Artykuł metodologiczny

Wysokoprzepustowy, sterowany obrazem stereotaktyczny neuronawigacja i skoncentrowany system ultrasonograficzny do otwierania bariery krew-mózg u gryzoni

DOI:

10.3791/61269

⸱

16 lipca 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Amsterdam UMC, Vrije Universiteit Amsterdam, Pediatric Oncology, Cancer Center Amsterdam, 2Princess Máxima Center for Pediatric Oncology, 3Imaging Division, Utrecht University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bariera krew-mózg (BBB) może być tymczasowo przerwana za pomocą skoncentrowanych ultradźwięków za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS). W tym miejscu opisujemy krok po kroku protokół wysokoprzepustowego otwierania BBB in vivo przy użyciu modułowego systemu FUS dostępnego dla ekspertów niebędących ekspertami w dziedzinie ultrasonografii.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bariera krew-mózg (BBB) była główną przeszkodą w leczeniu różnych chorób mózgu. Komórki śródbłonka, połączone ścisłymi połączeniami, tworzą fizjologiczną barierę zapobiegającą przedostawaniu się dużych cząsteczek (>500 Da) do tkanki mózgowej. Zogniskowane ultradźwięki za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS) mogą być stosowane do indukowania przejściowego lokalnego otwarcia BBB, umożliwiając większym lekom przedostanie się do miąższu mózgu.

Oprócz dużych urządzeń klinicznych do tłumaczenia klinicznego, badania przedkliniczne do oceny odpowiedzi na terapię kandydatów na leki wymagają dedykowanych zestawów ultrasonograficznych dla małych zwierząt do ukierunkowanego otwierania BBB. Preferowane jest, aby systemy te umożliwiały wysokowydajne przepływy pracy zarówno z wysoką precyzją przestrzenną, jak i zintegrowanym monitorowaniem kawitacji, a jednocześnie były opłacalne zarówno pod względem początkowych kosztów inwestycyjnych, jak i bieżących.

Tutaj prezentujemy stereotaktyczny system FUS dla małych zwierząt sterowany bioluminescencją i promieniowaniem rentgenowskim, który bazuje na dostępnych na rynku komponentach i spełnia wyżej wymienione wymagania. Szczególny nacisk położono na wysoki stopień automatyzacji, ułatwiający sprostanie wyzwaniom zwykle napotykanym w szeroko zakrojonych badaniach przedklinicznych oceniających leki. Przykładami tych wyzwań są potrzeba standaryzacji w celu zapewnienia odtwarzalności danych, zmniejszenia zmienności wewnątrzgrupowej, zmniejszenia wielkości próby, a tym samym spełnienia wymogów etycznych i zmniejszenia niepotrzebnego obciążenia pracą. Proponowany system BBB został zwalidowany w ramach badań nad dostarczaniem leków z ułatwionym otwieraniem BBB na modelach ksenoprzeszczepów pobranych od pacjentów glejaka wielopostaciowego i rozlanego glejaka linii środkowej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bariera krew-mózg (BBB) jest główną przeszkodą w dostarczaniu leków do miąższu mózgu. Większość opracowanych leków terapeutycznych nie przekracza bariery krew-mózg ze względu na ich parametry fizykochemiczne (np. lipofilowość, masa cząsteczkowa, akceptory i donory wiązań wodorowych) lub nie jest zatrzymywana ze względu na ich powinowactwo do transporterów wypływu w mózgu1,2. Niewielka grupa leków, które mogą przenikać przez barierę krew-mózg, to zazwyczaj małe cząsteczki lipofilowe, które są skuteczne tylko w ograniczonej liczbie chorób mózgu1,2. W związku z tym w przypadku większości chorób mózgu możliwości leczenia farmakologicznego są ograniczone i potrzebne są nowe strategie dostarczania leków3,4.

Terapeutyczne ultradźwięki to nowa technika, która może być używana do różnych zastosowań neurologicznych, takich jak zaburzenia BBB (BBBD), neuromodulacja i ablacja4,5,6,7. W celu uzyskania otwarcia BBB za pomocą pozaustrojowego emitera ultradźwięków przez czaszkę, zogniskowane ultradźwięki (FUS) łączy się z mikropęcherzykami. FUS za pośrednictwem mikropęcherzyków powoduje zwiększoną biodostępność leków w miąższu mózgu5,8,9. W obecności fal dźwiękowych mikropęcherzyki zaczynają oscylować, inicjując transcytozę i przerwanie ścisłych połączeń między komórkami śródbłonka BBB, umożliwiając transport parakomórkowy większych cząsteczek10. Wcześniejsze badania potwierdziły korelację między intensywnością emisji akustycznej a wpływem biologicznym na otwarcie BBB11,12,13,14. FUS w połączeniu z mikropęcherzykami był już stosowany w badaniach klinicznych w leczeniu glejaka wielopostaciowego przy użyciu temozolomidu lub liposomalnej doksorubicyny jako chemioterapeutyku lub w terapii choroby Alzheimera i stwardnienia zanikowego bocznego5,9,15,16.

