Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ukierunkowane uszkodzenie neuronów w celu nieinwazyjnego odłączenia obwodów mózgowych

4.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61271

⸱

27 września 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neuroscience, University of Virginia, 2Department of Radiology, Stanford University, 3Department of Neurology, University of Virginia, 4Global Internship Program, Focused Ultrasound Foundation, 5Department of Medicine, University of Virginia, 6Image Guided Therapy, 7Department of Neurosurgery, University of Virginia, 8Center for Brain, Immunology, and Glia, University of Virginia

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Celem protokołu jest dostarczenie metody do wytwarzania nieinwazyjnych uszkodzeń neuronów w mózgu. Metoda wykorzystuje skoncentrowane ultradźwięki pod kontrolą rezonansu magnetycznego (MRgFUS) do otwarcia bariery krew-mózg w sposób przejściowy i ogniskowy, w celu dostarczenia krążącej neurotoksyny do miąższu mózgu.

Streszczenie

Interwencja chirurgiczna może być dość skuteczna w leczeniu niektórych rodzajów nieuleczalnych medycznie chorób neurologicznych. Takie podejście jest szczególnie przydatne w przypadku zaburzeń, w których identyfikowalne obwody neuronalne odgrywają kluczową rolę, takich jak padaczka i zaburzenia ruchowe. Obecnie dostępne metody chirurgiczne, choć skuteczne, zazwyczaj obejmują inwazyjny zabieg chirurgiczny, który może skutkować chirurgicznym uszkodzeniem tkanek niedocelowych. W związku z tym warto byłoby rozszerzyć zakres podejść chirurgicznych o technikę, która jest zarówno nieinwazyjna, jak i neurotoksyczna.

Tutaj przedstawiono metodę wytwarzania ogniskowych, neuronalnych zmian w mózgu w sposób nieinwazyjny. Podejście to wykorzystuje skoncentrowane ultradźwięki o niskiej intensywności wraz z dożylnymi mikropęcherzykami w celu przejściowego i ogniskowego otwarcia bariery krew-mózg (BBB). Okres przejściowego otwarcia bariery krew-mózg jest następnie wykorzystywany do ogniskowego dostarczania neurotoksyny podawanej ogólnoustrojowo do docelowego obszaru mózgu. Kwas neurotoksynochinolinowy (QA) jest zwykle nieprzepuszczalny dla bariery krew-mózg i jest dobrze tolerowany, gdy jest podawany dootrzewnowo lub dożylnie. Jednak, gdy QA uzyskuje bezpośredni dostęp do tkanki mózgowej, jest toksyczny dla neuronów. Metoda ta została zastosowana u szczurów i myszy w celu ukierunkowania na określone obszary mózgu. Bezpośrednio po MRgFUS pomyślne otwarcie bariery krew-mózg potwierdza się za pomocą obrazowania T1-zależnego od kontrastu. Po zabiegu obrazowanie T2 wykazuje uraz ograniczony do docelowego obszaru mózgu, a utrata neuronów w docelowym obszarze może być potwierdzona post mortem przy użyciu technik histologicznych. Warto zauważyć, że zwierzęta, którym wstrzyknięto sól fizjologiczną, a nie kontrolę jakości, wykazują otwarcie bariery krew-mózg, ale kropka nie wykazuje urazu ani utraty neuronów. Metoda ta, zwana precyzyjną nieinwazyjną chirurgią sterowaną śródmózgową (PING), może zapewnić nieinwazyjne podejście do leczenia zaburzeń neurologicznych związanych z zaburzeniami obwodów nerwowych.

