Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zestaw narzędzi oparty na rezonansie magnetycznym do planowania neurochirurgicznego u naczelnych

4.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61098

⸱

17 lipca 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Bioengineering Department, University of Washington, 2Washington National Primate Research Center, University of Washington, 3Electrical and Computer Engineering Department, University of Washington, 4Department of Ophthalmology, SUNY Downstate Health Sciences University, 5Radiology Department, University of Washington

W tym artykule

Podsumowanie

Opisana poniżej metoda ma na celu dostarczenie kompleksowego protokołu do przygotowania neurochirurgii na naczelnych (NHP) przy użyciu nowatorskiego połączenia metod drukowania trójwymiarowego (3D) i ekstrakcji danych MRI.

Streszczenie

W tym artykule przedstawiamy metodę przygotowania chirurgicznego, która pozwala na praktyczne planowanie różnych operacji neurochirurgicznych w NHP wyłącznie przy użyciu danych pochodzących z obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI). Protokół ten pozwala na generowanie drukowanych w 3D anatomicznie dokładnych modeli fizycznych mózgu i czaszki, a także modelu mózgu z żelu agarozowego modelującego niektóre właściwości mechaniczne mózgu. Modele te można wyodrębnić z rezonansu magnetycznego za pomocą oprogramowania do ekstrakcji mózgu dla modelu mózgu i niestandardowego kodu dla modelu czaszki. Protokół przygotowania wykorzystuje najnowocześniejszą technologię druku 3D do tworzenia łączących się mózgów, czaszek i form do żelowych modeli mózgu. Modele czaszki i mózgu mogą być wykorzystane do wizualizacji tkanki mózgowej wewnątrz czaszki z dodaniem kraniotomii w niestandardowym kodzie, co pozwala na lepsze przygotowanie do operacji bezpośrednio obejmujących mózg. Zastosowania tych metod są przeznaczone do operacji związanych ze stymulacją i rejestracją neurologiczną oraz iniekcją, ale wszechstronność systemu pozwala na przyszłą rozbudowę protokołu, technik ekstrakcji i modeli do szerszego zakresu operacji.

Wprowadzenie

Badania nad naczelnymi były kluczowym krokiem w postępie badań medycznych od modeli zwierzęcych do prób na ludziach1,2. Jest to szczególnie ważne w badaniach neurobiologicznych i inżynierii neuronalnej, ponieważ istnieje duża fizjologiczna i anatomiczna rozbieżność między mózgami gryzoni a mózgami naczelnych innych niż ludzie (NHP)1,2,3. Wraz z pojawiającymi się technologiami genetycznymi, takimi jak chemogenetyka, optogenetyka i obrazowanie wapnia, które wymagają genetycznej modyfikacji neuronów, badania inżynierii neuronalnej badające funkcje neuronów w NHP zyskały szczególną uwagę jako model przedkliniczny do zrozumienia funkcji mózgu2,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16. W większości eksperymentów neurobiologicznych NHP środki neurochirurgiczne są wymagane do wszczepienia różnych urządzeń, takich jak słupki na głowę, komory stymulacyjne i rejestracyjne, matryce elektrod i okna optyczne4,5,6,7,10,11,13,14,15,17,18.

Obecne laboratoria NHP stosują różne metody, które często zawierają nieskuteczne praktyki, w tym uspokajanie zwierzęcia tak, aby pasowało do nóg słupka głowy i przybliżało krzywiznę czaszki wokół miejsca kraniotomii. Inne laboratoria dopasowują słupek głowy do czaszki podczas operacji lub stosują bardziej zaawansowane metody uzyskiwania niezbędnych pomiarów do implantacji, takie jak analiza atlasu mózgu NHP i skanów rezonansu magnetycznego (MR), aby spróbować oszacować krzywizny czaszki2,10,11,16. Operacje neurochirurgiczne w NHP obejmują również wstrzykiwanie płynów, a laboratoria często nie mają możliwości wizualizacji przewidywanego miejsca wstrzyknięcia w mózgu2,4,5,13,14 polegając wyłącznie na pomiarach stereotaktycznych i porównaniu ze skanami MR. Metody te są obarczone pewnym stopniem nieuniknionej niepewności, ponieważ nie są w stanie przetestować fizycznej kompatybilności wszystkich złożonych elementów implantu.

Dlatego istnieje potrzeba dokładnej nieinwazyjnej metody planowania neurochirurgicznego w NHP. W tym miejscu przedstawiamy protokół i metodykę przygotowania do operacji implantacji i iniekcji u tych zwierząt. Cały proces wynika ze skanów MRI, w których mózg i czaszka są wyodrębniane z danych w celu stworzenia trójwymiarowych (3D) modeli, które można następnie wydrukować w 3D. Modele czaszki i mózgu można łączyć w celu przygotowania do operacji kraniotomii, a także słupków głowy ze zwiększonym poziomem dokładności. Model mózgu może być również wykorzystany do stworzenia formy do odlewania anatomicznie dokładnego żelowego modelu mózgu. Sam żel mózgowy i w połączeniu z wyekstrahowaną czaszką może być używany do przygotowania do różnych operacji iniekcyjnych. Poniżej opiszemy każdy z kroków wymaganych do przygotowania neurochirurgicznego opartego na rezonansie magnetycznym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet Instytutu Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Waszyngtońskiego. Wykorzystano dwa samce makaków rezusów (małpa H: 14,9 kg i 7 lat, małpa L: 14,8 kg i 6 lat).

