Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Taurocholan sodu wywołał ciężkie ostre zapalenie trzustki u myszy C57BL/6

3.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61547

⸱

28 czerwca 2021

 ,  ,  ,  , 
1Discipline of Clinical Emergencies, Department of Clinical Medicine, HCFMUSP / LIM 51, University of São Paulo Medical School

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Modele zwierzęce dla ciężkiego ostrego zapalenia trzustki umożliwiają badanie zmian patofizjologicznych na początkowym etapie, ułatwiając obserwację ewolucji zdarzeń zapalnych. Tutaj przedstawiamy protokół indukcji ciężkiego ostrego żółciowego zapalenia trzustki poprzez wsteczny wlew taurocholanu sodu do przewodu trzustkowego znieczulonych myszy C57BL / 6.

Streszczenie

Indukcja ostrego zapalenia trzustki dróg żółciowych przez infuzję taurocholanu sodu była szeroko stosowana przez społeczność naukową ze względu na przedstawienie ludzkiego stanu klinicznego i reprodukcji zdarzeń zapalnych odpowiadających wystąpieniu klinicznego zapalenia dróg żółciowych trzustki. Nasilenie uszkodzenia trzustki można ocenić, mierząc stężenie, prędkość i objętość podawanego kwasu żółciowego. Badanie to zawiera zaktualizowaną listę kontrolną materiałów i metod stosowanych w protokole reprodukcji i pokazuje główne wyniki tego modelu ostrego zapalenia trzustki (AP). Większość dotychczasowych publikacji ograniczała się do odtworzenia tego modelu u szczurów. Zastosowaliśmy tę metodę u myszy, która zapewnia dodatkowe korzyści (tj. dostępność arsenału odczynników i przeciwciał dla tych zwierząt wraz z możliwością pracy z genetycznie zmodyfikowanymi szczepami myszy), które mogą być istotne dla badania. W przypadku ostrego zapalenia trzustki u myszy przedstawiamy systematyczny protokół ze zdefiniowaną dawką 2,5% taurocholanu sodu przy prędkości infuzji 10 μl / min przez 3 minuty u myszy C57BL / 6, który osiąga maksymalny poziom nasilenia w ciągu 12 godzin od indukcji i podkreślamy wyniki z wynikami, które potwierdzają metodę. Przy praktyce i technice całkowity szacowany czas od indukcji znieczulenia do zakończenia infuzji wynosi 25 minut na zwierzę.

Wprowadzenie

U ludzi obecność kamieni żółciowych jest najczęstszą przyczyną zapalenia trzustki z powodu niedrożności końcowej części pęcherzyka, przerywając przepływ wydzieliny trzustkowej i powodując intensywny proces zapalny w trzustce, ze wzrostem stężenia enzymów trawiennych w surowicy i mediatorów stanu zapalnego1,2.

Zaproponowano dwie różne teorie wyjaśniające rozwój ostrego zapalenia trzustki (AP). Teoria "wspólnego kanału" sugeruje, że kamienie obecne w woreczku żółciowym blokują dystalny system wspólnych dróg żółciowych, umożliwiając przepływ żółci wstecznie do przewodu trzustkowego. Druga teoria (teoria "niedrożności przewodów") sugeruje, że zablokowanie przewodu trzustkowego przez nadmiar kamieni żółciowych powoduje zablokowanie przepływu wydzieliny trzustkowej do dwunastnicy, powodując nadciśnienie przewodowe3. Chociaż mechanizmy, które prowadzą do ostrego zapalenia dróg żółciowych i trzustki, nie są w pełni poznane, wynikiem jest intensywny proces zapalny. Wykwity enzymów trawiennych i samotrawienie trzustki prowadzą do zmian histopatologicznych, wzrostu cytokin zapalnych (IL-1β, IL-6, TNF-α) w płynie i surowicy puchatej oraz wzrostu białek ostrej fazy4,5,6.

Ciężkie ostre zapalenie trzustki to stan, który zasługuje na uwagę kliniczną ze względu na zaangażowanie wielu narządów i wysokie ryzyko śmiertelności. Modele zwierzęce do rozmnażania ostrego zapalenia trzustki (AP) są ważne, ponieważ wyjaśniają patofizjologiczne mechanizmy choroby i pomagają w monitorowaniu ewolucji zdarzeń zapalnych, począwszy od początkowych stadiów choroby. Zazwyczaj nie jest to możliwe w klinikach2,7. Ponadto dostęp do tkanek trzustki jest łatwy w badaniach przedklinicznych, co sprzyja wyjaśnieniu zmian związanych z warunkami klinicznymi8 wraz z możliwością pracy z gatunkami izogenicznymi, eliminowaniem niepożądanych zmiennych i odzwierciedlaniem podobieństwa klinicznego do wyników obserwowanych w stanie człowieka9.