Ponieważ otwarcie BBB za pośrednictwem ultradźwięków daje zupełnie nowe możliwości dla farmakoterapii, potrzebne są badania przedkliniczne w celu klinicznego tłumaczenia, aby ocenić odpowiedź na terapię wybranych kandydatów na leki. Zazwyczaj wymaga to wysokowydajnego przepływu pracy z wysoką precyzją przestrzenną, a najlepiej zintegrowaną detekcją kawitacji w celu monitorowania docelowego otwarcia BBB z wysoką odtwarzalnością. Jeśli to możliwe, systemy te muszą być opłacalne zarówno pod względem początkowych kosztów inwestycji, jak i kosztów bieżących, aby można je było skalować w zależności od wielkości badania. Większość przedklinicznych systemów FUS jest połączona z MRI w celu prowadzenia obrazowania i planowania leczenia15,17,18,19. Chociaż rezonans magnetyczny dostarcza szczegółowych informacji na temat anatomii i objętości guza, jest to kosztowna technika, która jest zwykle wykonywana przez przeszkolonych/wykwalifikowanych operatorów. Ponadto rezonans magnetyczny o wysokiej rozdzielczości może nie zawsze być dostępny dla badaczy w placówkach przedklinicznych i wymaga długiego czasu skanowania na zwierzę, co czyni go mniej odpowiednim do wysokoprzepustowych badań farmakologicznych. Warto zauważyć, że w przypadku badań przedklinicznych z zakresu neuroonkologii, w szczególności modeli nowotworów naciekających, możliwość wizualizacji i ukierunkowania guza jest niezbędna dla powodzenia leczenia20. Obecnie wymóg ten jest spełniany tylko przez MRI lub przez nowotwory transdukowane fotoproteiną, co umożliwia wizualizację za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego (BLI) w połączeniu z podaniem substratu fotoproteinowego.

Systemy FUS sterowane MRI często wykorzystują kąpiel wodną, aby zapewnić propagację fal ultradźwiękowych w zastosowaniach przezczaszkowych, gdzie głowa zwierzęcia jest częściowo zanurzona w wodzie, tak zwane systemy ''bottom-up''15,17,18. Chociaż projekty te sprawdzają się na ogół dobrze w mniejszych badaniach na zwierzętach, stanowią kompromis między czasem przygotowania zwierząt, przenośnością i realistycznie możliwymi do utrzymania standardami higienicznymi podczas użytkowania. Jako alternatywę dla MRI, inne metody naprowadzania do nawigacji stereotaktycznej obejmują użycie atlasu anatomicznego gryzoni21,22,23, celowanie wizualne wspomagane wskaźnikiem laserowym24, mechaniczne urządzenie do skanowania wspomaganego otworkami25, lub BLI26. Większość z tych konstrukcji to systemy "top-down", w których przetwornik jest umieszczony na czubku głowy zwierzęcia, przy czym zwierzę znajduje się w naturalnej pozycji. Przepływ pracy ''top-down'' składa się z kąpieli wodnej22,25,26 lub wypełnionego wodą stożka 21,24. Zaletą zastosowania przetwornika wewnątrz zamkniętego stożka jest bardziej kompaktowa powierzchnia, krótszy czas konfiguracji i proste możliwości dekontaminacji, które upraszczają cały przepływ pracy.

Interakcja pola akustycznego z mikropęcherzykami jest zależna od ciśnienia i waha się od oscylacji o niskiej amplitudzie (określanej jako stabilna kawitacja) do przejściowego zapadania się pęcherzyków (określanego jako kawitacja inercyjna)27,28. Istnieje utrwalony konsensus, że ultradźwięki-BBBD wymagają ciśnienia akustycznego znacznie powyżej stabilnego progu kawitacji, aby osiągnąć pomyślny próg BBBD, ale poniżej progu kawitacji inercyjnej, co jest ogólnie związane z uszkodzeniem naczyń krwionośnych/neuronów29. Najpowszechniejszą formą monitorowania i kontroli jest analiza (wstecznego) rozproszonego sygnału akustycznego za pomocą pasywnej detekcji kawitacji (PCD), zgodnie z sugestią McDannold et al.12. PCD opiera się na analizie widm Fouriera sygnałów emisyjnych mikropęcherzyków, w których siła i wygląd cech charakterystycznych stabilnej kawitacji (harmoniczne, subharmoniczne i ultraharmoniczne) oraz inercyjnych markerów kawitacji (odpowiedź szerokopasmowa) mogą być mierzone w czasie rzeczywistym.

A "jeden rozmiar dla wszystkich" Analiza PCD do precyzyjnej kontroli ciśnienia jest skomplikowana ze względu na polidyspersyjność formuły mikropęcherzyków (amplituda oscylacji zależy silnie od średnicy pęcherzyka), różnice we właściwościach powłoki pęcherzykowej między markami oraz oscylację akustyczną, która zależy silnie od częstotliwości i ciśnienia30,31,32. W związku z tym zaproponowano wiele różnych protokołów wykrywania PCD, które zostały dostosowane do określonych kombinacji wszystkich tych parametrów i były stosowane w różnych scenariuszach zastosowań (począwszy od eksperymentów in vitro, poprzez protokoły na małych zwierzętach, aż po PCD do zastosowań klinicznych) do solidnego wykrywania kawitacji, a nawet do wstecznej kontroli sprzężenia zwrotnego ciśnienia11, 14,30,31,32,33,34,35. Protokół PCD zastosowany w ramach tego badania wywodzi się bezpośrednio z McDannold et al.12 i monitoruje emisję harmonicznych pod kątem obecności stabilnej kawitacji i szumu szerokopasmowego do wykrywania kawitacji inercyjnej.

