Adaptacyjne kątowe podejście stereotaktyczne dla wszechstronnych technik neurobiologicznych

Podsumowanie

Opisana tutaj jest procedura stereotaktyczna, która może celować w trudne i trudno dostępne obszary mózgu (ze względu na ograniczenia przestrzenne) przy użyciu kątowego podejścia koronalnego. Protokół ten można dostosować zarówno do modeli mysich, jak i szczurzych i może być stosowany do różnych zastosowań neuronaukowych, w tym implantacji kaniuli i mikroiniekcji konstruktów wirusowych.

Streszczenie

Chirurgia stereotaktyczna jest niezbędnym narzędziem w nowoczesnym laboratorium neurologicznym. Jednak zdolność do precyzyjnego i dokładnego celowania w trudno dostępne obszary mózgu nadal stanowi wyzwanie, szczególnie w przypadku celowania w struktury mózgu wzdłuż linii środkowej. Wyzwania te obejmują unikanie zatoki strzałkowej górnej i trzeciej komory oraz zdolność do konsekwentnego celowania w selektywne i dyskretne jądra mózgu. Ponadto bardziej zaawansowane techniki neurobiologiczne (np. optogenetyka, fotometria włókien i obrazowanie dwufotonowe) polegają na ukierunkowanym wszczepianiu znacznego sprzętu do mózgu, a częstą przeszkodą są ograniczenia przestrzenne. Przedstawiono tutaj modyfikowalny protokół stereotaktycznego celowania w struktury mózgu gryzoni przy użyciu kątowego podejścia koronalnego. Można go dostosować do 1) modeli mysich lub szczurzych, 2) różnych technik neurobiologicznych i 3) wielu regionów mózgu. Jako reprezentatywny przykład obejmuje obliczenie współrzędnych stereotaktycznych do celowania w jądro brzuszno-przyśrodkowe myszy podwzgórza (VMN) w eksperymencie hamowania optogenetycznego. Procedura ta rozpoczyna się od obustronnego mikrowstrzyknięcia wirusa związanego z adenowirusem (AAV) kodującego światłoczuły kanał chlorkowy (SwiChR++) do modelu myszy zależnego od Cre, a następnie od obustronnej implantacji kaniul światłowodowych pod kątem. Korzystając z tego podejścia, odkrycia pokazują, że aktywacja podzbioru neuronów VMN jest wymagana do nienaruszonej odpowiedzi przeciwregulacyjnej glukozy na hipoglikemię wywołaną insuliną.

Wprowadzenie

Neuronalna kontrola zachowania, odżywiania i metabolizmu obejmuje koordynację wysoce złożonych, integracyjnych i nadmiarowych obwodów nerwowych. Głównym celem dziedziny neuronauki jest analiza związku między strukturą a funkcją obwodów neuronalnych. Chociaż klasyczne narzędzia neurobiologiczne (tj. zmiany chorobowe, miejscowe zastrzyki farmakologiczne i stymulacja elektryczna) odkryły istotną wiedzę na temat roli określonych regionów mózgu, które kontrolują zachowanie i metabolizm, narzędzia te są ograniczone przez brak swoistości i odwracalności¹.

Ostatnie postępy w dziedzinie neuronauki znacznie poprawiły zdolność do badania i manipulowania funkcją obwodu w sposób specyficzny dla typu komórki z wysoką rozdzielczością czasoprzestrzenną. Podejścia Optogenetic² i chemogenetic³ pozwalają na szybką i odwracalną manipulację aktywnością w genetycznie zdefiniowanych typach komórek swobodnie poruszających się zwierząt. Optogenetyka polega na wykorzystaniu światłoczułych kanałów jonowych, zwanych rodopsynami kanałowymi, do kontrolowania aktywności neuronalnej. Kluczem do tej techniki jest dostarczanie genów rodopsyny kanałowej i źródła światła do aktywacji opsyny. Powszechną strategią dostarczania genów jest połączenie 1) genetycznie zmodyfikowanych myszy wykazujących ekspresję rekombinazy Cre w dyskretnych neuronach oraz 2) zależnych od Cre wektorów wirusowych kodujących rodopsynę kanałową.