1. Akwizycja obrazu

  1. Przetransportuj małpę do skanera MRI 3T i umieść zwierzę w stereotaktycznej ramie zgodnej z MR (Tabela materiałów).
  2. Zapisz standardowe T1 (kąt odwrócenia = 8°, czas powtórzenia/czas echa = 7,5/3,69 s, rozmiar matrycy = 432 x 432 x 80, czas akwizycji = 103,7 s, Multicoil (tabela materiałów), liczba średnich = 1, grubość warstwy = 1 mm) anatomiczne obrazy MR.
    UWAGA: Aby skutecznie wyizolować czaszkę, należy użyć zastosowanych tutaj parametrów akwizycji MRI, aby zmaksymalizować separację między czaszką a mózgiem.

2. Ekstrakcja mózgu

  1. W oprogramowaniu do obrazowania MR do ekstrakcji mózgu wybierz Otwórz | Otwórz obraz. Załaduj skan T1 Quick Magnetization Prepared Rapid Gradient Echo (MPRAGE) uzyskany w kroku 1.2 do oprogramowania do obrazowania MR (Tabela materiałów).
  2. Aby wyodrębnić mózg, w menu rozwijanym Wtyczki wybierz opcję Wyodrębnij mózg (BET). Wyodrębnij przy progu intensywności około 0,5− 0,7 i ustaw wartość gradientu progu na 0. Wielokrotnie używaj funkcji ekstrakcji przy kolejno niższych progach intensywności, aż skan będzie zawierał tylko anatomię kory mózgowej (Rysunek 1B).
    UWAGA: Jest to proces iteracyjny, ponieważ oprogramowanie nie jest przeznaczone dla mózgów NHP, a ekstrakcja nie jest precyzyjna
  3. W menu obszaru zainteresowania (ROI) wybierz opcję Próg zwrotu z inwestycji i wybierz opcję Folia termokurczliwa i 3D, aby utworzyć mapę bitową mózgu. Spowoduje to konwersję głośności na bity binarne z gradientu, co usprawni procesy generowania przyszłych modeli. Wybierz próg (zwykle około 600), aby odizolować mózg od otaczającej tkanki. Ten próg można znaleźć, najeżdżając na istotę szarą. Wybierz przycisk OK, aby utworzyć mapę bitową.
  4. Aby utworzyć powierzchnię, wybierz opcję Zbuduj powierzchnię w menu obrazu i wprowadź próg używany do wyodrębnienia mózgu w kroku 2.3. Następnie wybierz przycisk OK. Uzyskana powierzchnia może być wykorzystana jako odniesienie do dostosowania wartości progowej w celu uzyskania najwyższej jakości reprezentacji docelowej anatomii (Rysunek 1C).
  5. Na karcie pliku wybierz Zapisz lub Zapisz jako, a następnie zapisz wyodrębniony zwrot z inwestycji mózgu jako plik .nii lub .nii.gz do użycia podczas tworzenia modelu mózgu.

3. Modelowanie mózgu

  1. Wybierz opcję Załaduj dane | Wybierz Pliki, aby dodać i załadować wyodrębniony mózg zapisany w formacie .nii lub .nii.gz typu pliku w oprogramowaniu do przetwarzania obrazów medycznych (Spis materiałów).
  2. Najedź kursorem na menu rozwijane Witamy we fragmentatorze na pasku narzędzi modułów i przejdź do wszystkich modułów. Z tego menu wybierz funkcję Edytor. Kliknij OK w wyskakującym okienku z ostrzeżeniem.
  3. Z menu modułu Edytor wybierz opcję Efekt progu i dostosuj suwaki zakresu progowego tak, aby część bitmapy zawierająca mózg była wyróżniona we wszystkich trzech wycinkach. Podczas wczytywania bitmapy ustawienie obu suwaków na wartość 1 powoduje zaznaczenie całego mózgu. Wybierz pozycję Zastosuj.
  4. Otwórz moduł kreatora modeli i z menu rozwijanego woluminów wejściowych wybierz plik bitmapowy wygenerowany w kroku 3.3. W obszarze Modele wybierz opcję Utwórz nową hierarchię modelu. Po przypisaniu nazwy modelu do hierarchii wybierz pozycję Zastosuj, aby utworzyć wolumin.
  5. Zapisz plik w formacie .stl.
  6. Aby jeszcze bardziej zmodyfikować model mózgu, załaduj plik .stl jako ciało graficzne w oprogramowaniu do projektowania wspomaganego komputerowo (Tabela materiałów)
    UWAGA: Może to trochę potrwać, ponieważ importowane powierzchnie mózgu siatki są często dość złożone.
  7. Po zaimportowaniu pliku, w drzewie cech po lewej stronie ekranu kliknij na elementy podrzędne treści graficznej i wyłącz niepotrzebne cechy graficzne, aż w pliku pozostaną tylko cechy zawierające mózg. Zapisz pozostały plik jako .prt do dalszej manipulacji i jako .stl do drukowania 3D. Zapisz pozostały plik jako .prt do dalszej manipulacji i jako .stl do drukowania 3D.

