Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przewlekły stres zmienia zachowania związane z wysiłkiem w zadaniu bariery Y-Maze u myszy

11.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61548

⸱

13 sierpnia 2020

 ,  , 
1Department of Psychology, Behavioral and Systems Neuroscience Area, The State University of New Jersey, 2Graduate Program in Neuroscience, Rutgers, The State University of New Jersey

W tym artykule

Podsumowanie

Zadanie bariery labiryntu Y to test zachowania, który bada motywację do wydatkowania wysiłku na nagrodę. W tym miejscu omawiamy testowanie wielu dobrze zweryfikowanych przewlekłych stresorów, w tym przewlekłego kortykosteronu i stresu porażki społecznej z tym zachowaniem, a także nowego przewlekłego niedyskryminującego stresu porażki społecznej (CNSDS), który jest skuteczny u kobiet.

Streszczenie

Zaburzenia nastroju, w tym duże zaburzenia depresyjne, mogą być wywołane przez przewlekły stres. Zadanie z barierą labiryntu Y to test wyboru związany z wysiłkiem, który mierzy motywację do wysiłku i uzyskania nagrody. U myszy przewlekłe narażenie na stres znacząco wpływa na motywację do pracy na rzecz nagrody o wyższej wartości, gdy nagroda o niższej wartości jest swobodnie dostępna w porównaniu z myszami niezestresowanymi. Tutaj opisujemy paradygmat przewlekłego podawania kortykosteronu, który powoduje zmianę w reagowaniu wysiłkowym w zadaniu bariery labiryntu Y. W zadaniu Y-labirynt jedna ręka zawiera 4 granulki jedzenia, podczas gdy druga ręka zawiera tylko 2 kulki. Po tym, jak myszy nauczą się wybierać ramię o wysokiej nagrodzie, bariery o stopniowo rosnącej wysokości są wprowadzane do ramienia o wysokiej nagrodzie w ciągu wielu sesji testowych. Niestety, większość paradygmatów przewlekłego stresu (w tym kortykosteron i porażka społeczna) została opracowana u samców myszy i jest mniej skuteczna u samic. Dlatego omawiamy również przewlekły, niedyskryminacyjny stres porażki społecznej (CNSDS), opracowany przez nas paradygmat stresu, który jest skuteczny zarówno u samców, jak i samic myszy. Powtarzanie wyników z wieloma odrębnymi przewlekłymi stresorami u samców i samic myszy w połączeniu ze zwiększonym wykorzystaniem zadań behawioralnych istotnych dla translacji pomoże pogłębić zrozumienie, w jaki sposób przewlekły stres może przyspieszać zaburzenia nastroju.

Wprowadzenie

Zaburzenia nastroju, takie jak depresja i lęk, są bardzo powszechne w dzisiejszym społeczeństwie. Dziesiątki lat pracy nieustannie poszukiwały ulepszonych metod leczenia i odpowiednich modeli gryzoni do badania tych złożonych zaburzeń1. Przewlekły stres jest czynnikiem przyczyniającym się do zaburzeń nastroju, takich jak depresja2. Dlatego paradygmaty przewlekłego stresu, takie jak przewlekły stres porażki społecznej (SDS) i przewlekłe podawanie kortykosteronu (CORT), zostały opracowane u samców myszy i są obecnie szeroko stosowane do oceny neurobiologicznych i behawioralnych skutków narażenia na przewlekły stres. Najczęściej stosowane testy behawioralne do oceny skutków przewlekłego stresu obejmują zadania związane z zachowaniami unikającymi, takimi jak labirynt na podwyższonym poziomie, karmienie na otwartym polu i stłumione nowości lub ze skutecznością przeciwdepresyjną, takie jak test wymuszonego pływania. Jednak te zachowania u gryzoni prawdopodobnie nie mają twarzy i, co ważniejsze, trafności predykcyjnej i znaczenia translacyjnego dla ludzkich zaburzeń, takich jak depresja.

Popularny paradygmat chronicznego stresu, przewlekły nieprzewidywalny łagodny stres (CUMS), został szeroko zweryfikowany przy użyciu zachowań takich jak preferencja sacharozy3. CUMS zmniejsza preferencję dla 1% roztworu sacharozy w porównaniu z wodą i jest historycznie interpretowany jako zachowanie związane z anhedonią4,5. Jednak to zmniejszenie preferencji sacharozy nie jest obserwowane u ludzi z dużymi zaburzeniami depresyjnymi6,7. Ponadto preferencja sacharozy nie pozwala na badanie motywacji do nagrody w wysiłku.

Ostatnio, niektóre badania skupiły się na innych zachowaniach związanych z motywacją i nagrodą8,9. Zadania te mają obiecującą wartość translacyjną, ponieważ stosunkowo podobne oceny zachowania można przeprowadzić zarówno u ludzi, jak i gryzoni. W tym miejscu opisujemy paradygmaty CORT i SDS oraz ich efekty w zadaniu behawioralnym z barierą labiryntu Y, które mierzy motywację do wysiłku w celu uzyskania nagrody. Następnie omawiamy nowy paradygmat stresu przewlekłego, który opracowaliśmy, przewlekły niedyskryminacyjny stres porażki społecznej (CNSDS), który jest skuteczny zarówno u samców, jak i samic myszy.

