Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Odlew naczyniowy płuc myszy dorosłych i wczesnych po urodzeniu do obrazowania mikro-CT

7.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61242

⸱

20 czerwca 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Translational Vascular Medicine Branch, National Heart Lung and Blood Institute, National Institutes of Health, 2Mouse Imaging Facility, National Institute of Neurological Disorders and Stroke, National Institutes of Health, 3Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill

W tym artykule

Podsumowanie

Celem tej techniki jest wizualizacja ex vivo sieci tętnic płucnych u myszy wcześnie urodzonych i dorosłych poprzez napompowanie płuc i wstrzyknięcie przez tętnicę płucną nieprzezroczystego związku na bazie polimeru radiologicznego. Omówiono również potencjalne zastosowania tkanek odlewanych.

Streszczenie

Naczynia krwionośne tworzą skomplikowane sieci w przestrzeni 3-wymiarowej. W związku z tym trudno jest wizualnie docenić, w jaki sposób sieci naczyniowe oddziałują i zachowują się, obserwując powierzchnię tkanki. Metoda ta umożliwia wizualizację złożonej trójwymiarowej architektury naczyniowej płuc.

Aby to osiągnąć, do tętnicy płucnej wprowadza się cewnik, a naczynia krwionośne są jednocześnie płukane z krwi i chemicznie rozszerzane, aby ograniczyć opór. Płuca są następnie napompowywane przez tchawicę pod standardowym ciśnieniem, a związek polimerowy jest podawany do łożyska naczyniowego ze standardową szybkością przepływu. Po wypełnieniu całej sieci tętniczej i pozostawieniu do wyleczenia, układ naczyniowy płuc można uwidocznić bezpośrednio lub zobrazować za pomocą skanera mikro-CT (μCT).

Gdy zostanie przeprowadzone pomyślnie, można docenić sieć tętnic płucnych u myszy od wczesnego wieku pourodzeniowego do dorosłych. Dodatkowo, chociaż wykazano to w łożysku tętnicy płucnej, metoda ta może być stosowana do dowolnego łożyska naczyniowego ze zoptymalizowanym umieszczeniem cewnika i punktami końcowymi.

Wprowadzenie

Głównym celem tej techniki jest wizualizacja architektury tętnic płucnych za pomocą związku na bazie polimeru u myszy. Chociaż przeprowadzono szeroko zakrojone prace nad ogólnoustrojowymi łożyskami naczyniowymi, takimi jak mózg, serce i nerki1,2,3,4,5, dostępnych jest mniej informacji na temat przygotowania i wypełnienia sieci tętnic płucnych. Celem tego badania jest zatem rozwinięcie poprzednich prac6,7,8 i dostarczenie szczegółowego pisemnego i wizualnego odniesienia, które badacze mogą łatwo śledzić, aby uzyskać obrazy drzewa tętnicy płucnej w wysokiej rozdzielczości.

Chociaż istnieje wiele metod oznaczania i obrazowania naczyń płuc, takich jak rezonans magnetyczny, echokardiografia lub angiografia CT9,10, wiele z tych metod nie jest w stanie odpowiednio wypełnić i/lub uchwycić małych naczyń, co ogranicza zakres tego, co można badać. Metody takie jak szeregowe przekroje i rekonstrukcja zapewniają wysoką rozdzielczość, ale są czasochłonne/pracochłonne11,12,13. Integralność otaczających tkanek miękkich jest zagrożona w tradycyjnym odlewaniu korozyjnym10,13,14,15,16. Nawet wiek i wielkość zwierzęcia stają się czynnikami przy próbie wprowadzenia cewnika lub brakuje rozdzielczości. Z drugiej strony technika iniekcji polimeru wypełnia tętnice aż do poziomu naczyń włosowatych, a w połączeniu z μCT pozwala na uzyskanie niezrównanej rozdzielczości5. Próbki z płuc myszy już w 14 dniu po urodzeniu zostały pomyślnie odlane8 i przetworzone w ciągu kilku godzin. Można je skanować ponownie w nieskończoność, a nawet wysyłać do przygotowania histologicznego/mikroskopii elektronowej (EM) bez narażania istniejących tkanek miękkich17. Głównymi ograniczeniami tej metody są początkowy koszt sprzętu/oprogramowania do tomografii komputerowej, wyzwania związane z dokładnym monitorowaniem ciśnienia wewnątrznaczyniowego oraz brak możliwości uzyskania danych w ujęciu wzdłużnym u tego samego zwierzęcia.

