Artykuł metodologiczny

Przygotowanie elektrod stymulujących nerwy obwodowe do przewlekłej implantacji u szczurów

DOI:

10.3791/61128

⸱

14 lipca 2020

 ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, University of Texas at Dallas, 2School of Behavioral and Brain Sciences, University of Texas at Dallas, 3Texas Biomedical Device Center, University of Texas at Dallas

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Istniejące podejścia do konstruowania przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych nerwów obwodowych do użytku u małych gryzoni często wymagają specjalistycznego sprzętu i/lub wysoko wykwalifikowanego personelu. W tym protokole demonstrujemy proste, tanie podejście do wytwarzania przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych i wykazujemy ich skuteczność w stymulacji nerwu błędnego (VNS) u szczurów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektrody mankietów nerwów obwodowych są od dawna używane w neuronaukach i pokrewnych dziedzinach do stymulacji, na przykład, nerwu błędnego lub kulszowego. Kilka ostatnich badań wykazało skuteczność przewlekłego VNS w zwiększaniu plastyczności ośrodkowego układu nerwowego w celu poprawy rehabilitacji ruchowej, uczenia się wygaszania i dyskryminacji sensorycznej. Budowa przewlekle wszczepialnych urządzeń do użytku w takich badaniach jest trudna ze względu na niewielkie rozmiary szczurów, a typowe protokoły wymagają intensywnego szkolenia personelu i czasochłonnych metod mikrowytwarzania. Alternatywnie, dostępne na rynku wszczepialne elektrody mankietowe można kupić po znacznie wyższych kosztach. W niniejszym protokole przedstawiamy prostą, tanią metodę budowy małych, przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych nerwów obwodowych do stosowania u szczurów. Potwierdzamy krótko- i długoterminową niezawodność naszych elektrod mankietowych, wykazując, że VNS u szczurów znieczulonych ketaminą/ksylazyną powoduje zmniejszenie częstości oddechów zgodne z aktywacją odruchu Heringa-Breuera, zarówno w momencie implantacji, jak i do 10 tygodni po implantacji urządzenia. Ponadto wykazujemy przydatność elektrod mankietowych do stosowania w badaniach nad przewlekłą stymulacją, łącząc VNS z wykwalifikowaną wydajnością prasy dźwigniowej w celu wywołania plastyczności mapy kory ruchowej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnio wzrosło zapotrzebowanie na przewlekle wszczepialne elektrody mankietowe do stymulacji nerwów obwodowych, ponieważ badania coraz częściej wykazują przedkliniczną przydatność tej techniki w leczeniu licznych chorób zapalnych1,2,3 i zaburzenia neurologiczne4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. Na przykład wykazano, że przewlekły VNS zwiększa plastyczność kory nowej w różnych kontekstach uczenia się, poprawiając rehabilitację motoryczną4,5,6,7,8, extinction learning10,11,12,13,14 oraz dyskryminacja sensoryczna15. Dostępne na rynku elektrody mankietów nerwów obwodowych często wiążą się z wydłużonym czasem realizacji zamówienia i stosunkowo wysokimi kosztami, co może ograniczać ich dostępność. Alternatywnie, protokoły "wewnętrznego" wytwarzania przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych pozostają ograniczone, a anatomia gryzoni stanowi szczególne wyzwanie ze względu na ich niewielkie rozmiary. Obecne protokoły konstruowania elektrod mankietowych do przewlekłych eksperymentów na gryzoniach często wymagają użycia skomplikowanego sprzętu i technik, a także szeroko przeszkolonego personelu. W tym protokole demonstrujemy uproszczone podejście do wytwarzania elektrod mankietowych w oparciu o wcześniej opublikowane i szeroko stosowane metody16,17. Weryfikujemy funkcjonalność naszych przewlekle wszczepionych elektrod u szczurów, wykazując, że w momencie implantacji mankietu wokół lewego nerwu błędnego szyjnego, stymulacja zastosowana do elektrod mankietu z powodzeniem spowodowała zaprzestanie oddychania i spadek SpO2. Wiadomo, że stymulacja włókien błędnych aferentnego receptora płucnego angażuje odruch Heringa-Breuera, w którym hamowanie kilku jąder oddechowych w pniu mózgu powoduje tłumienie inspiration18. Tak więc zaprzestanie oddychania zgodne z odruchem Heringa-Breuera i wynikający z niego spadek SpO2 stanowią prosty test dla prawidłowego wszczepienia elektrody i funkcji mankietu u znieczulonych szczurów. Aby potwierdzić długoterminową funkcjonalność przewlekle wszczepionych elektrod mankietowych, zmierzono reakcje odruchowe w momencie implantacji i porównano je z odpowiedziami uzyskanymi u tych samych zwierząt sześć tygodni po implantacji. Drugiej grupie szczurów wszczepiono elektrody mankietowe VNS po treningu behawioralnym w zakresie naciskania dźwigni. U tych szczurów VNS w połączeniu z prawidłowym wykonaniem zadania spowodował reorganizację mapy motorycznej kory mózgowej, zgodnie z wcześniej opublikowanymi badaniami19,20,21,22. W czasie mapowania kory ruchowej w znieczuleniu, które nastąpiło 5-10 tygodni po implantacji urządzenia, dodatkowo zweryfikowaliśmy funkcję mankietu u zwierząt leczonych VNS, potwierdzając, że VNS skutecznie wywołał zaprzestanie oddychania i ponad 5% spadek SpO2.

