Artykuł metodologiczny

Model nakłucia ulotki zastawki mitralnej pod kontrolą obrazu kontrolowanego przeciążenia objętości z powodu niedomykalności zastawki mitralnej u szczura

DOI:

10.3791/61029

⸱

19 maja 2020

 ,  ,  , 
1Structural Heart Research and Innovation Laboratory, Carlyle Fraser Heart Center, Emory University Hospital Midtown, 2Division of Cardiothoracic Surgery, Joseph P. Whitehead Department of Surgery, Emory University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zgłaszany jest model gryzoni z przeciążeniem objętości lewego serca spowodowanym niedomykalnością zastawki mitralnej. Niedomykalność zastawki mitralnej o kontrolowanym nasileniu jest indukowana przez wprowadzenie igły o określonych wymiarach do przedniego płatka zastawki mitralnej, w bijącym sercu, pod kontrolą ultrasonograficzną.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedomykalność zastawki mitralnej (MR) jest powszechnie rozpowszechnionym uszkodzeniem zastawki serca, które powoduje przebudowę serca i prowadzi do zastoinowej niewydolności serca. Chociaż ryzyko nieskorygowanego rezonansu magnetycznego i jego złego rokowania jest znane, podłużne zmiany w funkcji, strukturze i przebudowie serca nie są w pełni poznane. Ta luka w wiedzy ograniczyła naszą wiedzę na temat optymalnego czasu korekcji MR oraz korzyści, jakie wczesna i późna korekcja MR może przynieść lewej komorze. Aby zbadać mechanizmy molekularne, które leżą u podstaw przebudowy lewej komory w warunkach rezonansu magnetycznego, niezbędne są modele zwierzęce. Tradycyjnie, model przetoki aortalno-kawalerowej był używany do wywoływania przeciążenia objętościowego, które różni się od klinicznie istotnych zmian, takich jak MR. MR reprezentuje stresor hemodynamiczny przeciążenia objętością pod niskim ciśnieniem, który wymaga modeli zwierzęcych naśladujących ten stan. W niniejszym artykule opisujemy model ciężkiego MR u gryzoni, w którym przednia ulotka zastawki mitralnej szczura jest perforowana igłą 23G, w bijącym sercu, pod kontrolą obrazu echokardiograficznego. Nasilenie MR jest oceniane i potwierdzane za pomocą echokardiografii, a także zgłaszana jest odtwarzalność modelu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedomykalność zastawki mitralnej (MR) jest częstym uszkodzeniem zastawki serca, diagnozowanym u 1,7% ogólnej populacji USA i u 9% populacji osób starszych powyżej 65 roku życia1. W tej zmianie zastawki serca nieprawidłowe zamknięcie płatków zastawki mitralnej w skurczu powoduje cofanie się krwi z lewej komory do lewego przedsionka. MR może wystąpić z powodu różnych etiologii; jednak pierwotne zmiany zastawki mitralnej (pierwotne MR) są diagnozowane i leczone częściej w porównaniu z wtórnymi MR2. Izolowany pierwotny MR jest często wynikiem zwyrodnienia śluzowatego zastawki mitralnej, co skutkuje wydłużeniem listków lub strun ścięgnistych lub pęknięciem niektórych strun, z których wszystkie przyczyniają się do utraty skurczowej koaptacji zastawki.

MR wynikające z takich zmian w zastawce zwiększa objętość krwi wypełniającej lewą komorę w każdym uderzeniu serca, zwiększając końcowe naprężenie ściany rozkurczowej i dostarczając stresora hemodynamicznego, który pobudza adaptację i przebudowę serca. Przebudowa serca w tej zmianie często charakteryzuje się znacznym powiększeniem komory3,4, łagodny przerost ścian, z zachowaną funkcją skurczu przez dłuższy czas. Ponieważ frakcja wyrzutowa jest często zachowana, korekcja MR za pomocą środków chirurgicznych lub przezcewnikowych jest często opóźniona, do momentu wystąpienia objawów, takich jak duszność, niewydolność serca i zaburzenia rytmu serca. Jednak nieskorygowany rezonans magnetyczny wiąże się z wysokim ryzykiem wystąpienia zdarzeń niepożądanych związanych z sercem, chociaż obecnie wiedza na temat zmian ultrastrukturalnych leżących u podstaw tych zdarzeń jest nieznana.