Ten artykuł opiera się na istniejących pracach, aby jeszcze bardziej zoptymalizować technikę iniekcji do tętnicy płucnej i przesunąć granice związane z wiekiem/rozmiarem do 1 dnia po urodzeniu (P1), aby uzyskać uderzające wyniki. Jest to najbardziej przydatne dla zespołów, które chcą badać sieci naczyń tętniczych. W związku z tym zapewniamy nowe wytyczne dotyczące umieszczania/stabilizacji cewnika, zwiększoną kontrolę nad szybkością/objętością napełniania i podkreślamy godne uwagi pułapki dla zwiększenia sukcesu odlewania. Uzyskane odlewy można następnie wykorzystać do przyszłej charakterystyki i analizy morfologicznej. Być może ważniejsze jest to, że jest to pierwsza wizualna demonstracja, o ile nam wiadomo, która przeprowadza użytkownika przez tę skomplikowaną procedurę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami (ACUC) Narodowego Instytutu Serca, Płuc i Krwi.

1. Przygotowanie

  1. Wstrzyknąć myszy dootrzewnowo heparynę (1 jednostka/g masy ciała myszy) i pozwolić jej poruszać się przez 2 minuty.
  2. Poddać zwierzę eutanazji w komorze CO2 .
  3. Ułóż mysz w pozycji leżącej na desce chirurgicznej i przymocuj wszystkie cztery kończyny do deski za pomocą taśmy. Użyj powiększenia, aby uzyskać dokładne rozeznanie.

2. Odsłanianie płuc i tchawicy

  1. Spryskaj brzuszną stronę myszy 70% etanolem, aby zminimalizować ingerencję włosów.
  2. Chwyć skórę brzucha kleszczami i wykonaj małe nacięcie nożyczkami w okolicy pępka. Wsuń końcówki nożyczek w warstwę powięziową między mięśniami brzucha a skórą i zacznij rozdzielać dwie warstwy. Pracuj rostralnie, usuwając skórę z brzucha, klatki piersiowej i szyi.
  3. Otwórz mięśnie brzucha nożyczkami i tnij bocznie po obu stronach, aż przepona zostanie odsłonięta.
  4. Delikatnie chwyć wyrostek mieczykowaty i lekko unieś klatkę piersiową, maksymalizując widok płuc ogonowych przez cienką, półprzezroczystą przeponę. Ostrożnie wykonaj małe nacięcie w przeponie tuż pod wyrostkiem mieczykowatym. Płuca zapadną się i wycofają z przepony. Wypreparuj przeponę z dala od klatki piersiowej, uważając, aby nie naciąć miąższu płuca.
  5. Zlokalizuj i odetnij żyłę główną dolną (IVC) i przełyk w miejscu, w którym przechodzą przez przeponę. Użyj gazy, aby oczyścić gromadzącą się krew w klatce piersiowej, unikając kontaktu z płucami.
  6. Chwyć mieczykowatą część mieczykowatą jeszcze raz i delikatnie unieś. Przeciąć klatkę piersiową obustronnie (mniej więcej na linii środkowej pachy), unikając kontaktu z płucami. Całkowicie usuń przednią klatkę piersiową, wykonując ostatnie cięcie wzdłuż kąta mostka tuż przed rękojmią.
  7. Za pomocą ampułkostrzykawki obficie zwilż płuca solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS, pH 7,4), aby zapobiec wysuszeniu. Kontynuuj tę rutynę przez cały zabieg.
  8. Za pomocą kleszczy chwyć rękojeść i delikatnie unieś się od ciała. Za pomocą nożyczek przetnij 1-2 mm bocznie do manubrium, odcinając obojczyki i usuń. Spowoduje to odsłonięcie grasicy pod spodem.
  9. Chwyć każdy płat grasicy, rozsuń i usuń. Powtórz tę procedurę z gruczołem podżuchwowym. Na koniec usuń tkankę mięśniową pokrywającą tchawicę.
    UWAGA: Po sekcji powinno być widoczne serce, aorta wstępująca (AA), tętniczy pień płucny (PAT) i tchawica. Upewnij się, że główne gałęzie tętnic od pnia nie są podzielone ani uszkodzone.

