Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model nakłucia ulotki zastawki mitralnej pod kontrolą obrazu kontrolowanego przeciążenia objętości z powodu niedomykalności zastawki mitralnej u szczura

6.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61029

⸱

19 maja 2020

 ,  ,  , 
1Structural Heart Research and Innovation Laboratory, Carlyle Fraser Heart Center, Emory University Hospital Midtown, 2Division of Cardiothoracic Surgery, Joseph P. Whitehead Department of Surgery, Emory University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Zgłaszany jest model gryzoni z przeciążeniem objętości lewego serca spowodowanym niedomykalnością zastawki mitralnej. Niedomykalność zastawki mitralnej o kontrolowanym nasileniu jest indukowana przez wprowadzenie igły o określonych wymiarach do przedniego płatka zastawki mitralnej, w bijącym sercu, pod kontrolą ultrasonograficzną.

Streszczenie

Niedomykalność zastawki mitralnej (MR) jest powszechnie rozpowszechnionym uszkodzeniem zastawki serca, które powoduje przebudowę serca i prowadzi do zastoinowej niewydolności serca. Chociaż ryzyko nieskorygowanego rezonansu magnetycznego i jego złego rokowania jest znane, podłużne zmiany w funkcji, strukturze i przebudowie serca nie są w pełni poznane. Ta luka w wiedzy ograniczyła naszą wiedzę na temat optymalnego czasu korekcji MR oraz korzyści, jakie wczesna i późna korekcja MR może przynieść lewej komorze. Aby zbadać mechanizmy molekularne, które leżą u podstaw przebudowy lewej komory w warunkach rezonansu magnetycznego, niezbędne są modele zwierzęce. Tradycyjnie, model przetoki aortalno-kawalerowej był używany do wywoływania przeciążenia objętościowego, które różni się od klinicznie istotnych zmian, takich jak MR. MR reprezentuje stresor hemodynamiczny przeciążenia objętością pod niskim ciśnieniem, który wymaga modeli zwierzęcych naśladujących ten stan. W niniejszym artykule opisujemy model ciężkiego MR u gryzoni, w którym przednia ulotka zastawki mitralnej szczura jest perforowana igłą 23G, w bijącym sercu, pod kontrolą obrazu echokardiograficznego. Nasilenie MR jest oceniane i potwierdzane za pomocą echokardiografii, a także zgłaszana jest odtwarzalność modelu.

Wprowadzenie

Niedomykalność zastawki mitralnej (MR) jest częstym uszkodzeniem zastawki serca, diagnozowanym u 1,7% ogólnej populacji USA i u 9% populacji osób starszych powyżej 65 roku życia1. W tej zmianie zastawki serca nieprawidłowe zamknięcie płatków zastawki mitralnej w skurczu powoduje cofanie się krwi z lewej komory do lewego przedsionka. MR może wystąpić z powodu różnych etiologii; jednak pierwotne zmiany zastawki mitralnej (pierwotne MR) są diagnozowane i leczone częściej w porównaniu z wtórnymi MR2. Izolowany pierwotny MR jest często wynikiem zwyrodnienia śluzowatego zastawki mitralnej, co skutkuje wydłużeniem listków lub strun ścięgnistych lub pęknięciem niektórych strun, z których wszystkie przyczyniają się do utraty skurczowej koaptacji zastawki.

MR wynikające z takich zmian w zastawce zwiększa objętość krwi wypełniającej lewą komorę w każdym uderzeniu serca, zwiększając końcowe naprężenie ściany rozkurczowej i dostarczając stresora hemodynamicznego, który pobudza adaptację i przebudowę serca. Przebudowa serca w tej zmianie często charakteryzuje się znacznym powiększeniem komory3,4, łagodny przerost ścian, z zachowaną funkcją skurczu przez dłuższy czas. Ponieważ frakcja wyrzutowa jest często zachowana, korekcja MR za pomocą środków chirurgicznych lub przezcewnikowych jest często opóźniona, do momentu wystąpienia objawów, takich jak duszność, niewydolność serca i zaburzenia rytmu serca. Jednak nieskorygowany rezonans magnetyczny wiąże się z wysokim ryzykiem wystąpienia zdarzeń niepożądanych związanych z sercem, chociaż obecnie wiedza na temat zmian ultrastrukturalnych leżących u podstaw tych zdarzeń jest nieznana.

