Method Article

Mysi model niekompletnie wyciętego mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych

DOI:

10.3791/60882

⸱

July 28th, 2020

 ,  ,  ,  , 
1School of Biomedical Sciences, University of Western Australia, 2Telethon Kids Institute, University of Western Australia, 3College of Science, Health, Engineering and Education, Murdoch University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole opisujemy mysi model niekompletnej chirurgicznej resekcji mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chirurgia jest często pierwszym sposobem leczenia wielu guzów litych. Jednak często dochodzi do nawrotów miejscowych po pierwotnej resekcji guza, pomimo terapii adjuwantowej lub neoadjuwantowej. Dzieje się tak, gdy marginesy chirurgiczne nie są wystarczająco wolne od guza, co powoduje powstawanie szczątkowych komórek rakowych. Z biologicznego i immunologicznego punktu widzenia operacja nie jest wydarzeniem zerowym; Wiadomo, że środowisko gojenia się ran indukuje zarówno szlaki pro-, jak i przeciwnowotworowe. W związku z tym modele przedkliniczne do opracowywania leków mających na celu zapobieganie nawrotom miejscowym powinny uwzględniać resekcję chirurgiczną podczas testowania nowych terapii (neo)adjuwantowych, aby modelować warunki kliniczne u pacjentów leczonych chirurgicznie.

Tutaj opisujemy mysi model niekompletnej chirurgicznej resekcji mięsaka tkanek miękkich WEHI 164, który umożliwia testowanie terapii (neo)adjuwantowych w warunkach reakcji na gojenie się ran. W tym modelu usuwa się 50% lub 75% guza, pozostawiając część tkanki rakowej in situ w celu modelowania ciężkiej choroby resztkowej po operacji w warunkach klinicznych. Model ten pozwala na testowanie terapii w kontekście zabiegu chirurgicznego, przy jednoczesnym uwzględnieniu reakcji na gojenie się ran, która może wpływać na skuteczność leczenia (neo)adjuwantowego. Niekompletna resekcja chirurgiczna powoduje powtarzalny odrost guza u wszystkich myszy przy braku leczenia uzupełniającego. Leczenie uzupełniające blokadą punktów kontrolnych powoduje zmniejszenie odrastania guza. Model ten jest zatem odpowiedni do testowania terapii w kontekście operacji odciążającej i związanej z nią reakcji na gojenie się ran i może być rozszerzony na inne rodzaje raka litego.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chirurgia pozostaje główną opcją leczenia wielu guzów litych1, w tym mięsaków tkanek miękkich2,3. Pomimo ulepszeń w technikach chirurgii nowotworowej i kombinacji z terapiami (neo)adjuwantowymi, nadal istnieje wysokie ryzyko nawrotu raka i przerzutów po pierwotnej resekcji guza4,5. W mięsakach tkanek miękkich nawroty występują szczególnie lokoregionalnie, w miejscu operacji, co skutkuje zwiększoną zachorowalnością i śmiertelnością. W warunkach klinicznych uzyskanie wystarczająco szerokich marginesów może być trudne (np. ze względu na ograniczenia anatomiczne), co skutkuje niepełną resekcją i późniejszym nawrotem nowotworu6. Wiadomo, że stres chirurgiczny i następujący po nim proces gojenia się ran tworzą immunosupresyjne mikrośrodowisko guza sprzyjające nawrotom nowotworu7,8. Dlatego odkrycie i opracowanie nowych metod leczenia mięsaków tkanek miękkich, w szczególności immunoterapii, powinno w idealnym przypadku uwzględniać reakcję na gojenie się ran chirurgicznych.