Przewlekłe podawanie kortykosteronu (CORT) to paradygmat zaprojektowany do naśladowania przewlekłego stresu bez faktycznego narażenia na stres. Aktywacja osi podwzgórze-przysadka-nadnercza przez stres powoduje endogenne uwalnianie kortyzolu steroidowego nadnerczy u ludzi10,11,12 i kortykosteronu u myszy13,14. Dostarczanie kortykosteronu do wody pitnej dorosłym samcom myszy przez co najmniej 4 tygodnie powoduje nieadaptacyjne reakcje behawioralne w zadaniach unikających, takich jak otwarte pole, labirynt na wzniesieniu i stłumione karmienie nowości10,11,12,13,14,15,16. Co ciekawe, CORT wpływa również na przetwarzanie nagrody w zadaniach instrumentalnych16,17,18,19. Opisany tutaj paradygmat CORT wytwarza stałe stężenie w surowicy poniżej 100 ng/ml CORT, które jest ponad pięć razy mniejsze niż to wytwarzane przez ostry stresor, taki jak wymuszone pływanie15. Dlatego jest mało prawdopodobne, aby przewlekłe podawanie CORT powodowało hiperkortyzolemię. Podczas gdy przewlekły CORT jest skuteczny tylko u samców myszy20, niedawno wykazaliśmy, że powoduje silną zmianę w reagowaniu na wysiłek w zadaniu bariery labiryntu Y21. Według naszej wiedzy było to jedno z pierwszych badań, w którym zbadano wpływ przewlekłego stresu na zachowania związane z wyborem związanym z wysiłkiem u samców myszy21. Jedno z poprzednich badań po raz pierwszy wykazało wpływ ostrego stresu związanego z powściągliwością na podejmowanie decyzji opartych na wysiłku u szczurów22. W zachowaniach związanych z wysiłkiem zwierzę wybiera albo wysiłek, aby uzyskać nagrodę o wysokiej wartości, albo zaakceptować nagrodę o niższej wartości, która jest bardziej dostępna. U ludzi zadanie wysiłk-wydatek na nagrody (EEfRT) jest grą komputerową opracowaną jako analogiczna do zadań związanych z wyborem związanym z wysiłkiem w myszach23. Depresja powoduje nieadaptacyjne reakcje w EEfRT (zmniejszone prawdopodobieństwo wyboru trudnych zadań w celu uzyskania wysokiej wartości). Dlatego zadania związane z wyborem wysiłku u gryzoni są szczególnie interesujące ze względu na ich znaczenie translacyjne.

Przewlekły stres społeczny (SDS) jest jednym z częściej stosowanych przedklinicznych modeli stresu u samców myszy. Jest to 10-dniowy protokół, w którym duże, agresywne, emerytowane samce CD-1 atakują myszy eksperymentalne, zwykle C57BL/6J, w ciągu 5 minut codziennych sesji24. W ten sposób powstaje solidny, nieadaptacyjny fenotyp behawioralny w podgrupie myszy eksperymentalnych. Test interakcji społecznej służy do stratyfikacji myszy na populacje odporne lub podatne na stres porażki, a w kilku badaniach wykorzystano tę unikalną cechę SDS do zbadania mechanizmów molekularnych i obwodów neuronowych leżących u podstaw zależności od stresu i podatności. Tutaj opisujemy szczegóły paradygmatu CORT i jego implementacji w zadaniu behawioralnym bariery labiryntu Y. Omawiamy również efekty SDS w zadaniu bariery labiryntu Y. Zadanie bariery labiryntu Y-labirynt jest oparte na zadaniu bariery labiryntu T, które jest używane głównie u szczurów do pomiaru motywacji do wydatkowania wysiłku na wysokie lub niskie nagrody obecne w dwóch ramionach labiryntu klasa 8,< klasa sup = "xref" > 9,< klasa sup = "xref">25. Zadanie to zostało również wdrożone do badania reakcji wysiłkowej u myszy, którym podawano antagonistów kofeiny lub dopaminy u myszy26. Gryzonie mogą albo włożyć więcej wysiłku, wspinając się po barierach o stopniowo rosnącej wysokości w jednym ramieniu labiryntu, aby uzyskać wyższą wartość nagrody, zazwyczaj 4 kulki nagrody, albo poświęcić znacznie mniej wysiłku w drugim ramieniu labiryntu, aby otrzymać tylko 2 kulki nagrody9. 10-dniowe paradygmaty porażki społecznej wytwarzają solidny nieadaptacyjny fenotyp u podatnych myszy, który trwa około 30 dni, więc zmodyfikowaliśmy zadanie bariery labiryntu Y, aby szybciej trenować i testować zwierzęta, aby ukończyć wszystkie eksperymenty w tym 30-dniowym przedziale czasowym24. Dlatego tutaj również szczegółowo opisujemy protokół zadań behawioralnych bariery Y, zawierający skondensowane sesje treningowe i sesje testowe z pojedynczą barierą, aby zmierzyć motywację do wydatkowania wysiłku na nagrodę u myszy narażonych na przewlekły stres.

Niestety, zarówno przewlekły kortykosteron, jak i przewlekły stres związany z porażką społeczną rozwinęły się u samców myszy i są mniej skuteczne u samic. Jest to wysoce problematyczne, ponieważ kobiety częściej niż mężczyźni są diagnozowane z zaburzeniami nastroju, takimi jak depresja1. Sprytne adaptacje SDS pozwoliły na stosowanie u samic myszy, ale wymagają trudnych operacji lub żmudnego zbierania moczu26,27. Niedawno opisaliśmy prostą modyfikację paradygmatu SDS, zwaną przewlekłym, niedyskryminacyjnym stresem porażki społecznej (CNSDS). CNSDS umożliwia podatną i odporną stratyfikację zarówno eksperymentalnych samców, jak i samic myszy28. Zarówno samice, jak i samce myszy podatnych na CNSDS wykazują zwiększone unikanie otwartych ramion w labiryncie na wysokości plus i środka na otwartym polu oraz wykazują zwiększone opóźnienie w jedzeniu podczas karmienia z zahamowaniem nowości. CNSDS jest również bardziej wydajny niż inne modyfikacje SDS, ponieważ obie płcie są połączone w sesjach porażki. Skutkuje to zwiększoną wydajnością myszy eksperymentalnych bez związanego z tym zwiększenia czasu i wysiłku wymaganego do ukończenia protokołu. Dlatego kończymy ten manuskrypt dogłębną prezentacją tego niedawno opracowanego paradygmatu przewlekłego stresu

.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Te eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi NIH dotyczącymi opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi i zatwierdzone przez Rutgers University Institutional Animal Care and Use Committee.