Zwierzęce modele MR dostarczają cennego modelu do badania takich ultrastrukturalnych zmian w sercu i badania podłużnego postępu choroby. Wcześniej naukowcy indukowali MR u dużych zwierząt, w tym świń, psów i owiec, tworząc zewnętrzną zastawkę komorowo-przedsionkową5, wewnątrzsercowe pęknięcie struny6, lub perforacja ulotki7. Podczas gdy techniki chirurgiczne są łatwiejsze u dużych zwierząt, badania te ograniczały się do podprzewlekłej obserwacji na małej próbie, ze względu na wysokie koszty przeprowadzenia takich badań na dużych zwierzętach. Co więcej, analiza molekularna tkanek z tych modeli jest często trudna ze względu na ograniczoną liczbę przeciwciał specyficznych dla gatunku i bibliotek genomu z adnotacjami do dostosowania.

Małe zwierzęce modele MR mogą stanowić odpowiednią alternatywę do badania tej zmiany zastawki i jej wpływu na przebudowę serca. Historycznie stosowano szczurzy model przetoki aortalno-kawałowej (ACF) przeciążenia objętości serca. Po raz pierwszy opisana w 1973 roku przez Stumpe et al.8, przetoka tętniczo-żylna jest chirurgicznie tworzona w celu ominięcia krwi tętniczej pod wysokim ciśnieniem z aorty zstępującej do niskociśnieniowej żyły głównej dolnej. Wysokie natężenie przepływu w przetoce wywołuje drastyczne przeciążenie objętościowe po obu stronach serca, powodując znaczny przerost i dysfunkcję prawej i lewej komory występujące w ciągu kilku dni od utworzenia klasy ACF9. Pomimo swojego sukcesu, ACF nie naśladuje hemodynamiki MR, niskociśnieniowego przeciążenia objętościowego, które podnosi napięcie wstępne, ale także zmniejsza obciążenie następcze. Ze względu na takie ograniczenia modelu ACF staraliśmy się opracować i scharakteryzować model MR, który lepiej naśladuje przeciążenie objętościowe niskiego ciśnienia.

Tutaj opisujemy protokół dla modelu nakłucia płatka płatka zastawki mitralnej w celu wywołania ciężkiego MR u szczurów10,11. Igła podskórna została wprowadzona do bijącego serca szczura i przesunięta do przedniej płatka zastawki mitralnej pod kontrolą echokardiograficzną w czasie rzeczywistym. Technika ta jest wysoce powtarzalna i jest stosunkowo dobrym modelem, który naśladuje rezonans magnetyczny obserwowany u pacjentów. Nasilenie MR jest kontrolowane przez rozmiar igły używanej do perforacji płatka mitralnego, a nasilenie MR można ocenić za pomocą echokardiografii przezprzełykowej (TEE).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedury zostały zatwierdzone przez Program Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania na Uniwersytecie Emory pod numerem protokołu EM63Rr, data zatwierdzenia 06/06/2017.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Sterylizacja parowa narzędzi chirurgicznych przed zabiegiem.
  2. W dniu zabiegu przenieś szczury z pomieszczenia do gabinetu i zważ je.
  3. Narysuj leki przedoperacyjne i pooperacyjne w zależności od masy: dwie dawki karprofenu (2,5 mg/kg każda), jedna dawka gentamycyny (6 mg/kg) i jedna dawka buprenorfiny (0,02 mg/kg).
  4. Upewnij się, że odpowiednia objętość izofluranu w mieszalniku gazów i tlen w zbiornikach są dostępne do zabiegu. Jeden pełny zbiornik tlenu (24 stopy3) jest często wystarczający
    5. .

2. Przygotowanie zwierząt

UWAGA: W tym badaniu wykorzystano dorosłe samce szczurów rasy Sprague-Dawley o wadze 350-400 g. W razie potrzeby techniki chirurgiczne są dostępne dla nieco mniejszych lub większych zwierząt.