Ostatnio opublikowane protokoły od Childs et al.17 i Rios et al.16 stanowią dobrze sprawdzony punkt wyjścia dla uproszczonego podejścia do produkcji elektrod mankietowych, ponieważ ta popularna metoda została wykorzystana przez wiele laboratoriów prowadzących przewlekłe badania VNS na gryzoniach1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11. Oryginalna metoda obejmuje kilka bardzo precyzyjnych etapów manipulowania cienkimi mikrodrutami, tak aby produkcja elektrod mankietowych trwała ponad godzinę, a także intensywne szkolenie, aby działało niezawodnie. Opisane tutaj uproszczone podejście wymaga znacznie mniej materiałów i narzędzi i może być wykonane w mniej niż godzinę przez minimalnie przeszkolony personel.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury opisane w tym protokole są przeprowadzane zgodnie z Przewodnikiem NIH dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Teksańskiego w Dallas.

1. Stymulowanie produkcji elektrod mankietowych

  1. Przygotuj rurkę mankietu.
    1. Za pomocą żyletki wytnij kawałek polimerowej rurki o długości 2,5 mm. Włóż końcówki kleszczyków lub spinacz do papieru przez rurkę i użyj ostrza, aby zrobić szczelinę wzdłuż przez ściankę rurki po jednej stronie mankietu.
    2. Zdejmij kleszcze z rurki i włóż dużą igłę do szycia przez linię środkową mankietu, prostopadle do długiej osi. Włóż igłę przez szczelinę (na górze) i do środka rurki po przeciwnej stronie (na dole). Umieść igłę w płycie piankowej, aby przypiąć mankiet na miejscu podczas pozostałych etapów montażu.
  2. Umieść szew zabezpieczający zamknięcie mankietu podczas implantacji.
    1. Włóż małą igłę do szycia przez ścianę mankietu, na linii środkowej, około 0,5 mm od górnego rozcięcia po jednej stronie. Włóż igłę od wewnątrz na zewnątrz, aby uniknąć uszkodzenia rurki mankietu. Przełóż szew 6/0 o długości 2 cm przez oczko igły i przeciągnij igłę przez ściankę rurki, aby wkręcić szew do mankietu.
    2. Pozostawiając nić na miejscu, wyjmij igłę i przebij drugi otwór przez ściankę rurki około 0,5 mm poniżej pierwszego otworu, wzdłuż linii środkowej mankietu. Wprowadzić szew przez oczko igły i przeciągnąć igłę przez ściankę rurki, aby ponownie przewlec szew przez mankiet.
    3. Oba końce nici do szwów powinny teraz znajdować się po zewnętrznej stronie mankietu. Wyreguluj szew tak, aby ~1,5 cm wystawało z górnego otworu, a ~0,5 mm wystawało z dolnego otworu.
    4. Nałóż niewielką ilość kleju utwardzanego promieniami UV na krótki koniec szwu wychodzący z dolnego otworu i pociągnij dłuższy koniec szwu, aż dolny ogon będzie prawie równo z zewnętrzną ścianą rurki. Użyj różdżki UV, aby utwardzić klej i mocno przytrzymać szew na miejscu.
    5. Powtórz kroki od 1.2.1 do 1.2.3 po przeciwnej stronie mankietu.
  3. Umieść przewody Platinum:Iridium (Pt:Ir).