3. Cewnikowanie PA i perfuzja krwi

  1. Aby zmontować jednostkę 1, nakręć 15 cm rurki PE-10 na piastę igły 30 G i podłącz do strzykawki o pojemności 1 ml wstępnie napełnionej 10-4 M nitroprusydkiem sodu (SNP) w PBS. Zalać rurkę, przesuwając tłok, aż całe powietrze zostanie usunięte z tego urządzenia ( Rysunek 1).
    UWAGA: SNP jest toksyczny w przypadku połknięcia. Unikać kontaktu ze skórą i oczami. Po użyciu dokładnie umyć skórę. Nosić odpowiednie środki ochrony osobistej.
    1. Alternatywnie zmontuj jednostkę 2. W przypadku myszy po urodzeniu w 7 dniu (P7) i młodszych, użyj hemostatu, aby odłączyć dodatkową igłę 30 G od piasty i nawlecz igłę na otwarty koniec rurki jednostki 1 (Rysunek 1).
  2. Zamiast igły użyj zakrzywionych ostrych kleszczy, aby chwycić jeden koniec jedwabiu 7-0 o długości 10 cm. Przeniknij do wierzchołka serca, wchodząc z jednej strony i przechodząc końcówkami kleszczy przez mięsień i wychodząc z drugiej strony. Chwyć jedwab innym zestawem kleszczy i przeciągnij przez niego o długości około 2 cm i zwiąż. Weź pozostały 8 cm koniec szwu, szarpiąc doogonowo serce, i przyklej koniec do deski chirurgicznej.
    UWAGA: Spowoduje to powstanie napięcia, dodatkowo odsłaniając wielkie naczynia i wiążąc serce na miejscu, co pozwoli na łatwiejsze umieszczenie cewnika w tętnicy płucnej.
  3. Zaczep końcówki zakrzywionych kleszczy zarówno pod AA, jak i PAT. Przeciągnij 3 cm jedwabiu 7-0 z powrotem przez otwór i utwórz luźny szew jednorzutowy.
  4. Za pomocą nożyczek wykonaj 1-2 mm nacięcie w kierunku wierzchołka serca, penetrując cienkościenną prawą komorę (RV), aby umożliwić wprowadzenie cewnika (Jednostka 1). Przed włożeniem upewnij się, że w systemie nie ma powietrza. Wprowadzić zagruntowany przewód do prawej komory i delikatnie wsunąć się w półprzezroczysty cienkościenny PAT.
    1. Wizualnie sprawdź, czy cewnik nie przesunął się ani do lewej, ani do prawej gałęzi płucnej i nie przylega do punktu rozgałęzienia tętnicy płucnej. Za pomocą taśmy przymocuj dystalną część rurki do deski chirurgicznej.
      UWAGA: Aby zidentyfikować kampera, użyj kleszczy, aby uszczypnąć prawą stronę serca. W przeciwieństwie do lewej komory, stosunkowo cienka wolna ściana RV powinna być łatwa do uchwycenia.
    2. W przypadku myszy młodszych niż P7 podłącz jednostkę 2 do mikromanipulatora i wprowadź końcówkę igły urządzenia do PAT, jak opisano powyżej, za pomocą manipulatora.
  5. Delikatnie zaciśnij luźny szew wokół obu wielkich naczyń krwionośnych i odetnij szew o długości 8 cm utworzony w kroku 3.2, aby przywrócić serce do naturalnej pozycji spoczynkowej. Cewnik jest teraz mocno zamocowany w PAT.
  6. Przytnij lewą małżowinę uszną serca, aby umożliwić perfuzatorowi opuszczenie systemu.
  7. Zabezpiecz strzykawkę zawierającą SNP (jednostka 1 lub jednostka 2, w zależności od rozmiaru) w pompie strzykawkowej i ukrwić roztwór z szybkością 0,05 ml/min, aby przepłukać krew i maksymalnie rozszerzyć naczynia krwionośne. Krew/perfuzat wydostanie się przez przyciętą małżowinę uszną. Kontynuuj perfuzję, aż perfuzat stanie się czysty (~200 μl u dorosłej myszy, mniej u młodszych zwierząt).
    UWAGA: Podczas perfuzji PBS/SNP o niskiej lepkości zastosowano stosunkowo wyższą szybkość infuzji w celu zaoszczędzenia czasu. Bardziej lepki związek polimerowy jest podawany w wolniejszym tempie, aby zapobiec przepełnieniu, pęknięciu i zmaksymalizować kontrolę nad dystalnymi punktami końcowymi.