Żółciowe i nieżółciowe modele indukcji ostrego zapalenia trzustki u szczurów i myszy były często badane w literaturze naukowej. Metody indukcji bez dróg żółciowych obejmują podawanie supramaksymalnych dawek stymulujących lekkostoginy lub jej analogu ceruleina10; podawanie prawie śmiertelnych dawek L-argininy; lub podawanie diety ubogiej w cholinę uzupełnionej o etioninę11. Chociaż metody te są łatwe do odtworzenia i powodują zapalenie trzustki, nie odtwarzają mechanizmów, które teoretycznie wywołują AP (tj. Refluks wydzielania żółci do przewodu trzustkowego). Technika, która odnosi się do modelu żółciowego, opiera się na wstecznym wlewie kwasów żółciowych do przewodu trzustkowego i wymaga dobrze wyszkolonych badaczy do przeprowadzenia tego protokołu. Opublikowano kilka badań wykorzystujących tę metodę na szczurach (najwyraźniej z powodów technicznych, ponieważ eksperymenty te obejmują zabiegi chirurgiczne)12,13. Jednak podejście na myszach może przynieść bardziej interesujące wyniki w badaniu stanu zapalnego3,14,15. W tym badaniu pokażemy listę kontrolną kroków, które należy wykonać, aby rozrodzić ciężkie ostre zapalenie trzustki przez infuzję taurocholanu sodu u myszy znieczulonych C57BL / 6.

Dla prac, które wymagają eksperymentów z przeciwciałami i analizy ekspresji genów i białek, preferowane jest użycie myszy ze względu na większy arsenał materiałów dla tych zwierząt i możliwość pracy z gatunkami izogenicznymi i nokautującymi, między innymi, które mogą być używane w związku z badaniami16. Myszy C57BL/6 to wsobny szczep myszy pierwotnie opracowany do badania aktywności przeciwnowotworowej i immunologii. Szczep ten jest coraz częściej preferowany przez badaczy ze względu na to, że jest izogeniczny, co pozwala na większą powtarzalność wyników, co może oznaczać użycie mniejszej liczby zwierząt w eksperymencie i mniejszą zmienność wyników między tą samą grupą17,18.

Perides et al. (2010)14 opublikował protokół indukcji AP u myszy za pomocą infuzji taurocholanu sodu. Tutaj aktualizujemy ten model, używając wyższego stężenia taurocholanu sodu (2,5%) u myszy C57BL / 6, z określoną objętością i szybkością infuzji (Rysunek 1). Maksymalny poziom nasilenia osiąga się w ciągu 12 godzin od indukcji u myszy. Zwiększenie stężenia IL-6 zarówno w surowicy, jak i w jamie otrzewnej jest skorelowane z progresją OZT. Przy praktyce całkowity szacowany czas od indukcji znieczulenia do zakończenia infuzji wynosi 25 minut na zwierzę. Istotne jest, aby ten eksperyment został przeprowadzony przez przeszkolonego badacza. Aby upewnić się, że roztwór jest prawidłowo wstrzykiwany do wspólnego przewodu żółciowego, należy przeprowadzić kilka pilotażowych sesji treningowych z użyciem błękitu metylenowego zamiast taurocholanu sodu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ten protokół został zatwierdzony przez Komitet Etyki do wykorzystania zwierząt w USP Medicine School, Num. Project: 1343/2019-CEUA: FMUSP. Do tego protokołu wykorzystano myszy C57BL/6 w wieku 6 tygodni, ważące 20 ± 2 g (n = 9/grupę).