    1. Użyj małej igły do szycia, aby zrobić 4 otwory w ściance mankietu. Każda para otworów powinna być umieszczona w odległości około 0,5–0,8 mm od prostopadłej linii środkowej, z otworem w odległości około 0,5–0,8 mm od górnej szczeliny po obu stronach mankietu.
      UWAGA: Aby uzyskać najbardziej spójne i dokładne ułożenie przewodów, włóż igłę od wewnątrz na zewnątrz, aby wykonać wszystkie otwory, używając ułożenia szwów jako prowadnicy.
    2. Włóż igłę do szycia ponownie, tym razem od zewnątrz do wewnątrz, przez ołowiany otwór 1. Przełóż około 0,5 cm drutu Pt:Ir o długości 7,5 cm przez oczko igły i przeciągnij igłę przez rurkę, aby przewlec przewód przez ściankę mankietu. Wyreguluj drut tak, aby ~4,5 cm wystawało na zewnętrzną stronę mankietu (Rysunek 1A).
    3. Ponownie włóż igłę przez otwór ołowiany 1, ponownie pracując od zewnątrz do wewnątrz, a dodatkowo włóż igłę przez otwór ołowiany 2 bezpośrednio naprzeciwko otworu ołowianego 1. Włóż ~0,5 cm krótszego (wewnętrznego) końca drutu Pt:Ir przez oczko igły i przeciągnij igłę przez rurkę, aby przewlec przewód przez ścianki mankietu.
      UWAGA: Oba końce drutu Pt:Ir powinny teraz znajdować się po zewnętrznej stronie mankietu, a pętla z drutu jest tworzona wokół krawędzi szczeliny i przez otwór ołowiany 1 (Rysunek 1B).
    4. Powtórz kroki od 1.3.1 do 1.3.3, aby umieścić drut Pt:Ir przez otwory ołowiane 3 i 4.
    5. Za pomocą zapalniczki butanowej ostrożnie usuń izolację z długości 5–6 mm na końcu przewodów Pt:Ir wychodzących z otworu ołowianego 2 i otworu ołowianego 4.
      UWAGA: Ostrożnie odizoluj końce przewodów od reszty zespołu mankietu, aby uniknąć uszkodzenia mankietu. Użyj narzędzi do przytrzymania przewodów, aby uniknąć obrażeń.
    6. Dopasuj nieizolowany drut wewnątrz mankietu, aby umieścić przewody w ich ostatecznych miejscach. Aby to zrobić, delikatnie pociągnij za koniec przewodu Pt:Ir rozciągającego się od otworu 1, aż nieizolowana część przewodu zrówna się z otworem 1. Powtórz z drugim przewodem, aby wyrównać nieizolowany koniec drutu przewleczonego przez otwory ołowiane 3 i 4.
    7. Nałóż niewielką ilość kleju utwardzanego promieniami UV na druciane pętle po zewnętrznej stronie mankietu w otworach ołowianych 1 i 3. Użyj różdżki UV, aby utwardzić klej i zabezpieczyć przewody na miejscu.
    8. Użyj małej końcówki do pipety, aby docisnąć nieizolowane przewody Pt:Ir do wewnętrznej ścianki mankietu. Po umieszczeniu przewodów na miejscu odetnij końce przewodów wystających z otworów ołowianych 2 i 4 tak, aby około 1 mm drutu wystawało poza zewnętrzną stronę ścianki mankietu.
    9. Złóż 1 mm końcówki drutu płasko na zewnętrznej powierzchni mankietu, uważając, aby nie zwarć ich ze sobą. Nałóż niewielką ilość kleju utwardzanego promieniami UV, aby pokryć tylko dwa ogony i utwardzić klej, aby zabezpieczyć umieszczenie przewodu i zapewnić izolację elektryczną.