4. Formowanie mózgu

  1. Załaduj wyodrębniony model mózgu z sekcji 3 do oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo, otwierając plik .prt. W sekcji funkcji menu wstawiania wybierz opcję Konwertuj na bryłę siatki. Wybierz graficzną treść mózgu i przekonwertuj ją.
  2. Tworzenie prawej i lewej formy pełnego mózgu
    1. Kliknij przycisk Szkic i wybierz górną płaszczyznę jako płaszczyznę szkicu. Narysuj prostokąt zawierający całą prawą lub lewą półkulę mózgu. Wybrać operację wyciągnięcia dodania/podstawy w szkicu i wyciągnąć prostokąt sześcienny, który zawiera górną część mózgu.
      UWAGA: Sześcian może wymagać wytłoczenia w dwóch kierunkach, aby pomieścić całą półkulę. Dzieje się tak, ponieważ punkt zerowy, w którym znajduje się płaszczyzna wytłaczania, może znajdować się wewnątrz modelu mózgu. Wytłaczanie w obu kierunkach zapewnia, że forma obejmie całą objętość zainteresowania.
    2. W sekcji funkcji menu "wstaw" wybierz opcję Konwertuj na bryłę siatki. Wybierz wyciągnięty sześcian w folderze Korpusy bryłowe i przekonwertuj go. Aby utworzyć przestrzeń ujemną, odejmij model mózgu od nowo wytłoczonego sześcianu za pomocą funkcji Połącz i wybierając opcję odejmowania.
    3. Powtórz kroki 4.2.1 i 4.2.2 dla drugiej półkuli mózgu (lewej lub prawej) i zapisz wynikowe pliki jako .stl do druku 3D i .prt do dalszej manipulacji.
  3. Tworzenie prawej i lewej formy górnej połowy mózgu.
    1. Utwórz szkic w górnej płaszczyźnie i narysuj prostokąt zawierający całą prawą lub lewą półkulę mózgu. Wybierz operację wyciągnięcia dodania/podstawy w szkicu i wyciągnij z wybraną funkcją Odsunięcie od płaszczyzny. Przesuń wytłoczenie do odległości, na której nie ma wystających konturów w anatomii mózgu, uchwycając tylko górną anatomię. W sekcji funkcji w menu 'wstaw' wybierz Konwertuj na ciało siatki. Wybierz wyciągnięty sześcian w folderze Korpusy bryłowe i przekonwertuj go.
    2. Aby utworzyć przestrzeń ujemną, odejmij model mózgu od nowo wytłoczonego sześcianu za pomocą funkcji Połącz i wybierając opcję odejmowania.
    3. Utwórz płaszczyznę szkicu po grzbietowej stronie formy i wybierz opcję Przekształć elementy, a następnie wybierz szkic z kroku 4.3.1.
    4. Wybrać operację wyciągnięcia dodania/podstawy w szkicu i, przy wybranej opcji wyciągnięcia na ślepo, wyciągnąć bryłę na około 5 mm, aby całkowicie zamknąć odjętą anatomię mózgu w formie.
    5. Powtórz kroki 4.3.1−4.3.4 dla drugiej półkuli mózgu (lewej lub prawej) i zapisz wynikowe pliki jako .stl do druku 3D i .prt do dalszej manipulacji.
  4. Zmieniając wymiary i położenie sześcianu i postępując zgodnie z tym samym protokołem (kroki 4.1 i 4.2), stwórz formy zawierające różne części mózgu.
  5. Do druku 3D należy użyć ~70% gęstości wypełnienia i zwiększyć grubość zewnętrznej powłoki wydruku, aby zminimalizować wycieki materiału do formowania. Jeśli w wydruku są luki lub ubytki, wypełnij je lakierem do paznokci lub innym środkiem wiążącym.