1. Laparotomia

  1. Znieczulić zwierzęta ksylazyną (10 mg/kg) i roztworem ketaminy (80 mg/kg), podskórnie (0,1 ml/10 g masy ciała) za pomocą strzykawki 1 ml i igły 13x0,45 mm 26G 1/2. Sprawdź, czy głębokość znieczulenia jest wystarczająca, ściskając palec u nogi. Kontroluj temperaturę ciała za pomocą podgrzewanych wkładek. Upewnij się, że wszystkie materiały chirurgiczne są sterylne.
  2. Oczyść okolice brzucha 5% roztworem jodu powidonu i za pomocą trymera usuń włosy między klatką piersiową a dolną częścią brzucha (około 2cm2). Oczyść obszar operacyjny 70% alkoholem.
  3. Unieruchom zwierzę na tablicy operacyjnej za pomocą taśmy chirurgicznej. Nożyczkami przeciąć 5 mm skóry w poziomie, w górnej części brzucha i 1 cm poniżej wyrostka mieczykowatego. Powtórz cięcie na otrzewnej. Spowoduje to laparotomię z minimalnym odsłonięciem ubytku.

2. Lokalizacja i odsłonięcie trzustki

  1. Za pomocą retraktora pociągnij wątrobę w kierunku głowy myszy, ~1 cm od jelita.
  2. Zlokalizuj obszar trzustki, do którego zostanie wstrzyknięty taurocholan sodu (głowa trzustki). Zlokalizuj dwunastnicę w odniesieniu do wątroby - poniżej wątroby, po prawej stronie (po lewej, gdy ogląda się mysz). Dwunastnica jest pierwszą częścią jelita cienkiego i jest połączona z końcową częścią żołądka.
  3. Za pomocą kleszczy podnieś wątrobę w kierunku głowy zwierzęcia i delikatnie pociągnij część jelita cienkiego. Zamocuj dwa boczne końce jelita cienkiego za pomocą szwu polipropylenowego 6-0, aby lepiej zobaczyć dystalną część wspólnego przewodu żółciowego.

3. Indukcja ciężkiego ostrego zapalenia trzustki

  1. Tymczasowo zatkaj proksymalny wspólny przewód żółciowy za pomocą klipsa do mikronaczyń, aby zapobiec przeciekaniu wstecznego naparu do wątroby. Wspólny przewód żółciowy można zobaczyć po wątrobowej stronie dwunastnicy, a jego połączenie z dwunastnicą będzie białe. Odsłoń narząd poza jamę brzuszną.
  2. Nakłuć obszar okołoampułkowy (biaława część ściany jelita cienkiego), aby uzyskać dostęp do wspólnego przewodu żółciowego za pomocą igły 0,4 mm połączonej z rurką polietylenową o średnicy 0,54 mm.
  3. Wykonaj tymczasowe zamknięcie dystalnego wspólnego przewodu żółciowego za pomocą 8-0 szew, aby zapobiec wyciekaniu roztworu taurocholanu sodu do dwunastnicy.
  4. Uruchomić pompę infuzyjną i zaprogramować infuzję 2,5% roztworu taurocholanu sodu (rozcieńczonego w 0,9% soli fizjologicznej) ze stałą prędkością 10 μl/10 g masy ciała przez 3 minuty.
  5. Po infuzji usuń klips do mikronaczyń, tymczasowy 8-0 szew i igłę do wstrzykiwań z przewodu żółciowego i trzustkowego w celu odtworzenia fizjologicznego przepływu żółci.
  6. Na koniec zszyj brzuch niechłonnym szwem polipropylenowym 6-0 monofilamentowym. Czas między laparotomią a założeniem szwu końcowego powinien wynosić maksymalnie 30 minut (patrz Rysunek 1).
  7. Po operacji zwierzęta należy umieścić w polietylenowych boksach wyłożonych wiórami drzewnymi oraz wodą i jedzeniem ad libitum.
  8. Myszy kontrolne należy traktować w taki sam sposób, jak myszy doświadczalne, ale upewnić się, że nalew składa się wyłącznie z soli fizjologicznej. Wykonaj zabieg chirurgiczny i infuzję roztworu soli fizjologicznej (10 ml/min, przez 3 min) w grupie kontrolnej (SHAM) w celu wyeliminowania odchylenia zapalnego spowodowanego zabiegiem chirurgicznym i kaniulacją.
  9. Tramadol w dawce 12,5 mg/kg mc. należy stosować podskórnie co 8 godzin, rozpoczynając po rekonwalescencji pooperacyjnej.