Opracowaliśmy sterowany obrazem system FUS do przejściowego otwierania bariery krew-mózg w celu zwiększenia dostarczania leków do miąższu mózgu. System oparty jest na dostępnych na rynku komponentach i można go łatwo dostosować do kilku różnych metod obrazowania, w zależności od dostępnych technik obrazowania w pomieszczeniu dla zwierząt. Ponieważ wymagamy pracy o wysokiej przepustowości, zdecydowaliśmy się na wykorzystanie promieni rentgenowskich i BLI do naprowadzania obrazów i planowania leczenia. Komórki nowotworowe transdukowane fotoproteiną (np. lucyferazą) nadają się do obrazowania BLI20. Po podaniu substratu fotoproteinowego komórki nowotworowe mogą być monitorowane in vivo, a wzrost i lokalizacja guza można określić20,36. BLI to tania metoda obrazowania, umożliwia śledzenie wzrostu guza w czasie, ma szybki czas skanowania i dobrze koreluje ze wzrostem guza mierzonym za pomocą MRI36,37. Zdecydowaliśmy się zastąpić kąpiel wodną stożkiem wypełnionym wodą przymocowanym do przetwornika, aby umożliwić swobodne przesuwanie platformy, na której zamontowany jest gryzoń8,24. Konstrukcja opiera się na odłączanej platformie wyposażonej w integrację (I) platformy stereotaktycznej dla małych zwierząt, (II) markerów odniesienia z kompatybilnością zarówno rentgenowską, jak i optyczno-obrazową, (III) szybko odłączanej maski anestezjologicznej oraz (IV) zintegrowanego systemu ogrzewania zwierząt o regulowanej temperaturze. Po wstępnym wprowadzeniu znieczulenia, zwierzę jest montowane w precyzyjnej pozycji na platformie, gdzie pozostaje przez cały zabieg. W związku z tym cała platforma przechodzi przez wszystkie stacje przepływu pracy całej interwencji, zachowując dokładne i powtarzalne pozycjonowanie oraz trwałe znieczulenie. Oprogramowanie sterujące umożliwia automatyczne wykrywanie markerów odniesienia i automatycznie rejestruje wszystkie rodzaje obrazów i modalności obrazowania (tj. mikrotomografię komputerową, promieniowanie rentgenowskie, BLI i obrazowanie fluorescencyjne) w układzie odniesienia platformy stereotaktycznej. Dzięki automatycznej procedurze kalibracji ogniskowa przetwornika ultradźwiękowego jest dokładnie znana w jego wnętrzu, co umożliwia automatyczne połączenie planowania interwencyjnego, dostarczania akustycznego i uzupełniającej analizy obrazowej. Jak pokazano na Rysunek 1 i Rysunek 2, ta konfiguracja zapewnia wysoki stopień elastyczności w projektowaniu dedykowanych eksperymentalnych przepływów pracy i umożliwia przeplatanie się ze zwierzęciem na różnych stacjach, co z kolei ułatwia eksperymenty o wysokiej przepustowości. Zastosowaliśmy tę technikę do skutecznego dostarczania leków do ksenoprzeszczepów myszy glejaka o wysokim stopniu złośliwości, takiego jak rozlany glejak linii środkowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty in vivo zostały zatwierdzone przez holenderską komisję etyczną (licencja numer AVD114002017841) oraz Organ ds. Opieki nad Zwierzętami Vrije Universiteit Amsterdam, Holandia. Badacze zostali przeszkoleni w zakresie podstaw systemu FUS w celu zminimalizowania dyskomfortu zwierząt.

1. Skoncentrowany system ultrasonograficzny

UWAGA: Opisana konfiguracja to zbudowany przez nas system zakłócający BBB, oparty na dostępnych na rynku komponentach i zawiera wydrukowany w 3D stożek wykonany na zamówienie oraz odłączaną platformę stereotaktyczną. System został zaprojektowany modułowo, co ułatwia modyfikacje w zależności od dostępnego wyposażenia i konkretnego zastosowania. Protokół opisuje procedurę sonoporacji większego obszaru w okolicy mostu mózgu myszy. Dostosowując lokalizację docelową, można celować w różne części mózgu. W pracy wykorzystano przetwornik monoelementowy 1 MHz o ogniskowej 75 mm, aperturze 60 mm i ogniskowej 1,5 x 1,5 x 5 mm (FWHM ciśnienia szczytowego). Płaszczyzna ogniskowa przetwornika jest umieszczona przez czaszkę zwierzęcia w płaszczyźnie poziomej przecinającej się z listwami usznymi.