4. Tracheostomia i nadmuchiwanie płuc

  1. Skonstruuj jednostkę do pompowania płuc (Rysunek 2).
    1. Podłączyć elastyczny plastikowy cewnik dożylny (IV) 24 G (bez igły)/zestaw do infuzji motylkowej do kranu odcinającego, podłączony do otwartej strzykawki 50 ml (bez tłoka). Zawiesić strzykawkę na stojaku na pierścienie.
    2. Dodać 10% buforowanej formaliny do strzykawki. Otwórz zawór odcinający, pozwalając formalinie dostać się do rurki i usunąć całe powietrze z systemu. Zamknąć kran i podnieść strzykawkę, aż łąkotka znajdzie się 20 cm nad tchawicą8.
      UWAGA: Formalina jest łatwopalna, rakotwórcza, ostro toksyczna po spożyciu i powoduje podrażnienie skóry, poważne uszkodzenie oczu, uczulenie skóry i mutagenność komórek rozrodczych. Unikać spożycia i kontaktu ze skórą i oczami. Unikać wdychania oparów lub mgły. Przechowywać z dala od źródeł zapłonu. Nosić odpowiednie środki ochrony osobistej.
  2. Umieść dwa luźne szwy poniżej chrząstki sercowej w odległości 2-4 mm od siebie.
  3. Za pomocą nożyczek wykonaj małe nacięcie w więzadle pierściennym tarczycy lepszym niż szwy.
  4. Włóż cewnik dożylny do otworu i przesuń końcówkę poza dwa luźne szwy.
  5. Zaciśnij szwy wokół tchawicy i otwórz kurek. Pozwól, aby formalina dostała się do płuc grawitacyjnie i poczekaj 5 minut, aż płuca całkowicie się napełnią. Jeśli płuca przylegają do klatki piersiowej podczas pompowania, chwyć zewnętrzną część klatki piersiowej szczypcami i poruszaj się we wszystkich kierunkach, aby pomóc w uwolnieniu płatów. Nie dopuszczać do bezpośredniego kontaktu z płucami.
  6. Po 5 minutach cofnij cewnik dożylny poza pierwszy szew i podwiązaj. Powtórz dla drugiego szwu. Płuca są teraz napompowane w stanie zamkniętym, pod ciśnieniem.

5. Odlewanie układu naczyniowego

  1. W probówce o pojemności 1,5 ml przygotuj 1 ml roztworu 8:1:18 polimeru:rozcieńczalnik:utwardzacz i delikatnie odwróć kilka razy, aby zapewnić dobre wymieszanie.
  2. Wyjąć tłok ze strzykawki o pojemności 1 cm3, przykryć przeciwległy koniec palcem w rękawiczce i wlać związek polimerowy do strzykawki. Ostrożnie włożyć tłok z powrotem, odwrócić i przesunąć tłok, aby usunąć całe powietrze i utworzyć menisk na końcu strzykawki.
  3. Wyjąć strzykawkę SNP/PBS z węzła igły i wlać do niej dodatkowy PBS, aby utworzyć menisk. Dokładnie sprawdź piastę pod kątem uwięzionego powietrza, w razie potrzeby usuń i zreformuj łąkotkę. Połączyć piastę ze strzykawką wypełnioną związkiem polimerowym.
    UWAGA: Utworzenie menisku na obu końcach znacznie zmniejsza szansę na przedostanie się powietrza do systemu.
  4. Podłączyć strzykawkę wypełnioną związkiem polimerowym do pompy strzykawkowej i zainparować w ilości 0,02 ml/min.
    UWAGA: W przypadku mniejszych płuc wolniejsze tempo może być pomocne, aby zapobiec przepełnieniu, ale nie jest konieczne.
  5. Monitoruj związek, gdy swobodnie przesuwa się w dół rurki PE i zwróć uwagę na objętość strzykawki, gdy wchodzi do PAT. Kontynuuj napełnianie, aż wszystkie płatki zostaną całkowicie wypełnione do poziomu kapilar i zatrzymaj pompę strzykawkową. Ponownie sprawdzić objętość strzykawki.
    UWAGA: Po kilku seriach można użyć szacowanej objętości do zmierzenia przybliżonego punktu końcowego (~35 μL dla dorosłej myszy i ~5 μL dla szczeniaka P1). Po zatrzymaniu pompy ciśnienie resztkowe w układzie będzie nadal wpychać związek polimerowy do tętnic płucnych. Wszystkie płaty płuc powinny wypełniać się w podobnym tempie.
  6. Przykryj płuca chusteczką do czyszczenia światłowodów, obficie nałóż PBS i pozostaw tuszę w spokoju przez 30-40 minut w temperaturze pokojowej. W tym okresie związek polimerowy utwardza się i twardnieje.
  7. Wyjmij cewnik, odetnij ramiona/dolną połowę myszy i umieść głowę/klatkę piersiową w stożku o pojemności 50 ml wypełnionym 10% buforowaną formaliną na noc.
  8. Po unieruchomieniu chwyć tchawicę i delikatnie oddziel część płuco-serce od pozostałej klatki piersiowej i klatki piersiowej. Umieścić blok serca/płuc w fiolce scyntylacyjnej wypełnionej formaliną. Wyrzuć resztę.