Wprowadzenie

Celem tej metody jest dostarczenie środków do wytwarzania nieinwazyjnych uszkodzeń neuronalnych w wybranym regionie mózgu. Uzasadnieniem dla opracowania takiego podejścia jest odłączenie obwodów neuronalnych przyczyniających się do zaburzeń neurologicznych. Na przykład, chirurgia może być dość skuteczna w leczeniu niektórych nieuleczalnych medycznie zaburzeń neurologicznych, takich jak padaczka lekooporna (DRE)1. Jednak każda z dostępnych metod chirurgicznych ma ograniczenia w zakresie powodowania niepożądanych ubocznych uszkodzeń mózgu. Tradycyjna chirurgia resekcyjna może być wysoce inwazyjna i wiąże się z ryzykiem krwawienia, infekcji, zakrzepów krwi, udaru, drgawek, obrzęku mózgu i uszkodzenia nerwów2. Alternatywy dla chirurgii resekcyjnej, które są minimalnie inwazyjne lub nieinwazyjne, obejmują laserową śródmiąższową terapię termiczną i radiochirurgię, które również okazały się skuteczne w tłumieniu napadów w DRE. Ostatnio zmiany termiczne wywołane przez skoncentrowane ultradźwięki o wysokiej intensywności (HIFU) okazały się obiecujące w zmniejszaniu napadów. HIFU jest nieinwazyjny; Jednak jego okno leczenia jest obecnie ograniczone do bardziej centralnych obszarów mózgu ze względu na ryzyko uszkodzenia termicznego tkanki niedocelowej znajdującej się w pobliżu czaszki. Pomimo takich ograniczeń, korzyści z operacji często przewyższają potencjalne ryzyko. Na przykład, chociaż operacja DRE może powodować uboczne uszkodzenie mózgu, jej korzystny wpływ na tłumienie napadów i poprawę jakości życia zwykle przeważa nad ryzykiem chirurgicznym.

Metoda opisana tutaj, Precyzyjna Nieinwazyjna Chirurgia Sterowana Śródmózgowo (PING), została opracowana w celu odłączenia obwodów nerwowych, przy jednoczesnym ograniczeniu ubocznych uszkodzeń mózgu. Metoda wykorzystuje skoncentrowane ultradźwięki o niskiej intensywności w połączeniu z dożylnym wstrzyknięciem mikropęcherzyków w celu otwarcia bariery krew-mózg w celu dostarczenia neurotoksyny. Takie podejście nie powoduje zmian termicznych w mózgu3,4,5,6,7, a okres otwarcia BBB można wykorzystać do dostarczenia związków nieprzepuszczalnych dla BBB do miąższu mózgu. Otwarcie bariery krew-mózg jest przejściowe i może być wytwarzane w sposób ukierunkowany za pomocą wskazówek rezonansu magnetycznego. W naszych badaniach okres otwierania bariery krew-mózg został wykorzystany do dostarczenia krążącej neurotoksyny do docelowego obszaru miąższu mózgu u szczurów i myszy8,9. Kwas chinolinowy jest neurotoksyną, która jest dobrze tolerowana, gdy jest podawana dożylnie10, dotętniczo10, lub dootrzewnowo8,9,11. Brak toksyczności QA wynika ze słabej przepuszczalności BBB, która została uznana za znikomą10. W przeciwieństwie do tego, bezpośrednie wstrzyknięcie QA do miąższu mózgu powoduje uszkodzenia neuronów, które oszczędzają sąsiednie aksony12,13. W ten sposób, gdy krążąca kontrola jakości uzyskuje dostęp do miąższu mózgu w docelowym obszarze otwarcia BBB, powstaje śmierć neuronów8,9. Obecna metoda powoduje zatem ogniskową utratę neuronów w precyzyjnie ukierunkowany i nieinwazyjny sposób.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Wirginii.

1. Przygotowanie odczynników

  1. W dniu zabiegu należy przygotować 6,0 ml kwasu chinolinowego do wstrzykiwań (QA). Rozpuścić 450 mg QA w 4,0 ml 1,0 N NaOH. Dodać 0,6 ml 10x PBS, pH do 7,4 i doprowadzić do końcowej objętości 6,0 ml z dH2O. Przefiltrować przez filtr strzykawkowy 0,22 μm. Roztwór jest stabilny przez 2 tygodnie w temperaturze 4 °C.
  2. Przygotować wodną dyspersję mikropęcherzyków w roztworze soli fizjologicznej metodą sonizacji sondy z gazu dekafluorobutanu i ustabilizować za pomocą jednowarstwowej warstwy stearynianu DSPC/PEG shell12.
  3. Wymiarowanie mikropęcherzyków przez flotację przy normalnej grawitacji. Określ stężenie i rozmiar mikropęcherzyków za pomocą czujnika elektrostrefowego za pomocą licznika Multisizer III. Stężenie i rozkład wielkości mikropęcherzyków powinny wynosić odpowiednio 6 x 108/ml i ~2 μm (średnia średnica cząstek). Największe pęcherzyki są usuwane przez wykluczenie/separację flotacji.
  4. Alternatywnie kup dostępne w handlu mikropęcherzyki.