      UWAGA: Ważne jest, aby całkowicie pokryć odsłonięte na zewnątrz powierzchnie Pt:Ir klejem, aby zaizolować przewody i uniknąć stymulacji poza celem.
  4. Zabezpiecz przewody druciane Pt:Ir na miejscu za pomocą zabezpieczenia szwów.
    1. Wyjmij dużą igłę z zespołem mankietu z płyty piankowej. Przełóż szew 6/0 o długości 3 cm przez oczko igły i przeciągnij igłę przez rurkę, aby przewlec szew przez dolną część mankietu w punkcie środkowym.
    2. Przełącz się na małą igłę do szycia, aby zakończyć nawlekanie szwów w celu zabezpieczenia ołowiu Pt:Ir. Włóż igłę przez ten sam otwór w linii środkowej, ponownie pracując od wewnątrz na zewnątrz, aby uniknąć deformacji rurki i przewodów. Przełóż zewnętrzny ogon szwu przez oczko igły i przeciągnij igłę przez ściankę mankietu, aby utworzyć pętlę szwu wokół krawędzi mankietu (Rysunek 1C).
      UWAGA: Użyj kleszczy i pracuj pod mikroskopem, aby upewnić się, że szew jest zorientowany wzdłuż długiej osi mankietu i leży płasko na rurce. Ten krok zapewnia, że przewody pozostają oddzielone po wewnętrznej stronie mankietu i są utrzymywane na miejscu po boku linii środkowej mankietu.
    3. Utwórz drugą pętlę wokół przeciwległego końca mankietu, wiążąc końce szwu w pół węzła, po zewnętrznej stronie mankietu. Upewnij się, że szew biegnie wzdłuż długiej osi mankietu i przylega płasko do rurki. Trzymając węzeł mocno, tak aby przylegał płasko do rurki, nałóż niewielką ilość kleju utwardzanego promieniami UV na pół węzła i utwardź, aby utrzymać go na miejscu.
    4. Ostrożnie odetnij końce nici do szwu jak najbliżej węzła. Jeśli to konieczne, użyj niewielkiej ilości dodatkowego kleju utwardzanego promieniami UV, aby skleić krótkie końce szwu tak, aby leżały płasko na rurce (Rysunek 1D).
  5. piny złącza do przewodów Pt:Ir.
    1. Za pomocą zapalniczki butanowej usuń izolację z ~3 mm na końcu każdego z przewodów Pt:Ir. stronę miseczki złotego kołka (patrz Tabela materiałów) do nieizolowanego końca każdego przewodu.
  6. Sprawdź impedancję zmontowanego urządzenia.
    1. Podłącz złote piny do wejść miernika LCR lub modułu kontroli impedancji elektrody i ustaw częstotliwość testową na 1 kHz. Zanurz rurkę mankietu (i styki stymulacji Pt:Ir wewnątrz mankietu) w małej zlewce wypełnionej solą fizjologiczną, uważając, aby złote styki ołowiane i złącza sondy były suche. Przed przystąpieniem do implantacji sprawdź, czy zmontowany mankiet ma impedancję przy 1 kHz mniejszą niż 2 kΩ.
      UWAGA: Wysoka impedancja często wskazuje na niewystarczającą odsłoniętą powierzchnię Pt:Ir, która może powstać z powodu takich czynników, jak niewystarczające usunięcie izolacji, przypadkowe nałożenie kleju we wnętrzu mankietu, zerwane pasma drutu itp. Mankiety należy również sprawdzić pod kątem pękniętych lub źle ułożonych pasm drutu, które mogą skutkować zwarciem styków przy długotrwałym użytkowaniu.