6. Alternatywne łóżka naczyniowe do odlewania (Tabela 1)

UWAGA: Każde docelowe łóżko naczyniowe może wymagać innego umieszczenia cewnika, szybkości infuzji i optymalnego czasu napełniania. W związku z tym do odlewania wielu narządów potrzebnych będzie wiele zwierząt.

  1. W przypadku ogólnoustrojowych łożysk naczyniowych górnych lub dolnych do przepony wykonaj kroki 1.1-2.5 jak powyżej. Patrz dodatkowe uwagi dotyczące systemu portalowego i membrany (Tabela 1).
  2. Chwyć wyrostek mieczykowaty hemostatem i przetnij klatkę piersiową obustronnie (mniej więcej w linii środkowej pachy) tuż przed wewnętrznymi tętnicami piersiowymi.
  3. Złożyć nadal połączoną klatkę piersiową tak, aby spoczywała na szyi/głowie zwierzęcia, całkowicie odsłaniając jamę klatki piersiowej.
  4. Wykonaj krok 3.1 powyżej, a następnie usuń płuca. Gdy aorta piersiowa (TA) jest widoczna, zaczep pod nią końcówki zakrzywionych kleszczy, ~10 mm powyżej przepony. Chwyć 3-centymetrowy jedwab 7-0, przeciągnij z powrotem przez otwór pod TA i utwórz luźny szew jednorzutowy. Powtórz tę procedurę ~8 mm nad membraną.
  5. W przypadku struktur wyższych niż przepona użyj nożyczek sprężynowych, aby utworzyć mały otwór (~30% całkowitego obwodu) w brzusznej części TA, ~2 mm poniżej luźnych szwów umieszczonych w kroku 6.4.
    1. W przypadku struktur niższych od przepony należy zamiast tego utworzyć mały otwór ~2 mm lepszy od luźnych szwów.
  6. W zależności od wielkości zwierzęcia wprowadzić jednostkę 1 lub 2 do naczynia, wyjść poza luźne szwy i delikatnie podwiązać naczynie.
  7. Postępuj zgodnie z krokiem 3.7, ustawiając pompę strzykawkową na szybkość 1,0 ml/min i perfując co najmniej 5 ml. Perfuzat wyjdzie przez IVC.
  8. Postępuj zgodnie z krokami 5.1 - 5.4, dostosowując szybkość infuzji do 0,05 ml/min, wizualnie monitorując tkankę docelową w czasie rzeczywistym.
    UWAGA: Objętość infuzji zależy od wieku narządów i zwierząt. Objętość może być dodatkowo ograniczona przez podwiązanie gałęzi tętniczych prowadzących do niedocelowych łożysk naczyniowych (tj. mózgu, wątroby, nerek, jelit).
  9. Postępuj zgodnie z 5.6, a następnie usuń tkankę docelową i umieść w formalinie.

7. Próbka do mikro-tomografii komputerowej

  1. Używając folii parafinowej, utwórz płaską powierzchnię na stole skanującym i wyśrodkuj mokrą próbkę na tej powierzchni (Rysunek 3A).
    UWAGA: Jeśli zostanie wykryty artefakt ruchu, próbka może wymagać dalszej stabilizacji.
  2. Lekko namiot/przykryj próbkę dodatkową folią parafinową, aby zapobiec odwodnieniu. Należy zwrócić szczególną ostrożność, aby nie oprzeć filmu parafinowego na próbce, powodując deformację tkanki (Rysunek 3B).
  3. Zeskanuj próbkę przy użyciu ustawień opisanych w Tabeli 2 i ustandaryzuj te parametry w ramach danego eksperymentu.
    UWAGA: Jest to zależne od eksperymentu/punktu końcowego. Ustandaryzuj wybrane parametry, aby ułatwić porównywanie próbek.
  4. Przenieś zrekonstruowane skany do obróbki końcowej i analizy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Prawidłowo wykonany odlew wykaże jednorodne wypełnienie całej sieci tętnic płucnych. Zaprezentowano to na myszach C57Bl/6J w różnym wieku: w 90. dniu po urodzeniu P90 (Rycina 4A), P30 (Rycina 4B), P7 (Rycina 4C) oraz P1 (Rycina 4D). Dzięki kontrolowaniu szybkości przepływu i monitorowaniu wypełniania w czasie rzeczywistym, uzyskano wiarygodne punkty końcowe w obrębie naj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Prawidłowo wykonana metoda daje uderzające obrazy sieci tętnic płucnych, co pozwala na porównanie i eksperymentowanie na modelach gryzoni. Kilka kluczowych kroków po drodze zapewnia sukces. Po pierwsze, badacze muszą heparynizować zwierzę w fazie przygotowawczej, aby zapobiec tworzeniu się skrzepów krwi w naczyniach płucnych i komorach serca. Pozwala to na całkowity tranzyt tętniczy związku polimerowego. Po drugie, podczas nakłuwania przepony i usuwania klatki piersiowej należy uważać, aby chronić płuca przed niezamierzo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Podziękowania