2. Przygotowanie zwierząt

  1. Aklimatyzuj zwierzę (szczura lub mysz) przez 3 dni po porodzie. W opisanych tu eksperymentach wykorzystano szczury Sprague-Dawley (w wieku 5–6 tygodni) lub szczury z wewnętrzną heterotopią strukturalną śródmózgowia (tish) (kolonia lokalna).
  2. Trzymaj zwierzęta w 12-godzinnym świetle i 12-godzinnym cyklu ciemności.
  3. Zapisuj wagę zwierząt. Ta informacja jest ważna w trakcie całej procedury.
  4. Uzyskaj obrazy MR T2-zależne dzień przed zabiegiem FUS w celu ustalenia przedoperacyjnych obrazów wyjściowych. Do obrazowania T2 należy użyć następujących parametrów: czas powtórzenia/czas echa [TR/TE] = 3,000/138 milisekund, 3 średnie, pole widzenia = 29 x 45 mm2, rozmiar matrycy = 125 x 192, grubość warstwy = 0,23 mm.
  5. Znieczulić zwierzę izofluranem (4% indukcji, 2% konserwacji). Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia za pomocą szczypania palca u nogi. Nałóż maść okulistyczną na oczy.
  6. Ogol skórę głowy zwierzęcia i usuń pozostałe włosy kremem do depilacji.
  7. Użyj cewnika do żyły ogonowej do infuzji mikropęcherzyków, środka kontrastowego i kontroli jakości. Cewniki składają się z rurki PE10 wyposażonej w igłę o wymiarach 30 G x 1/2 cala. Pozostaw w linii strzykawkę o pojemności 1 ml z heparynizowaną solą fizjologiczną, którą należy wyjąć i ponownie podłączyć, gdy linia jest używana do infuzji.