  1. Uspokoić szczura w komorze indukcyjnej 5% izofluranem zmieszanym z 1 lpm (litrem na minutę) 100% tlenu. Określ odpowiedni poziom uspokojenia na podstawie wolniejszego tempa oddechów pod obserwacją wzrokową i utraty drgawek po uszczypnięciu palca u nogi szczura.
  2. Zaintubuj szczura za pomocą angiocath 16 G, przystosowanego do użycia jako rurka dotchawicza.
    1. Wizualizuj tchawicę i struny głosowe za pomocą otoskopu i użyj aplikatora z bawełnianą końcówką, aby usunąć wydzielinę gardłową.
    2. Wprowadzić rurkę dotchawiczą na prowadniku o średnicy 0,034 cala do strun głosowych. Po odpowiednim umieszczeniu rurki w tchawicy wepchnij rurkę do środka i wyjmij drut (rysunek 1).
  3. Umieścić szczura na podgrzewanej podkładce chirurgicznej utrzymywanej w temperaturze 37 °C i podłączyć rurkę dotchawiczą do respiratora mechanicznego. Wprowadź wagę szczura do oprogramowania sterującego respiratorem, które oblicza szybkość wentylacji i objętość oddechową. W tym badaniu wykorzystano 66 oddechów na minutę z objętością oddechową 1 ml / 100 g masy ciała (ryc. 1D).
    1. Użyj 100% tlenu (1 l/min) zmieszanego z 2-2,5% izofluranem jako środka wziewnego znieczulającego i potwierdź poziom znieczulenia z utratą napięcia szczęki i utratą odpowiedzi na uszczypnięcie palca
      2. .
    2. Należy pamiętać, że w przypadku prawidłowej intubacji ruchy klatki piersiowej powinny być zsynchronizowane z respiratorem.
    3. W przypadku nieprawidłowej intubacji ruchy klatki piersiowej nie będą zsynchronizowane z respiratorem. Aby sprawdzić, czy nie ma niewłaściwej intubacji, należy ścisnąć brzuch szczura, co powoduje powstawanie ciśnienia wstecznego w respiratorze, generując alarm nadciśnienia. W tym scenariuszu należy delikatnie wycofać angiocath i umieścić szczura z powrotem w komorze indukcyjnej z 5% izofluranem na kilka minut, aby upewnić się, że szczur jest wystarczająco znieczulony i ponownie zaintubować szczura.
    4. Po prawidłowej intubacji zabezpiecz rurkę dotchawiczą, przyszywając bliższy koniec rurki do policzka szczura jedwabnym szwem 4-0, aby uniknąć ekstubacji podczas zabiegu.
  4. Zainstaluj sondę temperatury doodbytniczą, aby monitorować temperaturę ciała, oraz elektrokardiogram z czterema końcówkami, aby monitorować EKG podczas całego zabiegu.
    1. Użyj górnego ogrzewania lamp, jeśli ciepło z platformy operacyjnej jest niewystarczające. Wyłącz lampę, jeśli temperatura ciała wzrośnie powyżej 37 °C.
    2. Oceń wzrokowo elektrokardiogram pod kątem wszelkich arytmii lub oznak niedokrwienia mięśnia sercowego. Jeśli ich nie ma, zapisz wyjściowy elektrokardiogram.
  5. Wykonaj echokardiografię przezklatkową (TTE) dla podstawowej czynności serca (Rysunek 2A).
    1. Obróć szczura do pozycji leżącej na plecach i ogol lewą stronę klatki piersiowej. Aby uzyskać wyraźne odbicie echa, usuń włosy za pomocą kremu do depilacji.
    2. Użyj dowolnego systemu ultrasonograficznego o odpowiedniej częstotliwości do obrazowania wysokiego tętna. W tym badaniu wykorzystano system Visualsonics 2100 z sondą 21 MHz, który jest odpowiedni do obrazowania serca u szczurów.
    3. Uzyskaj obrazy w trybie B w przymostkowej płaszczyźnie długiej osi, aby obliczyć objętość lewej komory. W tej samej płaszczyźnie uzyskaj obrazy w trybie M, aby zmierzyć wymiary ściany.
    4. Obróć sondę o 90° i uzyskaj widoki krótkiej osi przymostkowej w trybie B i M na poziomie środkowej brodawki, aby zmierzyć wymiary ścianek przekroju poprzecznego.
  6. Wykonaj echokardiografię przezprzełykową (TEE) dla obrazowania wyjściowego (Rysunek 2B).
    1. Umieść szczura w odpowiedniej pozycji odleżynowej i włóż wewnątrzsercową sondę ultrasonograficzną 8 Fr (8 MHz) do przełyku szczura z niewielką ilością żelu nałożonego na końcówkę. Częstotliwość sondy ICE (echokardiografia wewnątrzsercowa) jest wystarczająca do uzyskania 4-6 ramek na uderzenie serca, które są wystarczające do wizualizacji ruchu zastawki.
      UWAGA: Do obrazowania ICE można używać systemu prime GE Vivid I lub Siemens SC2000.
    2. Uzyskaj widok z góry przełyku, aby uzyskać dwukomorowy widok lewej strony serca. Ten widok jest idealny do wizualizacji lewego przedsionka, zastawki mitralnej i lewej komory. Ustaw sondę tak, aby uwidocznić przednie i tylne płatki, a koaptacja była centralna. Kąt ten umożliwia również pomiary dopplerowskie w poprzek zastawki mitralnej, bez korekcji kąta.
    3. Zmierz wymiary lewego przedsionka i pierścienia zastawki mitralnej w tym widoku.
    4. Wykonaj obrazowanie kolorowym Dopplerem, aby potwierdzić kompetencję zastawki i brak MR na początku badania. Wykonaj obrazowanie dopplerowskie falą pulsacyjną i falą ciągłą, aby określić ilościowo napływ zastawki mitralnej i potwierdzić brak przepływu niedomykalności.
    5. Wykonaj obrazowanie dopplerowskie aorty w trybie B i falą pulsacyjną, aby zmierzyć średnicę korzenia aorty i obliczyć przepływ aorty.
    6. Wykonaj obrazowanie dopplerowskie żyły płucnej za pomocą fali pulsacyjnej, aby zmierzyć przepływ żylny w płucach.
  7. Wstrzyknąć pojedynczą dawkę karprofenu (2,5 mg/kg, SQ, niesteroidowy lek przeciwzapalny), gentamycyny (6 mg/kg, SQ, antybiotyk) i sterylnego soli fizjologicznej (1 ml, SQ), aby prewencyjnie zrekompensować utratę krwi podczas zabiegu.
  8. W razie potrzeby ogol lewą stronę klatki piersiowej, aby usunąć wszelkie pozostałe włosy z pola operacyjnego. Golenie od dolnej części szyi do ksyloidu i od lewego ramienia w dół do połowy mostka powinno być wystarczające, aby zapewnić pole pozbawione włosów i zmniejszyć ryzyko zanieczyszczenia miejsca operowanego.
  9. Wyszoruj obszar operacyjny gazą nasączoną Betadine, a następnie gazą nasączoną 70% etanolem. Wyszoruj obszar okrężnymi ruchami na skórze, tak aby gaza nie stykała się z wcześniej wyszorowanym obszarem.
  10. Powtórz ten krok trzy razy, aby uzyskać odpowiednio sterylne pole do operacji.
  11. Owiń zwierzę sterylnymi pokrowcami, otwierając okno, aby uzyskać dostęp do sterylnego obszaru operacyjnego.