Większość badań przedklinicznych dotyczących terapii adjuwantowych jest początkowo przeprowadzana przy użyciu podskórnych modeli myszy syngenicznych lub ksenotransplantacyjnych, bez uwzględniania stresu chirurgicznego i reakcji na gojenie się ran9,10. W związku z tym opracowaliśmy syngeniczny podskórny model mięsaka tkanek miękkich myszy z niekompletną resekcją chirurgiczną. Komórki włókniakomięsaka WEHI 164 są inokulowane podskórnie, a po ustaleniu guzów usuwamy 50-75% masy guza (ryc. 1A-E). Guzy konsekwentnie odrastają z pozostałego guza. Model ten pozwala na testowanie terapii adjuwantowych z uwzględnieniem wpływu stresu chirurgicznego na gojenie się ran. Podobne modele chirurgiczne niepełnej resekcji zostały wykorzystane w wielu badaniach przez kilka grup i okazały się powtarzalne i skuteczne11,12,13. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis tego protokołu.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwierzęta użyte w tych eksperymentach zostały pozyskane z Animal Resource Centre (Perth, Australia Zachodnia). Zwierzęta były utrzymywane w standardowych warunkach wolnych od patogenów w Harry Perkins Institute of Medical Research Bioresources North Facility (Perth, Australia Zachodnia). Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Komitet Etyki Zwierząt Instytutu Badań Medycznych Harry'ego Perkinsa. W eksperymentach tych wykorzystano myszy BALB/c w wieku 8-12 tygodni. Linia komórkowa włókniakomięsaka WEHI 164 została uzyskana z CellBank Australia (Westmead, NSW).

1. Inokulacja komórek

  1. Przygotowanie komórek i zwierząt
    1. Upewnij się, że linia komórkowa jest utrzymywana w zalecanym pożywce. Na przykład, utrzymuj linię komórkową WEHI 164 w pożywce Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 uzupełnioną 2 mM L-glutaminy, 10% płodowej surowicy bydlęcej, 20 mM HEPES, 0,05 mM 2-merkaptoetanolu, 100 U/ml penicyliny i 100 μg/ml streptomycyny.
      UWAGA: Komórki pasażowe co najmniej 3 i do 5 razy po wyjęciu z magazynu kriogenicznego. Aby zapewnić optymalną żywotność komórek, komórki powinny być dzielone, gdy zlewają się w 70-80%. Linie komórek nowotworowych powinny być badane na obecność mykoplazmy, ponieważ infekcja może zmienić wzrost komórek i wpływać na odpowiedź immunologiczną in vivo.
    2. Dzień przed inokulacją należy ogolić myszy na prawym dolnym boku za pomocą maszynki do strzyżenia.
      UWAGA: W tym eksperymencie wykorzystano samice myszy BALB/c w wieku od 8 do 12 tygodni o normalnej wadze (16 -22 gramów).
    3. W dniu inokulacji należy pobrać komórki WEHI 164, gdy 70-80% zlewają się przez trypsynizację.
      1. Odessać pożywkę hodowlaną z kolb do hodowli tkankowych, a następnie dodać sterylny roztwór buforowany fosforanem (1x PBS), aby usunąć pozostałe ślady płodowej surowicy bydlęcej (FBS).