Zwierzęce modele MR dostarczają cennego modelu do badania takich ultrastrukturalnych zmian w sercu i badania podłużnego postępu choroby. Wcześniej naukowcy indukowali MR u dużych zwierząt, w tym świń, psów i owiec, tworząc zewnętrzną zastawkę komorowo-przedsionkową5, wewnątrzsercowe pęknięcie struny6, lub perforacja ulotki7. Podczas gdy techniki chirurgiczne są łatwiejsze u dużych zwierząt, badania te ograniczały się do podprzewlekłej obserwacji na małej próbie, ze względu na wysokie koszty przeprowadzenia takich badań na dużych zwierzętach. Co więcej, analiza molekularna tkanek z tych modeli jest często trudna ze względu na ograniczoną liczbę przeciwciał specyficznych dla gatunku i bibliotek genomu z adnotacjami do dostosowania.

Małe zwierzęce modele MR mogą stanowić odpowiednią alternatywę do badania tej zmiany zastawki i jej wpływu na przebudowę serca. Historycznie stosowano szczurzy model przetoki aortalno-kawałowej (ACF) przeciążenia objętości serca. Po raz pierwszy opisana w 1973 roku przez Stumpe et al.8, przetoka tętniczo-żylna jest chirurgicznie tworzona w celu ominięcia krwi tętniczej pod wysokim ciśnieniem z aorty zstępującej do niskociśnieniowej żyły głównej dolnej. Wysokie natężenie przepływu w przetoce wywołuje drastyczne przeciążenie objętościowe po obu stronach serca, powodując znaczny przerost i dysfunkcję prawej i lewej komory występujące w ciągu kilku dni od utworzenia klasy ACF9. Pomimo swojego sukcesu, ACF nie naśladuje hemodynamiki MR, niskociśnieniowego przeciążenia objętościowego, które podnosi napięcie wstępne, ale także zmniejsza obciążenie następcze. Ze względu na takie ograniczenia modelu ACF staraliśmy się opracować i scharakteryzować model MR, który lepiej naśladuje przeciążenie objętościowe niskiego ciśnienia.

Tutaj opisujemy protokół dla modelu nakłucia płatka płatka zastawki mitralnej w celu wywołania ciężkiego MR u szczurów10,11. Igła podskórna została wprowadzona do bijącego serca szczura i przesunięta do przedniej płatka zastawki mitralnej pod kontrolą echokardiograficzną w czasie rzeczywistym. Technika ta jest wysoce powtarzalna i jest stosunkowo dobrym modelem, który naśladuje rezonans magnetyczny obserwowany u pacjentów. Nasilenie MR jest kontrolowane przez rozmiar igły używanej do perforacji płatka mitralnego, a nasilenie MR można ocenić za pomocą echokardiografii przezprzełykowej (TEE).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedury zostały zatwierdzone przez Program Opieki i Korzystania ze Zwierząt na Uniwersytecie Emory pod numerem protokołu EM63Rr z datą zatwierdzenia 06/06/2017.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Przed zabiegiem wysterylizować instrumenty chirurgiczne w autoklawie.
  2. W dniu zabiegu przenieść szczury z klatek do pomieszczenia operacyjnego i zważyć je.
  3. Odmierzyć przedoperacyjne i pooperacyjne leki zgodnie z masą ciała: dwie dawki karprofenu (po 2,5 mg/kg), jedną dawkę gentamycyny (6 mg/kg) oraz jedną dawkę buprenorfiny (0,02 mg/kg).
  4. Upewnić się, że w mieszalniku gazowym znajduje się odpowiednia ilość izofluranu, a w butlach dostępny jest tlen niezbędny do przeprowadzenia operacji. Często wystarcza jedna pełna butla tlenu (24 ft3).

2. Przygotowanie zwierząt

UWAGA: W badaniu wykorzystano dorosłe samce szczurów linii Sprague-Dawley o masie 350-40 g. Techniki chirurgiczne można zastosować u nieco mniejszych lub większych zwierząt, w zależności od potrzeb.