  1. Wybierz odpowiedni przetwornik do otwarcia BBB u gryzoni.
    UWAGA: W oparciu o właściwości mikropęcherzyków i zastosowaną częstotliwość, ustawienia akustyczne, w szczególności indeks mechaniczny (MI), mogą ulec zmianie13,38.
  2. Umieść przetwornik w stożku wydrukowanym w 3D.
  3. Zastosuj akustycznie przezroczystą membranę mylarową na dolnym końcu stożka, aby uzyskać akustyczne sprzężenie ścieżki rozchodzenia się wiązki i napełnij stożek odgazowaną wodą.
  4. Zamontuj przetwornik nad zwierzęciem na zmotoryzowanym stoliku liniowym, jak pokazano na Rysunek 1, umożliwiając automatyczne ustawienie przetwornika w pionie.
  5. Zaprojektuj odłączaną platformę stereotaktyczną w oparciu o wymagania badania, która obejmuje ogrzewanie z regulacją temperatury, paski zgryzowe i douszne, znieczulenie i multimodalne markery referencyjne, jak pokazano na Rysunek 1 i Rysunek 2. Mocowanie platformy stereotaktycznej składa się z liniowego systemu stolików 2D, który umożliwia precyzyjne automatyczne pozycjonowanie (< 0,1 mm) zwierzęcia pod belką.
  6. Podłącz przetwornik do łańcucha emisji akustycznej pokazanego na Rysunek 1 składającego się z przetwornika, generatora funkcyjnego i wzmacniacza mocy.
  7. Opracuj potok przetwarzania obrazu w celu wykrycia multimodalnych markerów fiducialnych, które umożliwiają precyzyjne ukierunkowanie sonoporacji na obszar zainteresowania mózgu i zbieranie danych kawitacji wykrytych przez hydrofon igłowy.
  8. Skalibruj system i określ punkt ostrości przetwornika zgodnie z pionowym ustawieniem zwierzęcia na platformie stereotaktycznej.

2. Przygotowanie zwierząt

UWAGA: Następujący protokół jest określony dla myszy, ale może być dostosowany do szczurów. Do tych eksperymentów wykorzystano samice nagich myszy Foxn1-/- (w wieku 6-8 tygodni).

  1. Pozwól zwierzęciu zaaklimatyzować się przez co najmniej tydzień w obiekcie dla zwierząt i regularnie waż zwierzę.
  2. Buprenorfinę (0,05 mg/kg) należy podać we wstrzyknięciu podskórnym (podskórnie) 30 minut przed leczeniem FUS w celu rozpoczęcia leczenia przeciwbólowego.
  3. Znieczulić zwierzę 3% izofluranem, 2 l/minO2 i sprawdzić, czy zwierzę jest głęboko znieczulone. Utrzymuj zwierzęta w znieczuleniu podczas całego zabiegu i monitoruj częstotliwość oddechów i tętno, aby dostosować stężenie izofluranu zgodnie z wymaganiami.
  4. Nałóż maść do oczu, aby zapobiec suchości oczu i uniknąć możliwych obrażeń.
  5. Usuń włosy na czubku głowy za pomocą maszynki do golenia i kremu do depilacji, a następnie umyj je wodą, aby usunąć wszelkie pozostałości i uniknąć podrażnienia skóry.
  6. W przypadku eksperymentów z modelami guzów BLI wstrzyknij 150 μl D-lucyferyny (30 mg / ml) dootrzewnowo (i.p.) za pomocą strzykawki insulinowej 29 G w celu kontroli obrazu BLI.
  7. Wprowadzić cewnik do żyły ogonowej o sile 26-30 G i przepłukać cewnik i żyłę niewielką objętością roztworu heparyny (5 UI/ml). Napełnij cewnik roztworem heparyny, aby uniknąć krzepnięcia krwi.
    UWAGA: Dobre cewnikowanie obserwuje się, gdy do cewnika dochodzi do refluksu krwi. Unikaj pęcherzyków powietrza w cewniku, aby zapobiec zatorowi. Aby uniknąć nadmiernego ciśnienia we wstrzyknięciu, należy upewnić się, że długość cewnika jest jak najkrótsza.
  8. Umieść zwierzę na platformie stereotaktycznej o regulowanej temperaturze, aby uniknąć hipotermii.
    UWAGA: Hipotermia zmniejsza krążenie krwi, co może wpływać na wstrzykiwanie/krążenie mikropęcherzyków i farmakokinetykę leków39.
  9. Unieruchom i zamocuj głowę zwierzęcia na platformie stereotaktycznej za pomocą nauszników i drążka do gryzienia. Przymocuj ciało paskiem i przyklej ogon zwierzęcia do platformy.

3. Skoncentrowane ultradźwięki in vivo sterowane obrazem

UWAGA: Dla tego protokołu użyto monoelementowego przetwornika 1 MHz z impulsem tonalnym o czasie trwania 10 ms, MI 0,4 i częstotliwością powtarzania impulsów 1,6 Hz z 40 cyklami przez 240 s. Protokół jest zoptymalizowany dla mikropęcherzyków stabilizowanych fosfolipidami zawierającymi sześciofluorek siarki (SF6) jako nieszkodliwy gaz, przy czym średnia średnica pęcherzyków wynosi 2,5 μm, a ponad 90% pęcherzyków jest mniejszych niż 8 μm.