      2. Odessać PBS z kolb do hodowli tkankowych. Dodać 3 ml 0,05% trypsyny (dla kolby T75), a następnie zamieszać kolbę tak, aby cała powierzchnia kolby z komórkami była pokryta trypsyną.
      3. Inkubować kolbę w inkubatorze o temperaturze 37 °C, 5% CO2 przez 3 minuty. Okresowo sprawdzać komórki, stukając w boki kolby, aby zobaczyć, czy komórki się przemieściły.
      4. Wyjąć kolby z inkubatora do hodowli komórkowych i dodać 5 ml pożywki uzupełnionej FBS w celu zneutralizowania trypsyny.
        UWAGA: Nie pozostawiaj komórek w trypsynie dłużej niż to konieczne, ponieważ może to uszkodzić komórki i prowadzić do niskiej żywotności komórek.
      5. Odpipetować zawiesinę wiele razy, aby uzyskać zawiesinę jednokomórkową. Przenieść zawiesinę komórek do stożkowej probówki wirówkowej.
      6. Granulki wirować z prędkością 350 x g przez 3 min.
    4. Umyj komórki trzy razy w 1x PBS.
      1. Ponownie zawiesić komórki w 50 ml sterylnego 1x PBS i umyć komórki, pipetując zawiesinę komórek w górę iw dół. Granulki wirować z prędkością 350 x g przez 3 min.
      2. Odessać supernatant i ponownie zawiesić komórki w 15 ml sterylnego 1x PBS. Umyj komórki, pipetując zawiesinę komory w górę iw dół. Granulki wirować z prędkością 350 x g przez 3 min.
      3. Odessać supernatant i ponownie zawiesić komórki dokładnie w 10 ml sterylnego 1x PBS. Umyć komórki jak w kroku 1.1.4.2 i przenieść niewielką ilość (około 100 μl) zawiesiny komórek do probówki wirówkowej w celu zliczenia. Granulki wirować z prędkością 350 x g przez 3 min.
    5. Określ liczbę komórek za pomocą metody wykluczenia błękitu Trypana za pomocą hemocytometru lub automatycznego licznika komórek. Zawiesić komórki w sterylnym 1x PBS w stężeniu 5 x 106 komórek/ml. Utrzymuj zawiesinę komórek na lodzie.
      UWAGA: Żywotność komórek nowotworowych powinna być równa lub wyższa niż 80%, aby zapewnić powtarzalny wzrost guza.
  2. Inokulacja podskórna
    1. Dokładnie wymieszać zawiesinę komórek i napełnić strzykawkę igłą 26 G 100 μl zawiesiny komórek (5 x 105 komórek) w sterylnym 1x PBS. Powtórzyć mieszanie komórek przed załadowaniem następnej strzykawki.
      UWAGA: Utrzymuj komórki na lodzie przez cały czas trwania zabiegu, aby zachować żywotność.
    2. Odpowiednio unieruchom, zapewniając dostęp do prawego dolnego boku. Zaszczepij mysz podskórnie na ogolonym prawym dolnym boku.
      UWAGA: Upewnij się, że inokulacja nie znajduje się w otrzewnej, lekko unosząc igłę, która powinna być widoczna pod skórą. Po zaszczepieniu pod skórą powinna uformować się grudka przypominająca bąbelki.
    3. Monitoruj myszy zgodnie z obowiązującymi zatwierdzeniami etycznymi i wykonaj resekcję chirurgiczną, gdy guzy urosną do rozmiaru około 50 mm2.