  1. Uśpij szczura w komorze indukcyjnej przy użyciu 5% izofluranu wymieszanego z 1 LPM (litr na minutę) 10% tlenu. Odpowiedni poziom sedacji określ na podstawie spowolnienia częstości oddechów podczas obserwacji wizualnej oraz utraty odruchu na uszczypnięcie palca u stopy szczura.
  2. Wykonaj intubację szczura za pomocą kaniuli angiokatetera 16 G, przystosowanej do użytku jako rurka endotrachealna.
    1. Zwizualizuj tchawicę i struny głosowe za pomocą otoskopu, a następnie użyj aplikatora z bawełnianą końcówką, aby oczyścić wydzielinę gardłową.
    2. Wprowadź rurkę endotrachealną na drucie prowadzącym o średnicy 0,034 cala przez struny głosowe. Po prawidłowym umieszczeniu rurki w tchawicy, pchnij rurkę do wewnątrz i wycofaj drut (Rycina 1).
  3. Umieść szczura na podgrzewanej podkładce chirurgicznej utrzymywanej w temperaturze 37 °C i podłącz rurkę endotrachealną do respiratora mechanicznego. Wprowadź masę ciała szczura do oprogramowania sterującego respiratorem, które obliczy częstotliwość wentylacji i objętość oddechową. W badaniu tym zastosowano 6 oddechów na minutę przy objętości oddechowej 1 mL/10 g masy ciała (Rycina 1D).
    1. Jako anestetyk wziewny stosuj 10% tlen (1 LPM) zmieszany z 2-2,5% izofluranem i potwierdź poziom znieczulenia poprzez utratę napięcia mięśni żuchwy oraz brak reakcji na uszczypnięcie palca u stopy.
    2. Należy pamiętać, że przy prawidłowej intubacji ruchy klatki piersiowej powinny być zsynchronizowane z respiratorem.
    3. W przypadku nieprawidłowej intubacji ruchy klatki piersiowej nie będą zsynchronizowane z respiratorem. Aby sprawdzić poprawność intubacji, uciśnij brzuch szczura, co wytworzy ciśnienie wsteczne w respiratorze i wywoła alarm nadciśnienia. W takim przypadku delikatnie wycofaj angiokateter i wprowadź szczura z powrotem do komory indukcyjnej z 5% izofluranem na kilka minut, aby upewnić się, że zwierzę jest dostatecznie znieczulone, a następnie powtórz intubację.
    4. Po prawidłowej intubacji zabezpiecz rurkę endotrachealną, przyszywając jej koniec proksymalny do policzka szczura za pomocą szwu jedwabnego 4-0, aby uniknąć ekstubacji podczas procedury.
  4. Wprowadź rektalną sondę temperatury do monitorowania temperatury ciała oraz czterobiegunowe elektrody EKG do monitorowania zapisu EKG podczas całej procedury.
    1. Jeśli ciepło z platformy chirurgicznej jest niewystarczające, zastosuj nadstawną lampę grzewczą. Wyłącz lampę, gdy temperatura ciała wzrośnie powyżej 37 °C.
    2. Wizualnie oceń zapis EKG pod kątem arytmii lub oznak niedokrwienia mięśnia sercowego. W przypadku ich braku zarejestruj podstawowy zapis EKG.
  5. Wykonaj echokardiografię przezklatkową (TTE) w celu oceny podstawowej funkcji serca (Rycina 2A).
    1. Ułóż szczura w pozycji na plecach i ogól lewą stronę klatki piersiowej. Aby uzyskać wyraźne obrazy echo, usuń włosy za pomocą kremu do depilacji.
    2. Użyj dowolnego systemu ultrasonograficznego o częstotliwości odpowiedniej do obrazowania wysokiego tętna. W tym badaniu zastosowano system Visualsonics 210 z głowicą 21 MHz, który jest odpowiedni do obrazowania serca u szczurów.
    3. Uzyskaj obrazy w trybie B w płaszczyźnie długiej osi przymostkowej, aby obliczyć objętość lewej komory. W tej samej płaszczyźnie uzyskaj obrazy w trybie M, aby zmierzyć wymiary ścian.
    4. Obróć głowicę o 90° i uzyskaj obrazy w trybie B i M w przekroju krótkim przymostkowym na poziomie środkowym mięśni papilarnych, aby zmierzyć poprzeczne wymiary ścian.
  6. Wykonaj echokardiografię przezezygealną (TEE) do obrazowania wyjściowego (Rycina 2B).
    1. Ułóż szczura w pozycji bocznej prawej i wprowadź do przełyka szczura wewnątrzkardiologiczną sondę ultradźwiękową 8 Fr (8 MHz) z niewielką ilością żelu na końcówce. Częstotliwość sondy ICE (echokardiografii wewnątrzkardiologicznej) jest wystarczająca do uzyskania 4-6 klatek na uderzenie serca, co pozwala na wizualizację ruchu zastawek.
      UWAGA: Do obrazowania ICE można użyć systemu GE Vivid I lub Siemens SC20 prime.
    2. Uzyskaj widok z górnego odcinka przełyku, aby otrzymać obraz dwujamowy lewej strony serca. Widok ten jest idealny do wizualizacji lewego przedsionka, zastawki mitralnej i lewej komory. Ustaw sondę tak, aby widoczne były płatki przedni i tylny, a koaptacja była centralna. Kąt ten pozwala również na pomiary Dopplera w obrębie zastawki mitralnej bez konieczności korekcji kąta.
    3. W tym widoku zmierz powierzchnię lewego przedsionka oraz wymiary pierścienia zastawki mitralnej.
    4. Wykonaj kolorowe obrazowanie Dopplerowskie, aby potwierdzić szczelność zastawki i brak MR (niedomykalności mitralnej) w stanie podstawowym. Wykonaj obrazowanie Dopplera falowym i ciągłym, aby ilościowo ocenić napływ mitralny i potwierdzić brak przepływu zwrotnego.
    5. Wykonaj obrazowanie w trybie B i Dopplera falowym w obrębie aorty, aby zmierzyć średnicę pierścienia aorty i obliczyć przepływ aortalny.
    6. Wykonaj obrazowanie Dopplera falowym w obrębie żyły płucnej, aby zmierzyć przepływ żylny płucny.
  7. Wstrzyknij pojedynczą dawkę karprofenu (2,5 mg/kg, SQ, niesteroidowy lek przeciwzapalny), gentamycyny (6 mg/kg, SQ, antybiotyk) i soli fizjologicznej (1 mL, SQ), aby uprzednio skompensować utratę krwi podczas procedury.
  8. W razie potrzeby ogól lewą stronę klatki piersiowej, aby usunąć pozostałe włosy z pola operacyjnego. Golenie od dolnego odcinka szyi do wyrostka mieczy oraz od lewej kończyny przedniej do środka mostka powinno być wystarczające, aby zapewnić pole wolne od włosów i zmniejszyć ryzyko zanieczyszczenia miejsca operacyjnego.
  9. Przetrzyj obszar operacyjny gazikiem nasączonym Betadyną, a następnie gazikiem nasączonym 70% etanolem. Przecieraj skórę okrężnymi ruchami w taki sposób, aby gazik nie stykał się z obszarem, który został już przetarty.
  10. Powtórz ten krok trzykrotnie, aby uzyskać odpowiednio sterylne pole do operacji.
  11. Przykryj zwierzę sterylnymi obłożeniami, pozostawiając otwór umożliwiający dostęp do sterylnego pola operacyjnego.