2. Konstrukcja nasadki na głowę

UWAGA: Procedury montażu nasadek są podobne do tych opublikowanych wcześniej (Childs et al.17) i są tutaj podsumowane dla wygody.

  1. Złóż headcap17
    1. Wytnij dwa małe kawałki drutu 30 AWG, jeden o długości ~13 mm i jeden o długości ~10 mm. Zdejmij ~1,5 mm izolacji z każdego końca obu przewodów. stronę bolca złotego kołka do jednego końca każdego drutu, jak najbliżej kubka. Użyj nożyc do drutu, aby odciąć nadmiar długości kołka poza złączem lutowanym.
    2. drugie końce przewodów AWG do dwóch środkowych miseczek lutowniczych 4-pinowego złącza mikropaskowego.
    3. Zegnij nasadkę przewodu prowadzącą w górę w kierunku złącza i umieść złote piny płasko na złączu, równolegle do siebie, jak pokazano na Rysunek 2A. Kołek połączony z krótszym przewodem należy umieścić poniżej kołka połączonego z dłuższym przewodem. Użyj akrylu do paznokci, cementu dentystycznego lub kleju utwardzanego promieniami UV, aby zabezpieczyć przewody nasadki na miejscu.

3. Użycie urządzenia

  1. Wszczepić elektrody mankietowe w celu przewlekłej stymulacji nerwu błędnego.
    UWAGA: Wszystkie zabiegi chirurgiczne powinny być wykonywane przy użyciu techniki sterylnej lub aseptycznej w odpowiednim znieczuleniu, zgodnie z wytycznymi NIH dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz z lokalną aprobatą IACUC. Poniższe procedury mają na celu zilustrowanie reprezentatywnego użytkowania urządzenia i nie mają charakteru wyczerpującego.
    1. Umieść szczura w ramie stereotaktycznej i wykonaj strzałkowe nacięcie nad kośćmi ciemieniowymi i potylicznymi, aby odsłonić powierzchnię czaszki w celu wszczepienia nasadki / łącznika. Ostrożnie wykręć 4 otwory w czaszce i umieść jubilerskie. Użyj akrylu dentystycznego, aby przymocować nasadkę do czaszki i.
    2. Wyjmij szczura z ramy stereotaktycznej i połóż się na jego prawym boku. Wykonaj pionowe nacięcie w skórze po lewej stronie szyi i ostrożnie wypreparuj lewy nerw błędny z tętnicy szyjnej, znajdującej się między mięśniami mostkowo-sutkowymi i mostkowo-gnykowymi oraz pod mięśniem omohyoidalnym.
    3. Tunel mankietu prowadzi podskórnie w kierunku czaszki. Podłącz przewody do nasadki za pomocą złotych pinów.
    4. Umieść nerw błędny wewnątrz mankietu i zabezpiecz urządzenie zamknięte, zawiązując podwójny węzeł w szwach mankietu. Należy uważać, aby uniknąć uszkodzenia nerwu podczas implantacji poprzez manipulowanie nerwem za pomocą, nieprzewodzących haczyków lub chwytanie tkanki łącznej otaczającej nerw.
    5. Przetestuj implant, stosując stymulację urządzenia (10 s ciągu 0,8 mA, 30 Hz, 100 μs impulsy dwufazowe). Właściwa implantacja spowoduje zaprzestanie oddychania i spadek SpO2 o 5% lub więcej.
    6. Przykryj złote szpilki i odsłonięte przewody akrylem dentystycznym, zamknij rany szwami i oczyść miejsca nacięć roztworem soli fizjologicznej, alkoholu i jodu powidonu.
    7. Zapewnienie płynów zastępczych, leków przeciwbólowych i opieki pooperacyjnej zgodnie z wytycznymi NIH i aprobatą IACUC.
  2. Stymuluj nerw błędny podczas czuwania.
    UWAGA: Wcześniej wykazano, że dostarczanie VNS, gdy zwierzęta wykonują określone zadania motoryczne, rozszerza reprezentację mapy motorycznej mięśni istotnych dla zadania. Używamy tego zwalidowanego paradygmatu, aby zapewnić reprezentatywny przykład użycia urządzenia, ale wiele innych paradygmatów behawioralnych i/lub parametrów stymulacji może być istotnych dla alternatywnych zastosowań. Szczury zostały przeszkolone do biegłości w zadaniu naciskania dźwigni używanym tutaj przed implantacją urządzenia. Po operacji dobre wyniki zostały ponownie zweryfikowane przed dostawą VNS: szczury przeprowadziły co najmniej 100 udanych prób w dwóch 30-minutowych sesjach treningowych dziennie. VNS został sparowany z prawidłowymi naciśnięciami dźwigni podczas 10 kolejnych sesji treningowych w ciągu 5 dni.