  1. Umieść platformę stereotaktyczną z zamontowanym zwierzęciem w trybie obrazowania (np. BLI lub rentgenowskim) i wykonaj zdjęcie (zdjęcia) zwierzęcia.
  2. Użyj multimodalnych znaczników odniesienia w połączeniu z potokiem przetwarzania obrazu, aby oznaczyć pozycję zwierzęcia zgodnie z punktem skupienia przetwornika.
  3. Określ obszar docelowy, umieszczając kontur mózgu na uzyskanym obrazie rentgenowskim lub używając obrazów BLI do określenia środka guza (Rysunek 2). Położenie poszczególnych części mózgu jest określone w Atlasie Mózgu Paxinos40 przy użyciu oznaczeń czaszki bregma i lambda jako punktów odniesienia. Na przykład pon znajduje się x=-1,0, y=-0,8 i z=-4,5 od lambda.
  4. Osłoń nozdrza i pysk zwierzęcia taśmą samoprzylepną, aby żel ultradźwiękowy nie zakłócał oddychania.
  5. Nałóż żel ultradźwiękowy na czubek głowy zwierzęcia.
  6. Zwiń skórę szyi zwierzęcia, nasmaruj hydrofon igłowy żelem ultradźwiękowym i umieść hydrofon igłowy w bezpośrednim sąsiedztwie kości potylicznej.
  7. Ustaw przetwornik we właściwej pozycji, korzystając z potoku przetwarzania obrazu i punktu ostrości.
  8. Zastosuj wstępnie skonfigurowane ustawienia do wszystkich podłączonych urządzeń i skieruj się na obszar mózgu będący przedmiotem zainteresowania.
    UWAGA: W zależności od pytania badawczego, obszary guza lub mózgu mogą być sonoporowane jako pojedynczy punkt ogniskowy lub jako kształt wolumetryczny, jak pokazano na Rysunek 2.
  9. Aktywuj mikropęcherzyki zgodnie z opisem producenta. Wstrzyknąć jeden bolus zawierający 120 μl (5,4 μg) mikropęcherzyków.
  10. Przepłucz cewnik do żyły ogonowej solą fizjologiczną, aby sprawdzić otwarcie cewnika.
  11. Wstrzyknij mikropęcherzyki i rozpocznij insonację.
  12. Nagraj kawitację mikropęcherzyków za pomocą hydrofonu igłowego.
  13. Podać donaczyniowy środek kontrastowy lub lek po sonoporacji. Dawka, czas i planowanie zależą od celu badania i leku.
    UWAGA: Niebieski Evans jest powszechnym czynnikiem kolorystycznym do oceny otwarcia BBB41.
  14. Monitorować zwierzę do ustalonego z góry punktu czasowego lub przed osiągnięciem humanitarnego punktu końcowego.

4. Analiza kawitacji mikropęcherzyków

UWAGA: Tutaj opisana jest zastosowana procedura, która jest odpowiednia do eksperymentów in vivo dla mikropęcherzykówSF 6-fosfolipidowych o średniej średnicy 2,5 μm (80% pęcherzyków poniżej 8 μm) wzbudzonych impulsem impulsowym o czasie trwania 10 ms i częstotliwości 1 MHz, jak pierwotnie zasugerowali McDannold et al.12.