To badanie było częściowo wspierane przez NHLBI Intramural Research Program (DIR HL-006247). Chcielibyśmy podziękować NIH Mouse Imaging Facility za wskazówki w zakresie pozyskiwania i analizy obrazów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 1ccBecton Dickinson309659
20ml Szklane fiolki scyntylacyjneFisher03-340-25P
30G IgłaBecton Dickinson305106
50mL stożkowe probówkiCornin352098Do przechowywania i skanowania
Strzykawka 60ccBecton Dickinson309653
7-0 jedwab szewTeleflex103-S
Analyze 12.0 OprogramowanieAnalyzeDirect Inc.Nie dotyczypodstawowego oprogramowania
Amira 6.7 OprogramowanieThermo ScientificNie dotyczyalternatywnego oprogramowania
CeramaCut Nożyczki 9 cmNarzędzia do nauki14958-09
Zakrzywione kleszcze z powłoką ceramicznąNarzędzia do nauki o nakładzie11272-50
Zbiornik CO2Robert's Oxygen Co.
danych Podwójna pompa strzykawkowaCole ParmerEW-74900-10
Dumont Mini-kleszczeNarzędzia do nauki precyzyjnej11200-14
EtanolPharmco111000200
FormalinSigma - Nauki biologiczneHT501128
GauzeCovidien441215
HemostatNarzędzia do nauk ścisłych13013-14
Heparyna (1000 jednostek USP / ml)HospiraNDC 0409-2720-01
Horos SoftwareHoros ProjectN/AAlternatywna
komora indukcyjnan/anie dotyczy
KimwipeFisher 06-666chusteczka do czyszczenia światłowodów
Taśma do etykietowaniaFisher15966
Podstawa magnetycznaKanetecN/A
System Micro-CTPerkinElmerQuantum GX
Microfil (Związek polimerowy)Flowech Inc.Zestaw B - MV-1228 uncji związku MV; 8 uncji rozcieńczalnika; MV-Curing Agent
MikromanipulatorStoelting56131
Monoject 1/2 ml Strzykawka insulinowaCovidien1188528012
Kleszcze ośmiokątne Proste zębyNarzędzia do nauki11042-08
ParafilmBemis company, Inc.
Rurka PE-10InstechBTPE-10
Buforowana sól fizjologiczna PhospahteBioRad161-0780
Stojak pierścieniowyFisherS13747Wysokość 24in.
Nitroprusydeksodu sigma71778-25G
Płyta stalowaNIE DOTYCZYNIE DOTYCZYpowierzchni 16 x 16 cali, 1/16 cala grubości
Proste nożyczki sprężynoweNarzędzia do nauki15000-08
Cewnik teflonowy SURFLO 24G DożylnyCruz Biotechnology360103
Tablica chirurgicznaFisher12-587-20To jest przerobiony uchwyt na suwak
Uniwersalny zacisk 3-bolcowyFisherS24280
Winged Inf. Set 25X3/4, 12" RurkaNiproPR25G19
Zeiss Stemi-508 Luneta sekcyjnaZeissn/a
próbki brak Sofware #PM999# Santa