3. Torakotomia lewa

  1. Cały zabieg chirurgiczny należy wykonać przy użyciu technik aseptycznych, z izofluranem utrzymywanym na poziomie 2-2,5% w 1 l/min tlenu. Umieść wszystkie narzędzia na sterylnej tacy i umieść z powrotem na tacy po każdym użyciu.
  2. Przez cały czas trwania zabiegu należy nosić sterylne rękawiczki, maskę i czepek chirurgiczny przez chirurga. Można również nosić sterylny fartuch chirurgiczny, ale jest to opcjonalne, chyba że spodziewane jest zanieczyszczenie.
  3. Za pomocą skalpela chirurgicznego z ostrzem nr #15 wykonaj nacięcie skóry po lewej stronie klatki piersiowej, około 1 cm bliżej ksyloidu. Użyj nożyczek do preparowania, aby oddzielić warstwę skóry od warstwy mięśniowej i wykonać podłużne nacięcie.
  4. Wypreparuj warstwy mięśni w ten sam sposób, aż żebra zostaną odsłonięte.
  5. Ostrożnie wykonaj 2-3 cm podłużne nacięcie w piątej przestrzeni międzyżebrowej, odpowiednie do wprowadzenia retraktorów i odsłonięcia serca.
  6. Użyj kleszczyków z cienką końcówką, aby podnieść osierdzie, i mikronożyczek, aby wyciąć go w okolicy wierzchołka serca. Ten krok pomaga uniknąć pooperacyjnych zrostów serca ze ścianami klatki piersiowej i przeponą.
    UWAGA: Unikaj nacięć chirurgicznych w pobliżu mostka, aby zminimalizować krwawienie. Przejście przez tętnice sutkowe wewnętrzne, które biegną wzdłuż mostka, może powodować nadmierne krwawienie. W przypadku wystąpienia takiego krwawienia zidentyfikuj krwawienie i kauteryzuj je.