2. Częściowa chirurgiczna resekcja guza

UWAGA: Ten protokół wymaga DWÓCH badaczy; jednego do zabiegów chirurgicznych (CHIRURG), a drugiego do monitorowania myszy (ASSISTANT).

  1. Przygotowanie do zabiegu
    1. W 12 dniu po inokulacji, gdy guzy osiągną rozmiar około 50 mm2, podaj myszom 100 μl (0,1 mg / kg) buprenorfiny s.c. w kark szyi, 30 minut przed zabiegiem.
    2. Ustaw obszar operacyjny za pomocą poduszki rozgrzewającej pokrytej płaszczem stołowym i ustaw stożek nosowy do znieczulenia. Sterylizuj narzędzia chirurgiczne przed użyciem i między każdym zwierzęciem za pomocą sterylizatora kulek termicznych, pozwalając narzędziom ostygnąć przed użyciem. Miej następujący sprzęt chirurgiczny czysty i w zasięgu ręki: chlorheksydyna, wacik, gaza, żel do oczu, dwa zakrzywione kleszcze, nożyczki, aplikator do klipsów, środek do usuwania klipsów, wkłady do klipsów (Rysunek 2A, 2B).
    3. Ogrzej komorę grzewczą do 37 °C i ustaw kolejną poduszkę grzewczą do odzysku (Rysunek 2C). Umieść wysterylizowane narzędzia na sterylnej powierzchni, takiej jak autoklawowane podkładki.
  2. znieczulenie
    1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej i znieczul mysz 4% izofluranem (4% w 100% tlenu przy natężeniu przepływu 1 l/min), aż częstość oddechów zwolni do około 60 oddechów na minutę (1 na sekundę) (zwykle trwa to <1 min).
      UWAGA: Nie zostawiaj myszy w komorze zbyt długo, ponieważ może to doprowadzić do uduszenia i śmierci. Miej tylko jedną mysz pod narkozą na raz.
    2. Przenieś mysz na poduszkę grzewczą na stole operacyjnym, umieść mysz z nosem w stożku nosowym i utrzymuj stan znieczulenia za pomocą 3-4% izofluranu w 100% tlenu przy natężeniu przepływu 0,5 l/min. Monitoruj częstość oddechów, aby upewnić się, że głębokość znieczulenia jest utrzymana.
      UWAGA: ASYSTENT musi monitorować oddech myszy przez cały czas trwania zabiegu, aby zapewnić utrzymanie prawidłowego poziomu znieczulenia. Zmniejsz stężenie środka znieczulającego, jeśli oddech staje się zbyt wolny lub zwiększ stężenie, jeśli głębokość znieczulenia jest zbyt płytka. Jeśli mysz zacznie sapać, wyjmij mysz ze stożka nosowego, zmniejsz stężenie środka znieczulającego i poczekaj, aż oddychanie się unormuje, zanim ponownie umieścisz ją na stożku nosowym.
    3. Wykonaj "test szczypania" i "test odruchu rogówkowego"14, aby upewnić się, że mysz jest w pełni znieczulona przed rozpoczęciem operacji.
      UWAGA: Ruch jakiejkolwiek części myszy wskazuje, że mysz nie jest w pełni znieczulona. Zwierzęciu należy natychmiast podać dodatkowe znieczulenie poprzez zwiększenie stężenia środka znieczulającego.
    4. Zakryj oczy myszy niewielką ilością żelu okulistycznego, aby uniknąć wysuszenia oczu.
  3. Zabieg chirurgiczny (CHIRURG)
    1. Przetrzyj obszar chirurgiczny 3 razy alkoholową chlorheksydyną. Za pomocą kleszczy i nożyczek wykonaj proste nacięcie o długości 1 cm wzdłuż grzbietu, w odległości 3 mm od guza (Rysunek 3A, 3B).
      UWAGA: Standaryzacja nacięcia do 1 cm u każdej myszy (za pomocą linijki) pozwala na równomierną ocenę gojenia się ran między myszami. Umiejscowienie nacięcia w odległości 3 mm od guza pozwala na późniejsze doguzowe leczenie uzupełniające bez wycieku z rany.
    2. Za pomocą pęsety odciągnij powięź i podskórną tkankę tłuszczową między guzem a otrzewną. Guz podskórny jest zwykle przyczepiony do strony skóry.
    3. Otwórz ranę, delikatnie przytrzymując skórę po stronie nośnej guza za pomocą pęsety i "odwróć" guz tak, aby był widoczny na zewnątrz (Rysunek 3C, 3D).
      UWAGA: Odcinek guza, który ma zostać usunięty, powinien znajdować się najbliżej otworu, aby mieć wystarczającą ilość skóry, aby zamknąć ranę. Uważaj, aby nie przeciąć skóry podczas usuwania guza.
    4. Za pomocą nożyczek odetnij torebkę guza od połowy, którą chcesz usunąć, zaczynając od podstawy guza znajdującej się najbliżej otworu.