3. Procedury MRI i PING

  1. Wykonaj rezonans magnetyczny na 7-tonowej jednostce MR o nachyleniu 600 mT/m/ms (Rysunek 1 i Rysunek 2). Akwizycję MRI należy wykonać za pomocą cewki powierzchniowej wbudowanej w system FUS.
    UWAGA: System FUS używany w eksperymentach składa się z trzech części: (i) system sonikacyjny to kompatybilny z MR, wstępnie zogniskowany, 8-elementowy układ pierścieniowy, przetwornik 1,5 MHz (promień sferyczny = 20 mm ± 2 mm, średnica aktywna = 25 mm (liczba f = 0,8), o sprawności elektryczno-akustycznej 80%, który jest podłączony do generatora Phased Array i wzmacniacza mocy RF; (ii) zmotoryzowany stopień pozycjonujący kompatybilny z MR do przesuwania przetwornika w kierunku przednim-tylnym i przyśrodkowo-bocznym; (iii) stacja robocza Thermoguide do sterowania dostarczaniem sonikacji, w tym elektronicznego ustawiania ostrości poprzez modulację fazy w celu regulacji głębokości ogniskowej (Rysunek 2).
  2. Umieść znieczulone zwierzę na zespole sań cewkowych (Rysunek 1) systemu FUS kompatybilnego z MR w pozycji leżącej. Unieruchomić zwierzę za pomocą siekacza i prętów usznych wbudowanych w kołyskę sań.
  3. Nałóż żel akustyczny na zwilżoną wodą skórę głowy; upewniając się, że nie ma pęcherzyków, umieść barierę membranową części cyrkulatora wody zespołu przetwornika nad czaszką zwierzęcia i opuść zespół przetwornika tak daleko, jak to możliwe, w równoległej orientacji płaskiej w stosunku do płytki czaszki. Przyłóż membranę przetwornika mocno do ogolonej skóry głowy zwierzęcia bezpośrednio nad płytką czaszki.
  4. Przymocuj czujnik pneumatyczny do ciała za pomocą taśmy chirurgicznej, aby monitorować oddychanie. Umieść czujnik pneumatyczny na lewej dolnej klatce piersiowej
    5. .
  5. Przenieś zespół ramienia FUS z cewką, saniami i zwierzęciem do jednostki MRI 7T (Rysunek 1).
  6. Uruchom sekwencję T2-scout, aby określić ogólne fizyczne położenie zespołu przetwornika względem głowy zwierzęcia i dokonaj niezbędnych korekt mechanicznych (Rysunek 2). Parametry obrazowania T2 to: czas powtórzenia/czas echa [TR/TE] = 3 000/138 milisekund, 3 średnie, pole widzenia = 29 x 45 mm2, rozmiar matrycy = 125 x 192, grubość warstwy = 0,23 mm. Termometria zazwyczaj nie jest używana w tym protokole.
  7. Uzyskaj obrazy T2, aby udoskonalić pozycjonowanie przetwornika. Precyzyjnie zdefiniuj lokalizację przetwornika i określ punkt ogniskowy sonikacji za pomocą funkcji celowania oprogramowania. Parametry obrazowania T2 to: czas powtórzenia/czas echa [TR/TE] = 3 000/138 milisekund, 3 średnie, pole widzenia = 29 x 45 mm2, rozmiar matrycy = 125 x 192, grubość warstwy = 0,23 mm.
  8. Tuż przed sonikacją wstrzyknąć 300 μl/kg mikropęcherzyków14 przez żyłę ogonową.
  9. Użyj przetwornika 1.5 MHz do wytworzenia dźwięków (pakiet fal 30 ms, 3% cykl pracy, częstotliwość powtarzania impulsów 1 Hz, czas trwania 240 s/sonikacja.
  10. Natychmiast po sonikacji wstrzyknąć środek kontrastowy gadodiamidu przez żyłę ogonową, a następnie wykonać skany T1-zależne i kontrastowe, aby potwierdzić otwarcie bariery krew-mózg i dokładność celowania. Parametry obrazowania T1-ważone: TR/TE = 900/12 milisekund, 2 średnie, pole widzenia = 24 x 30 mm2, rozmiar matrycy = 208 x 256, grubość warstwy = 0,7 mm. Zazwyczaj wykonywany jest pojedynczy skan T1.
  11. Zdejmij ramię FUS i sanki z rezonansu magnetycznego i umieść zwierzę na poduszce grzewczej ustawionej na 40 °C, zachowując 2% znieczulenie izofluranem.
  12. Zaczynając 30 minut po sonikacji, użyj pompy strzykawkowej, aby podawać QA (75 mg/ml roztworu podstawowego) przez żyłę ogonową przez 1 godzinę z szybkością 16,8 μl/min, aby osiągnąć ostateczną dawkę 225 mg/kg (q.s. do 1,0 ml soli fizjologicznej).
  13. Po zakończeniu infuzji przerwij znieczulenie, trzymając zwierzę na poduszce grzewczej do momentu uzyskania przytomności. Umieść zwierzę w klatce i wykonuj rutynowe kontrole jego aktywności co 15 minut, przez kilka godzin po zabiegu.
  14. Zwróć zwierzę do wiwarium i sprawdzaj co 6 godzin przez pierwszy dzień, czy nie jest niespokojne lub nie ma nieregularnej aktywności.
  15. Jednego dnia po sonikacji należy wykonać obrazowanie MR T2-zależne, aby ocenić wszelkie uszkodzenia w obszarze sonikacji. Parametry obrazowania T2: czas powtórzenia/czas echa [TR/TE] = 3 000/138 milisekund, 3 średnie, pole widzenia = 29 x 45 mm2, rozmiar matrycy = 125 x 192, grubość warstwy = 0,23 mm. Obrazy są oceniane pod kątem obszarów hiperintensywności w celu zidentyfikowania możliwego uszkodzenia/obrzęku tkanek.