5. Modelowanie czaszki

  1. Zaimportuj QUICK MPRAGE MRI z kroku 1.2 do oprogramowania do manipulacji matrycami jako plik DICOM. Plik DICOM może znajdować się w oddzielnych ramkach 2D. W takim przypadku połącz wszystkie klatki w macierz 3D. Upewnij się, że każda klatka 2D macierzy wyświetla wycinek koronalny.
  2. Utwórz maskę binarną, progując macierz 3D za pomocą operatora większego niż dla poszczególnych wartości pikseli. Dostosuj próg w taki sposób, aby anatomia czaszki była przechwytywana przez maskę (patrz Dodatkowy plik kodowania CalibrateMask).
    UWAGA: Maska będzie zawierała cztery odrębne warstwy. Od zewnątrz do wewnątrz będą one określane jako "na zewnątrz", "muskulatura", "czaszka" i "mózg". Na tym etapie "na zewnątrz" i "czaszka" to 0 w masce, a "muskulatura" i "mózg" to jedynki.
  3. Aby usunąć warstwę "muskulatury", przetwarzaj każdą klatkę z maski 3D osobno, iteracyjnie chwytając wycinek 2D z maski (tj. 3D_Mask(:,:,1)).
    1. Dla każdej klatki wybierz 0 pikseli z rogów klatki w warstwie "zewnętrznej" jako "ziarno". Następnie przeszukaj sąsiednie zera, aż napotkasz 1 piksel. Kontynuuj wyszukiwanie, aż nie będzie można znaleźć więcej zer. Zamień wszystkie podłączone 0 na 1. Odbywa się to za pomocą funkcji Matlab "imfill", z wejściami i wyjściami [MASK2] = imfill(MASK1,LOCATIONS,CONNECTIVITY), gdzie MASK1 to oryginalna maska, a MASK2 to wypełniona maska (patrz Dodatkowy plik kodowania FillExterior).
  4. Niektóre informacje o czaszce zostaną utracone podczas usuwania. Aby ograniczyć utratę informacji, wykonaj krok 5.3 we wszystkich trzech wymiarach danych i zachowaj je oddzielnie.
    UWAGA: Teraz zarówno "na zewnątrz", jak i "muskulatura" są 1 i będą uważane za "na zewnątrz". Maska zawiera teraz trzy odrębne warstwy: "na zewnątrz", "czaszka" i "mózg". "Na zewnątrz" i "mózg" to 1, a "czaszka" to 0.
  5. Odwróć wartości maski za pomocą operatora ~ (tj. MASK2 = ~MASK1). Teraz "czaszka" to 1, a "na zewnątrz" i "mózg" to 0.
  6. Jedynki, które stykają się ze sobą w każdej masce, można uznać za "obiekty". Utwórz indeks wszystkich obiektów w każdej masce za pomocą funkcji Matlab "bwconncomp", przy czym dane wejściowe i wyjściowe to [CC] = bwconncomp(MASK), gdzie MASK jest macierzą maski 3D, a CC jest obiektem strukturalnym zawierającym wartości indeksu dla każdego obiektu, liczbę obiektów i rozmiar macierzy. Dla każdej maski usuń wszystkie obiekty z wyjątkiem największej, która zawiera najwięcej wokseli, ustawiając wartości mniejszych obiektów na 0 (zobacz Dodatkowy plik kodowania RemoveNoise).
  7. Dodaj razem maski utworzone z każdego przejścia (zobacz Dodatkowy plik kodowania MergeMasks).
  8. Skaluj mózg do spójnej rozdzielczości.
    1. W nagłówku DICOM porównaj rozmiar kroku między każdą klatką rezonansu magnetycznego z wymiarami każdego piksela.
    2. Jeśli te wartości są różne, zdefiniuj współczynnik skali, aby skompensować różnicę w rozdzielczości między rozmiarem kroku a rozmiarem piksela dla każdego woksela. Na przykład, jeśli każda klatka jest oddalona od siebie o 1 mm, a wymiar piksela wynosi 0,33 mm x 0,33 mm, współczynnik skali będzie wynosił 3.
    3. Dodaj dodatkowe puste woksele do maski 3D, aż wymiar maski o najniższej rozdzielczości będzie większy o współczynnik zdefiniowany przez współczynnik skali (patrz Dodatkowy plik kodowania "ScaleMask").
    4. Interpoluj liniowo wartości w masce, aż maska wypełni nowe miejsce.
    5. Eksportuj czaszkę jako plik .stl lub podobny typ pliku do druku 3D.

6. Tworzenie kraniotomii w modelu czaszki 3D

  1. Korzystając z pliku MRI z kroku 5.1, ręcznie zidentyfikuj przybliżoną lokalizację kraniotomii na podstawie anatomicznych punktów orientacyjnych znalezionych w atlasie mózgu makaka (np. bruzda centralna)19.
    1. Wyświetlanie pojedynczego wycinka macierzy 3D (podobnie jak w kroku 5.3).
    2. Ręcznie skanuj matrycę 3D do przodu lub do tyłu, aż zostaną zlokalizowane rozpoznawalne anatomiczne punkty orientacyjne.
    3. Zapisz numer klatki jako współrzędną z (tj. 3D_Mask(:,:,z)
    4. Użyj narzędzia do wyboru danych, aby zapisać współrzędne x i y pojedynczego punktu w tej klatce, na którym kraniotomia ma zostać wyśrodkowana za pomocą funkcji Matlab "getpts", przy czym dane wejściowe i wyjściowe to [x,y] = getpts. "getpts" otwiera interfejs użytkownika, kliknij żądaną ramkę (patrz Dodatkowy plik kodowania LocateCraniotomy).
  2. Przelicz promień planowanej kraniotomii z mm na woksele, korzystając z informacji w nagłówku DICOM.
  3. Używając punktu określonego w kroku 6.1 jako punktu środkowego, ustaw wszystkie woksele w promieniu zdefiniowanym w 6.2 na zero w masce z kroku 5.8.4 za pomocą dodatkowego pliku kodowania Kraniotomia, gdzie wejściami i wyjściami są [craniotomyMask] = Kraniotomia(maska, x, y, z, promień, X, Y, Z, rozdzielczość)gdzie kranitomiaMaska to matryca 3D z usuniętą kraniotomią, maska to początkowa matryca 3D, x, y, z to współrzędne punktu środkowego kraniotomii, promień to promień kraniotomii, X, Y, Z to wektory siatki macierzy 3D, a rozdzielczość to promień zdefiniowany w kroku 6.2 (patrz Dodatkowy plik kodowania Kraniotomia).
  4. W przypadku kraniotomii mnogiej powtórz kroki 6.1−6.3 dla każdej unikalnej kraniotomii.
  5. Eksportuj czaszkę jako plik .stl lub podobny typ pliku do druku 3D.