4. Metody analizy

  1. Po 12 godzinach od indukcji AP znieczulić zwierzęta ksylazyną (10 mg/kg) i ketaminą (80 mg/kg), aby zebrać około 250 μl krwi przez splot oczodołowy.
    1. Delikatnie przytrzymaj skórę na plecach, promując lekkie wysunięcie gałki ocznej, i ustaw ją okiem skierowanym do góry.
    2. Wkraplać kroplę maści do oczu zawierającej środek znieczulający miejscowo do oka zwierzęcia.
    3. Umieść koniec rurki kapilarnej w przyśrodkowym kąciku oka i delikatnie wsuń ją pod gałkę oczną, pod kątem ~30°-45°. Obracaj rurkę kapilarną, aż zacznie się przepływ krwi. Pamiętaj, że do zabiegu nie jest konieczne użycie siły.
    4. Po zakończeniu zbierania zapewnij homeostazę, trzymając powieki zamknięte przez lekkie ściskanie gazą. Wyrzuć rurkę kapilarną do pojemnika na ostre przedmioty19.
    5. Odwirować surowicę (700 x g, 15 min) i uzupełnić supernatant do dawkowania amylazy i IL-6 (kroki 4.7 i 4.8).
  2. Uśpij myszy przez uduszenie CO2 .
  3. Za pomocą igły 27 G wstrzyknij 4 ml lodowatego 1x PBS do jamy otrzewnej. Napręż skórę brzucha i upewnij się, że igła jest powoli wpychana w otrzewną, aby nie przebić żadnych narządów. Po wstrzyknięciu delikatnie masuj otrzewną przez 10 sekund, aby usunąć komórki przylegające do otrzewnej.
  4. Za pomocą nożyczek i pęsety wykonaj małe nacięcie (0,5 cm) na wewnętrznej stronie skóry i mięśni, aby odsłonić jamę brzuszną. Włóż pipetę gruszkową do otrzewnej i zbierz płyn. Uważaj, aby nie zassać tkanki tłuszczowej ani innych narządów.
  5. Zebrać jak najwięcej płynu i umieścić zebraną zawiesinę komórek w probówkach trzymanych na lodzie. Wyrzuć pipetę z bańką do pojemnika na ostre przedmioty20. Odwirować płyn otrzewnowy (250 x g, 5 min) i uzupełnić supernatant do podania IL-6 (krok 4.9).
  6. Zbierz obszar trzustki przylegający do dwunastnicy (<5 mm).
  7. Przetwarzaj trzustkę, wiążąc ją w 10% formalinie i włącz ją do parafiny.
    1. Wybarwić szkiełka hematoksyliną i eozyną do analiz histopatologicznych pod mikroskopem świetlnym. Użyj protokołu Schmidta21 (obrzęk trzustki, komórki groniaste, uraz/martwica, zapalenie trzustki), aby ocenić zakres AP.
  8. Mierz amylazę (U/dl) za pomocą dostępnych na rynku zestawów zgodnie z zaleceniami producenta.
  9. Zmierz IL-6 za pomocą testów Luminex przy użyciu komercyjnych zestawów zgodnie z zaleceniami producenta.
  10. Przechowywać surowicę i supernatant płynu otrzewnowego otrzymane zgodnie z krokami 4.1 i 4.4 w zamrażarce, jeśli jest to konieczne, w temperaturze -80 °C.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stopień ciężkości zapalenia trzustki oceniano w skali od 0 do 3 zgodnie ze skalą Schmidta21, gdzie zero odpowiada brakowi zmian, 1 odpowiada łagodnemu występowaniu (<25%), 2 odpowiada umiarkowanemu występowaniu (od 25 do 50%), a 3 odpowiada intensywnemu występowaniu (> 50%) (Tabela 1). Wykonano pomiary aktywności amylazy w osoczu, obrzęku trzustki, uszkodzenia/martwicy komórek acynarnych, stanu zapalnego trzustki (na podstawie analizy histolo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda wywoływania ostrego zapalenia trzustki przez wsteczny wlew taurocholanu sodu została już pokazana u szczurów 22,23,24. Trzy podobne prace, opublikowane w 2008, 2010 i 2015 roku, posłużyły jako odniesienie dla protokołu 3,14,15. W tej pracy wymieniamy wszystkie krytyczne kroki odtwarzania tej metody na myszach C57BL/6 oraz niektór...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Programowi Podyplomowemu w Klinice Medycznej Uniwersytetu w São Paulo; Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) oraz Szkoła Medyczna Uniwersytetu São Paulo (FMUSP).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Igła 0,4 mmINTRAG MEDICAL TECH30G
  Rurka polietylenowa 0,54 mmTygon730010-Blok
styropianowy---
taśma maskująca do montażu myszyMissner1236-Pompa
infuzyjna zaplanowana na 10&mikro; L / min.Havard aparatus-Pompa perystaltyczna SeriaMA1 55-7766  Model 66 Małe
nożyczki perystaltyczne i kleszcze
Antyseptyczny jod providinePfizer12086ORantyseptyka
70% etanoluSIGMA459836Mix 700 ml 100% etanolu z 300 ml dH2O
ŻyletkaLordbdk9a1ghk6Do trychotomii
Taulocholan soduSigma-Aldrich86339- 1GNUMER CAS- 345909-26-4
klips do mikronaczyńMedicon Surgical56.87.35Przybliżenie, otwarcie 4,0 mm, ciśnienie zamykania 30 -  40 g
6-0 proleneBioline5162Linia do szwów
Ketamin NP (cloridrato de dextrocetamina) 50mg/mlCristá lia
Xilazine 2%Syntec
Sterylny roztwór soli fizjologicznej (sól fizjologiczna 0,9% (wag./obj))Farmace105851
Błękit metylowySigma-Aldrich ChemicalsM5528
MILLIPLEX  MAPA  Panel magnetyczny z cytokinami / chemokinami myszy - test multipleksowy immunologicznyMERCKMCYTOMAG-70KJednoczesna analiza wielu biomarkerów cytokin i chemokiny za pomocą testów multipleksowych opartych na kulkach przy użyciu technologii Luminex, w próbkach surowicy myszy, osocza i hodowli komórkowych.
Test amylazyLabtest11
Retraktor Desmarres o szerokości 13 mm
ROBOZ		RS-6672
90183210