Bibliografia

  1. Vasquez, S. X., et al. Optimization of microCT imaging and blood vessel diameter quantitation of preclinical specimen vasculature with radiopaque polymer injection medium. PLoS One. 6 (4), 19099(2011).
  2. Hong, S. H., et al. Development of barium-based low viscosity contrast agents for micro CT vascular casting: Application to 3D visualization of the adult mouse cerebrovasculature. Journal of Neuroscience Research. 98 (2), 312-324 (2019).
  3. Perrien, D. S., et al. Novel methods for microCT-based analyses of vasculature in the renal cortex reveal a loss of perfusable arterioles and glomeruli in eNOS-/- mice. BMC Nephrology. 17, 24(2016).
  4. Weyers, J. J., Carlson, D. D., Murry, C. E., Schwartz, S. M., Mahoney, W. M. Retrograde perfusion and filling of mouse coronary vasculature as preparation for micro computed tomography imaging. Journal of Visualized Experiments. (60), e3740(2012).
  5. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2(+) bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).
  6. Kim, B. G., et al. CXCL12-CXCR4 signalling plays an essential role in proper patterning of aortic arch and pulmonary arteries. Cardiovascular Research. 113 (13), 1677-1687 (2017).
  7. Counter, W. B., Wang, I. Q., Farncombe, T. H., Labiris, N. R. Airway and pulmonary vascular measurements using contrast-enhanced micro-CT in rodents. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 304 (12), 831-843 (2013).
  8. Phillips, M. R., et al. A method for evaluating the murine pulmonary vasculature using micro-computed tomography. Journal of Surgical Research. 207, 115-122 (2017).
  9. Schuster, D. P., Kovacs, A., Garbow, J., Piwnica-Worms, D. Recent advances in imaging the lungs of intact small animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 30 (2), 129-138 (2004).
  10. Samarage, C. R., et al. Technical Note: Contrast free angiography of the pulmonary vasculature in live mice using a laboratory x-ray source. Medical Physics. 43 (11), 6017(2016).
  11. Grothausmann, R., Knudsen, L., Ochs, M., Muhlfeld, C. Digital 3D reconstructions using histological serial sections of lung tissue including the alveolar capillary network. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 312 (2), 243-257 (2017).
  12. Hayworth, K. J., et al. Imaging ATUM ultrathin section libraries with WaferMapper: a multi-scale approach to EM reconstruction of neural circuits. Front Neural Circuits. 8, 68(2014).
  13. Bussolati, G., Marchio, C., Volante, M. Tissue arrays as fiducial markers for section alignment in 3-D reconstruction technology. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 9 (2), 438-445 (2005).
  14. Preissner, M., et al. Application of a novel in vivo imaging approach to measure pulmonary vascular responses in mice. Physiological Reports. 6 (19), 13875(2018).
  15. Junaid, T. O., Bradley, R. S., Lewis, R. M., Aplin, J. D., Johnstone, E. D. Whole organ vascular casting and microCT examination of the human placental vascular tree reveals novel alterations associated with pregnancy disease. Scientific Reports. 7 (1), 4144(2017).
  16. Bolender, R. P., Hyde, D. M., Dehoff, R. T. Lung morphometry: a new generation of tools and experiments for organ, tissue, cell, and molecular biology. American Journal of Physiology. 265 (6), Pt 1 521-548 (1993).
  17. Savai, R., et al. Evaluation of angiogenesis using micro-computed tomography in a xenograft mouse model of lung cancer. Neoplasia. 11 (1), 48-56 (2009).
  18. Ehling, J., et al. Micro-CT imaging of tumor angiogenesis: quantitative measures describing micromorphology and vascularization. American Journal of Pathology. 184 (2), 431-441 (2014).
  19. Sueyoshi, R., Ralls, M. W., Teitelbaum, D. H. Glucagon-like peptide 2 increases efficacy of distraction enterogenesis. Journal of Surgical Research. 184 (1), 365-373 (2013).
  20. Zhang, H., Jin, B., Faber, J. E. Mouse models of Alzheimer's disease cause rarefaction of pial collaterals and increased severity of ischemic stroke. Angiogenesis. 22 (2), 263-279 (2019).
  21. Faight, E. M., et al. MicroCT analysis of vascular morphometry: a comparison of right lung lobes in the SUGEN/hypoxic rat model of pulmonary arterial hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (2), 522-530 (2017).
  22. Fisher, S., Burgess, W. L., Hines, K. D., Mason, G. L., Owiny, J. R. Interstrain Differences in CO2-Induced Pulmonary Hemorrhage in Mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (6), 811-815 (2016).
  23. Munce, N. R., et al. Intravascular and extravascular microvessel formation in chronic total occlusions a micro-CT imaging study. JACC Cardiovascular Imaging. 3 (8), 797-805 (2010).