7. 3D drukowanie

UWAGA: Używane są dwa rodzaje drukarek 3D do fizycznych prototypów (Tabela Materiałów). W przypadku poniższych specyfikacji wszystkie ustawienia drukarki 3D i oprogramowania do drukowania powinny być domyślne, chyba że zaznaczono inaczej.

  1. Aby wydrukować prototypy i formy, użyj standardowej drukarki PLA (Table of Materials) i utwórz G-Code z następującymi ustawieniami drukarki i oprogramowania: gęstość wewnętrzna >50% (jest to szczególnie ważne w przypadku form, ponieważ muszą one zatrzymywać płyn), szybki wzór wypełnienia wewnętrznego o strukturze plastra miodu, prostoliniowy wzór wypełnienia zewnętrznego, temperatura płyty = 50 °C, i temperatura ekstrudera = 230 °C.
  2. Aby wydrukować modele mózgu i czaszki o wyższej wierności, użyj drukarki klasy przemysłowej, aby wykonać połączony wydruk z akrylonitrylu-butadienu i styrenu (ABS) dla modelu i rozpuszczalnego materiału podporowego (Tabela materiałów). Następnie utwórz G-Code i z następującymi ustawieniami drukarki: Styl wypełnienia Rzadkie - Wysoka gęstość. Wszystkie inne ustawienia zostaną automatycznie ustawione na odpowiednie ustawienia domyślne.
    1. Rozpuść model w rozpuszczalniku podporowym (Tabela Materiałów) przez ~12 h.
  3. Po wprowadzeniu odpowiednich ustawień drukarki naciśnij przycisk Start i obserwuj pierwszą warstwę wydruku, aby upewnić się, że warstwa podstawowa jest czysta i równa.
  4. Po wydrukowaniu form w 3D załataj wszelkie widoczne lakierem do paznokci (Tabela materiałów), aby zagwarantować ściślejsze uszczelnienie.
    UWAGA: Wydrukowane w 3D modele mózgu i czaszki można połączyć, wkładając model mózgu do otwartego dna czaszki. Usunięcie anatomii oka może ułatwić umieszczenie modelu mózgu bez utraty ważnych informacji. Po umieszczeniu w czaszce mózg w naturalny sposób wyrównuje się do anatomicznie prawidłowej pozycji.

8. Przygotowanie agarozy

  1. Wymieszać proszek agarowy (tabela materiałów) i sproszkowaną mączkę chleba świętojańskiego (tabela materiałów) w stosunku wagowym 1:4.
  2. Połączyć mieszaninę proszku z 1x roztworem buforowym fosforanowym (tabela materiałów) do roztworu o stężeniu 0,6% w kolbie Erlenmeyera.
    UWAGA: Stężenia używane przez inne laboratoria mieszczą się w zakresie 0,5%-0,6%20,21.
  3. Ustaw kuchenkę mikrofalową na maksymalną moc i umieść kolbę zawierającą roztwór w kuchence mikrofalowej na 2 minuty.
  4. Obserwuj roztwór. Gdy roztwór zacznie bulgotać, zatrzymaj kuchenkę mikrofalową i timer, wyjmij kolbę i energicznie obracaj. Umieść kolbę z powrotem w kuchence mikrofalowej i wznów kuchenkę mikrofalową i timer.
    UWAGA: Celem jest podgrzanie roztworu bez znacznego zmniejszania objętości z powodu parowania podczas gotowania.
  5. Powtarzaj krok 8.4 aż do upływu dwóch minut.
  6. Wyjąć kolbę i utrzymywać zawirowanie, aby zapobiec zastygnięciu roztworu w kolbie.
  7. Wlej zimną wodę na zewnątrz kolby, aby schłodzić roztwór podczas wirowania. Schłodzić roztwór, aż zewnętrzna strona kolby stanie się gorąca w dotyku, a jednocześnie tolerowana i bezpieczna, aby zapobiec deformacji plastikowej formy przez roztwór w następnych krokach.
  8. Zakręć kolbą podczas transportu roztworu do formy, aby uniknąć przedwczesnego stwardnienia.