4. Pośmiertna analiza utraty neuronów

  1. Pozwól na okres przeżycia po sonikacji wynoszący 4-5 dni w celu oceny utraty neuronów za pomocą histochemii fluoro-jade.
  2. Głęboko znieczulić zwierzę izofluranem i poddać eutanazji przez perfuzję dosercową z 0,1 M buforem fosforanowym (pH 7,4), a następnie 4% paraformaldehydu w buforze fosforanowym.
  3. Usuń mózg z czaszki i post-fix przez 2 dni w 4% paraformaldehydzie.
  4. Zanurz mózg w 30% sacharozie w celu krioprotekcji i wytnij skrawki o grubości 20–30 μm za pomocą kriostatu.
  5. Zamontuj skrawki kriostatu na żelowatych szkiełkach i wysusz na powietrzu przez noc.
  6. Ponownie uwodnić szkiełka w wodzie destylowanej, a następnie odwodnić w rosnących stopniowanych etanolach. Po odwodnieniu nawodnienie wsuwa się w opadające klasyfikowane etanole.
  7. Przenieś szkiełka do roztworu 0,06% nadmanganianu potasu na 15 minut na wytrząsarce orbitalnej.
  8. Płukać szkiełka podstawowe przez 1 minutę w wodzie destylowanej i przenieść do 0,001% roztworu fluoro-jadeku B w 0,1% kwasie octowym. Inkubować pod delikatnym mieszaniem przez 30 minut w temperaturze pokojowej. Opłucz szkiełka trzy razy przez 1 minutę w wodzie destylowanej.
  9. Wysuszyć szkiełka na podgrzewaczu do szkiełek, równoważyć ksylenami przez 3 minuty i nakryć szkiełko za pomocą nośnika montażowego DPX.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejsza sekcja opisuje wpływ PING na neurony zlokalizowane w dysplazji nowokorowej. Dysplazje tkankowe są powszechną cechą mózgów pacjentów z epilepsją lekooporną, a chirurgiczne usunięcie dysplazji generujących napady może zapewnić doskonałą kontrolę nad nimi15. Określenie wpływu PING na dysplastyczną tkankę mózgową jest zatem istotnym priorytetem. Do badania tej kwestii wybrano szczurzy model genetycznej dysplazji korowej (szczur tish), ponieważ mózg szczura tish wykazuje obecność tkanki dyspl...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda PING ma na celu wytwarzanie nieinwazyjnych, ukierunkowanych zmian w neuronach. Metoda wywodzi się z mocnych i rosnących podstaw badawczych w zakresie zogniskowanych ultradźwięków 3,4,5,6,7. Zdolność do zapewnienia ogniskowego dostępu do określonych obszarów miąższu mózgu poprzez przejściowe otwarcie bariery krew-mózg stworzyła drogę do dostarczania szer...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy doceniają Rene Jack Roya za doskonałe wsparcie techniczne w dziedzinie MRI. Prace te były wspierane przez National Institutes of Health (R01 NS102194 do KSL i R01 CA217953-01 do MW), Chester Fund (KSL) oraz Focused Ultrasound Foundation (KSL i JW).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
System MRI 7T-ClinScanBruker Biospin, Ettinglen, NiemcyAkwizycja obrazu MR
Żel akustycznyLitho CLEAR11-601Żel do transmisji akustycznej o wysokiej lepkości
DPX Mediummontażowe Mikroskopia elektronowa Sciences13512Mocowanie szkła nakrywkowego na bazie żywicy
Fluoro-Jade BEDM MilliporeAG310Barwnik o wysokim powinowactwie do Zwyrodniałe neurony
Adsorber anestezjologiczny FluovacAparat Harvarda34-0388Organiczny znieczulenie Zmiatacz
System FUSTerapia sterowana obrazem, Pessac, FrancjaSystem ultrasonograficzny skoncentrowany na małych zwierzętachz LabFUS
GadodiamidGE Healthcare AS, Oslo, NorwegiaOmniscanMR Środek kontrastowy
HeparynaSAGENT NDC2502140010Antykoagulant
Igła podskórna 30G x 1/2Becton-Dickinson26027Strzykawka insulinowa do cewnikowania żył ogonowych
28G1/2 (1ml)EXEL26027Podawanie zastrzyków do cewnika do żyły ogonowej
Atomizer izofluoranuSurgiVetVCT302Podawanie znieczulenia
IzofluranHenry ScheinNDC1169567762Anestezjologia
KMnO4Sigmabarwiących fluoro-jadeit B
wytwarzanych wewnętrznie: A. Klibanov305106Mikropęcherzyki zakłócające barierę krew-mózg
(źródło komercyjne)Lantheus Medical Imaging, North Billerica, MADefinity mikropęcherzykiMonitorowanie i monitorowanie środka zaburzającego barierę krew-mózg
System bramkowaniaInstrumenty dla małych zwierzątModel 1030Monitorowanie oddychania
Multisizer 3 Licznik redlicBeckman-Coulter, Hialeah, FLMultisizer 3Służy do określania średniej wielkości mikropęcherzyków
Optixcare EYE LUBÉCLC MEDICA, Ontario, Kanada11611rogówki i oczu ochronnych
Rurka PE10Becton-Dickinson427401 Cewnik do żył ogonowych Składnik
Kwas chinolinowySanta Cruz Biotechnology, Dallas, TXCAS 89-00-9Neurotoksyna
Sprague-Dawley SzczuryTaconic BiosciencesSD-M Modelszczura
Pompa strzykawkowaCarnegie MedicinCMA 100Kontrolowane dostarczanie kwasu chinolinowego
Oprogramowanie ThermoguideTerapia sterowana obrazem, Pessac, FrancjaNapędy termoprzewodnikoweLab FUS System
Tish RatsWłasna koloniaRat Model
Veet krem do depilacjiReckitt BenckiserDepilacja włosów na skórze głowy
kompatybilny MR stosowany w mikropęcherzykach Rurka do smarowania