4. Procedura MR prowadzona przez echo (Rysunek 3 & Rysunek 4)

  1. Użyj szwu prolenowego 6-0 i uchwytu mikroigłowego, aby umieścić szew sznurkowy na wierzchołku lewej komory. W razie potrzeby użyj mikrokleszczy, aby ustabilizować serce.
  2. Delikatnie zapnij szew wierzchołkowy, aby ustabilizować wierzchołek i włóż igłę 23 G (przepłukaną solą fizjologiczną i z kranem na dystalnym końcu) w środek szwu sznurkowego torebki, do lewej jamy komorowej.
  3. Użyj jednej ręki, aby stabilnie trzymać i prowadzić igłę, a drugą ręką jednocześnie manipulować sondą echa przezprzełykowego, aby uzyskać optymalny widok echa w celu wizualizacji igły, jak opisano powyżej.
  4. Dzięki kontroli ultrasonograficznej w czasie rzeczywistym przesuń igłę w kierunku komorowej strony przedniego płatka mitralnego. Po potwierdzeniu pozycji igły w badaniu ultrasonograficznym, przesuń igłę jednym drobnym ruchem przez końcówkę zaworu. Jeśli wyczuwalny jest opór, przekręć igłę podczas jej wsuwania w ulotkę, aby ją przebić.
    UWAGA: Zbyt głębokie wsunięcie igły w lewy przedsionek może spowodować perforację lewego przedsionka, powodując nadmierne krwawienie i śmierć zwierzęcia. Igła powinna być cały czas uwidoczniona na USG.
  5. Cofnij igłę do lewej komory komory, z dala od zastawki mitralnej i potwierdź MR, włączając kolorowe obrazowanie dopplerowskie.
  6. Jeśli MR nie jest widoczny w kolorowym obrazowaniu dopplerowskim, powtórz kroki 4.4 i 4.5. W razie potrzeby wyreguluj sondę echa, aby uzyskać lepszy view. Po ćwiczeniach u kilku szczurów możliwe jest wywołanie nakłucia listka jednym ruchem igły, wywołując otwór o wielkości zewnętrznej średnicy igły. Zostało to potwierdzone po sekcji zwłok szczurzych serc
    7. .
  7. Po potwierdzeniu MR wycofaj igłę z lewej jamy komory i delikatnie zawiąż szew sznurkowy torebki.
  8. Użyj sterylnej gazy, aby namoczyć krew na wierzchołku i w klatce piersiowej.
    UWAGA: Dotknięcie echosondy rękawicami chirurgicznymi może spowodować zanieczyszczenie sterylnego środowiska. Spryskaj rękawice 70% etanolem lub wymień rękawice na nowe, odpowiednio.