9. Formowanie agarozy

UWAGA: Proces formowania agarozy opisany poniżej jest taki sam dla form na całej półkuli i górnej połowie półkuli

  1. Wlej roztwór agarozy do jednej z form mózgowych, aż będzie pełny. Kontynuować mieszanie pozostałego roztworu w kolbie.
  2. Monitoruj poziom roztworu w formie pod kątem wycieków. W razie potrzeby napełnij formę, ponieważ agaroza nastawająca uszczelni wszelkie nieszczelności w formie.
  3. Pozostaw roztwór w formie niezakłócony w temperaturze pokojowej, aż roztwór stwardnieje i stwardnieje w ciało stałe.
    UWAGA: Chociaż czas oczekiwania może się różnić w zależności od objętości roztworu i innych czynników, 2 godziny są uznawane za wiarygodny czas oczekiwania.
  4. Za pomocą szpatułki delikatnie wyjmij model żelowy z formy. Bądź strategiczny przy miejscu wkładania szpatułki do formy, aby zapobiec potencjalnym deformacjom powierzchni formy.
  5. Aby spowolnić naturalny proces parowania i narażenie na czynniki biologiczne, umieść model żelu w szczelnie zamkniętym pojemniku w lodówce.

10. Wstrzyknięcie do modelu żelu agarozowego

  1. Przygotować pompę do infuzji i zamocować ją w ramieniu stereotaktycznym na ramie stereotaktycznej (tabela materiałów). Ustawić pompę w odpowiednim położeniu i trajektorii wtrysku prostopadłym do powierzchni modelu żelowego z rozdziału 9.
  2. Napełnij strzykawkę o pojemności 250 μl (tabela materiałów) wodą demineralizowaną. Zamontować strzykawkę na pompie (tabela materiałów).
    UWAGA: Przed pobraniem jakiegokolwiek barwnika, woda DI powinna całkowicie wypełnić kaniulę iniekcyjną (tabela materiałów). W ten sposób, gdy barwnik jest pobierany przez kaniulę, nie dochodzi do kompresji ani rozprężania powietrza przez tłok, co mogłoby wpłynąć na objętość wstrzyknięcia.
  3. Za pomocą sterownika pompy (tabela materiałów) pobrać barwnik spożywczy (tabela materiałów) do strzykawki do docelowej objętości do wstrzykiwań. Wstrzykuj barwnik spożywczy powoli, aż na końcu kaniuli utworzy się mała kulka, aby zapobiec wstrzykiwaniu pęcherzyków powietrza do żelu. Osusz koralik z końcówki kaniuli.
  4. Umieść model żelowy pod kaniulą. Opuść kaniulę, aż końcówka dotknie powierzchni modelu żelowego. Zwróć uwagę na pomiary na ramieniu stereotaktycznym.
  5. Szybko i płynnie opuść kaniulę do modelu żelowego do docelowej głębokości wstrzyknięcia i upewnij się, że powierzchnia żelu uszczelniła się wokół kaniuli.
  6. Uruchom pompę i obserwuj rozprzestrzenianie się barwnika spożywczego, aż do wstrzyknięcia docelowej objętości. Zacznij od natężenia przepływu 1 μl/min i zwiększaj do 5 μl/min w krokach co 1 μl/min. Rozprzestrzenianie się barwnika spożywczego w żelu jest przybliżeniem rozprzestrzeniania się wektora wirusowego w mózgu.
  7. Szybko i płynnie wyjmij kaniulę z żelu.
  8. Uchwyć obrazy rozprzestrzeniania się barwnika spożywczego za pomocą urządzenia fotograficznego (Tabela materiałów) i fizycznie zmierz wymiary zatoru w celu obliczenia elipsoidalnej objętości wstrzyknięcia. Takie podejście jest możliwe dzięki przezroczystemu charakterowi żelu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Manipulacja i analiza obrazów MRI jako element przedoperacyjnego planowania kraniotomii była z sukcesem stosowana w przeszłości2,5,10,16. Proces ten został jednak znacznie ulepszony dzięki zastosowaniu modelowania 3D mózgu, czaszki oraz kraniotomii. Udało nam się z sukcesem stworzyć anatomicznie dokładny fizyczny model mózgu, który odzwierciedlał obszar zainteresowania w naszych badaniach (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W artykule opisano zestaw narzędzi do przygotowania do operacji neurochirurgicznych w NHP z wykorzystaniem fizycznych i CAD modeli anatomii czaszki i mózgu wyodrębnionych ze skanów MR.

Podczas gdy wyekstrahowane i wydrukowane w 3D modele czaszki i mózgu zostały zaprojektowane specjalnie do przygotowania operacji kraniotomii i implantacji głowy, metodologia nadaje się do kilku innych zastosowań. Jak opisano wcześniej, fizyczny model czaszki pozwala na wstępne zgięcie słupka głowy przed operacją...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają obecnie żadnych konfliktów interesów, które mogliby ujawnić.