3. Lewostronna torakotomia

  1. Przeprowadź cały zabieg chirurgiczny z zastosowaniem technik aseptycznych, utrzymując stężenie izofluranu na poziomie 2-2,5% w 1 LPM tlenu. Wszystkie instrumenty umieść w sterylnym pojemniku i odkładaj do niego po każdym użyciu.
  2. Przez cały czas trwania procedury chirurg przejmuje sterylne rękawiczki, maskę oraz czepek chirurgiczny. Można również założyć sterylną suknię chirurgiczną, jest to jednak opcjonalne, chyba że spodziewane jest zanieczyszczenie.
  3. Używając skalpela chirurgicznego z ostrzem nr #15, wykonaj nacięcie skóry po lewej stronie klatki piersiowej, około 1 cm proksymalnie od wyrostka xifoidego. Użyj tępych nożyczek do dyssekcji, aby oddzielić warstwę skóry od warstwy mięśniowej i wykonać nacięcie podłużne.
  4. W ten sam sposób rozdziel warstwy mięśniowe, aż do odsłonięcia żeber.
  5. Ostrożnie wykonaj 2-3 cm nacięcie podłużne w piątej przestrzeni międzyżebrowej, wystarczające do wprowadzenia rozwieraczy i odsłonięcia serca.
  6. Za pomocą pęsety z cienkimi końcami unieś osierdzie, a następnie za pomocą mikronożyczek wycięte je w obszarze otaczającym szczyt serca. Krok ten pomaga uniknąć pooperacyjnych zrostów serca ze ścianami klatki piersiowej i przeponą.
    UWAGA: Unikaj nacięć chirurgicznych blisko mostka, aby zminimalizować krwawienie. Przecięcie tętnic piersiowych wewnętrznych biegnących wzdłuż mostka może spowodować nadmierne krwawienie. W przypadku wystąpienia takiego krwawienia zidentyfikuj miejsce krwawienia i je przypal.