  1. Przekształć Fouriera zarejestrowany sygnał PCD z dziedziny czasu na dziedzinę częstotliwości.
    2. Zintegruj wynikową moc widmową w celu stabilnego wykrywania kawitacji wokół 2 i 3 harmonicznej (± 50 kHz), jak pokazano na Rysunek 3 (zielona ramka na 2 i 3 MHz).
  3. Zintegruj moc widmową do detekcji kawitacji bezwładnościowej, między częstotliwością główną, 2.i 3. harmoniczną, 1. i 2. ultraharmoniczną oraz pierwszą podharmoniczną (± 150 kHz), jak pokazano na Rysunek 3 (czerwone pola).
  4. Zintegruj moc widmową wokół częstotliwości podstawowej (1 MHz ± 50 kHz) w celu normalizacji obu wcześniej uzyskanych sygnałów PCD.
    UWAGA: Sygnał PCD dla mikropęcherzyków SF 6-fosfolipidowych w eksperymentach in vivo przy 1 MHz nie wyświetla ultraharmonicznych ani podharmonicznych przed wystąpieniem kawitacji inercyjnej, jak pokazano na Rysunek 3.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany system FUS (Rysunek 1 i Rysunek 2) i związany z nim przepływ pracy zostały wykorzystane u ponad 100 zwierząt i dostarczyły powtarzalnych danych zarówno na myszach zdrowych, jak i z nowotworem. Na podstawie zarejestrowanej kawitacji i gęstości widmowej na harmonicznych w szczytowym momencie wstrzyknięcia bolusa mikropęcherzyków, moc widmową każdej częstotliwości można obliczyć za pomocą analizy Fouriera, jak wyjaśniono w kroku 4 Protokołu. W oparciu o protokół akustyczny (cz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu opracowaliśmy opłacalny system FUS oparty na obrazie do przejściowego zaburzenia BBB w celu zwiększonego dostarczania leków do miąższu mózgu. System został w dużej mierze zbudowany z dostępnych na rynku komponentów oraz w połączeniu z promieniami rentgenowskimi i BLI. Modułowość proponowanej konstrukcji pozwala na wykorzystanie kilku modalności obrazowania do planowania i oceny w przepływach pracy o wysokiej przepustowości. System można łączyć z bardziej kompleksowymi metodami obrazowania 3D o wysokiej rozd...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten projekt został sfinansowany przez KWF-STW (Drug Delivery by Sonoporation in Childhood Diffuse Intrinsic Pontine Glioma and High-grade Glioma). Dziękujemy Ilyi Skachkovowi i Charlesowi Mougenotowi za ich wkład w rozwój systemu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 1 ml typu luer-lockBecton Dickinson309628Plastipak
19 G igłaTerumo Agani8AN1938R1
Igła 23 GTerumo Agani8AN2316R1
Taśma chirurgiczna 3M TransporeNauka stosowana do życia7000032707lub podobna
Generator przebiegów arbitralnychSiglentn.a.SDG1025, 25 MHz, 125 Msa/s
Zautomatyzowany stereotaktzbudowany we własnymzakresie.Stereotact ze wszystkimi elementami został zbudowany we własnym zakresie
Bruker In-Vivo XtremeBrukern.a.Zawieraoprogramowanie
Buforowany roztwór NaClB. Braun Melsungen AG220/12257974/110
Chlorowodorek buprenorfinyIndivior UK limitdn.a.0.324mg
Wzbogacanie koszyka: masa papierowa inteligentny domUsługi biologiczneb.a.Filtr
węglowyBickfordNC0111395Omnicon f/air
Łyżka ceramicznab.d.a.Waciki
bawełniane
, sól potasowaZłoto BiotechnologiaLUCK-1
EtanolVUmc aptekan.d.70%
Evans BlueSigma AldrichE2129
Fresenius NaCl 0,9%Fresenius Kabin.a.NaCl0,9 %, 1000 ml
HistoacrylBraun Surgicaln.a.Histoacryl0,5 mL
HydrophonePrecision Acousticsn.a.Strzykawka
insulinowaBecton Dickinson324825/3248260,5 ml i 0,3 ml
IsofluraneTEVA Pharmachemie BV8711218013196250 ml
KetaminaAlfasann.d.10%, 10 ml
Karma dla myszy: Teklad global 18% białkowa dieta dla gryzoniEnvigo2918-11416M
Cewnik neoflonowyBecton Dickinson39134926 GA 0,6 x 19 mm
Technologie Keysightn.a.InfiniiVisionDSOX024A
Rurki plastikoweGreiner bio-one21026150 mL
Wzmacniacz mocyElektronika i Innovation Ltd210LModel 210L
Przedwzmacniacz Łącznik DCPrecision Acousticsn..Numer seryjny: DCPS94
NożyczkiSigma AldrichS3146-1EAlub podobne
SedazineAST Farman.a.2%
SonoVue mikropęcherzykiBraccon.a.8i micro; l/ml
Sterylna wodaFresenius Kabin.a.1000mL
Strzykawkab.a.n.a.możnaużywać różnych strzykawek
TemgesicIndivior UK limitdn.a.0.3mg/ml
PrzetwornikPrecision Acousticsn.a.1MHz
PęsetaSigma AldrichF4142-1EAlub podobny
Żel do ultradźwiękówParker Laboratories Inc.01-02Aquasonic 100
Vidisic żelBausch + Lombn.d.10g
n.a.n.a.D-lucyferyna