Podziękowania

Ten projekt był wspierany przez Eunice Kennedy Shiver National Institute of Child Health & Human Development of the National Institutes of Health w ramach nagrody numer K12HD073945, Washington National Primate Research Center (WaNPCR, P51 OD010425), Center for Neurotechnology (CNT, National Science Foundation Engineering Research Center under Grant EEC-1028725) oraz University of Washington Royalty Research Funds. Fundusze dla laboratoriów Macknik i Martinez-Conde na ten projekt pochodziły z 1734887 nagrody BRAIN Initiative NSF-NCS, a także z nagród NSF 1523614 & 1829474 oraz stypendiów SUNY Empire Innovator dla każdego profesora. Dziękujemy Karamowi Khateebowi za pomoc w przygotowaniu agarozy oraz Toni J Huan za pomoc techniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Oprogramowanie do drukowania 3D (GrabCAD Print)StratasysWersja 1.36Używana do wysokiej jakości druku
3D Oprogramowanie do drukowania 3D (Uprość 3D)UprośćWersja 3D 4.1Używana do drukowania 3D PLA
AgaroseBenchmark ScientificA1700Służy do wytwarzania mózgów żelowych
lakier do paznokciL.A. KoloryCNP637Używany do formowania żelowego
Kaniula (ID 450 um, OD 666 um)Polymicro Technologies1068150625Służy do wstrzykiwania barwnika do żelu
CewnikB BraunPCC2000Perifix do cewników zewnątrzoponowych 20-24 Gage; Ilość sztuk na Cs 50
Drukarka Dremel 3D Digilab 3D45DremelF0133D45AAUżywany do prototypowania w PLA
ECOWORKSStratasys300-00104Używany do rozpuszczania struktur wsporczych QSR
Kolba ErlymeyeraPyrex4980Używany do formowania żelu
Cyjanoakrylan etyluOryginalny Super Glue Corp.15187Służy do produkcji kaniuli kombinowanej
z podziałką3023Używany do formowania żelu
Filament do drukarki 3D HATCHBOX PLAHATCHBOX3DPLA-1KG1.75-CZERWONY/3DPLA-1KG1.75-Szpula 1kg, 1.75mm, czerwono-
Guma chleba świętojańskiegoModernistyczna spiżarnia1018Środek do gumowania do żelowych mieszanek mózgowych
MATLABMathWorksR2019bUżywany do Ekstrakcja czaszki
McCormick Żółty barwnik spożywczyMcCormickUżywany do wstrzykiwania barwnika
Kuchenka mikrofalowaPanasonicNN-SD975SUżywany do utwardzania agarozy
Oprogramowanie do obrazowania MR (3D Slicer)3D Slicerw wersji 4.10.2Używany do generowania modeli 3D
Oprogramowanie do obrazowania MR (Mango z wtyczką BET)Reasearch Imaging InstituteWersja 4.1Używany do mózgu ekstrakcja
System MRI Philips AcheivaPhilips4522 991 19391Służy do obrazowania naczelnych innych niż ludzie
Roztwór buforowany fosforanemGibco70011-04410X rozcieńczony wodą DI do 1X
PompaWPIUMP3T-1Używany do wtrysku barwnika
Sterownik pompyWPIUMP3T-1Używany do wstrzykiwania barwnika
LodówkaGeneral ElectricSłuży do konserwacji żelu agarozowego
Szpatułka naukowaVWR82027-494Służy do ekstrakcji form żelowych
SolidWorksDassault Systemes2019
Stratasys ABS-M30filament Stratasys333-60304Używany do wysokiej jakości druku 3D
Stratasys F170 Drukarka 3DStratasys123-10000Służy do wysokiej jakości druku 3D
Wspornik Stratasys QSRStratasys333-63500Służy do tworzenia podpór z modelem ABS
StrzykawkaSGESGE250TLLSłuży do iniekcji barwnika
do mózgu Łącznik Cylinder