5. Rekonwalescencja zwierząt i opieka pooperacyjna

  1. Po 5-10 minutach stabilnej czynności serca (prawidłowe EKG i częstość akcji serca), zamknij torakotomię warstwami za pomocą 4-0 vicryl, jednocześnie zmniejszając izofluran stopniowo.
  2. Użyć przerwanego szwu w celu zbliżenia żeber, z izofluranem utrzymywanym na poziomie 2%. Włóż rurkę do klatki piersiowej do szóstej przestrzeni międzyżebrowej i przymocuj ją do sterylnych zasłon, aby uniknąć przypadkowego wślizgnięcia się rurki do jamy klatki piersiowej.
  3. Użyj ciągłego szwu, aby zamknąć warstwę mięśniową z izofluranem utrzymywanym na poziomie 1,5%.
  4. Użyj ciągłego szwu, aby zamknąć warstwę skóry z izofluranem utrzymywanym na poziomie 1%.
  5. Podłącz strzykawkę z zaworem Luer-lock o pojemności 10 ml do rurki klatki piersiowej i spuść 10-12 ml powietrza z jamy klatki piersiowej, a następnie wyjmij rurkę klatki piersiowej.
  6. Podać ostatnią dawkę karprofenu (2,5 mg/kg mc., m.c.) i wyłączyć izofluran.
  7. Kontynuuj wentylację mechaniczną, gdy szczur odzwyczaja się od narkozy, monitorując parametry życiowe (SpO2 i tętno). Na początku spontanicznego oddychania wyłącz wentylację, aby przetestować zdolność szczura do utrzymania takiego oddechu i dobrego SpO2.
  8. Jeśli poziom SpO2 zacznie spadać poniżej 90%, włącz respirator. Gdy szczur jest w stanie utrzymać poziom SpO2 bez wentylacji, szew kotwiczący do rurki dotchawiczej jest przecinany, a zwierzę jest przygotowywane do ekstubacji.
  9. Gdy szczur wykaże oznaki czujności, w tym ruchy wąsów lub gałek ocznych, ekstubuj zwierzę.
  10. Umieść stożek nosowy ze 100% tlenem, aż szczur zacznie chodzić.
  11. Przenieś szczura do czystej klatki z minimalną ściółką i kontynuuj monitorowanie parametrów życiowych za pomocą ręcznego monitora SpO2, umieszczonego na łapie lub ogonie szczura, dopóki szczur nie zacznie chodzić.
    UWAGA: Jeśli zaobserwuje się niepożądane skutki zabiegu, zwierzęta mogą mieć dłuższy czas rekonwalescencji i mogą potrzebować więcej czasu, aby utrzymać wysoki poziom SpO2. W takim przypadku można zastosować stożek nosowy ze 100% tlenem, aż poziom SpO2 ustabilizuje się.
  12. Aby zmniejszyć ryzyko urazu pola operacyjnego i uniknąć ryzyka infekcji, pojedyncze szczury domowe po operacji.
  13. Buprenorfinę należy podać w ciągu 3 godzin po tym, jak szczur jest wybudzony i wystarczająco zdolny do poruszania się. Buprenorfina może powodować niewydolność oddechową, gdy jest podawana na wczesnym etapie rekonwalescencji okołooperacyjnej, opóźniając ją w ten sposób do momentu, gdy szczur zacznie oddychać bez trudności.
  14. Po operacji wszystkie zwierzęta otrzymują następujące leki: gentamycynę (6 mg/kg, SQ, SID POD 1-3) i rimadyl (5 mg/kg, SQ, SID POD 1-3). Wszystkie zwierzęta są obserwowane raz dziennie przez pięć dni po operacji w celu zbadania miejsc nacięć i raz dziennie przez pierwsze dwa tygodnie po operacji w celu oceny bólu.

6. Walidacja ciężkości MR za pomocą echokardiografii (Rysunek 5)

  1. Powtórz TEE po dwóch tygodniach od zabiegu, wykonując te same czynności, które opisano w punkcie 2.7. Dwa tygodnie po operacji to wystarczający czas, aby hemodynamika się ustabilizowała.
  2. Uzyskaj kolorowe obrazowanie dopplerowskie w widoku 2-komorowym za pomocą przezprzełykowego obrazowania ultrasonograficznego, wizualizując lewą komorę i lewy przedsionek. Zmierz powierzchnię lewego przedsionka i strumienia MR. Oblicz frakcję obszaru strumienia MR za pomocą
    figure-protocol-1 (1)
    Ciężki rezonans magnetyczny definiuje się jako obszar strumienia MR ≥ 30%.
  3. Przybliżyć obszar otworu niedomykalności, obliczając powierzchnię igły 23 G, używając zewnętrznej średnicy igły. Równanie to zakłada, że obszar otworu niedomykalności jest równy obszarowi igły 23G.
    figure-protocol-2 (2)
  4. Uzyskaj obrazowanie dopplerowskie falą ciągłą za pomocą bramki Dopplera w otworze strumienia niedomykalności. Prześledź przebieg, aby obliczyć VTI dżetu regurgitentu. Objętość MR można oszacować za pomocą
    figure-protocol-3 (3)
    Ciężki MR definiuje się jako objętość MR ≥ 95 μl.
  5. Uzyskaj obrazowanie dopplerowskie fali tętna żyły płucnej, obracając sondę echa na boki, zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Zmierz prędkości fal skurczowych i rozkurczowych i użyj poniższego równania, aby obliczyć stosunek.
    figure-protocol-4 (4)
    Ujemny współczynnik przepływu w płucach wskazuje na ciężki MR.