1. Przewlekły kortykosteron (CORT)

  1. Losowo przypisz myszy do grup leczenia. Losowo podziel dorosłe samce myszy C57BL / 6J na grupy nośnika i kortykosteronu (CORT).
    1. Myszy samochodowe trzymane są w oddzielnych klatkach, a myszy CORT w innych, ponieważ ich leczenie odbywa się za pośrednictwem butelki z wodą w klatce.
    2. Oznacz specjalne karty wodne do umieszczenia w klatce, które informują personel zajmujący się opieką nad zwierzętami, że butelki z wodą zawierają roztwory niezbędne do eksperymentu.
  2. Przygotować roztwór do podłoża, rozpuszczając 3,375 g beta-cyklodekstryny w 750 ml wody z kranu w szklanym pojemniku o pojemności 1 l.
    1. Napełnij butelki z wodą w klatce samochodowej tym roztworem. Upewnij się, że butelka nie przecieka, aby zmierzyć zużycie płynu.
    2. Oznacz pojemnik i przechowuj w temperaturze pokojowej na półce w laboratorium. Roztwór podłoża należy stosować do napełniania butelek klatkowych przez około 1 tydzień.
    3. Uzupełniaj butelki samochodowe przez cały tydzień. W razie potrzeby napełnij butelki z klatką 1x-2x w ciągu tygodnia. Zmień na świeżą butelkę 1 raz w tygodniu, na początku lub na końcu tygodnia.
      UWAGA: Po tygodniu beta-cyklodekstryna zacznie pokrywać wnętrze butelki z wodą i sprawi, że roztwór stanie się mętny.
    4. Monitoruj ilość spożywanych płynów dwa razy w tygodniu i nagrywaj. Zważ każdą odpowiednią butelkę i zapisz, uważając, aby nie rozlać żadnego płynu. Napełnij i zwróć każdą butelkę.
      UWAGA: Klatka składająca się z 5 myszy wypije 80-120 ml płynu w ciągu 3-4 dni.
  3. Przygotuj roztwór CORT, najpierw rozpuszczając 3,375 g beta-cyklodekstryny w 750 ml wody z kranu w szklanym pojemniku o pojemności 1 l. Następnie dodać 26,25 mg kortykosteronu.
    1. Sonikować roztwór CORT, aby rozpuścić CORT w wodzie. Umieść pojemnik w łaźni wodnej myjki ultradźwiękowej. Sonikować przy 40 kHz przez około 30 minut lub do momentu, gdy kortykosteron się rozpuści i płyn stanie się klarowny.
      UWAGA: Homogenizatory ultradźwiękowe (z końcówką) są również skuteczne w rozpuszczaniu CORT.
    2. Napełnij butelki z wodą do wszystkich klatek CORT roztworem. Oznacz pojemnik i przechowuj w temperaturze pokojowej na półce w laboratorium. Roztwór CORT może być używany do napełniania butelek klatkowych przez około 1 tydzień.
      UWAGA: Używaj brązowych szklanych butelek na wodę lub plastikowych nieprzezroczystych butelek, ponieważ CORT jest wrażliwy na światło.
    3. Monitoruj ilość spożywanych płynów dwa razy w tygodniu i zapisuj. Waż co tydzień wszystkie myszy z nośnikiem i CORT, aby porównać spożyty płyn z masą myszy w każdej klatce.
    4. Aby określić objętość spożytego płynu (ml/g/dzień), użyj następującego równania:
      (Objętość wypitej klatki w ciągu ostatnich 3-4 dni) / (Średnia masa ciała myszy w klatce) X liczba dni od ponownego napełnienia nośnika lub butelki CORT)
      UWAGA: Przeciętna klatka składająca się z n=5 dorosłych samców myszy C57BL/6J spożywa średnio 0,25 – 0,30 mg / g / dzień, co zwykle pozostaje spójne przez okresy ad libitum i bez jedzenia. Stężenia te dają przybliżone dawki beta-cyklodekstryny wynoszące 24 mg/kg/dobę i 9,5 mg/kg/dobę CORT15,16.
  4. Stres porażki społecznej (SDS)
    1. Stosuj standardowe protokoły stresu związanego z porażką społeczną, które szczegółowo opisano w innym miejscu24,29.
  5. Zadanie bariery Y-Maze
    1. Deprywacja żywności w zadaniu bariery labiryntu Y
      1. Dzień po zakończeniu testu interakcji społecznych zważ wszystkie myszy kontrolne i eksperymentalne. Będzie to ich masa ciała swobodnie żerująca.
        UWAGA: W niniejszym dokumencie używamy terminów "kontrolny" i "eksperymentalny" w odniesieniu zarówno do myszy kontrolnych SDS, jak i eksperymentalnych SDS, a także do myszy podawanych z nośnikiem i CORT-em w odpowiednich paradygmatach SDS i CORT.
      2. Aby pozbawić myszy pokarmu, należy usuwać karmę laboratoryjną tylko ze strony C57BL/6J każdej klatki.
      3. Zważ wszystkie myszy, a także ilość karmy laboratoryjnej, która będzie podawana codziennie, aby prawidłowo utrzymać masę ciała na poziomie około 90% masy ciała podczas całego testu.
        UWAGA: Ilość pokarmu dostarczanego do klatki domowej każdej myszy lub myszy będzie zależeć od wahań masy ciała i ilości granulek nagrody zużytych w każdym dniu treningu lub testowania w labiryncie Y.
      4. Zaznajomij się z granulkami nagrody. Wrzuć małą miarkę 20 mg granulek spożywczych na bazie zbóż (Bio-Serv) do klatki domowej. Pozwoli to zaznajomić się z granulkami i zmotywować myszy do spożywania ich w labiryncie Y podczas sesji przyzwyczajania i wstępnego treningu.