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lipinski, C. A. Lead- and drug-like compounds: the rule-of-five revolution. Drug Discovery Today: Technologies. 1 (4), 337-341 (2004).
  2. Pardridge, W. M. Blood-brain barrier delivery. Drug Discovery Today. 12 (1-2), 54-61 (2007).
  3. Alli, S., et al. Brainstem blood brain barrier disruption using focused ultrasound: A demonstration of feasibility and enhanced doxorubicin delivery. Journal of Controlled Release. 281, 29-41 (2018).
  4. Burgess, A., Hynynen, K. Noninvasive and targeted drug delivery to the brain using focused ultrasound. ACS Chemical Neuroscience. 4 (4), 519-526 (2013).
  5. Meng, Y., et al. Safety and efficacy of focused ultrasound induced blood-brain barrier opening, an integrative review of animal and human studies. Journal of Controlled Release. 309, 25-36 (2019).
  6. Darrow, D. P. Focused Ultrasound for Neuromodulation. Neurotherapeutics. 16 (1), 88-99 (2019).
  7. Zhou, Y. F. High intensity focused ultrasound in clinical tumor ablation. World Journal of Clinical Oncology. 2 (1), 8-27 (2011).
  8. O'Reilly, M. A., Hough, O., Hynynen, K. Blood-Brain Barrier Closure Time After Controlled Ultrasound-Induced Opening Is Independent of Opening Volume. Journal of Ultrasound in Medicine. 36 (3), 475-483 (2017).
  9. Mainprize, T., et al. Blood-Brain Barrier Opening in Primary Brain Tumors with Non-invasive MR-Guided Focused Ultrasound: A Clinical Safety and Feasibility Study. Scientific Reports. 9 (1), 321(2019).
  10. Dasgupta, A., et al. Ultrasound-mediated drug delivery to the brain: principles, progress and prospects. Drug Discovery Today: Technologies. 20, 41-48 (2016).
  11. O'Reilly, M. A., Waspe, A. C., Chopra, R., Hynynen, K. MRI-guided disruption of the blood-brain barrier using transcranial focused ultrasound in a rat model. Journal of Visualized Experiments. (61), (2012).
  12. McDannold, N., Vykhodtseva, N., Hynynen, K. Targeted disruption of the blood-brain barrier with focused ultrasound: association with cavitation activity. Physics in Medicine & Biology. 51 (4), 793(2006).
  13. McDannold, N., Vykhodtseva, N., Hynynen, K. Blood-brain barrier disruption induced by focused ultrasound and circulating preformed microbubbles appears to be characterized by the mechanical index. Ultrasound in Medicine and Biology. 34 (5), 834-840 (2008).
  14. Sun, T., et al. Closed-loop control of targeted ultrasound drug delivery across the blood-brain/tumor barriers in a rat glioma model. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (48), 10281-10290 (2017).
  15. Lipsman, N., et al. Blood-brain barrier opening in Alzheimer's disease using MR-guided focused ultrasound. Nature Communications. 9 (1), 2336(2018).
  16. Carpentier, A., et al. Clinical trial of blood-brain barrier disruption by pulsed ultrasound. Science Translational Medicine. 8 (343), 342(2016).
  17. Chopra, R., Curiel, L., Staruch, R., Morrison, L., Hynynen, K. An MRI-compatible system for focused ultrasound experiments in small animal models. Medical Physics. 36 (5), 1867-1874 (2009).
  18. Kinoshita, M., McDannold, N., Jolesz, F. A., Hynynen, K. Targeted delivery of antibodies through the blood–brain barrier by MRI-guided focused ultrasound. Biochemical and Biophysical Research Communications. 340 (4), 1085-1090 (2006).
  19. Larrat, B., et al. MR-guided transcranial brain HIFU in small animal models. Physics in Medicine & Biology. 55 (2), 365(2009).
  20. Contag, C. H., Jenkins, D., Contag, P. R., Negrin, R. S. Use of reporter genes for optical measurements of neoplastic disease in vivo. Neoplasia. 2 (1-2), New York, NY. 41(2000).
  21. Choi, J. J., Pernot, M., Small, S. A., Konofagou, E. E. Noninvasive, transcranial and localized opening of the blood-brain barrier using focused ultrasound in mice. Ultrasound in Medicine & Biology. 33 (1), 95-104 (2007).
  22. Bing, C., et al. Trans-cranial opening of the blood-brain barrier in targeted regions using astereotaxic brain atlas and focused ultrasound energy. Journal of Therapeutic Ultrasound. 2 (1), 13(2014).
  23. Marquet, F., et al. Real-time, transcranial monitoring of safe blood-brain barrier opening in non-human primates. PloS One. 9 (2), (2014).
  24. Anastasiadis, P., et al. characterization and evaluation of a laser-guided focused ultrasound system for preclinical investigations. Biomedical Engineering Online. 18 (1), 36(2019).
  25. Liu, H. L., Pan, C. H., Ting, C. Y., Hsiao, M. J. Opening of the blood-brain barrier by low-frequency (28-kHz) ultrasound: a novel pinhole-assisted mechanical scanning device. Ultrasound in Medicine & Biology. 36 (2), 325-335 (2010).
  26. Zhu, L., et al. Focused ultrasound-enabled brain tumor liquid biopsy. Scientific Reports. 8 (1), 1-9 (2018).
  27. Bader, K. B., Holland, C. K. Gauging the likelihood of stable cavitation from ultrasound contrast agents. Physics in Medicine & Biology. 58 (1), 127(2012).
  28. Neppiras, E. Acoustic cavitation series: part one: Acoustic cavitation: an introduction. Ultrasonics. 22 (1), 25-28 (1984).