    1. Podłącz szczura do generatora bodźców za pomocą wszczepionej nasadki na głowę i dostosuj do odpowiednich ustawień stymulacji. W celu indukowanej przez VNS reorganizacji mapy kory ruchowej, należy sparować każde prawidłowe naciśnięcie dźwigni z pojedynczym ciągiem 15 dwufazowych impulsów, każdy o szerokości 100 μs i amplitudzie 800 μA, dostarczanych z częstotliwością 30 Hz.
    2. Ciąg stymulacji jest dostarczany natychmiast po wykryciu każdego udanego naciśnięcia dźwigni podczas dziesięciu 30-minutowych sesji treningowych. Podczas dostarczania VNS użyj oscyloskopu, aby monitorować pomyślne dostarczenie stymulacji prądu.
  3. Zweryfikuj przewlekle wszczepioną funkcję mankietu.
    1. W ciągu 24 godzin od ostatniej sesji treningowej sparowanej z VNS użyj mikrostymulacji wewnątrzczaszkowej (ICMS), aby określić ilościowo funkcjonalną mapę somatotopową w korze ruchowej19,20,21,22.
    2. Po indukcji znieczulenia do mapowania ICMS kory ruchowej, ponownie zwaliduj działanie mankietu, stosując 10-sekundowy ciąg stymulacji prądem 30 Hz, 0,8 mA (impulsy dwufazowe 100 μs), co powinno skutkować zaprzestaniem oddychania i obniżeniem poziomuSpO2 o co najmniej 5%, zgodnie z odruchem Heringa-Breuera.
      UWAGA: W zależności od zastosowania, funkcja mankietu może być uznana za dopuszczalną, jeśli obserwuje się niezawodny spadek SpO2 mniejszy niż 5% lub jeśli wyższe amplitudy prądu (do 1,6 mA) niezawodnie powodują co najmniej 5% redukcję SpO2. Niezaobserwowanie zaprzestania oddychania i/lub wiarygodnego zmniejszenia SpO2 wskazuje na niewydolność implantu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektrody mankietu nerwu błędnego i nasadki na głowę były chronicznie wszczepiane szczurom zgodnie z wcześniej opublikowanymi procedurami chirurgicznymi17,19,20,21,22. Przed implantacją mierzono impedancję przy 1 kHz w poprzewodach mankietu, przy czym rurka mankietu była zanurzona w soli fizjologicznej (impedancja = 1,2 ± 0,17 kΩ [średnia ± std]; N = 9). Wszcz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu opisujemy proste, tanie podejście do montażu przewlekle wszczepialnych elektrod stymulujących mankiet do stosowania u gryzoni, ułatwiając badania przedkliniczne tej nowej terapii. Ta uproszczona metoda nie wymaga specjalistycznego szkolenia ani sprzętu i wykorzystuje niewielką liczbę narzędzi i materiałów, które są łatwo dostępne dla większości laboratoriów badawczych, zmniejszając zarówno koszty pieniężne, jak i koszty pracy związane z produkcją urządzenia w porównaniu z innymi pode...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została sfinansowana przez Uniwersytet Teksański w Dallas i Radę Regentów UT. Dziękujemy Solomonowi Goldingowi, Bilaalowi Hassanowi, Marghi Jani i Ching-Tzu Tsengowi za pomoc techniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Biokompatybilne rurki polimerowe na bazie poliuretanu, 0,080" OD x 0,040" IDBraintree ScientificMRE080 36 FT
Zakresy AM#SM-6T-FRL
Nożyczki drobno ząbkowane, proste, krawędź tnąca 22 mmFine Science Tools#14058-09do cięcia drutu Pt/Ir i nici do szwów