  6. Aparatura do labiryntu Y
    1. Zbuduj strukturę labiryntu w kształcie litery Y z nieprzezroczystej białej pleksi o szerokości 3/16 cala, z trzema ramionami o wymiarach 26 cm długości, 20 cm wysokości i 7 cm szerokości.
    2. Użyj przegródek, które przesuwają się między szczelinami w labiryncie Y, aby umożliwić badaczowi zamknięcie pola startowego, w którym myszy są początkowo umieszczone, lub zatrzymanie myszy w dowolnym ramieniu, gdy wybiorą i wejdą do lewego lub prawego ramienia labiryntu Y.
    3. Utwórz wiele barier labiryntu Y o wysokości 10, 15 i 20 cm z siatki drucianej po stronie pionowej oraz z pleksiglasu pod kątem około 45° po tylnej stronie pod kątem. Dzięki temu myszy C57BL/6J mogą chwytać i wspinać się po pionowej stronie siatki drucianej każdej bariery, a następnie przesuwać się w dół po ustawionej pod kątem stronie bariery z pleksiglasu.
      1. Dodaj cienkie stopnie po stronie kątowej, aby zapewnić lepszą przyczepność.
  7. Habituacja labiryntu Y
    1. Przyzwyczaj wszystkie myszy kontrolne i eksperymentalne do aparatu Y-labirynt.
      1. Następnego dnia po pozbawieniu pokarmu umieść dużą liczbę 20 mg granulek żywności na bazie zbóż (np. Bio-Serv) w nasadce probówki wirówkowej o pojemności 50 ml i umieść na końcach każdego ramienia labiryntu Y. Te nakrętki służą jako małe pojemniki na pokarm dla myszy, a myszy z łatwością nauczą się jeść granulki jedzenia.
      2. Umieść każdą mysz w polu startowym labiryntu Y z zamocowaną przegrodą pola startowego.
      3. Po kilku sekundach usuń separator, pozwalając każdej myszy eksplorować labirynt Y przez 15 minut. Taki czas pozwala myszce odpowiednio zbadać wszystkie ramiona labiryntu i zaznajomić się z aparatem.
        UWAGA: Niektóre myszy mogą nie spożywać żadnych granulek pokarmu w tym pierwszym dniu przyzwyczajenia.
    2. Następnego dnia wykonaj drugą 15-minutową habituację labiryntu Y, stosując identyczną procedurę.
      1. Zwróć uwagę na myszy, które nie jadły żadnych granulek. W przypadku tych myszy wrzuć kolejną małą miarkę granulek do ich domowych klatek.
  8. Trening wymuszonego wyboru w labiryncie Y
    1. Oznacz ramię z wysoką nagrodą (HR) i niską nagrodą (LR) dla każdej myszy.
      1. Losowo przypisz myszom zarówno w grupie kontrolnej, jak i eksperymentalnej lewe ramię jako ramię o wysokiej nagrodzie (HR), a prawe ramię jako ramię o niskiej nagrodzie (LR) lub odwrotnie. W związku z tym 4 śruty będą dostępne w każdej próbie w lewym ramieniu HR i 2 śruty dostępne w prawym, ramieniu LR lub odwrotnie.
      2. Przeciwwaga dla tych wyznaczonych ramion LR i HR zarówno w grupie kontrolnej, jak i eksperymentalnej, tak aby około połowa każdej grupy miała lewą rękę jako ramię HR, a połowa miała prawą rękę jako ramię HR.
    2. Próby przymusowego wyboru
      1. Po 2 dniach przyzwyczajenia do labiryntu Y, niech myszy rozpoczną 3 dni z 10 prób treningu wymuszonego wyboru.
      2. W każdej próbie wymuszonego wyboru umieść mysz w polu startowym, a następnie usuń przegrodę, pozwalając myszy na 60 s wejść w lewe lub prawe ramię i skonsumować dostępne granulki. Dla każdej próby wymuszonego wyboru blokuj przeciwne ramię dzielnikiem, zmuszając mysz do wybrania drugiego ramienia. W przypadku próby wymuszonego wyboru HR zablokuj dostęp do ramienia LR lub odwrotnie.
      3. Usuń mysz po próbie i uzupełnij odpowiednie granulki, które zostały zjedzone.
      4. Naprzemienne próby wymuszonego wyboru dla każdej myszy w każdym dniu treningowym, tak aby myszy ukończyły 5 prób wymuszonego wyboru HR i 5 LR.
        UWAGA: Próby wymuszonego wyboru uczą myszy kojarzenia jednej ręki z wyższą nagrodą, a drugiej z niższą nagrodą.
      5. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej, a następnie uruchom nie więcej niż 3-5 kolejnych myszy, aby zachować 5-minutowy interwał między próbami dla każdej myszy.
  9. Szkolenie z wolnego wyboru labiryntu Y
    1. Wersje próbne do wyboru
      1. Rozpocznij każdą sesję wolnego wyboru od próby wymuszonego wyboru HR i LR. W ten sposób myszy będą musiały zostać zmuszone do wejścia w każde ramię przed rozpoczęciem 10 prób wolnego wyboru.
      2. Umieść każdą mysz w polu startowym i usuń przegrodę. Gdy mysz wybierze ramię i przejdzie przez nie do końca, gdzie znajduje się kubek zawierający granulki, umieść przegrodę ramienia po tej stronie, blokując mysz, aż pochłonie kulki.
      3. Wyjmij mysz z powrotem do klatki domowej i uruchom kolejne 3-5 myszy używanych w tym cyklu, aby zapewnić 5-minutową przerwę między próbami.