Bibliografia

  1. Li, X., et al. Significantly different clinical features between hypertriglyceridemia and biliary acute pancreatitis: A retrospective study of 730 patients from a tertiary center. BMC Gastroenterology. 18 (1), 1-8 (2018).
  2. Rechreche, H., Abbes, A., Iovanna, J. L. Induction of antioxidant mechanisms in lung during experimental pancreatitis in rats. Indian Journal of Experimental Biology. 58 (5), 297-305 (2020).
  3. T, L., et al. Intraductal infusion of taurocholate followed by distal common bile duct ligation leads to a severe necrotic model of pancreatitis in mice. Pancreas. 44 (3), (2015).
  4. Botoi, G., Andercou, A. Interleukin 17-prognostic marker of severe acute pancreatitis. Chirurgia. 104 (4), 431-438 (2009).
  5. Li, D., Li, J., Wang, L., Zhang, Q. Association between IL-1beta, IL-8, and IL-10 polymorphisms and risk of acute pancreatitis. Genetics and Molecular Research. 14 (2), 6635-6641 (2015).
  6. Feng, C., et al. Effect of peritoneal lavage with ulinastatin on the expression of NF-kappaB and TNF-alpha in multiple organs of rats with severe acute pancreatitis. Experimental and Therapeutic Medicine. 10 (6), 2029-2034 (2015).
  7. Fang, D. Z., et al. Effects of sildenafil on inflammatory injury of the lung in sodium taurocholate-induced severe acute pancreatitis rats. International Immunopharmacology. 80, (2020).
  8. Ceranowicz, P., Cieszkowski, J., Warzecha, Z., Dembinski, A. Experimental models of acute pancreatitis. Postępy Higieny i Medycyny Doświadczalnej(Online). 69, 264-269 (2015).
  9. Wan, M. H., et al. Review of experimental animal models of biliary acute pancreatitis and recent advances in basic research. HPB (Oxford). 14 (2), 73-81 (2012).
  10. Mayerle, J., Sendler, M., Lerch, M. M. Secretagogue (Caerulein) induced pancreatitis in rodents. Pancreapedia: The Exocrine Pancreas Knowledge Base. (1), (2013).
  11. Wang, N., et al. Resveratrol protects against L-arginine-induced acute necrotizing pancreatitis in mice by enhancing SIRT1-mediated deacetylation of p53 and heat shock factor 1. International Journal of Molecular Medicine. 40 (2), 427-437 (2017).
  12. Ma, Z. H., et al. Effect of resveratrol on peritoneal macrophages in rats with severe acute pancreatitis. Inflammation Research. 54 (12), 522-527 (2005).
  13. Souza, L. J., et al. Anti-inflammatory effects of peritoneal lavage in acute pancreatitis. Pancreas. 39 (8), 1180-1184 (2010).
  14. Perides, G., Acker, G. J. v, Laukkarinen, J. M., Steer, M. L. Experimental acute biliary pancreatitis induced by retrograde infusion of bile acids into the mouse pancreatic duct. Nature Protocols. 5 (2), 335-341 (2010).
  15. Wittel, U. A., et al. Taurocholate-induced pancreatitis: a model of severe necrotizing pancreatitis in mice. Pancreas. 36 (2), 9-21 (2008).
  16. Tao, L., Reese, T. A. Making mouse models that reflect human immune responses. Trends Immunology. 38 (3), 181-193 (2017).
  17. Vandamme, T. F. Use of rodents as models of human diseases. Journal of Pharmacy and Bioallied Science. 6 (1), 2-9 (2014).