Podczas gdy optogenetyka dostarcza eleganckiego, bardzo precyzyjnego środka do kontrolowania aktywności neuronalnej, metoda ta jest uzależniona od udanego stereotaktycznego mikrowstrzykiwania wektora wirusowego i umieszczenia światłowodu w określonym obszarze mózgu. Chociaż procedury stereotaktyczne są powszechne w nowoczesnych laboratoriach neurologicznych (i istnieje kilka doskonałych protokołów opisujących tę procedurę)^4,5,6, będąc w stanie konsekwentnie i powtarzalnie celować w dyskretne obszary mózgu wzdłuż linii środkowej (tj. podwzgórze przyśrodkowe, obszar mózgu krytyczny dla regulacji funkcji homeostatycznych⁷) wiąże się z dodatkowymi wyzwaniami. Wyzwania te obejmują unikanie zatoki strzałkowej górnej, trzeciej komory i sąsiednich jąder podwzgórza. Ponadto istnieją znaczne ograniczenia przestrzenne związane z obustronnym wszczepianiem sprzętu, który jest wymagany do badań nad inhibicją. Mając na uwadze te wyzwania, niniejszy protokół przedstawia modyfikowalną procedurę celowania w dyskretne obszary mózgu za pomocą kątowego podejścia stereotaktycznego.

Protokół

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone zgodnie z National Institutes of Health, Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt oraz zostały zatwierdzone zarówno przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) oraz Environmental Health and Safety na Uniwersytecie Waszyngtońskim.

1. Obliczanie współrzędnych kątowych

1. Korzystając z koronalnego atlasu mózgu, zaznacz trójkąt prostokątny tak, aby przeciwprostokątna przechodziła przez docelowy obszar zainteresowania. W reprezentatywnym przykładzie (Rysunek 1) jądro brzuszno-przyśrodkowe podwzgórza (VMN) jest skierowane pod kątem 15° od czołowej linii środkowej.
   UWAGA: Umiejscowienie osi obrotu przedstawione na rysunku Rysunek 1 (a więc długość boku C) jest dowolne i może być modyfikowane tak, aby celować w dowolny obszar mózgu. Chociaż może się to wydawać sprzeczne z intuicją, późniejsze kroki w protokole dostosują pozycję głowy w osi z tak, aby punkt ten pokrywał się ze stereotaktycznym środkiem obrotu (patrz sekcja 6). Zaleca się jednak, aby nie przekraczać kąta obrotu korony wynoszącego 15° ze względu na fizyczne ograniczenia aparatu do mocowania głowy.
2. Ustal żądany kąt (a) i szacowaną długość boku B i użyj trygonometrii, aby obliczyć długość boków A i C. Ten krok jest ważny dla prawidłowego ustawienia głowy podczas rotacji.
   UWAGA: W przykładzie w Rysunek 1, linie siatki atlasu są używane do przybliżenia długości boku B, co daje długość 7,576 mm. Informacje te służą do obliczenia długości boku A:
   
   W tym przykładzie 2,03 mm oznacza odległość R/L od linii środkowej, przy której kaniula światłowodowa wchodzi do mózgu, gdy głowa jest obrócona o 15°.
   1. Opcjonalnie oblicz długość boku C, aby w przybliżeniu określić współrzędną D/V:
      
      UWAGA: 1) Długość przeciwprostokątnej (C) nie reprezentuje głębokości wstrzyknięcia, ale będzie pomocna w określeniu współrzędnej D/V, która może wymagać dostosowania w celu dostosowania do zwiększonej długości w porównaniu ze stroną B dla wstrzyknięć prostych. Dlatego zaleca się wykonywanie iniekcji testowych w celu optymalizacji współrzędnych D/V. 2) W tym przykładzie ukierunkowanym na VMN uzyskuje się dwa zestawy współrzędnych: jeden dla mikroiniekcji, która jest niekątowa (A/P = -1,4, R/L = 0,4 pod kątem 0°, D/V = -5,7) i jeden dla implantacji światłowodowej pod kątem (A/P = -1,4, R/L = 0,0 pod kątem 15°, D/V = -5,4).