Bibliografia

  1. Phillips, K. A., et al. Why primate models matter. American Journal of Primatology. 76 (9), 801-827 (2014).
  2. Macknik, S. L., et al. Advanced Circuit and Cellular Imaging Methods in Nonhuman Primates. Journal of Neuroscience. 39 (42), 8267-8274 (2019).
  3. Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (9), 3507-3512 (2013).
  4. Ju, N., Jiang, R., Macknik, S. L., Martinez-Conde, S., Tang, S. Long-term all-optical interrogation of cortical neurons in awake-behaving nonhuman primates. PLoS Biol. 16 (8), 2005839(2018).
  5. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Widespread optogenetic expression in macaque cortex obtained with MR-guided, convection enhanced delivery (CED) of AAV vector to the thalamus. Journal of Neuroscience Methods. 293, 347-358 (2018).
  6. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Kharazia, V., Sabes, P. N. Targeted cortical reorganization using optogenetics in nonhuman primates. Elife. 7, (2018).
  7. Ledochowitsch, P., et al. Strategies for optical control and simultaneous electrical readout of extended cortical circuits. Journal of Neuroscience Methods. 256, 220-231 (2015).
  8. Yao, Z., Yazdan-Shahmorad, A. A Quantitative Model for Estimating the Scale of Photochemically Induced Ischemic Stroke. Conference proceedings - IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2018, 2744-2747 (2018).
  9. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Sabes, P. N. Novel techniques for large-scale manipulations of cortical networks in nonhuman primates. Conference proceedings - IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2018, 5479-5482 (2018).
  10. Yazdan-Shahmorad, A., et al. A Large-Scale Interface for Optogenetic Stimulation and Recording in Nonhuman Primates. Neuron. 89 (5), 927-939 (2016).
  11. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Demonstration of a setup for chronic optogenetic stimulation and recording across cortical areas in nonhuman primates. SPIE BiOS. , (2015).
  12. Han, X. Optogenetics in the nonhuman primate. Progress in Brain Research. 196, 215-233 (2012).
  13. Acker, L., Pino, E. N., Boyden, E. S., Desimone, R. FEF inactivation with improved optogenetic methods. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), 7297-7306 (2016).
  14. May, T., et al. Detection of optogenetic stimulation in somatosensory cortex by nonhuman primates--towards artificial tactile sensation. PLoS One. 9 (12), 114529(2014).
  15. Griggs, D. J., K, K., Philips, S., Chan, J. W., Ojemann, W. K. S., Yazdan-Shahmorad, A. Optimized large-scale optogenetic interface for nonhuman primates. SPIE BiOS. , (2019).
  16. Khateeb, K., Griggs, D. J., Sabes, P. N., Yazdan-Shahmorad, A. Convection Enhanced Delivery of Optogenetic Adeno-associated Viral Vector to the Cortex of Rhesus Macaque Under Guidance of Online MRI Images. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  17. Lucas, T. H., Fetz, E. E. Myo-cortical crossed feedback reorganizes primate motor cortex output. Journal of Neuroscience. 33 (12), 5261-5274 (2013).
  18. Jackson, A., Mavoori, J., Fetz, E. E. Long-term motor cortex plasticity induced by an electronic neural implant. Nature. 444 (7115), 56-60 (2006).
  19. Paxinos, G., Huang, X. F., Petrides, M., Toga, A. W. The Rhesus Monkey Brain in Stereotaxic Coordinates. 2nd Edition. , Elsevier Science. (2008).
  20. Krauze, M. T., et al. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. Journal of Neurosurgery. 103 (5), 923-929 (2005).
  21. Chen, Z. J., et al. A realistic brain tissue phantom for intraparenchymal infusion studies. Journal of Neurosurgery. 101 (2), 314-322 (2004).
  22. Cheng, H., et al. Prolonged operative duration is associated with complications: a systematic review and meta-analysis. Journal of Surgical Research. 229, 134-144 (2018).
  23. Michikawa, T., et al. Automatic extraction of endocranial surfaces from CT images of crania. PLoS One. 12 (4), 0168516(2017).
  24. Soliman, A. S., et al. A realistic phantom for validating MRI-based synthetic CT images of the human skull. Medical Physics. 44 (9), 4687-4694 (2017).
  25. Blonde, J. D., et al. Customizable cap implants for neurophysiological experimentation. Journal of Neuroscience Methods. 304, 103-117 (2018).
  26. Overton, J. A., et al. Improved methods for acrylic-free implants in nonhuman primates for neuroscience research. Journal of Neurophysiology. 118 (6), 3252-3270 (2017).
  27. Lohmeier, J., Kaneko, T., Hamm, B., Makowski, M. R., Okano, H. atlasBREX: Automated template-derived brain extraction in animal MRI. Scientific Reports. 9 (1), 12219(2019).
  28. Ortiz-Rios, M., et al. Improved methods for MRI-compatible implants in nonhuman primates. Journal of Neuroscience Methods. 308, 377-389 (2018).
  29. Nishimura, Y., Perlmutter, S. I., Eaton, R. W., Fetz, E. E. Spike-timing-dependent plasticity in primate corticospinal connections induced during free behavior. Neuron. 80 (5), 1301-1309 (2013).
  30. Seeman, S. C., Mogen, B. J., Fetz, E. E., Perlmutter, S. I. Paired Stimulation for Spike-Timing-Dependent Plasticity in Primate Sensorimotor Cortex. Journal of Neuroscience. 37 (7), 1935-1949 (2017).
  31. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. 122 (4), 1502-1517 (2019).
  32. Schweizer-Gorgas, D., et al. Magnetic resonance imaging features of canine gliomatosis cerebri. Veterinary Radiology & Ultrasound. 59 (2), 180-187 (2018).
  33. Galvan, A., et al. Nonhuman Primate Optogenetics: Recent Advances and Future Directions. Journal of Neuroscience. 37 (45), 10894-10903 (2017).
  34. Galvan, A., Caiola, M. J., Albaugh, D. L. Advances in optogenetic and chemogenetic methods to study brain circuits in nonhuman primates. Journal of Neural Transmission. 125 (3), 547-563 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Planowanie neurochirurgiczne w oparciu o MRImodel m zgu naczelnegowydrukowany w technologii 3D model czaszkimodel m zgu z elu agarozowegooprogramowanie do ekstrakcji m zgumodelowanie za pomoc niestandardowego kodusymulacja kraniotomiiprotok iniekcji stereotaktycznejinterfejsowanie modelu fizycznegozestaw narz dzi do przygotowania neurochirurgicznego
Zestaw narzędzi oparty na rezonansie magnetycznym do planowania neurochirurgicznego u naczelnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.