Bibliografia

  1. Wiebe, S., Eliasziw, M., Matijevic, S. I. Changes in quality of life in epilepsy: How large must they be to be real. Epilepsia. 42, 113-118 (2001).
  2. McClelland, S., Guo, H., Okuyemi, K. S. Population-based analysis of morbidity and mortality following surgery for intractable temporal lobe epilepsy in the United States. Archives of Neurology. 68, 725-729 (2011).
  3. Hynynen, K., McDannold, N., Vykhotseva, N., Jolesz, F. A. Noninvasive MR imaging-guided focal opening of the blood-brain barrier in rabbits. Radiology. 220, 640-646 (2001).
  4. McDannold, N., Vykhodtseva, N., Raymond, S., Jolesz, F. A., Hynynen, K. MRI-guided targeted blood-brain barrier disruption with focused ultrasound: histological findings in rabbits. Ultrasound in Medicine & Biology. 31, 1527-1537 (2005).
  5. Park, J., Zhang, Y., Vykhodtseva, N., Jolesz, F. A., McDannold, N. J. The kinetics of blood brain barrier permeability and targeted doxorubicin delivery into brain induced by focused ultrasound. Journal of Controlled Release. 162 (1), 134-142 (2012).
  6. Sheikov, N., McDannold, N., Vykhodtseva, N., Jolesz, F., Hynynen, K. Cellular mechanisms of the blood-brain barrier opening induced by ultrasound in the presence of microbubbles. Ultrasound in Medicine & Biology. 30, 979-989 (2004).
  7. Vlachos, F., Tung, Y. S., Konofagou, E. E. Permeability assessment of the focused ultrasound-induced blood-brain barrier opening using dynamic contrast-enhanced MRI. Physics in Medicine and Biology. 55 (18), 5451-5466 (2010).
  8. Zhang, Y., et al. focal disconnection of brain circuitry using magnetic resonance-guided low-intensity focused ultrasound to deliver a Neurotoxin. Ultrasound in Medicine & Biology. 42 (9), 2261-2269 (2016).
  9. Zhang, Y., et al. Testing different combinations of acoustic pressure and doses of quinolinic acid to induce focal-neuron loss in mice using transcranial low-intensity focused ultrasound. Ultrasound in Medicine & Biology. 45, 129-136 (2018).
  10. Foster, A. C., Miller, L. P., Oldendorf, W. H., Schwarcz, R. Studies on the disposition of quinolinic acid after intracerebral or systemic administration in the rat. Experimental Neurology. 84, 428-440 (1984).
  11. Beskid, M., Różycka, Z., Taraszewska, A. Quinolinic acid: effect on the nucleus arcuatus of the hypothalamus in the rat (ultrastructural evidence). Experimental and Toxicologic Pathology. 49, 477-481 (1997).
  12. Schwarcz, R., Köhler, C. Differential vulnerability of central neurons of the rat to quinolinic acid. Neuroscience Letters. 38, 85-90 (1983).
  13. Schwarcz, R., Whetsell, W. O., Mangano, R. M. Quinolinic acid: an endogenous metabolite that produces axon-sparing lesions in rat brain. Science. 219, New York, N.Y. 316-318 (1983).
