-231 (2011).
  10. Stein, R. B., Walley, M. Functional comparison of upper extremity amputees using myoelectric and conventional prostheses. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 64 (6), 243-248 (1983).
  11. Millstein, S. G., Heger, H., Hunter, G. A. Prosthetic Use in Adult Upper Limb Amputees: A Comparison of the Body Powered and Electrically Powered Prostheses. Prosthetics and Orthotics International. 10 (1), 27-34 (1986).
  12. Zollo, L., et al. Restoring tactile sensations via neural interfaces for real-time force-and-slippage closed-loop control of bionic hands. Science Robotics. 4 (27), eaau9924(2019).
  13. Tan, D. W., et al. A neural interface provides long-term stable natural touch perception. Science Translational Medicine. 6 (257), 257ra138(2014).
  14. Stieglitz, T., et al. On Biocompatibility and Stability of Transversal Intrafascicular Multichannel Electrodes-TIME. Converging Clinical and Engineering Research on Neurorehabilitation II. 15, 731-735 (2017).
  15. Petrini, F. M., et al. Six-months assessment of a hand prosthesis with intraneural tactile feedback. Annals of Neurology. 85 (1), 137-154 (2019).
  16. Jung, R., Abbas, J., Kuntaegowdanahalli, S., Thota, A. Bionic intrafascicular interfaces for recording and stimulating peripheral nerve fibers. Bioelectronics in Medicine. 1 (1), 55-69 (2018).
  17. Micera, S., Navarro, X., Yoshida, K. Interfacing With the Peripheral Nervous System to Develop Innovative Neuroprostheses. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 17 (5), 417-419 (2009).
  18. Stieglitz, T., Schuettler, M., Schneider, A., Valderrama, E., Navarro, X. Noninvasive measurement of torque development in the rat foot: measurement setup and results from stimulation of the sciatic nerve with polyimide-based cuff electrodes. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (4), 427-437 (2003).
  19. Polasek, K. H., Hoyen, H. A., Keith, M. W., Tyler, D. J. Human nerve stimulation thresholds and selectivity using a multi-contact nerve cuff electrode. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 15 (1), 76-82 (2007).
  20. Nielson, K. D., Watts, C., Clark, W. K. Peripheral nerve injury from implantation of chronic stimulating electrodes for pain control. Surgical Neurology. 5 (1), 51-53 (1976).
  21. Waters, R. L., McNeal, D. R., Faloon, W., Clifford, B. Functional electrical stimulation of the peroneal nerve for hemiplegia. Long-term clinical follow-up. Journal of Bone and Joint Surgery. 67 (5), 792-793 (1985).
  22. Larsen, J. O., Thomsen, M., Haugland, M., Sinkjaer, T. Degeneration and regeneration in rabbit peripheral nerve with long-term nerve cuff electrode implant: a stereological study of myelinated and unmyelinated axons. Acta Neuropathologica. 96 (4), 365-378 (1998).
  23. Krarup, C., Loeb, G. E., Pezeshkpour, G. H. Conduction studies in peripheral cat nerve using implanted electrodes: III. The effects of prolonged constriction on the distal nerve segment. Muscle Nerve. 12 (11), 915-928 (1989).
  24. Micera, S., Navarro, X. Bidirectional interfaces with the peripheral nervous system. International Review of Neurobiology. 86, 23-38 (2009).
  25. Urbanchek, M. G., et al. Microscale Electrode Implantation during Nerve Repair: Effects on Nerve Morphology, Electromyography, and Recovery of Muscle Contractile Function. Plastic and Reconstructive Surgery. 128 (4), 270e-278e (2011).
  26. Yoshida, K., Horch, K. Selective stimulation of peripheral nerve fibers using dual intrafascicular electrodes. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 40 (5), 492-494 (1993).
  27. Branner, A., Stein, R. B., Normann, R. A. Selective stimulation of cat sciatic nerve using an array of varying length microelectrodes. Journal of Neurophysiology. 85 (4), 1585-1594 (2001).
  28. Zheng, X. J., Zhang, J., Chen, T., Chen, Z. Longitudinally implanted intrascicular electrodes for stimulating and recording fascicular physioelectrical signals in the sciatic nerve of rabbits. Microsurgery. 23, 268-273 (2003).
  29. del Valle, J., Navarro, X. Interfaces with the peripheral nerve for the control of neuroprostheses. International Review of Neurobiology. 109, 63-83 (2013).
  30. Stiller, A. M., et al. A Meta-Analysis of Intracortical Device Stiffness and Its Correlation with Histological Outcomes. Micromachines. 9 (9), 443(2018).
  31. Hanson, T., Diaz-Botia, C., Kharazia, V., Maharbiz, M., Sabes, P. The "sewing machine" for minimally invasive neural recording. bioRxiv. , Published online (2019).
  32. Yang, X., et al. Bioinspired neuron-like electronics. Nature Materials. 18, 510-517 (2019).
  33. Irwin, Z. T., et al. Chronic recording of hand prosthesis control signals via a regenerative peripheral nerve interface in a rhesus macaque. Journal of Neural Engineering. 13 (4), 046007(2016).
  34. Kubiak, C. A., et al. Abstract 24: Successful Control of Virtual and Robotic Hands using Neuroprosthetic Signals from Regenerative Peripheral Nerve Interfaces in a Human Subject. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 6 (4), 19-20 (2018).
  35. Sando, I. C., et al. Dermal-Based Peripheral Nerve Interface for Transduction of Sensory Feedback. Plastic and Reconstructive Surgery. 136 (4 Suppl), 19-20 (2015).
  36. Kubiak, C. A., et al. Abstract 36: Viability and Signal Transduction with the Composite Regenerative Peripheral Nerve Interface (C-RPNI). Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 7 (4), 26-27 (2019).
  37. Kubiak, C. A., et al. Abstract QS18: Neural Signal Transduction with the Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 7 (4 Suppl), 114(2019).
  38. Woo, S. L., et al. Utilizing nonvascularized partial skeletal muscle grafts in peripheral nerve interfaces for prosthetic control. Journal of the American College of Surgeons. 219 (4), e136-e137 (2014).
  39. Sporel-Özakat, R. E., Edwards, P. M., Hepgul, K. T., Savas, A., Gispen, W. H. A simple method for reducing autotomy in rats after peripheral nerve lesions. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2-3), 263-265 (1991).
  40. Carr, M. M., Best, T. J., Mackinnon, S. E., Evans, P. J. Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair. Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wytwarzanie C RPNIprzygotowanie przeszczepu mi niowegoprzygotowanie przeszczepu sk ryizolacja wsp lnego nerwu strza kowegoz o one potencja y czynno ciowe mi niz o one potencja y czynno ciowe nerw w czuciowychbadania elektrofizjologicznetechnika mikroskopu chirurgicznego

Powiązane artykuły