    5. W przypadku 50% operacji debulk przeciąć w poprzek środka guza. Za pomocą zakrzywionych kleszczy zgarnij część guza, która ma zostać usunięta (50%); Zbierz wszelkie pozostałości z obszaru zdeluzowanego.
    6. W przypadku 75% debulkacji wykonaj 50% debulkację guza, jak w części 2.3.5 powyżej. Następnie przetnij na pół pozostałe 50% guza i zgarnij 25% guza, używając zakrzywionych kleszczy, jak opisano powyżej.
  4. Zamykanie pola operacyjnego
    1. Umieść pozostały guz z powrotem pod skórą i za pomocą kleszczy ściągnij płaty skóry do siebie i wyrównaj skórę wzdłuż rany.
    2. Trzymaj skórę razem w odległości 5 mm od krawędzi rany i użyj klipsów chirurgicznych, aby zamknąć ranę, zaczynając od strony najbliższej kleszczy. Zastosuj tyle klipsów, ile potrzeba, aby upewnić się, że żadna tkanka pod spodem nie jest odsłonięta. Ogólnie rzecz biorąc, stosuje się od trzech do czterech klipsów z odstępami 2 mm między klipsami.
      UWAGA: Jeśli jakiekolwiek klipsy nie są dobrze nałożone, usuń je za pomocą narzędzia do usuwania klipów i zastąp je nowymi.
  5. Odzyskiwanie myszy (ASSISTANT)
    1. Pozwól myszom dojść do siebie, umieszczając je w ciepłej (37 °C) komorze grzewczej.
    2. Umieść klatkę myszy na poduszce grzewczej. Monitoruj myszy w komorze grzewczej, dopóki nie wyzdrowieją ze znieczulenia (obudzą się i będą chodzić), a następnie umieść myszy z powrotem w klatce. Pozostaw klatkę na poduszce grzewczej na kolejne 10 minut, aż myszy staną się bardziej aktywne.
    3. Podawaj myszom mokre i miękkie jedzenie. Monitoruj myszy 1 godzinę po operacji pod kątem rekonwalescencji i upewnij się, że klipsy pozostają na swoim miejscu. Upewnij się, że klatka jest w połowie włączona/do połowy odsunięta od poduszki grzewczej, aby umożliwić zwierzętom samoregulację temperatury bez opieki.
    4. Podaj myszom 0,1 mg/kg buprenorfiny (100 μl podskórnie w kark szyi), 6-8 godzin po zabiegu (pod koniec dnia). Monitoruj myszy wcześnie następnego ranka i ponownie podaj im 0,1 mg/kg buprenorfiny (100 μl podskórnie w kark szyi). W razie potrzeby podawaj więcej mokrej karmy.
    5. Monitoruj myszy codziennie przez następne siedem dni. Klipsy można usunąć po siedmiu dniach za pomocą narzędzia do usuwania klipsów.
  6. Leczenie uzupełniające lub neoadjuwantowe
    1. Leczenie myszy w okresie okołooperacyjnym terapią (neo)adjuwantową w dowolnym momencie, w zależności od interesującego ich leczenia.
    2. Na przykład potraktuj myszy jedną dawką 100 μg anty-CTLA-4 dootrzewnowo (i.p.) w 15 dniu po inokulacji lub trzema dawkami 200 μg anty-PD-1 i.p. w 15, 17 i 19 dniu po inokulacji.
  7. Kontrole eksperymentalne
    1. Korzystając z tego modelu do oceny skutków stanu zapalnego/gojenia się ran, należy rozważyć użycie następujących grup kontrolnych: 1) kontrola bez operacji (leczenie może być nadal podawane donowotworowo); 2) Pozorna kontrola chirurgiczna: Wykonuje się nacięcie chirurgiczne w skórze; Guz jest manipulowany i odsłaniany, ale żadna tkanka nowotworowa nie jest usuwana; Rana jest zamykana klipsami.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wzrost guza do rozmiaru 50 mm2 to idealny rozmiar do częściowego zmniejszenia masy. Niekompletna chirurgiczna resekcja guzów 50 mm2 powoduje 100% (n = 5) powtarzalny odrost guzów przy braku immunoterapii uzupełniającej (Ryc. 4A). Następnie wykorzystaliśmy model do przetestowania immunoterapii adjuwantowych z wykorzystaniem przeciwciał przeciwko cząsteczkom punktów kontrolnych: cytotoksycznemu białku 4 związanym z limfocytami T (CT...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udostępniamy protokół dla mysiego modelu niepełnej chirurgicznej resekcji mięsaka tkanek miękkich w celu przetestowania terapii okołooperacyjnych. Ustandaryzowaliśmy również nacięcie chirurgiczne, aby umożliwić ocenę gojenia się ran między myszami po leczeniu.