4. Procedura MR pod kontrolą echo (Rysunek 3 i Rysunek 4)

  1. Używając szwy typu prolene 6-0 oraz uchwytu do mikronigieł, wykonaj szew kieszeńkowy na wierzchołku lewej komory. W razie potrzeby użyj mikropincety do stabilizacji serca.
  2. Delikatnie naciągnij szew wierzchołkowy w celu stabilizacji wierzchołka i wprowadź igłę 23 G (przepłukaną solą fizjologiczną, z kurkiem na końcu dystalnym) w centrum szwu kieszeńkowego, do światła lewej komory.
  3. Jedną ręką stabilnie trzymaj i prowadź igłę, a drugą jednocześnie operuj przezezoofagealną głowicą echo, aby uzyskać optymalny obraz echo umożliwiający wizualizację igły, zgodnie z powyższym opisem.
  4. Pod kontrolą ultrasonografii w czasie rzeczywistym wprowadź igłę w kierunku strony komorowej przedniego płatka zastawki mitralnej. Po potwierdzeniu pozycji igły w badaniu USG, przesuń igłę jednym płynnym ruchem przez płatek zastawki. W przypadku wyczucia oporu, obracaj igłę podczas wprowadzania do płatka, aby go przebić.
    UWAGA: Zbyt głębokie wprowadzenie igły do lewego przedsionka może doprowadzić do perforacji lewego przedsionka, co spowoduje nadmierne krwawienie i śmierć zwierzęcia. Igła powinna być cały czas widoczna w badaniu USG.
  5. Cofnij igłę do jamy lewej komory, z dala od zastawki mitralnej, i potwierdź obecność MR, włączając kolorowy doppler.
  6. Jeśli w obrazowaniu kolorowym doppler nie stwierdzono MR, powtórz kroki 4.4 i 4.5. W razie potrzeby skoryguj położenie głowicy echo, aby uzyskać lepszy widok. Po przećwiczeniu procedury na kilku szczurach możliwe jest wykonanie punkcji płatka jednym ruchem igły, co powoduje powstanie otworu o rozmiarze odpowiadającym zewnętrznej średnicy igły. Zostało to potwierdzone podczas sekcji serc szczurów.
  7. Po potwierdzeniu MR wyjmij igłę z jamy lewej komory i delikatnie zawiąż szew kieszeńkowy.
  8. Użyj sterylnej gazy, aby wchłonąć krew z wierzchołka oraz z jamy klatki piersiowej.
    UWAGA: Dotknięcie głowicy echo rękawiczkami chirurgicznymi może doprowadzić do zanieczyszczenia sterylnego środowiska. W razie potrzeby spryskaj rękawiczki 70% etanolem lub wymień je na nowe.