    2. Zapisz następujące dane: opóźnienie, aby wybrać ramię, wybór ramienia i opóźnienie dotarcia do kubka na pelety.
      1. Zapisz, w które ramię wchodzi mysz i w pełni przechodzi do kubka na pelers. Zapisz również opóźnienie, aby wybrać to ramię i dotrzeć do kubka na pelety.
      2. Rozważ każdą próbę, w której mysz nie wybiera ramienia lub nie spożywa wszystkich 4 lub 2 granulek, jako pominiętą próbę.
    3. 70% kryterium wolnego wyboru
      1. Rejestruj, które ramię jest wybierane do wszystkich 10 prób do wyboru dziennie.
      2. Gdy mysz wybierze ramię HR w 7 z 10 prób w ciągu dnia szkoleniowego (kryterium 70%), przesuń mysz do sesji testowania bariery.
        UWAGA: Kontynuuj trening wolnego wyboru, aż wszystkie myszy osiągną kryterium ramienia 70%, aby zapewnić zarówno odpowiednią dyskryminację ramion HR i LR, jak i to, że myszy będą wykazywać równą preferencję dla ramienia HR.
  10. Testowanie bariery Y-labirynt
    1. Sesja testowa bariery 10 cm
      1. Umieść 10-centymetrową barierę do połowy ramienia HR w labiryncie Y.
      2. Rozpocznij od wielu prób wymuszonego wyboru dla obu ramion. Myszy odporne na wspinanie się po barierze mogą być podpowiadane długim, cienkim kawałkiem pleksiglasu.
        UWAGA: Z doświadczenia wynika, że zalecamy co najmniej 2 próby wymuszonego wyboru zarówno dla ramienia HR, jak i LR na początku każdej sesji na nowej wysokości bariery. Zalecamy nagrywanie prób, w których konieczne jest skłonienie myszy do pokonania bariery, jeśli zajdzie taka potrzeba. Myszy na ogół uczą się wspinać przez barierę 10 cm, która nie jest tak wysoka, że nie mogą stać i widzieć ponad nią, w ciągu 1-2 prób. Bariera będzie musiała zostać umieszczona po drugiej stronie dla myszy z przeciwstawnym ramieniem jako wyznaczonym ramieniem HR.
      3. Umieść każdą mysz w polu startowym, usuń przegrodę i pozwól myszy przejść przez labirynt i wybierz ramię do 10 prób swobodnego wyboru zawierających barierę 10 cm w ramieniu HR.
      4. Jeśli mysz wybierze stronę HR, przeskoczy przez barierę, aby uzyskać większą nagrodę, 4 kulki. W przeciwnym razie wybierze ramię LR i po prostu przejdzie przez podłogę labiryntu, aby zdobyć mniejszą nagrodę, 2 kulki.
      5. Zapisz wybrane ramię i opóźnienie, aby wybrać ramię i dotrzeć do kubka na pelety dla wszystkich prób. Podobnie obracaj 4-6 myszy na cykl, aby utrzymać 5-minutowy odstęp między próbami.
        UWAGA: Rozpyl 70% etanolu w labiryncie Y i wycieraj do sucha konsekwentnie między każdą myszką.
    2. Sesja testowa bariery 15 cm
      1. Następnego dnia wykonaj wszystkie kroki wymienione jak powyżej (krok 1.10.1), ale z barierką o wysokości 15 cm w ramieniu HR.
    3. Sesja testowa bariery 20 cm
      1. Następnego dnia wykonaj wszystkie kroki wymienione jak powyżej (krok 1.10.1), ale z barierą o wysokości 20 cm w ramieniu HR.
        UWAGA: Z doświadczenia wynika, że przy wysokości bariery 20 cm większość myszy podatnych na SDS lub myszy eksperymentalnych CORT (a nawet kilka myszy kontrolnych) zmieni swoje reakcje na ramię LR, ponieważ nie są wystarczająco zmotywowane, aby wspiąć się na wysoką barierę 20 cm. Może być również konieczne użycie adapterów z pleksiglasu, aby zapobiec wspinaniu się myszy z góry tej bariery na krawędzie ścian labiryntu Y. Nie zalecamy budowania wyższego labiryntu Y, ponieważ eksperymentatorowi trudniej jest ponownie napełnić granulki w każdym kubku i usunąć myszy po każdej próbie.
    4. Sesja testowa dyskryminacji z nagrodami
      1. Aby upewnić się, że zarówno myszy kontrolne, jak i eksperymentalne wykazują odpowiednie i podobne dźwignie dyskryminacji nagrody, przeprowadź sesję testu dyskryminacji.
      2. Wykonaj wszystkie powyższe kroki (krok 1.10.1), ale umieść barierę 10 cm w ramieniu LR. Teraz obie ręce zawierają 10-centymetrowe bariery, a myszy będą musiały się wspiąć, aby otrzymać nagrodę w postaci 4 lub 2 kulek.
      3. Rejestruj opóźnienia i wybór ramienia dla wszystkich 10 prób.
        UWAGA: Ponieważ myszy będą musiały włożyć taki sam wysiłek, aby uzyskać którąkolwiek z nagród, myszy powinny wybrać ramię HR w większości prób. Aby zbadać opóźnienia w celu wybrania ramienia HR i LR, oblicz średnie opóźnienie ramienia HR i średnie opóźnienie ramienia LR dla każdej myszy z osobna. Następnie porównaj opóźnienie, aby wybrać oba ramiona za pomocą dwukierunkowej mieszanej ANOVA, z SDS (kontrola, SDS-Susceptible, SDS-Resilient) jako czynnikiem międzyobiektowym i ramieniem (ramię HR, ramię LR) jako czynnikiem wewnątrzobiektowym.