7. Pozorna chirurgia

  1. Wykonaj sekcje 1-3 zgodnie z opisem.
  2. Modyfikacja sekcji 4 została zmodyfikowana w taki sposób, że igła 23 G jest wprowadzana do lewej komory przez szew sznurkowy na wierzchołku lewej komory, ale nie jest wprowadzana do zastawki mitralnej w celu wytworzenia MR. Wprowadzić igłę do lewej komory komory i natychmiast wycofać, a następnie zacisnąć i zamknąć wierzchołek komory.
  3. Wykonaj sekcję 5 zgodnie z opisem.
  4. Przeprowadzić ocenę zastawki mitralnej zgodnie z opisem w punkcie 6. MR nie powinien być jednak obecny u żadnego ze zwierząt, dlatego oznaczenie ilościowe zgodnie z opisem nie jest konieczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykonalność i odtwarzalność
Proponowany model MR jest wysoce powtarzalny, z dobrze zdefiniowaną w płatku mitralnym uzyskaną u 100% szczurów wykorzystanych w tym badaniu. Rysunek 6A przedstawia kierunek, w którym igła jest wprowadzana do zastawki mitralnej. Rysunek 6B przedstawia dziurę w ulotce zastawki mitralnej od reprezentatywnego szczura eksplantowanego po 2 tygodniach od zabiegu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono odtwarzalny model ciężkiego MR u gryzoni z dobrym przeżyciem (93,75% przeżycia po operacji) i bez istotnych powikłań pooperacyjnych. Obrazowanie w czasie rzeczywistym z echokardiografią przezprzełykową i wprowadzenie igły do bijącego serca w celu nakłucia płatka mitralnego jest wykonalne i można się go nauczyć. W tym badaniu stwierdzono ciężki rezonans magnetyczny przy użyciu igły o rozmiarze 23 G, którą można zmieniać w zależności od potrzeb za pomocą mniejszej lub większej igły. Rezonans magnetyczny induk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

M.P jest doradcą firmy Heart Repair Technologies (HTZ), za którą otrzymał honorarium za konsultacje. HTZ nie odegrała żadnej roli w tym badaniu, ani nie zapewniła żadnych funduszy na wsparcie tych prac.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została sfinansowana z grantu 19PRE34380625 i 14SDG20380081 od American Heart Association odpowiednio dla D. Corporana i M. Padala, grantów HL135145, HL133667 i HL140325 z National Institutes of Health dla M. Padala oraz funduszy na infrastrukturę z Carlyle Fraser Heart Center w Emory University Hospital Midtown dla M. Padala.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Igła 23GMckesson16-N231
Igła 25G, 5/8 calaMcKesson1031797
4-0 vicrylEthiconJ496H
6-0 proleneEthicon8307H
70% etanoluMcKesson350600
ACE Źródło światłaSchottA20500
ACUSON Sonda ultrasonograficzna AcuNavBiosense Webster101359368Fr Sonda echo wewnątrzsercowa
System ultrasonograficzny ACUSON PRIMESiemensSC2000
BetadineMcKesson1073829
nożyczki do mikropreparacjiRobozRS5990
BuprenorfinaPatterson Weterynaryjny99628
KarprofenPatterson Veterinary7847425
Rurka na klatkę piersiową (angiocath 16G)TerumoSR-OX1651CA
Jednorazowe serwety chirurgiczneMed-VetSMS40
Elektryczna maszynka do goleniaOster78400-XXX
GentamycinPatterson Veterinary78057791
Lampa grzewcza z zaciskiem stołowymBraintree ScientificHL-1 Kleszczyki hemostatyczne 120 V
, zakrzywioneRobozRS7341
Kleszcze hemostatyczne, prosteRobozRS7110
Komora indukcyjnaBraintree ScientificEZ-1785
Korek iniekcyjny, nasadka, Luer LockExel26539
IsofluranePatterson Veterinary6679401725
Wentylator mechanicznyHarvard ApparatusInspira ASV
Kleszcze do mikropreparacjiRobozRS5135
Nożyczki sprężynowe do mikropreparacjiRobozRS5603
Uchwyt na igłęRobozRS6417
No. 15 Ostrze chirurgiczneMcKesson1642
Gąbki flizelinoweMcKesson446036
OtoskopWelch Allyn23862
OxygenAirgas HealthcareUN1072
PulsoksymetrNonin Medical2500A VET
Retraktor, Blunt 4x4RobozRS6524
Monitor chirurgiczny dla gryzoniIndus Instruments113970Zintegrowana platforma pozwala na monitorowanie parametrów życiowych i chirurgiczne Skala rozgrzewająca
Salter BrecknellLPS 150
Rękojeść skalpelaRobozRS9843
Szew jedwabny 3-0McKesson220263
System anestezjologii małych zwierzątOhio MedicalAKDL03882
Sterylna sól fizjologiczna (0,9%)Maska sugical Baxter281322
McKesson188696
Czepek chirurgicznyMcKesson852952
Rękawice chirurgiczneMcKesson854486
Strzykawka 10 mlMcKesson1031801
Strzykawka 1 mlMcKesson1031817
Sonda ultrawysokiej częstotliwościFujifilm VisualsonicsMS250
Żel do ultradźwiękówMcKesson150690
System ultrasonograficzny VEVOFujifilm VisualsonicsVEVO 2100