2. Przygotowanie stereotaxu do procedury kątowej

1. Upewnij się, że ramka stereotaktyczna i mikromanipulator zostały skalibrowane (pełny protokół znajduje się w instrukcji Kopfa).
2. Umieść środkowy miernik wysokości w gnieździe podstawy uchwytu głowicy.
3. Zamocuj lunetę centrującą w uchwycie narzędziowym, a następnie spójrz w dół lunety. Dostosuj położenie mikromanipulatora, aż krzyż nitkowy zostanie wyrównany i skupiony na krzyżyku miernika.
   UWAGA: Na tym etapie luneta jest ustawiana w płaszczyźnie ogniskowej środka obrotu uchwytu głowy. Po ustaleniu mikromanipulatora nie należy przesuwać podczas pozostałych kroków.
4. Umieść nauszniki w uchwytach i wyśrodkuj je tak, aby linie wskaźnika po obu stronach znajdowały się na 0 (Rysunek 3A).
5. Użyj pokręteł przyśrodkowo-bocznych i przednio-tylnych na uchwycie głowy (Rysunek 2), aby wyśrodkować pręty nauszne w płaszczyznach x i y powyżej krzyża celownika środkowego wysokościomierza (Rysunek 3A).
6. Aby wyrównać pozycję nausznika w osi z, zdejmij nauszniki z uchwytu i wyjmij środkowy miernik wysokości. Wymień nauszniki i wyśrodkuj je ponownie na 0.
7. Spójrz w dół lunety. Użyj odpowiednio pokrętła przesuwu pionowego (Rysunek 3B) i pokrętła pochylenia koronalnego, aby opuścić i obrócić listwy uszne, aż krzyż nitkowy lunety pozostanie wyśrodkowany między listwami usznymi podczas obrotu koronalnego.
8. Stereotax jest teraz skalibrowany i gotowy. Nie dokonuj żadnych dalszych regulacji położenia uchwytu głowy.

3. Przygotowanie materiałów do iniekcji/implantacji

1. Upewnij się, że wszystkie narzędzia, narzędzia chirurgiczne i materiały są wysterylizowane i umieszczone w sterylnym polu operacyjnym obok stereotaxa.
2. Obchodzenie się z konstruktami wirusowymi i ich przechowywanie zgodnie z ich poziomem bezpieczeństwa biologicznego i odpowiednimi wymogami regulacyjnymi dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego.
3. Pobrać wirusa do strzykawki, zwracając uwagę na stosowanie właściwych metod obchodzenia się z wirusem i stosowania środków ochrony osobistej.

4. Znieczulenie

1. Zapisz masę ciała myszy przed zabiegiem.
2. Głęboko znieczulij mysz za pomocą izofluranu.
3. Upewnij się, że mysz jest głęboko znieczulona, wykonując test szczypania palców u stóp, aż reakcja wzdrygania się zniknie. Jeśli zwierzę nadal wykazuje silne odruchy, zwiększ stężenie i/lub czas trwania znieczulenia.
4. Nałóż maść do oczu na każde oko, aby było wilgotne podczas zabiegu.
5. Ogol skórę głowy od tyłu uszu do tuż za oczami za maszynką do strzyżenia włosów.
6. Zaopatrz mysz w środek przeciwbólowy zatwierdzony przez IACUC.
7. Stale monitoruj zwierzę przez cały zabieg chirurgiczny i zapewnij wsparcie termiczne.

5. Zabieg chirurgiczny

1. Umieść głowę w uchwycie głowy, umieszczając górne siekacze w szczelinie w drążku gryzowym, upewniając się, że język znajduje się poniżej pręta zgryzowego.
2. Zabezpiecz głowę w nausznikach, delikatnie wkładając je do zewnętrznego przewodu słuchowego, upewniając się, że nauszniki są rozmieszczone symetrycznie (zwykle od trzech do czterech w przypadku dorosłej myszy). Ten krok ma kluczowe znaczenie, aby upewnić się, że głowa jest stabilna i wyśrodkowana do obrotu.
3. Aseptycznie przygotuj ogolone miejsce nacięcia za pomocą trzech naprzemiennych peelingów z betadyny i wacików nasączonych alkoholem lub za pomocą alternatywnego, zatwierdzonego przez instytucję przygotowania miejsca operacji.
4. Umieść serwetę chirurgiczną na zwierzęciu, aby utrzymać sterylne pole operacyjne i zmniejszyć ryzyko infekcji pooperacyjnej.
5. Odsłoń czaszkę, wykonując nacięcie wzdłuż strzałkowej linii środkowej skóry głowy. Delikatnie zeskrob powierzchnię czaszki, aby usunąć powięź i odsłonić szwy.
   UWAGA: Jeśli linie szwów są trudne do uwidocznienia, nadtlenek wodoru można nałożyć na czaszkę za pomocą sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką, aby poprawić wizualizację szwów.
6. Umieść lunetę centrującą w uchwycie i wyśrodkuj krzyż nitkowy na bregmie (Rysunek 4, lewy panel). Wyzeruj mikromanipulator.
7. Przesuń krzyż nitkowy doogonowo do lambda, zwracając uwagę na odległość bregma-lambda (B-L).
   UWAGA: Jeśli linie szwów nie przebiegają wzdłuż linii środkowej, zaleca się ustalenie linii środkowej za pomocą "linii najlepszego dopasowania" zarówno przez bregmę, jak i lambdę. Jeśli jednak postępuje się zgodnie z powyższymi krokami, początkowe umieszczenie siatki celowniczej lunety powinno znajdować się w połowie odległości między prętami usznymi i być ściśle zbliżone do szwu pośrodkowego B-L.
8. Jeśli odległość B-L jest znacznie mniejsza lub większa niż 4.21 mm, stopniowo dostosuj przypisaną bregmę, aby uzyskać odległość B-L 4.21 mm ± 0.2 mm.
9. Zastąp lunetę centrującą wskaźnikiem wyrównania. Umieść sondy na lambdzie i bregmie i wyreguluj pokrętło nachylenia grzbietowego na uchwycie głowy, aby wypoziomować w płaszczyźnie strzałkowej (nos skierowany w górę lub w dół), a następnie użyj lunety centrującej, aby ponownie przypisać bregmę.
10. Użyj wskaźnika wyrównania, aby wypoziomować płaszczyznę koronalną za pomocą pokrętła nachylenia korony. Mierz w wielu punktach na osi rostralnej/ogonowej, aby uwzględnić deformacje powierzchni czaszki.
11. Zwróć uwagę na pozycję na tarczy pokrętła pochylenia koronalnego, ponieważ jest to pozycja obrotu 0°.