2. Chroniczny niedyskryminacyjny stres związany z porażką społeczną (CNSDS)

  1. Badanie przesiewowe pod kątem agresywnego zachowania u myszy CD-1
    1. Umieść jednego samca i jedną samicę myszy C57BL/6J w klatce domowej każdej CD-1 na 180 s lub do momentu, gdy CD-1 zaatakuje obie myszy. Te myszy C57BL6/J nie muszą być naiwne i nie będą używane w żadnych dalszych eksperymentach. Podczas tej fazy badania przesiewowego agresora nie należy trzymać myszy C57BL/6J w jednym pomieszczeniu z myszami CD-1.
      1. Rekord opóźnienia, aby zaatakować obie myszy C57BL/6J dla każdej CD-1.
      2. Wybierz wszystkich agresorów CD-1, którzy atakują zarówno samce, jak i samice myszy C57BL/6J w ciągu 60 sekund w kolejnych sesjach z łącznej liczby 3 sesji przesiewowych. Inne mogą być używane do wspólnego zamieszkiwania w klatkach domowych.
        UWAGA: Ważnym zastrzeżeniem porażki społecznej jest obecność zranień w wyniku agresji fizycznej. Każda mysz w fazie przesiewowej i eksperymentalnej powinna zostać sprawdzona pod kątem ran i potraktowana środkiem dezynfekującym chloro-heksanowym, jeśli obecne są niewielkie zmiany skórne. Każda mysz z raną większą niż 1 cm powinna zostać usunięta z eksperymentu.
  2. Przypisz myszy do grup kontrolnych i eksperymentalnych.
    1. Zbierz wszystkie naiwne dorosłe samce i samice myszy C57BL/6J, a także przebadane emerytowane samce hodowców CD-1, a także samce CD-1 do wykorzystania w wspólnym trzymaniu.
      1. Losowo przypisz dorosłego samca i samicę myszy C57BL / 6J do warunków kontrolnych lub eksperymentalnych. Każdy samiec i samica zostaną sparowani we wszystkich sesjach porażki społecznej w grupie eksperymentalnej CNSDS. Samce i samice w grupie kontrolnej CNSDS będą się zmieniać każdego dnia.
      2. Przypisz samce CD-1 do wykorzystania w sesjach porażki społecznej lub są trzymane razem z eksperymentalnymi samcami i samicami po każdej sesji, która będzie się zmieniać codziennie dla każdej pary samców i samic myszy C57BL / 6J.
  3. Przewlekły, niedyskryminacyjny stres związany z porażką społeczną (CNSDS)
    1. Przynieś wszystkie myszy do dedykowanego pokoju porażki społecznej, w tym wszystkie samce CD-1, samce i samice myszy C57BL / 6J CNSDS Control oraz myszy C57BL / 6J eksperymentalne CNSDS C57BL / 6J.
      1. Wyrównaj 4-6 klatek samców CD-1 z samcami i samicami C57BL/6J z klatkami CD-1 z przodu i klatkami C57BL/6J z tyłu.
      2. Wskaż za pomocą znaczników identyfikacyjnych klatek, która mysz jest atakowana, a następnie współprzechowywana z którą CD-1, aby zapewnić organizację wszystkich myszy.
        UWAGA: Po zainicjowaniu eksperymentów pierwszego dnia, myszy można obracać przez pozostałe 9 sesji porażki, tak aby każda para samców i samic C57BL/6J była obracana o jedną klatkę w lewo podczas każdej sesji. Pozwala to na nową interakcję z nowymi płytami CD-1 w każdej sesji.
    2. Procedura grupy eksperymentalnej CNSDS
      1. Umieść jednego dorosłego samca i jedną dorosłą samicę myszy C57BL/6J w klatce domowej każdego samca agresora CD-1 na 5-minutową sesję porażki społecznej.
      2. Rejestruj opóźnienie ataku i częstotliwość ataku zarówno dla samców, jak i samic eksperymentalnych myszy C57BL/6J.
      3. Po 5 minutach wyjmij samca myszy C57BL/6J i umieść go w klatce z samcem CD-1, oddzielonym przezroczystą, perforowaną barierą z pleksiglasu. Oddzielna atakująca mysz CD-1 i żeńska C57BL/6J z podobną przezroczystą, perforowaną barierą z pleksiglasu. Na przemian, czy samica myszy C57BL/6J jest trzymana z agresorem CD-1 każdego dnia.
        UWAGA: Po każdej codziennej 5-minutowej interakcji każda mysz zostanie oceniona pod kątem urazów i ran leczonych, jeśli jest mniejsza niż 1 cm. Każda rana większa niż 1 cm spowoduje usunięcie i natychmiastową eutanazję myszy. W ten sposób zarówno samce, jak i samice myszy eksperymentalnych są trzymane w jednym pomieszczeniu z agresorem CD-1 przez 5 dni i z nowym CD-1, który nie jest używany w sesji ataku przez pozostałe 5 dni. Przezroczyste, perforowane bariery z pleksiglasu zapobiegają fizycznej interakcji, ale pozwalają na kontakt sensoryczny z agresorem CD-1 w ciągu 24 godzin między sesjami. Płukanie pochwy można przeprowadzić u wszystkich samic myszy około 30 minut po porażce każdego dnia, jak opisano wcześniej28.
    3. Procedura grupy kontrolnej CNSDS
      1. Umieść jedną samicę Control w klatce domowej jednego samca Control C57BL/6J.
      2. Po 5 minutach rozdziel myszy i umieść między nimi przezroczystą, perforowaną przegrodę z pleksiglasu.
      3. Umieść myszy z powrotem w pomieszczeniu kolonijnym i umieść je na osobnej półce jako klatki eksperymentalne CNSDS. W pomieszczeniu kolonijnym mamy wyznaczone półki, na których zestresowane myszy są trzymane oddzielnie od innych myszy w pomieszczeniu kolonijnym. Dodatkowo, efekty można zaobserwować u myszy niezestresowanych, jeśli były świadkami agresji, jak to widać w paradygmatach zastępczej porażki społecznej30
      4. Zwróć uwagę na wszelkie zachowania związane z atakiem lub dosiadaniem podczas każdej interakcji z Kontrolą.
    4. Kontrolne samce i samice myszy zostaną wprowadzone do nowego gatunku w kolejnych dniach, tak jak ma to miejsce w tradycyjnych grupach kontroli stresu porażki społecznej. Ukończ 10 kolejnych dni sesji kontrolnych i eksperymentalnych CNSDS.
      1. Po zakończeniu 10. i ostatniej sesji kontrolnej lub eksperymentalnej CNSDS, należy współtrzymać wszystkie myszy i utrzymywać je we wszystkich testach behawioralnych. Każda klatka będzie składała się z 2 myszy, które są oddzielone po obu stronach przegrody z pleksiglasu, aby umożliwić ekspozycję sensoryczną. Myszy kontrolne są trzymane z innymi myszami kontrolnymi płci przeciwnej, podczas gdy myszy eksperymentalne są trzymane razem z myszami eksperymentalnymi płci przeciwnej.
      2. Każda samica Control C57BL / 6J jest trzymana razem z samcem Control C57BL / 6J, z którym wchodziła w interakcję w 10 sesji, z przezroczystą przegrodą z pleksiglasu umieszczoną w klatce w celu oddzielenia dwóch myszy.