  18. Song, H. K., Hwang, D. Y. Use of C57BL/6N mice on the variety of immunological researches. Laboratory Animal Research. 33 (2), 119-123 (2017).
  19. Bogdanske, J. J., Stelle, S. H. -V., Riley, M. V., Schiffman, B. M. Suturing Principles and Techniques in Laboratory Animal Surgery. 1st edition. (1), CRC Press. (2010).
  20. Ray, A., Dittel, B. N. Isolation of mouse peritoneal cavity cells. Journal of Visualized Experiments. (35), e1488(2010).
  21. Schmidt, J., et al. A better model of acute pancreatitis for evaluating therapy. Annals of Surgery. 215 (1), 44-56 (1992).
  22. Liu, D. L., et al. Resveratrol improves the therapeutic efficacy of bone marrow-derived mesenchymal stem cells in rats with severe acute pancreatitis. International Immunopharmacology. 80, 106128(2020).
  23. Yang, X. F., et al. Chaiqin chengqi decoction alleviates severe acute pancreatitis associated acute kidney injury by inhibiting endoplasmic reticulum stress and subsequent apoptosis. Biomedicine & Pharmacotherapy. 125 (12), 110024(2020).
  24. Yang, X. F., et al. Chaiqin chengqi decoction alleviates severe acute pancreatitis associated acute kidney injury by inhibiting endoplasmic reticulum stress and subsequent apoptosis. Biomedicine & Pharmacotherapy. 125, 110024(2020).
  25. Venglovecz, V., Z, R., Hegyi, P. The effects of bile acids on pancreatic ductal cells. Pancreapedia: The Exocrine Pancreas Knowledge Base. (1), (2019).
  26. Roberts, S. E., Akbari, A., Thorne, K., Atkinson, M., Evans, P. A. The incidence of acute pancreatitis: impact of social deprivation, alcohol consumption, seasonal and demographic factors. Alimentary Pharmacology and Therapeutics. 38 (5), 539-548 (2013).
  27. Lerch, M. M., Gorelick, F. S. Models of acute and chronic pancreatitis. Gastroenterology. 144 (6), 1180-1193 (2013).
  28. Nakamura, K., Fukatsu, K., Sasayama, A., Yamaji, T. An immune-modulating formula comprising whey peptides and fermented milk improves inflammation-related remote organ injuries in diet-induced acute pancreatitis in mice. Biosci Microbiota Food Health. 37 (1), 1-8 (2018).
  29. Kui, B., et al. New insights into the methodolgy of L-Arginine-induced acute pancreatitis. PLoS One. 10 (2), 011758(2015).
  30. Xue, J., et al. Alternatively activated macrophages promote pancreatic fibrosis in chronic pancreatitis. Nature Communication. 6, 7158(2015).
  31. Lesina, M., Wormann, S. M., Neuhofer, P., Song, L., Algul, H. Interleukin-6 in inflammatory and malignant diseases of the pancreas. Seminars in Immunology. 26 (1), 80-87 (2014).
  32. Rao, S. A., Kunte, A. R. Interleukin-6: An early predictive marker for severity of acute pancreatitis. Indian Journal of Critical Care Medicine. 21 (7), 424-428 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Zapalenie trzustki pochodzenia żółciowegopłukanie otrzewnejdawkowanie interleukiny-6amylaza surowiczabadanie histologiczneanaliza tkanki trzustkiobszar kaniulacji
Taurocholan sodu wywołał ciężkie ostre zapalenie trzustki u myszy C57BL/6
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.