6. Wyrównywanie centralnych osi obrotu dla współrzędnych kątowych

1. Zamocuj zakres centrowania w uchwycie narzędziowym i ustaw mikromanipulator w obliczonej współrzędnej z rozdziału 1. Należy zauważyć, że współrzędna R/L dla implantacji pod kątem odpowiada długości boku A.
   1. W przykładzie w Rysunek 1, współrzędne kątowe dla umieszczenia światłowodu celującego w VMN to (A/P = -1,4, R/L = [2,03] przy rotacji koronalnej 0°, [0,00] przy rotacji koronalnej 15°, D/V = -5,4).
2. Patrząc w dół lunety i zaznacz tę współrzędną (R/L 2,03 mm od linii środkowej zgodnie z przykładem VMN; Rysunek 4, środkowy panel). Ten znak reprezentuje punkt, w którym kaniula wejdzie do mózgu po obróceniu głowy.
3. Ustaw mikromanipulator nad linią środkową (R/L = 0,00). Użyj pokrętła nachylenia korony, aby obrócić głowę do kąta obliczonego w sekcji 1.
   1. Jeśli celownik lunety pokrywa się już ze znakiem, przejdź do sekcji 7.
   2. Jeśli krzyżyk celownika lunety nie pokrywa się ze znacznikiem odniesienia, wyreguluj pozycję głowicy w osi z za pomocą pokrętła przesunięcia w pionie (Rysunek 2), aż krzyżyk zrówna się jak najbliżej znaku.
4. Obróć głowę z powrotem do pozycji czołowej 0°. Jeśli przesunięcie w pionie zostało dostosowane w kroku 6.3, ponownie przypisz bregmę za pomocą lunety centrującej.
5. Powtarzaj kroki 6.3 i 6.4, aż krzyż nitkowy będzie konsekwentnie uderzał w znacznik odniesienia, gdy głowica zostanie obrócona (Rysunek 4C).
6. W tym momencie dowolny punkt obrotu ustalony w sekcji 1 powinien być teraz wyrównany ze stereotaktycznym środkiem obrotu.