Kleszcze, #5 Kleszcze Dumont, proste, 11 cm, 0,1 x 0,06 mm końcówkaFine Science Tools#11626-11
Kleszcze, kleszcze z ceramiczną końcówką, końcówki 0,3 mm x 30 mmMikroskopia elektronowa Sciences#78127-71
Złote szpilki, PCB Press Fit SocketMill-Max#1001-0-15-15-30-27-04-0lub podobne małe piny do łączenia przewodów mankietu z nasadką
Zapalniczka izobutanowaBIC#LCP21-ASTdo odizolowywania przewodu
Pt/IrZłącze mikropaskowe z zatrzaskiem, 4-pinoweOmneticsA24002-004 / PS1-04-SS-LT
Końcówka do pipety, 10 uLVWR89079-464
platynowo-irydowa (90/10%) Drut, 0,001" (średnica) x 9 żył, izolowany PTFESigmund Cohn10IR9/49T
Żyletka, jednokrawędziowa, chirurgiczna stal węglowa nr 9VWR#55411-050do cięcia rurek
MicrorenathaneIgła do szycia, długość ok. 4,0 cm x średnica 0,7 mm (rozmiar 6-7)Singer00276Mniejsza igła do nawlekania drutu Pt/Ir
Igła do szycia, długość ok. 4,5 cm x średnica 0,8 mm (rozmiar 2-3)Singer00276Większa igła do przypinania mankietu podczas montażu i do nawlekania szwu
Mała tablica piankowaJuvo+/AmazonB07C9637SJdla platformy produkcyjnej; nasze wymiary to ok. 2,5" x 3,5" x 1" (dł. x szer. x wys.)
Lut, wielożyłowy, bezołowiowy, średnica 0,38 mmLoctite/Multicore#796037
Stacja lutowniczaWellerWES51lub podobna lutownica kompatybilna z długimi stożkowymi grotami (ta część została wycofana z produkcji)
Grot lutowniczy, długi stożkowy, 0,01" / 0,4 mmWeller1UNF8
Szew, niewchłanialny pleciony jedwab, rozmiar 6/0Narzędzia Fine Science#18020-60
Światło punktowe UV (405 nm)Henkel/Loctite#2182207
Klej utwardzany światłem UV 25 mlHenkel/LoctiteAA 3106lub podobny biokompatybilny klej utwardzany promieniami UV
Drut do owijania, 30 AWGDigikeyK396-ND
Mikroskop preparacyjny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Koopman, F. A., et al. Vagus nerve stimulation inhibits cytokine production and attenuates disease severity in rheumatoid arthritis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2016).
  2. Levine, Y. A., et al. Neurostimulation of the cholinergic anti-inflammatory pathway ameliorates disease in rat collagen-induced arthritis. PLoS One. , (2014).
  3. Zhang, Y., et al. Chronic vagus nerve stimulation improves autonomic control and attenuates systemic inflammation and heart failure progression in a canine high-rate pacing model. Circulation: Heart Failure. , (2009).
  4. Ganzer, P. D., et al. Closed-loop neuromodulation restores network connectivity and motor control after spinal cord injury. Elife. , (2018).
  5. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training enhances recovery of forelimb function after ischemic stroke in aged rats. Neurobiology of Aging. , (2016).
  6. Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehabilitation and Neural Repair. , (2014).
  7. Meyers, E. C., et al. Vagus nerve stimulation enhances stable plasticity and generalization of stroke recovery. Stroke. , (2018).
  8. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. , (2014).
  9. Farrand, A., et al. Vagus nerve stimulation improves locomotion and neuronal populations in a model of Parkinson's disease. Brain Stimulationation. , (2017).
  10. Souza, R. R., et al. Vagus nerve stimulation reverses the extinction impairments in a model of PTSD with prolonged and repeated trauma. Stress. , (2019).
  11. Noble, L. J., Souza, R. R., McIntyre, C. K. Vagus nerve stimulation as a tool for enhancing extinction in exposure-based therapies. Psychopharmacology. , (2019).