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Nkomo, V. T., et al. Burden of valvular heart diseases: a population-based study. Lancet. 368 (9540), 1005-1011 (2006).
  2. Zamorano, J. L., et al. Mechanism and Severity of Mitral Regurgitation: Are There any Differences Between Primary and Secondary Mitral Regurgitation? The Journal of Heart Valve Disease. 25 (6), 724-729 (2016).
  3. Grossman, W., Jones, D., McLaurin, L. P. Wall stress and patterns of hypertrophy in the human left ventricle. Journal of Clinical Investigation. 56 (1), 56-64 (1975).
  4. Carabello, B. A. Concentric versus eccentric remodeling. Journal of Cardiac Failure. 8 (6), S258-S263 (2002).
  5. Braunwald, E., Welch, G. H., Sarnoff, S. J. Hemodynamic effects of quantitatively varied experimental mitral regurgitation. Circulation Research. 5 (5), 539-545 (1957).
  6. Sasayama, S., Kubo, S., Kusukawa, R. Hemodynamic and angiocardiographic studies on cardiodynamics: experimental mitral insufficiency. Japanese Circulation Journal. 34 (6), 513-530 (1970).
  7. Hennein, H., Jones, M., Stone, C., Clark, R. Left ventricular function in experimental mitral regurgitation with intact chordae tendineae. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 105 (4), 624-632 (1993).
  8. Stumpe, K. O., Sölle, H., Klein, H., Krück, F. Mechanism of sodium and water retention in rats with experimental heart failure. Kidney International. 4 (5), 309-317 (1973).
  9. Abassi, Z., Goltsman, I., Karram, T., Winaver, J., Hoffman, A. Aortocaval fistula in rat: A unique model of volume-overload congestive heart failure and cardiac hypertrophy. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011 (January), 1-13 (2011).
  10. Corporan, D., Onohara, D., Hernandez-Merlo, R., Sielicka, A., Padala, M. Temporal changes in myocardial collagen, matrix metalloproteinases, and their tissue inhibitors in the left ventricular myocardium in experimental chronic mitral regurgitation in rodents. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 315 (5), H1269-H1278 (2018).
  11. Onohara, D., Corporan, D., Hernandez-Merlo, R., Guyton, R. A., Padala, M. Mitral Regurgitation Worsens Cardiac Remodeling in Ischemic Cardiomyopathy in an Experimental Model. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. , (2019).
  12. Garcia, R., Diebold, S. Simple, rapid, and effective method of producing aortocaval shunts in the rat. Cardiovascular Research. 24 (5), 430-432 (1990).
  13. Brower, G. L., Janicki, J. S. Contribution of ventricular remodeling to pathogenesis of heart failure in rats. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 280 (2), H674-H683 (2001).
  14. McCutcheon, K., et al. Dynamic changes in the molecular signature of adverse left ventricular remodeling in patients with compensated and decompensated chronic primary mitral regurgitation. Circulation Heart Failure. 12 (9), (2019).
  15. McCutcheon, K., Manga, P. Left ventricular remodeling in chronic primary mitral regurgitation. Cardiovascular Journal of Africa. 29 (1), 51-64 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Punkcja transapikalnaprowadzenie echokardiograficznemodel szczurapunkcja ig owaprzebudowa sercaecho przezeozygealnepole strumienia MRprzep yw w y ach p ucnych

Powiązane artykuły