  24. Shifren, A., Durmowicz, A. G., Knutsen, R. H., Faury, G., Mecham, R. P. Elastin insufficiency predisposes to elevated pulmonary circulatory pressures through changes in elastic artery structure. Journal of Applied Physiology. 105 (5), 1610-1619 (2008).
  25. Sonobe, T., et al. Imaging of the closed-chest mouse pulmonary circulation using synchrotron radiation microangiography. Journal of Applied Physiology (1985). 111 (1), 75-80 (2011).
  26. Ritman, E. L. Micro-computed tomography of the lungs and pulmonary-vascular system. Proceedings of the American Thoracic Society. 2 (6), 477-480 (2005).
  27. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography: a robust ECG-less paradigm for deriving cardiac phase information and functional imaging. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  28. Ashton, J. R., West, J. L., Badea, C. T. In vivo small animal micro-CT using nanoparticle contrast agents. Frontiers in Pharmacology. 6, 256(2015).
  29. Ford, N. L., Thornton, M. M., Holdsworth, D. W. Fundamental image quality limits for microcomputed tomography in small animals. Medical Physics. 30 (11), 2869-2877 (2003).
  30. Boone, J. M., Velazquez, O., Cherry, S. R. Small-animal X-ray dose from micro-CT. Molecular Imaging. 3 (3), 149-158 (2004).
  31. Giuvarasteanu, I. Scanning electron microscopy of vascular corrosion casts--standard method for studying microvessels. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 48 (3), 257-261 (2007).
  32. Polguj, M., et al. Quality and quantity comparison study of corrosion casts of bovine testis made using two synthetic kits: Plastogen G and Batson no 17. Folia Morphologica (Warsz). 78 (3), 487-493 (2019).
  33. Verli, F. D., Rossi-Schneider, T. R., Schneider, F. L., Yurgel, L. S., de Souza, M. A. Vascular corrosion casting technique steps. Scanning. 29 (3), 128-132 (2007).
  34. Azaripour, A., et al. A survey of clearing techniques for 3D imaging of tissues with special reference to connective tissue. Progress in Histochemistry and Cytochemistry. 51 (2), 9-23 (2016).
  35. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  36. Albers, J., Markus, M. A., Alves, F., Dullin, C. X-ray based virtual histology allows guided sectioning of heavy ion stained murine lungs for histological analysis. Scientific Reports. 8 (1), 7712(2018).
  37. Katsamenis, O. L., et al. X-ray Micro-Computed Tomography for Nondestructive Three-Dimensional (3D) X-ray Histology. American Journal of Pathology. 189 (8), 1608-1620 (2019).
  38. Morales, A. G., et al. Micro-CT scouting for transmission electron microscopy of human tissue specimens. Journal of Microscopy. 263 (1), 113-117 (2016).
  39. Wen, H., et al. Correlative Detection of Isolated Single and Multi-Cellular Calcifications in the Internal Elastic Lamina of Human Coronary Artery Samples. Scientific Reports. 8 (1), 10978(2018).
  40. Zamir, A., et al. Robust phase retrieval for high resolution edge illumination x-ray phase-contrast computed tomography in non-ideal environments. Scientific Reports. 6, 31197(2016).
  41. Yu, B., et al. Evaluation of phase retrieval approaches in magnified X-ray phase nano computerized tomography applied to bone tissue. Optics Express. 26 (9), 11110-11124 (2018).
  42. Bidola, P., et al. Application of sensitive, high-resolution imaging at a commercial lab-based X-ray micro-CT system using propagation-based phase retrieval. Journal of Microscopy. 266 (2), 211-220 (2017).
  43. Norvik, C., et al. Synchrotron-based phase-contrast micro-CT as a tool for understanding pulmonary vascular pathobiology and the 3-D microanatomy of alveolar capillary dysplasia. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 318 (1), 65-75 (2020).
  44. Weibel, E. R. Lung morphometry: the link between structure and function. Cell and Tissue Research. 367 (3), 413-426 (2017).
  45. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).
  46. Sarhaddi, D., et al. Validation of Histologic Bone Analysis Following Microfil Vessel Perfusion. Journal of Histotechnology. 35 (4), 180-183 (2012).
  47. Ehling, J., et al. Quantitative Micro-Computed Tomography Imaging of Vascular Dysfunction in Progressive Kidney Diseases. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (2), 520-532 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

t tnica p ucnap uco mysieinfuzja polimeruinflacja p ucwprowadzenie cewnikasie naczyniowanitroprusyd soduwizualizacja 3D
Odlew naczyniowy płuc myszy dorosłych i wczesnych po urodzeniu do obrazowania mikro-CT
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.