7. Mikroiniekcja

1. Umieść wiertło stereotaktyczne w uchwycie i manewruj mikromanipulatorem do pierwszej współrzędnej iniekcji.
   1. Zgodnie z przykładem celowania w VMN, wiercić przy A/P = -1,4 i R/L = 0,4, gdy głowica jest wypoziomowana.
2. Opuść wiertło, aż wiertło znajdzie się tuż nad czaszką. Włącz wiertło i delikatnie opuść, aż wiertło właśnie przewierci czaszkę (nie oponę twardą).
3. Powtórzyć tę czynność dla miejsca wstrzyknięcia po przeciwnej stronie.
4. Użyj sterylnego wkrętaka do igły, aby wprowadzić zgięcie pod kątem 90° do igły 27-30G (np. sterylnej strzykawki insulinowej o pojemności 0,5 ml) i użyj wygiętej igły, aby delikatnie przebić oponę twardą.
5. UWAGA: Jeśli wystąpi krwawienie, uciskaj sterylnym aplikatorem z bawełnianą końcówką i czyść sterylną wodą, aż krwawienie ustanie.
6. Gdy jest gotowa do wstrzyknięcia, ostrożnie umieścić napełnioną strzykawkę Hamiltona w uchwycie stereotaktycznym.
   UWAGA: Współrzędne na mikromanipulatorze nie mają już zastosowania po przełączeniu na nowe narzędzie. Użyj środka otworu zadziorów jako nowego celu do wstrzyknięcia.
7. Ostrożnie umieść igłę nad otworem na zadziory.
8. Opuść igłę, aż lekko dotknie opony twardej w środku otworu zadziorów. KRYTYCZNE: Wyzeruj mikromanipulator tylko w osi z, tak aby współrzędne na mikromanipulatorze dla stereotaktycznego centrowania lunety i wiertła zostały zachowane.
9. Powoli opuść igłę do mózgu, uważnie obserwując, czy igła nie odchyla się od krawędzi otworu zadziorów. Kontynuować obniżanie do 0,05 mm brzusznie do współrzędnej D/V iniekcji i odczekać 1 minutę. Ten dodatkowy krok tworzy małą "kieszeń", aby zminimalizować cofanie się wirusa podczas usuwania igły.
10. Powoli podnieść igłę do współrzędnej D/V i rozpocząć wstrzykiwanie.
    UWAGA: Natężenie przepływu i objętość będą się różnić w zależności od regionu docelowego i projektu eksperymentalnego. W celu optogenetycznego wyciszenia neuronów VMN pożądane jest wystarczające pokrycie, dlatego wstrzykuje się 200 nL wirusa z szybkością 1 nL/s.
11. Po mikrowstrzyknięciu należy odczekać 10 minut w miejscu wstrzyknięcia, aby zminimalizować wypływ wirusa podczas odstawienia.
12. Powoli wyjmować mikropipetę z mózgu z prędkością około 1 mm/min.
13. Gdy igła znajdzie się w odległości od czaszki, wyrzuć niewielką objętość wirusa, aby upewnić się, że igła nie została zatkana krwią lub tkanką. Użyj sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką, aby usunąć wirusa przed kontynuowaniem.
14. Powtórz kroki 7.6–7.12 dla strony przeciwnej.
15. Uszczelnij otwory w zadziorach mikroiniekcji woskiem kostnym, aby poprawić gojenie (Rysunek 5B).

8. Implantacja światłowodu

UWAGA: Po wstrzyknięciu wirusa, obustronne kaniule światłowodowe są wszczepiane pod kątem obliczonym na sekcję 1. Odnotuj, że współrzędne te powinny być już zaznaczone na czaszce z punktu 6.

1. Powtórz kroki od 7.1 do 7.4 dla współrzędnych ustawionych pod kątem.
2. Ustaw głowicę w pozycji 0°.
3. Następnie za pomocą wiertarki ręcznej wykonaj cztery dodatkowe otwory na kostne: dwa powinny być umieszczone z przodu, a dwa z tyłu (Rysunek 5A). Będą one służyć jako kotwice do mocowania światłowodów do czaszki (Rysunek 5D).
   UWAGA: Upewnij się, że otwory są rozmieszczone wystarczająco daleko od kątowych otworów zadziorów współrzędnych, aby pomieścić część okucia światłowodu, która znajduje się nad czaszką.
4. Tak delikatnie, jak to możliwe, użyj małego płaskiego śrubokręta, aby ustawić kostne tak, aby mocno przylegały do czaszki, ale nie przebijały mózgu.
5. Zaciśnij kaniulę światłowodową w uchwycie kaniuli i umieść ją w uchwycie stereotaktycznym.
6. Obróć głowicę do obliczonego kąta, zwracając ponownie uwagę, że współrzędne na mikromanipulatorze nie mają zastosowania do nowego narzędzia. Użyj środka ustawionych pod kątem otworów zadziorów jako celu implantacji.
7. Opuść światłowód, aż dotknie opony twardej w środku otworu zadziorów (Rysunek 5C). Wyzeruj mikromanipulator w osi z, a następnie powoli zwolnij światłowód do współrzędnej kątowej D/V (-5,4 na przykładzie VMN).
8. Użyj żelu cyjanoakrylowego, aby połączyć tuleję światłowodową ze kotwiącymi ipsilateral, a następnie nałóż akcelerator z końcówką mikropipety (Rysunek 5D).
9. Gdy żel cyjanoakrylowy całkowicie stwardnieje, delikatnie poluzuj uchwyt kaniuli i podnieś, aż odejdzie od tulejki światłowodowej.
10. Powtórz kroki 8.5–8.9 dla przeciwległej współrzędnej kątowej, a następnie wypoziomuj głowę. Dla dodatkowego bezpieczeństwa wykonaj dodatkowe połączenie między dwiema kątowymi kaniulami światłowodowymi za pomocą żelu cyjanoakrylowego i akceleratora ( Rysunek 5D).
11. Przygotuj niewielką, stosunkowo rzadką ilość cementu dentystycznego. Nakładaj na powierzchnię czaszki, upewniając się, że dokładnie zakryłeś kotwiące i podstawę kaniul światłowodowych. Pozostaw wystarczającą ilość tulejki w czystości do późniejszego połączenia z światłowodowymi.
12. Gdy cement całkowicie wyschnie, wyjmij mysz z aparatu stereotaktycznego
.
13. Umieść mysz w klatce regeneracyjnej ze wsparciem termicznym. Pozwól mu się zregenerować i przenieść do klatki domowej, gdy wydaje się czujny, mobilny i pielęgnuje.