Umieszczenie guza jest ważną częścią tego protokołu. Zdecydowaliśmy się na podskórny model guza, aby umożliwić łatwy chirurgiczny dostęp do miejsca guza i podawanie terapii miejscowych przy minimalnym obciążeniu myszy. Ważne jest również...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brak ujawniania informacji.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest wspierana przez granty z Sock it to Sarcoma! Australijskie i Nowozelandzkie Stowarzyszenie Mięsaków, Fundacja Badań nad Białaczką i Rakiem Dzieci oraz Nieustająca Filantropia. WJ jest wspierany przez stypendium Simona Lee i stypendium badawcze z National Health and Medical Research Council oraz Cancer Council WA.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Strzykawka insulinowa 26 gauge 0,5 mlBecton Dickinson, Australia326769Brak
2-merkaptoetanolLife Technologies Australia Pty Ltd21985023Brak Maszyna
gazów anestetycznychDarvall Vet, AustraliaSKU: 2848Brak
Anti-CTLA-4BioXcell, Stany ZjednoczoneBE0164Brak
Anti-PD-1BioXcell, Stany ZjednoczoneBP0273Brak
Chlorowodorek buprenorfiny do wstrzykiwań, 0,3 mg/mlRB healthcare UK Limited, Wielka Brytania55175Zamówienie na receptę
Peeling chirurgiczny z chlorheksydyną 4%Perigo Australia, AustraliaCHL01449F(peelingBrak
Surowica bydlęcapłodu CellSera, AustraliaAU-FBS-PGBrak
Kleszcze Fine 10,5 cmDom chirurgiczny, AustraliaZachodniaCC74110Brak
Kleszcze Cienkie 12 cm ZąbkowanyDom chirurgiczny, Australia ZachodniaCC74212Brak
Kleszcze Halsted 14 cmDom chirurgiczny, Australia ZachodniaCD01114Brak
Komora grzewczaDatesand Ltd, Wielka BrytaniaMini-ThermacageBrak
HEPES (1M)Life Technologies Australia Pty Ltd15630080Brak
IzofluranHenry Schein Animal Health, AustraliaSKU: 29405Zamówienie na receptę
Maść nawilżająca do oczuAlconn/aBrak
Penicylina/streptomycyna 1000XLife Technologies Australia Pty Ltd15140122Brak
Roztwór buforowany fosforanem 10xLife Technologies Australia Pty Ltd70013-032Brak
Reflex 7mm KlipsyZdolne naukowy, AustraliaAS59038Brak
Aplikator do spinek do ran Reflex 7 mmAble scientific, AustraliaAS59036Brak
Odruchowy środek do usuwania klipsów do ranAble scientific, AustraliaAS59037Brak
Obwód oddechowy znieczulenia dla gryzoni QubeDarvall Vet, Australia#7885Brak
Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium + L-glutaminaLife Technologies Australia Pty Ltd21870092Brak
Nożyczki Iris STR 11 cmDom chirurgiczny, Australia ZachodniaKF3211Brak
Nożyczki Iris STR 9 cmDom chirurgiczny, Australia ZachodniaJH4209Brak
Mała komora indukcyjnaDarvall Vet, AustraliaSKU: 9630Brak
TrypLE express 1xLife Technologies Australia Pty Ltd12604-021Brak
Germinator 500 Sterylizator z kulkami szklanymiCellpoint Scientific Inc., USA5-1460-DK
do