5. Recovery zwierząt i opieka pooperacyjna

  1. Po 5-10 minutach stabilnego funkcjonowania serca (normalny zapis EKG i tętno), zamknąć torakotomię warstwowo przy użyciu nici vicryl 4-0, stopniowo zmniejszając dawkę izofluranu.
  2. Użyć szwu przerywanego do zbliżenia żeber, utrzymując stężenie izofluranu na poziomie 2%. Wprowadzić dren do klatki piersiowej w szóstej przestrzeni międzyżebrowej i przymocować go do sterylnych pól operacyjnych, aby zapobiec przypadkowemu przesunięciu drenu w głąb jamy klatki piersiowej.
  3. Użyć szwu ciągłego do zamknięcia warstwy mięśniowej, utrzymując stężenie izofluranu na poziomie 1,5%.
  4. Użyć szwu ciągłego do zamknięcia warstwy skóry, utrzymując stężenie izofluranu na poziomie 1%.
  5. Podłączyć strzykawkę 10 mL z zaworem Luer-lock do drenu klatki piersiowej, odessać 10-12 mL powietrza z jamy klatki piersiowej, a następnie usunąć dren.
  6. Podać końcową dawkę karprofenu (2,5 mg/kg, SQ) i wyłączyć dopływ izofluranu.
  7. Kontynuować wentylację mechaniczną podczas wybudzania szczura z anestezji, monitorując parametry życiowe (SpO2 i tętno). W momencie pojawienia się oddechów spontanicznych wyłączyć wentylator, aby sprawdzić zdolność szczura do utrzymania samodzielnego oddychania i prawidłowego poziomu SpO2.
  8. Jeśli poziomy SpO2 zaczną spadać poniżej 90%, ponownie włączyć wentylator. Gdy szczur będzie w stanie utrzymać poziom SpO2 bez wentylacji, należy przeciąć szew mocujący rurkę endotrachealną i przygotować zwierzę do ekstubacji.
  9. Gdy szczur wykaże oznaki czujności, w tym ruchy wibrysów lub oczu, przeprowadzić ekstubację zwierzęcia.
  10. Założyć lejekt nosek z 10% tlenem, aż szczur odzyska zdolność poruszania się.
  11. Przenieść szczura do czystej klatki z minimalną ilością ściółki i kontynuować monitorowanie parametrów życiowych za pomocą przenośnego pulsoksymetru SpO2, umieszczonego na stopie lub ogonie szczura, aż zwierzę będzie w stanie się poruszać.
    UWAGA: Jeśli zaobserwowane zostaną niepożądane skutki operacji, zwierzęta mogą wymagać dłuższego czasu rekonwalescencji i dłuższego czasu na utrzymanie wysokiego poziomu SpO2. W takim przypadku można zastosować lejekt nosek z 10% tlenem do momentu stabilizacji poziomu SpO2.
  12. Aby zmniejszyć ryzyko uszkodzenia miejsca operowanego oraz uniknąć ryzyka infekcji, po operacji trzymać szczury pojedynczo w klatkach.
  13. Podać buprenorfinę w ciągu 3 h po przebudzeniu szczura i odzyskaniu przez niego wystarczającej zdolności poruszania się. Buprenorfina może powodować niewydolność oddechową, jeśli zostanie podana zbyt wcześnie w okresie pooperacyjnym, dlatego należy odroczyć jej podanie do momentu, gdy szczur będzie oddychał bez trudności.
  14. Po operacji wszystkie zwierzęta otrzymują następujące leki: gentamycynę (6 mg/kg, SQ, SID POD 1-3) oraz rimadyl (5 mg/kg, SQ, SID POD 1-3). Wszystkie zwierzęta są obserwowane raz dziennie przez pięć dni po operacji w celu oceny miejsc nacięć oraz raz dziennie przez pierwsze dwa tygodnie po operacji w celu oceny bólu.

6. Walidacja stopnia ciężkości MR za pomocą echokardiografii (Rysunek 5)

  1. Powtórzyć badanie TEE dwa tygodnie po operacji, stosując kroki opisane w sekcji 2.7. Dwa tygodnie po zabiegu to czas wystarczający do stabilizacji hemodynamiki.
  2. Wykonaj obrazowanie kolorowym Dopplerem w widoku dwukomorowym za pomocą echokardiografii przezprzełykowej, wizualizując lewą komorę i lewy przedsionek. Zmierz powierzchnię lewego przedsionka oraz strumienia niedomykalności mitralnej (MR). Oblicz ułamkową powierzchnię strumienia MR przy użyciu
    Równanie powierzchni strumienia MR; obliczanie stopnia nasilenia niedomykalności zastawki mitralnej; wzór matematyczny. (1)
    Ciężką niedomykalność mitralną (MR) definiuje się jako obszar strumienia MR ≥ 30%.
  3. Przybliż pole powierzchni otworu cofania, obliczając pole powierzchni igły 23 G, wykorzystując jej średnicę zewnętrzną. Równanie to zakłada, że pole powierzchni otworu cofania jest równe polu powierzchni igły 23 G.
    Wzór na obliczanie pola, \(A = \pi \cdot 0,03207^2\), równanie, koncepcja edukacyjna. (2)
  4. Wykonaj obrazowanie dopplerowskie w trybie ciągłym, umieszczając bramkę dopplerowską w miejscu ujścia strumienia cofającego. Obrysuj obwiednię fali, aby obliczyć VTI strumienia cofającego. Objętość MR można oszacować za pomocą
    Obliczanie objętości MR: objętość MR (µL) = 10 * [VTI MR (cm) * powierzchnia otworu MR (cm²)]; obraz formuły. (3)
    Ciężka niedomykalność mitralna (MR) jest definiowana jako objętość MR ≥ 95 µL.
  5. Uzyskaj obrazowanie dopplerowskie z pulsacją żyły płucnej, obracając głowicę echa bocznie, zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Zmierz prędkości fal skurczowej i rozkurczowej, a następnie wykorzystaj poniższy wzór do obliczenia stosunku.
    Wzór na stosunek przepływu płucnego, fala S (m/s) podzielona przez falę D (m/s), przedstawiony jako tekst do studiowania. (4)
    Ujemny stosunek przepływu płucnego wskazuje na ciężką niedomykalność zastawki mitralnej.