      3. Około 24 godziny po ostatniej sesji porażki uruchom standardowy test interakcji społecznych, aby ustalić, czy CNSDS zmniejsza zachowania społeczne z nową myszą CD-1 w porównaniu z kontrolą, i aby sklasyfikować myszy "odporne" lub "podatne" na stres24,29.
    5. Przetestuj kontrolę CNSDS i eksperymentalne samce i samice myszy w innych zachowaniach, w tym w zadaniu bariery labiryntu Y, i stratyfikuj grupę CNSDS na grupy odporne na CNSDS i podatne na CNSDS.
  4. Test interakcji społecznych
    1. Wstępna konfiguracja do testu interakcji społecznych
      1. 24 godziny po ostatniej sesji porażki CNSDS przeprowadź test interakcji społecznych.
      2. Zabierz wszystkie myszy kontrolne i eksperymentalne trzymane w parach, a także nowego samca CD-1, który nie jest używany w paradygmacie CNSDS, do oddzielnego pokoju behawioralnego, aby przeprowadzić test interakcji społecznych.
      3. Ustaw standardową komorę otwartego pola (75 cm x 75 cm) pod kamerą rejestrującą podłączoną do oprogramowania do śledzenia zachowań (np. EthoVision) działającego na dedykowanym komputerze.
      4. Zorganizuj nowy eksperyment ze strefą interakcji społecznej o wymiarach 24 cm x 24 cm otaczającą pojemnik do interakcji (mały, perforowany pojemnik z pleksiglasu o wymiarach około 10 cm x 10 cm x 10 cm), w którym będzie mieścił się nowy CD-1 wzdłuż jednej ściany otwartego pola, w drugiej z 2 kolejnych 2,5-minutowych prób. W ten sposób strefa interakcji o szerokości 7 cm otacza pojemnik, w którym znajduje się nowatorska mysz CD-1.
    2. Uruchamianie myszy w teście interakcji społecznych
      1. Umieść każdą mysz w odległym rogu otwartego pola na 2,5-minutową próbę bez płyty CD-1 i uruchom program do nagrywania.
        UWAGA: Należy pamiętać, że pojemnik interakcji powinien być umieszczony pośrodku jednej ze ścian otwartego pola i nie zawierać myszy CD-1 w tej pierwszej próbie.
      2. Po 2,5 minuty wyjmij mysz z powrotem do klatki domowej. Oczyść otwarte pole 70% etanolem.
      3. Umieść nowego samca CD-1 w drugim perforowanym sześcianie z pleksiglasu wzdłuż środka jednej ze ścian otwartego pola.
      4. Ponownie umieść mysz w rogu otwartego pola, aby przeprowadzić drugą 2,5-minutową próbę, teraz z dołączoną płytą CD-1, i uruchom oprogramowanie do nagrywania.
      5. Wyjmij mysz i umieść ją z powrotem w klatce domowej. Wyjmij płytę CD-1 i umieść ją z powrotem w klatce domowej. Oczyść otwarte pole 70% etanolem.
    3. Uruchom pozostałe myszy kontrolne i eksperymentalne CNSDS i oblicz współczynnik interakcji.
      1. Powtórz tę procedurę ze wszystkimi innymi myszami, aby określić ilościowo czas spędzony w strefie interakcji zarówno w badaniu 1, jak i w badaniu 2 dla każdej myszy kontrolnej i eksperymentalnej CNSDS.
      2. Aby obliczyć współczynnik interakcji, porównaj czas spędzony w strefie interakcji społecznej w próbie 2 (CD-1 obecny) i w próbie 1 (CD-1 nieobecny), używając następującego równania:
        Współczynnik interakcji = (czas w strefie interakcji w próbie 2)/(czas w strefie interakcji w próbie 1)
    4. Stratyfikuj myszy jako "odporne na CNSDS" lub "podatne na CNSDS". Odporne myszy mają współczynnik interakcji > 1,0, podczas gdy myszy podatne mają współczynnik interakcji < = 1,0.
      1. W kolejnych pomiarach behawioralnych, takich jak zadanie bariery labiryntu Y lub inne testy behawioralne, podziel myszy eksperymentalne CNSDS na te fenotypy odporne na CNSDS i podatne na CNSDS.
      2. Tak więc, w przypadku kobiet, jednokierunkowe ANOVA mogą być przeprowadzane między grupami kontrolnymi CNSDS, CNSDS eksperymentalno-odpornymi i eksperymentalno-podatnymi na CNSDS, z porównaniami post-hoc w celu określenia różnic między grupami, gdzie jest to właściwe.
      3. W celu porównania różnic płci przeprowadź dwukierunkowe ANOVA z CNSDS (kontrola, odporność, podatność) i płeć (mężczyzna, kobieta) jako czynniki międzyobiektowe. W stosownych przypadkach należy stosować porównania post-hoc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przez 4 tygodnie podawano chronicznie kortykosteron (CORT), po czym przeprowadzono trening i testy w labiryncie Y z barierą (Rycina 1A). W osobnej kohorcie po 10-dniowym schemacie SDS przeprowadzono analogicznie trening i testy w zadaniu z barierą w labiryncie Y (Rycina 1C), aby określić wpływ tych paradygmatów przewlekłego stresu na zachowania wyboru związane z wysiłkiem u samców myszy. Zarówno przewlekłe podawanie CORT, jak i SDS spowodowały zmniejszenie średn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Podczas gdy chroniczny paradygmat CORT zapewnia stałą dawkę CORT w wodzie pitnej, z doświadczenia wynika, że może występować pewna zmienność w ilości spożywanej przez myszy. Co więcej, konsumpcję można ocenić tylko dla całej klatki, a średnią można ocenić na podstawie liczby myszy w klatce. Dodatkowo może dojść do rozlania podczas ważenia butelek, przenoszenia myszy do testów zachowania lub podczas zmiany na nową klatkę. Jednak śledzenie zużycia pojazdu i CORT jest nadal wykonalne i dokładne przez tygodnie leczenia i tes...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Thomasowi Grace'owi za zbudowanie labiryntów Y, barier i klatek do społecznej porażki. Autorzy chcieliby podziękować Jayowi Lee, Karinie Stech i Prachi Srivastavie za pomoc w zbieraniu danych. Praca została sfinansowana przez NIMH Grant R01 MH112861 (BAS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Arkusz akrylowyMcMaster Carr8560K215Przezroczysty, o grubości 3/16 ", 24 "X 36"
Beta-cyklodekstrynaSigma-AldrichC4767500 mg
C57BL / 6J MyszyJackson Labs000664Dorośli w wieku 7-8 tygodni
KortykosteronSigma-AldrichC2505 lub C27840100 lub 500 mg
samce myszy CD-1Charles River022"Emerytowani hodowcy"
Arkusz akrylowy PVCMcMaster Carr8560K215Biały, grubość 3/16 ", 48 "X 48"
Myjka ultradźwiękowaSolidstate Fisher ScientificFS-28Musi osiągnąć 40 kHz
Tkanina z drutu stalowegoMcMaster Carr9219T1431 stopa X 2 stopy