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Orosco, R. K., et al. Positive Surgical Margins in the 10 Most Common Solid Cancers. Scientific Reports. 8 (1), 5686(2018).
  2. Haas, R. L., et al. Perioperative Management of Extremity Soft Tissue Sarcomas. Journal of Clinical Oncology. 36 (2), 118-124 (2018).
  3. Brennan, M. F., Antonescu, C. R., Moraco, N., Singer, S. Lessons learned from the study of 10,000 patients with soft tissue sarcoma. Annals of Surgery. 260 (3), 416-421 (2014).
  4. Smith, H. G., et al. Patterns of disease relapse in primary extremity soft-tissue sarcoma. British Journal of Surgery. 103 (11), 1487-1496 (2016).
  5. Uramoto, H., Tanaka, F. Recurrence after surgery in patients with NSCLC. Translational Lung Cancer Research. 3 (4), 242-249 (2014).
  6. Stojadinovic, A., et al. Analysis of the prognostic significance of microscopic margins in 2,084 localized primary adult soft tissue sarcomas. Annals of Surgery. 235 (3), 424-434 (2002).
  7. Krall, J. A., et al. The systemic response to surgery triggers the outgrowth of distant immune-controlled tumors in mouse models of dormancy. Science Translational Medicine. 10 (436), (2018).
  8. Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. H. Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity. Journal for ImmunoTherapy of Cancer. 6 (1), 86(2018).
  9. Predina, J. D., et al. Characterization of surgical models of postoperative tumor recurrence for preclinical adjuvant therapy assessment. American Journal of Translational Research. 4 (2), 206-218 (2012).
  10. Talmadge, J. E., Singh, R. K., Fidler, I. J., Raz, A. Murine models to evaluate novel and conventional therapeutic strategies for cancer. American Journal of Pathology. 170 (3), 793-804 (2007).
  11. Khong, A., et al. The efficacy of tumor debulking surgery is improved by adjuvant immunotherapy using imiquimod and anti-CD40. BMC Cancer. 14, 969(2014).
  12. Broomfield, S., et al. Partial, but not complete, tumor-debulking surgery promotes protective antitumor memory when combined with chemotherapy and adjuvant immunotherapy. Cancer Research. 65 (17), 7580-7584 (2005).
  13. Predina, J. D., et al. A positive-margin resection model recreates the postsurgical tumor microenvironment and is a reliable model for adjuvant therapy evaluation. Cancer Biology & Therapy. 13 (9), 745-755 (2012).
  14. Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).
  15. Overwijk, W. W., Restifo, N. P. B16 as a mouse model for human melanoma. Current Protocols in Immunology. , Chapter 20, Unit 20-21 (2001).
  16. Predina, J., et al. Changes in the local tumor microenvironment in recurrent cancers may explain the failure of vaccines after surgery. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (5), E415-E424 (2013).
  17. Endo, M., Lin, P. P. Surgical margins in the management of extremity soft tissue sarcoma. Chinese Clinical Oncology. 7 (4), 37(2018).
  18. Liu, J., et al. Improved Efficacy of Neoadjuvant Compared to Adjuvant Immunotherapy to Eradicate Metastatic Disease. Cancer Discovery. 6 (12), 1382-1399 (2016).
  19. Park, C. G., et al. Extended release of perioperative immunotherapy prevents tumor recurrence and eliminates metastases. Science Translational Medicine. 10 (433), (2018).
  20. Tai, L. H., et al. A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of postoperative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies. Journal of Visualized Experiments. (85), e51253(2014).
  21. Gast, C. E., Shaw, A. K., Wong, M. H., Coussens, L. M. Surgical Procedures and Methodology for a Preclinical Murine Model of De Novo Mammary Cancer Metastasis. Journal of Visualized Experiments. (125), (2017).
  22. Qiu, W., Su, G. H. Development of orthotopic pancreatic tumor mouse models. Methods in Molecular Biology. 980, 215-223 (2013).
  23. Erstad, D. J., et al. Orthotopic and heterotopic murine models of pancreatic cancer and their different responses to FOLFIRINOX chemotherapy. Disease Models & Mechanisms. 11 (7), (2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Soft Tissue SarcomaMouse ModelIncomplete ResectionTumor DebulkingWound HealingAdjuvant TherapyCheckpoint BlockadeAnti CTLA 4Anti PD 1Flow Cytometry

Related Articles