7. Operacja pozorowana

  1. Wykonaj sekcje 1-3 zgodnie z opisem.
  2. Zmodyfikowano sekcję 4 w taki sposób, aby igłę 23 G wprowadzono do komory lewej wentrykularnej, poprzez szew typu „workowy” na szczycie lewej komory, lecz nie przesuwano jej w stronę zastawki mitralnej w celu wywołania niedomykalności mitralnej (MR). Wprowadź igłę do komory lewej wentrykularnej i natychmiast ją wycofaj, a następnie zaciśnij i zamknij szczyt komory.
  3. Wykonaj sekcję 5 zgodnie z opisem.
  4. Przeprowadź ocenę zastawki mitralnej zgodnie z opisem w sekcji 6. Jednakże u żadnego z zwierząt nie powinna wystąpić niedomykalność mitralna (MR), zatem opisane ilościowe określenie stopnia niedomykalności nie jest konieczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wykonalność i powtarzalność
Zaproponowany model MR jest wysoce powtarzalny, a wyraźny otwór w płatku zastawki mitralnej uzyskano u 100% szczurów wykorzystanych w niniejszym badaniu. Rysunek 6A przedstawia kierunek wprowadzania igły do zastawki mitralnej. Rysunek 6B przedstawia otwór w płatku zastawki mitralnej u reprezentatywnego szczura, u którego pobrano organ 2 tygodnie po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiono odtwarzalny model ciężkiego MR u gryzoni z dobrym przeżyciem (93,75% przeżycia po operacji) i bez istotnych powikłań pooperacyjnych. Obrazowanie w czasie rzeczywistym z echokardiografią przezprzełykową i wprowadzenie igły do bijącego serca w celu nakłucia płatka mitralnego jest wykonalne i można się go nauczyć. W tym badaniu stwierdzono ciężki rezonans magnetyczny przy użyciu igły o rozmiarze 23 G, którą można zmieniać w zależności od potrzeb za pomocą mniejszej lub większej igły. Rezonans magnetyczny induk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

M.P jest doradcą firmy Heart Repair Technologies (HTZ), za którą otrzymał honorarium za konsultacje. HTZ nie odegrała żadnej roli w tym badaniu, ani nie zapewniła żadnych funduszy na wsparcie tych prac.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana z grantu 19PRE34380625 i 14SDG20380081 od American Heart Association odpowiednio dla D. Corporana i M. Padala, grantów HL135145, HL133667 i HL140325 z National Institutes of Health dla M. Padala oraz funduszy na infrastrukturę z Carlyle Fraser Heart Center w Emory University Hospital Midtown dla M. Padala.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Igła 23GMckesson16-N231
Igła 25G, 5/8 calaMcKesson1031797
4-0 vicrylEthiconJ496H
6-0 proleneEthicon8307H
70% etanoluMcKesson350600
ACE Źródło światłaSchottA20500
ACUSON Sonda ultrasonograficzna AcuNavBiosense Webster101359368Fr Sonda echo wewnątrzsercowa
System ultrasonograficzny ACUSON PRIMESiemensSC2000
BetadineMcKesson1073829
nożyczki do mikropreparacjiRobozRS5990
BuprenorfinaPatterson Weterynaryjny99628
KarprofenPatterson Veterinary7847425
Rurka na klatkę piersiową (angiocath 16G)TerumoSR-OX1651CA
Jednorazowe serwety chirurgiczneMed-VetSMS40
Elektryczna maszynka do goleniaOster78400-XXX
GentamycinPatterson Veterinary78057791
Lampa grzewcza z zaciskiem stołowymBraintree ScientificHL-1 Kleszczyki hemostatyczne 120 V
, zakrzywioneRobozRS7341
Kleszcze hemostatyczne, prosteRobozRS7110
Komora indukcyjnaBraintree ScientificEZ-1785
Korek iniekcyjny, nasadka, Luer LockExel26539
IsofluranePatterson Veterinary6679401725
Wentylator mechanicznyHarvard ApparatusInspira ASV
Kleszcze do mikropreparacjiRobozRS5135
Nożyczki sprężynowe do mikropreparacjiRobozRS5603
Uchwyt na igłęRobozRS6417
No. 15 Ostrze chirurgiczneMcKesson1642
Gąbki flizelinoweMcKesson446036
OtoskopWelch Allyn23862
OxygenAirgas HealthcareUN1072
PulsoksymetrNonin Medical2500A VET
Retraktor, Blunt 4x4RobozRS6524
Monitor chirurgiczny dla gryzoniIndus Instruments113970Zintegrowana platforma pozwala na monitorowanie parametrów życiowych i chirurgiczne Skala rozgrzewająca
Salter BrecknellLPS 150
Rękojeść skalpelaRobozRS9843
Szew jedwabny 3-0McKesson220263
System anestezjologii małych zwierzątOhio MedicalAKDL03882
Sterylna sól fizjologiczna (0,9%)Maska sugical Baxter281322
McKesson188696
Czepek chirurgicznyMcKesson852952
Rękawice chirurgiczneMcKesson854486
Strzykawka 10 mlMcKesson1031801
Strzykawka 1 mlMcKesson1031817
Sonda ultrawysokiej częstotliwościFujifilm VisualsonicsMS250
Żel do ultradźwiękówMcKesson150690
System ultrasonograficzny VEVOFujifilm VisualsonicsVEVO 2100