  12. Childs, J. E., Kim, S., Driskill, C. M., Hsiu, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation during extinction learning reduces conditioned place preference and context-induced reinstatement of cocaine seeking. Brain Stimulationation. , (2019).
  13. Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biological Psychiatry. , (2013).
  14. Childs, J. E., DeLeon, J., Nickel, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation reduces cocaine seeking and alters plasticity in the extinction network. Learning & Memory. , (2017).
  15. Engineer, C. T., et al. Temporal plasticity in auditory cortex improves neural discrimination of speech sounds. Brain Stimulationation. , (2017).
  16. Rios, M., et al. Protocol for Construction of Rat Nerve Stimulation Cuff Electrodes. Methods Protoc. , (2019).
  17. Childs, J. E., et al. Vagus nerve stimulation as a tool to induce plasticity in pathways relevant for extinction learning. Journal of Visualized Experiments. , (2015).
  18. Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiological reviews. , (1973).
  19. Porter, B. A., et al. Repeatedly Pairing Vagus Nerve Stimulation with a Movement Reorganizes Primary Motor Cortex. Cerebral Cortex. 22, 2365-2374 (2011).
  20. Morrison, R. A., et al. Vagus nerve stimulation intensity influences motor cortex plasticity. Brain Stimulationation. , (2018).
  21. Hulsey, D. R., et al. Norepinephrine and serotonin are required for vagus nerve stimulation directed cortical plasticity. Exp. Neurol. , (2019).
  22. Hulsey, D. R., et al. Reorganization of Motor Cortex by Vagus Nerve Stimulation Requires Cholinergic Innervation. Brain Stimulation. 9, 174-181 (2016).
  23. Bouverot, P., Crance, J. P., Dejours, P. Factors influencing the intensity of the breuer-hering inspiration-inhibiting reflex. Respiration Physiology. , (1970).
  24. Fialova, E., Vizek, M., Palecek, F. Inflation reflex in the rat. Physiologia Bohemoslov. , (1975).
  25. Hays, S. A., et al. The bradykinesia assessment task: An automated method to measure forelimb speed in rodents. Journal of Neuroscience Methods. , (2013).
  26. Kim, H., et al. Cuff and sieve electrode (CASE): The combination of neural electrodes for bi-directional peripheral nerve interfacing. Journal of Neuroscience Methods. , (2020).
  27. González-González, M. A., et al. Thin Film Multi-Electrode Softening Cuffs for Selective Neuromodulation. Scientific Reports. , (2018).
  28. Thakur, R., Nair, A. R., Jin, A., Fridman, G. Y. Fabrication of a Self-Curling Cuff with a Soft, Ionically Conducting Neural Interface. Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. , (2019).
  29. Bucksot, J., et al. Flat electrode contacts for vagus nerve stimulation. PLoS One. 14, (2019).
  30. El Tahry, R., et al. Repeated assessment of larynx compound muscle action potentials using a self-sizing cuff electrode around the vagus nerve in experimental rats. Journal of Neuroscience Methods. , (2011).
  31. Bonaz, B., Sinniger, V., Pellissier, S. Anti-inflammatory properties of the vagus nerve: potential therapeutic implications of vagus nerve stimulation. Journal of Physiology. , (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Elektrody mankietowe do nerw w obwodowychprzewlek a implantacja u szczur wstymulacja nerwu b dnegoprzewody z drutu platynowo irydowegoklej utwardzany promieniami UVszew 6 0pomiar impedancjiplastyczno mapy kory ruchowejsaturacja krwi tlenemumiej tne naciskanie d wigni

Powiązane artykuły