Bibliografia

  1. Kessler, R. C., et al. Lifetime and 12-month prevalence of DSM-III-R psychiatric disorders in the United States. Results from the National Comorbidity Survey. Arch Gen Psychiatry. 51 (1), 8-19 (1994).
  2. Breslau, N., Davis, G. C. Chronic stress and major depression. Archives of General Psychiatry. 43 (4), 309-314 (1986).
  3. Willner, P. Chronic mild stress (CMS) revisited: consistency and behavioural-neurobiological concordance in the effects of CMS. Neuropsychobiology. 52 (2), 90-110 (2005).
  4. Monleon, S., et al. Attenuation of sucrose consumption in mice by chronic mild stress and its restoration by imipramine. Psychopharmacology (Berl). 117 (4), 453-457 (1995).
  5. Willner, P., Towell, A., Sampson, D., Sophokleous, S., Muscat, R. Reduction of sucrose preference by chronic unpredictable mild stress, and its restoration by a tricyclic antidepressant. Psychopharmacology (Berl). 93 (3), 358-364 (1987).
  6. Berlin, I., Givry-Steiner, L., Lecrubier, Y., Puech, A. Measures of anhedonia and hedonic responses to sucrose in depressive and schizophrenic patients in comparison with healthy subjects. European psychiatry: the journal of the Association of European Psychiatrists. 13 (6), 303-309 (1998).
  7. Fawcett, J., Clark, D. C., Scheftner, W. A., Gibbons, R. D. Assessing Anhedonia in Psychiatric Patients: The Pleasure Scale. Archives of General Psychiatry. 40 (1), 79-84 (1983).
  8. Pardo, M., et al. Adenosine A2A receptor antagonism and genetic deletion attenuate the effects of dopamine D2 antagonism on effort-based decision making in mice. Neuropharmacology. 62 (5-6), 2068-2077 (2012).
  9. Salamone, J. D., Cousins, M. S., Bucher, S. Anhedonia or anergia? Effects of haloperidol and nucleus accumbens dopamine depletion on instrumental response selection in a T-maze cost/benefit procedure. Behav Brain Res. 65 (2), 221-229 (1994).
  10. Dienes, K. A., Hazel, N. A., Hammen, C. L. Cortisol secretion in depressed, and at-risk adults. Psychoneuroendocrinology. 38 (6), 927-940 (2013).
  11. Gotlib, I. H., Joormann, J., Minor, K. L., Hallmayer, J. HPA axis reactivity: a mechanism underlying the associations among 5-HTTLPR, stress, and depression. Biol Psychiatry. 63 (9), 847-851 (2008).
  12. Knorr, U., Vinberg, M., Kessing, L. V., Wetterslev, J. Salivary cortisol in depressed patients versus control persons: a systematic review and meta-analysis. Psychoneuroendocrinology. 35 (9), 1275-1286 (2010).
  13. Joels, M., Karst, H., Sarabdjitsingh, R. A. The stressed brain of humans and rodents. Acta Physiol (Oxf). 223 (2), 13066(2018).
  14. Samuels, B. A., et al. Modeling treatment-resistant depression. Neuropharmacology. 61 (3), 408-413 (2011).
  15. David, D. J., et al. Neurogenesis-dependent and-independent effects of fluoxetine in an animal model of anxiety/depression. Neuron. 62 (4), 479-493 (2009).
  16. Dieterich, A., et al. Chronic corticosterone administration induces negative valence and impairs positive valence behaviors in mice. Translational psychiatry. 9 (1), 1-13 (2019).
  17. Gourley, S. L., Taylor, J. R. Recapitulation and reversal of a persistent depression-like syndrome in rodents. Current Protocols in Neuroscience. 49 (1), 31-39 (2009).
  18. Gourley, S. L., et al. Regionally specific regulation of ERK MAP kinase in a model of antidepressant-sensitive chronic depression. Biol Psychiatry. 63 (4), 353-359 (2008).
  19. Gourley, S. L., Wu, F. J., Taylor, J. R. Corticosterone regulates pERK1/2 map kinase in a chronic depression model. Annals of the New York Academy of Sciences. 1148 (1), 509-514 (2008).
  20. Mekiri, M., Gardier, A. M., David, D. J., Guilloux, J. P. Chronic corticosterone administration effects on behavioral emotionality in female c57bl6 mice. Experimental and clinical psychopharmacology. 25 (2), 94(2017).
  21. Dieterich, A., et al. Chronic corticosterone shifts effort-related choice behavior in male mice. Psychopharmacology (Berl). , (2020).
  22. Shafiei, N., Gray, M., Viau, V., Floresco, S. B. Acute Stress Induces Selective Alterations in Cost/Benefit Decision-Making. Neuropsychopharmacology. 37 (10), 2194-2209 (2012).
  23. Treadway, M. T., Buckholtz, J. W., Schwartzman, A. N., Lambert, W. E., Zald, D. H. Worth the 'EEfRT'? The effort expenditure for rewards task as an objective measure of motivation and anhedonia. PLoS One. 4 (8), (2009).
  24. Golden, S. A., Covington, H. E., Berton, O., Russo, S. J. p. A standardized protocol for repeated social defeat stress in mice. Nature protocols. 6 (8), 1183(2011).
  25. Yohn, S. E., et al. The VMAT-2 inhibitor tetrabenazine alters effort-related decision making as measured by the T-maze barrier choice task: reversal with the adenosine A2A antagonist MSX-3 and the catecholamine uptake blocker bupropion. Psychopharmacology (Berl). 232 (7), 1313-1323 (2015).
  26. Harris, A. Z., et al. A novel method for chronic social defeat stress in female mice. Neuropsychopharmacology. 43 (6), 1276(2018).
  27. Takahashi, A., et al. Establishment of a repeated social defeat stress model in female mice. Scientific Reports. 7 (1), 1-12 (2017).
  28. Yohn, C. N., et al. Chronic non-discriminatory social defeat is an effective chronic stress paradigm for both male and female mice. Neuropsychopharmacology. 44 (13), 2220-2229 (2019).
  29. Krishnan, V., et al. Molecular adaptations underlying susceptibility and resistance to social defeat in brain reward regions. Cell. 131 (2), 391-404 (2007).
  30. Iñiguez, S. D., et al. Vicarious Social Defeat Stress Induces Depression-Related Outcomes in Female Mice. Biol Psychiatry. 83 (1), 9-17 (2018).
  31. Newman, E. L., Leonard, M. Z., Arena, D. T., de Almeida, R. M., Miczek, K. A. Social defeat stress and escalation of cocaine and alcohol consumption: Focus on CRF. Neurobiology of Stress. 9, 151-165 (2018).
  32. Nilsson, S. R., et al. Simple Behavioral Analysis (SimBA) - an open source toolkit for computer classification of complex social behaviors in experimental animals. bioRxiv. , (2020).
  33. Newman, E. L., Leonard, M. Z., Arena, D. T., de Almeida, R. M. M., Miczek, K. A. Social defeat stress and escalation of cocaine and alcohol consumption: Focus on CRF. Neurobiology of Stress. 9, 151-165 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Podawanie kortykosteronustres wynikający z porażki społecznejmotywacja do nagrody pokarmowejtest wysokości barierymyszy samce i samiceprzewlekły kortykosteronprzewlekły niedyskryminujący stres wynikający z porażki społecznej
Przewlekły stres zmienia zachowania związane z wysiłkiem w zadaniu bariery Y-Maze u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.