Bibliografia

  1. Nkomo, V. T., et al. Burden of valvular heart diseases: a population-based study. Lancet. 368 (9540), 1005-1011 (2006).
  2. Zamorano, J. L., et al. Mechanism and Severity of Mitral Regurgitation: Are There any Differences Between Primary and Secondary Mitral Regurgitation? The Journal of Heart Valve Disease. 25 (6), 724-729 (2016).
  3. Grossman, W., Jones, D., McLaurin, L. P. Wall stress and patterns of hypertrophy in the human left ventricle. Journal of Clinical Investigation. 56 (1), 56-64 (1975).
  4. Carabello, B. A. Concentric versus eccentric remodeling. Journal of Cardiac Failure. 8 (6), S258-S263 (2002).
  5. Braunwald, E., Welch, G. H., Sarnoff, S. J. Hemodynamic effects of quantitatively varied experimental mitral regurgitation. Circulation Research. 5 (5), 539-545 (1957).
  6. Sasayama, S., Kubo, S., Kusukawa, R. Hemodynamic and angiocardiographic studies on cardiodynamics: experimental mitral insufficiency. Japanese Circulation Journal. 34 (6), 513-530 (1970).
  7. Hennein, H., Jones, M., Stone, C., Clark, R. Left ventricular function in experimental mitral regurgitation with intact chordae tendineae. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 105 (4), 624-632 (1993).
  8. Stumpe, K. O., Sölle, H., Klein, H., Krück, F. Mechanism of sodium and water retention in rats with experimental heart failure. Kidney International. 4 (5), 309-317 (1973).
  9. Abassi, Z., Goltsman, I., Karram, T., Winaver, J., Hoffman, A. Aortocaval fistula in rat: A unique model of volume-overload congestive heart failure and cardiac hypertrophy. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011 (January), 1-13 (2011).
  10. Corporan, D., Onohara, D., Hernandez-Merlo, R., Sielicka, A., Padala, M. Temporal changes in myocardial collagen, matrix metalloproteinases, and their tissue inhibitors in the left ventricular myocardium in experimental chronic mitral regurgitation in rodents. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 315 (5), H1269-H1278 (2018).
  11. Onohara, D., Corporan, D., Hernandez-Merlo, R., Guyton, R. A., Padala, M. Mitral Regurgitation Worsens Cardiac Remodeling in Ischemic Cardiomyopathy in an Experimental Model. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. , (2019).
  12. Garcia, R., Diebold, S. Simple, rapid, and effective method of producing aortocaval shunts in the rat. Cardiovascular Research. 24 (5), 430-432 (1990).
  13. Brower, G. L., Janicki, J. S. Contribution of ventricular remodeling to pathogenesis of heart failure in rats. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 280 (2), H674-H683 (2001).
  14. McCutcheon, K., et al. Dynamic changes in the molecular signature of adverse left ventricular remodeling in patients with compensated and decompensated chronic primary mitral regurgitation. Circulation Heart Failure. 12 (9), (2019).
  15. McCutcheon, K., Manga, P. Left ventricular remodeling in chronic primary mitral regurgitation. Cardiovascular Journal of Africa. 29 (1), 51-64 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Punkcja transapikalnaprowadzenie echokardiograficznemodel szczurapunkcja igłowaprzebudowa sercaecho przezeozygealnepole strumienia MRprzepływ w żyłach płucnych
Model nakłucia ulotki zastawki mitralnej pod kontrolą obrazu kontrolowanego przeciążenia objętości z powodu niedomykalności zastawki mitralnej u szczura
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.