9. Opieka pooperacyjna

1. Monitoruj zwierzęta codziennie przez 3 dni po operacji pod kątem zachowania, postawy, aktywności i pielęgnacji oraz prowadź rejestry spożycia pokarmu i masy ciała.
2. Jeśli zwierzęta wykazują jakiekolwiek ogólne oznaki bólu lub złego stanu zdrowia, skonsultuj się z weterynarzem.
3. Daj myszom co najmniej 2 tygodnie na regenerację i ekspresję wirusa przed rozpoczęciem badań behawioralnych.

10. Optogenetyka

1. Aby uzyskać informacje na temat wyników badań optogenetycznych, zapoznaj się z Sidor et al.⁸.
2. Walidacja ekspresji wirusa i rozmieszczenia błonnika po zakończeniu badań.

Wyniki

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną do przeprowadzenia badań optogenetycznych w celu zbadania roli neuronów VMN w kontroli glikemii⁹. Pierwszym zastosowaniem było standardowe (niekątowe) podejście stereotaktyczne do obustronnego mikrowstrzykiwania wirusa hamującej rodopsyny kanałowej do VMN. Podczas gdy podejście kątowe byłoby również odpowiednie, podejście standardowe (niekątowe) zostało wybrane, ponieważ jest wystarczające do ukierunkowania na obszar mózgu zainteresowania i jest łatwym, ...

Dyskusja

Ostatnie postępy w neurobiologii pomogły w zaawansowanym wglądzie i zrozumieniu aktywności i funkcji obwodów neurologicznych mózgu. Obejmuje to zastosowanie technologii optogenetycznych i chemogenetycznych do aktywacji lub wyciszenia dyskretnych populacji neuronów i ich miejsc projekcji in vivo. Ostatnio obejmowało to opracowanie genetycznie kodowanych wskaźników wapnia (np. GCaMP, RCaMP) i innych biosensorów fluorometrycznych (np. dopaminy, noradrenaliny) do rejestrowania in vivo aktywności neuronalnej w określonym typi...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Kaniule światłowodowe	Soczewki Doric MFC_200	/230-0.57_###_MF1.25_FLT	Konfigurowalny
system wyrównywania stereotaktycznego Kopf Model 1900	Kopf	Model 1900
Kopf Model 1900-51 Centralny miernik wysokości	Kopf	Model 1900-51
Kopf Model 1905 Wskaźnik wyrównania	Kopf	Model 1905
Kopf Model 1911 Wiertarka stereotaktyczna	Kopf	Model 1911
Kopf Model 1915 Luneta centrująca	Kopf	Model 1915
Kopf Model 1922 60-stopniowe nauszniki bez pękania	Kopf	Model 1922
Mysz Uchwyt na głowę do znieczulenia gazem	Kopf	Model 1923-B
Kopf Model 1940 Mikromanipulator	Kopf	Model 1940
Micro4 System mikroiniekcji	World Precision Instruments	-
kostne myszy	Tworzywa sztuczne Jeden	00-96 X 1/16
Stereotaktyczny uchwyt kaniuli, skuwka 1,25 mm	Thor Labs	XCL
	Punkt komórkowy Scientific	Idealne mikrowiertło