  14. Klibanov, A. L. Microbubble contrast agents: targeted ultrasound imaging and ultrasound-assisted drug-delivery applications. Investigative Radiology. 41 (3), 354-362 (2006).
  15. Agari, T., et al. Successful treatment of epilepsy by resection of periventricular nodular heterotopia. Acta Medica Okayama. 66 (6), 487-492 (2012).
  16. Lee, K. S., et al. A genetic animal model of human neocortical heterotopia associated with seizures. The Journal of Neuroscience. 17 (16), 6236-6242 (1997).
  17. Schottler, F., Couture, D., Rao, A., Kahn, H., Lee, K. S. Subcortical connections of normotopic and heterotopic neurons in sensory and motor cortices of the tish mutant rat. The Journal of Comparative Neurology. 395 (1), 29-42 (1998).
  18. Schottler, F., et al. Normotopic and heterotopic cortical representations of mystacial vibrissae in rats with subcortical band heterotopia. Neuroscience. 108 (2), 217-235 (2001).
  19. Zhang, Y., et al. Effects of non-invasive, targeted, neuronal lesions on seizures in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Ultrasound in Medicine and Biology. 46, 1224-1234 (2020).
  20. Holmes, E. W. Determination of serum kynurenine and hepatic tryptophan dioxygenase activity by high-performance liquid chromatography. Analytical Biochemistry. 172, 518-525 (1988).
  21. Shibata, K., Ohno, T., Sano, M., Fukuwatari, T. The urinary ratio of 3-hydroxykynurenine/3-hydroxyanthranilic acid is an index of predicting the adverse effects of D-trytophan in rats. Journal of Nutritional Science and Vitaminology. 60, 261-268 (2014).
  22. Aubry, J. -F., Tanter, M. MR-guided transcranial focused ultrasound. Therapeutic Ultrasound. , 97-111 (2016).
  23. Elias, W. J., et al. A Randomized trial of focused ultrasound thalamotomy for essential tremor. New England Journal of Medicine. 375, 730-739 (2016).
  24. Ghanouni, P., et al. Transcranial MR-guided focused ultrasound: a review of the technology and neuro applications. American Journal of Roentgenology. 205, 150-159 (2015).
  25. Martin, E., Jeanmonod, D., Morel, A., Zadicario, E., Werner, B. High-intensity focused ultrasound for noninvasive functional neurosurgery. Annals of Neurology. 66, 858-861 (2009).
  26. Monteith, S., et al. Transcranial magnetic resonance-guided focused ultrasound for temporal lobe epilepsy: a laboratory feasibility study. Journal of Neurosurgery. 12, 1-8 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

skupiona wi zka ultrad wi k wbariera krew m zgkwas chinolinowyuszkodzenia neuronalneMRgFUSwtryskiwanie mikrop cherzyk wanaliza histologicznaobrazowanie T2 zale nechirurgia nieinwazyjnaobwody neuronalne
Ukierunkowane uszkodzenie neuronów w celu nieinwazyjnego odłączenia obwodów mózgowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.