  29. Aryal, M., Arvanitis, C. D., Alexander, P. M., McDannold, N. Ultrasound-mediated blood-brain barrier disruption for targeted drug delivery in the central nervous system. Advanced Drug Delivery Reviews. 72, 94-109 (2014).
  30. Tung, Y. S., Choi, J. J., Baseri, B., Konofagou, E. E. Identifying the inertial cavitation threshold and skull effects in a vessel phantom using focused ultrasound and microbubbles. Ultrasound in Medicine & Biology. 36 (5), 840-852 (2010).
  31. Arvanitis, C. D., Livingstone, M. S., Vykhodtseva, N., McDannold, N. Controlled ultrasound-induced blood-brain barrier disruption using passive acoustic emissions monitoring. PloS One. 7 (9), (2012).
  32. Tsai, C. H., Zhang, J. W., Liao, Y. Y., Liu, H. L. Real-time monitoring of focused ultrasound blood-brain barrier opening via subharmonic acoustic emission detection: implementation of confocal dual-frequency piezoelectric transducers. Physics in Medicine & Biology. 61 (7), 2926(2016).
  33. Chen, W. S., Brayman, A. A., Matula, T. J., Crum, L. A. Inertial cavitation dose and hemolysis produced in vitro with or without Optison. Ultrasound in Medicine & Biology. 29 (5), 725-737 (2003).
  34. Qiu, Y., et al. The correlation between acoustic cavitation and sonoporation involved in ultrasound-mediated DNA transfection with polyethylenimine (PEI) in vitro. Journal of Controlled Release. 145 (1), 40-48 (2010).
  35. Sun, T., Jia, N., Zhang, D., Xu, D. Ambient pressure dependence of the ultra-harmonic response from contrast microbubbles. The Journal of the Acoustical Society of America. 131 (6), 4358-4364 (2012).
  36. Rehemtulla, A., et al. Rapid and quantitative assessment of cancer treatment response using in vivo bioluminescence imaging. Neoplasia. 2 (6), 491-495 (2000).
  37. Puaux, A. L., et al. A comparison of imaging techniques to monitor tumor growth and cancer progression in living animals. International Journal of Molecular Imaging. 2011, (2011).
  38. Wu, S. K., et al. Characterization of different microbubbles in assisting focused ultrasound-induced blood-brain barrier opening. Scientific Reports. 7, 46689(2017).
  39. van den Broek, M. P., Groenendaal, F., Egberts, A. C., Rademaker, C. M. Effects of hypothermia on pharmacokinetics and pharmacodynamics. Clinical Pharmacokinetics. 49 (5), 277-294 (2010).
  40. Paxinos, G., Franklin, K. B. Paxinos and Franklin's the mouse brain in stereotaxic coordinates. , Academic press. (2019).
  41. Saunders, N. R., Dziegielewska, K. M., Møllgård, K., Habgood, M. D. Markers for blood-brain barrier integrity: how appropriate is Evans blue in the twenty-first century and what are the alternatives. Frontiers in Neuroscience. 385, 385(2015).
  42. Yao, L., Xue, X., Yu, P., Ni, Y., Chen, F. Evans blue dye: a revisit of its applications in biomedicine. Contrast Media & Molecular Imaging. 2018, (2018).
  43. Caretti, V., et al. Monitoring of tumor growth and post-irradiation recurrence in a diffuse intrinsic pontine glioma mouse model. Brain Pathology. 21 (4), 441-451 (2011).
  44. Yoshimura, J., Onda, K., Tanaka, R., Takahashi, H. Clinicopathological study of diffuse type brainstem gliomas: analysis of 40 autopsy cases. Neurologia Medico-Chirurgica. 43 (8), 375-382 (2003).
  45. Yang, F. Y., et al. Micro-SPECT/CT-based pharmacokinetic analysis of 99mTc-diethylenetriaminepentaacetic acid in rats with blood-brain barrier disruption induced by focused ultrasound. Journal of Nuclear Medicine. 52 (3), 478-484 (2011).
  46. Sirsi, S., Borden, M. Microbubble compositions, properties and biomedical applications. Bubble Science, Engineering & Technology. 1 (1-2), 3-17 (2009).
  47. Greis, C. Technology overview: SonoVue. European Radiology. 14, Bracco, Milan. 11-15 (2004).
  48. Schneider, M. Characteristics of sonovue. Echocardiography. 16, 743-746 (1999).
  49. Talu, E., Powell, R. L., Longo, M. L., Dayton, P. A. Needle size and injection rate impact microbubble contrast agent population. Ultrasound in Medicine & Biology. 34 (7), 1182-1185 (2008).
  50. Pinton, G., et al. Attenuation, scattering, and absorption of ultrasound in the skull bone. Medical Physics. 39 (1), 299-307 (2012).
  51. Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse. ILAR journal/National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 52, 21(2011).
  52. McDannold, N., Zhang, Y., Vykhodtseva, N. The effects of oxygen on ultrasound-induced blood-brain barrier disruption in mice. Ultrasound in Medicine & Biology. 43 (2), 469-475 (2017).
  53. McDannold, N., Zhang, Y., Vykhodtseva, N. Blood-brain barrier disruption and vascular damage induced by ultrasound bursts combined with microbubbles can be influenced by choice of anesthesia protocol. Ultrasound in Medicine and Biology. 37 (8), 1259-1270 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Focused UltrasoundBlood Brain BarrierStereotactic NavigationMicrobubble CavitationHigh Throughput SystemImage Guided TargetingPreclinical Drug EvaluationRodent ModelsGlioblastoma TreatmentAutomated Workflow

Powiązane artykuły