Artykuł metodologiczny

Strukturalne oceny in vivo chorób oczu w modelach gryzoni przy użyciu optycznej koherentnej tomografii

3.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61588

⸱

24 lipca 2020

 ,  ,  , 
1Center of Excellence for Visual and Neurocognitive Rehabilitation, Atlanta Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Georgia Institute of Technology, 3Department of Ophthalmology, Emory University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy użycie optycznej koherentnej tomografii spektralnej (SD-OCT) do wizualizacji struktur siatkówki i oka in vivo w modelach zwyrodnienia siatkówki, jaskry, retinopatii cukrzycowej i krótkowzroczności.

Streszczenie

Optyczna koherentna tomografia spektralna (SD-OCT) jest przydatna do wizualizacji struktur siatkówki i oka in vivo. W badaniach SD-OCT jest cennym narzędziem do oceny i charakteryzowania zmian w różnych modelach chorób i urazów siatkówki i oczu. W modelach zwyrodnienia siatkówki indukowanego światłem, SD-OCT może być używany do śledzenia ścieńczenia warstwy fotoreceptora w czasie. W modelach jaskry SD-OCT może być stosowany do monitorowania zmniejszonej warstwy włókien nerwowych siatkówki i całkowitej grubości siatkówki oraz do obserwacji bańek nerwu wzrokowego po wywołaniu nadciśnienia ocznego. U gryzoni z cukrzycą SD-OCT pomógł naukowcom zaobserwować zmniejszoną całkowitą grubość siatkówki, a także zmniejszoną grubość określonych warstw siatkówki, zwłaszcza warstwy włókien nerwowych siatkówki wraz z postępem choroby. W mysich modelach krótkowzroczności SD-OCT może być używany do oceny parametrów osiowych, takich jak zmiany długości osiowej. Do zalet SD-OCT należy obrazowanie in vivo struktur oka, możliwość ilościowego śledzenia zmian wymiarów oka w czasie oraz duża szybkość skanowania i wysoka rozdzielczość. W tym miejscu szczegółowo opisujemy metody SD-OCT i pokazujemy przykłady jego zastosowania w naszym laboratorium w modelach zwyrodnienia siatkówki, jaskry, retinopatii cukrzycowej i krótkowzroczności. Metody obejmują znieczulenie, obrazowanie SD-OCT i przetwarzanie obrazów do pomiarów grubości.

Wprowadzenie

Optyczna koherentna tomografia spektralna (SD-OCT) to precyzyjna metoda obrazowania o wysokiej rozdzielczości, która pozwala klinicystom i badaczom na nieinwazyjne badanie struktur oka. Ta technika obrazowania opiera się na interferometrii w celu uchwycenia trójwymiarowych obrazów siatkówki in vivo w skali mikrometrycznej1,2. Stała się jedną z najczęściej stosowanych metod obrazowania w badaniach nad wzrokiem i w klinice ze względu na łatwe wykrywanie i dokładność cech patologicznych, takich jak wady strukturalne i/lub ścieńczenie warstw siatkówki i płynu podsiatkówkowego3. W badaniach wykorzystujących zwierzęce modele zaburzeń związanych ze wzrokiem, SD-OCT dostarczyło niezbędnych nieinwazyjnych analiz relacji między strukturą a funkcją oraz ich histopatologicznym pochodzeniem4. Ze względu na swoją rozdzielczość (do 2-3 mikronów, w zależności od głębokości wnikania w oko5), SD-OCT ma możliwość wykrywania nawet niewielkich zmian w grubości warstwy siatkówki. Ten rodzaj analizy może dostarczyć niezbędnych informacji dla progresji choroby i ocenić skuteczność metod neuroprotekcyjnych i leczenia zaburzeń związanych ze wzrokiem.

SD-OCT jest nieinwazyjną alternatywą dla histologicznego badania struktury, a wykazano, że te dwie cechy są ze sobą skorelowane6. Chociaż SD-OCT nie osiąga rozdzielczości komórkowej, pozwala na badania podłużne na zwierzętach. Jest to korzystne, ponieważ postęp choroby można śledzić u poszczególnych zwierząt w czasie, w przeciwieństwie do konieczności eutanazji zwierząt w określonych punktach czasowych. Wraz z ciągłym doskonaleniem technik obrazowania, technologia SD-OCT również będzie się rozwijać, zapewniając lepszą jakość obrazu, a także możliwość szczegółowej oceny procesów biologicznych, takich jak funkcja naczyń krwionośnych siatkówki. Nawet od czasu pojawienia się w 1991 roku, technologia SD-OCT odnotowała ogromny postęp w zakresie rozdzielczości, szybkości i czułości7.

Niniejsze badanie wykorzystuje system SD-OCT do ilościowego określenia zmian w warstwach siatkówki w modelach gryzoni z degeneracją siatkówki, jaskrą i retinopatią cukrzycową. Zastosowany tutaj system SD-OCT to system OCT w domenie Fouriera, który wykorzystuje światło bliskiej podczerwieni o małej mocy do pozyskiwania, przetwarzania i przechowywania obrazów o rozdzielczości głębi w czasie rzeczywistym. System SD-OCT ma rozszerzone możliwości obrazowania głębi w paśmie długości fali 800 nm, zapewniając głębokość 8 mm i rozdzielczość 4 μm. W detekcji w domenie Fouriera sygnał interferencyjny między światłem rozproszonym z tkanki a ścieżką odniesienia jest przekształcany metodą Fouriera w celu skonstruowania skanów osiowych i/lub profili głębokości osiowej o intensywności rozproszenia8. W przypadku badań tutaj, wiązka OCT jest skanowana przez pożądaną strukturę siatkówki podczas szeregowego pozyskiwania skanów osiowych. Zazwyczaj wzorzec skanowania uzyskuje dwuwymiarową siatkę (B-Scans) jako zbiór liniowych jednowymiarowych linii skanowania (A-Scans), które odpowiadają obrazom przekroju poprzecznego 2D przy użyciu rastrowego wzorca skanowania. W przypadku badań skoncentrowanych na krótkowzroczności u myszy system ten jest również używany do pomiaru wymiarów struktur oka (np. grubości rogówki, grubości soczewki, głębokości komory ciała szklistego i długości osiowej).

Obecny system pozwala użytkownikom na projektowanie własnych protokołów, tworzenie skanów, które mogą być dostosowane i wybrane na podstawie interesujących ich struktur oka. Główne skany zawarte w tych protokołach zdefiniowanych przez użytkownika sprawiają, że ta technika obrazowania jest przyjazna dla użytkownika. Na potrzeby analiz obrazów opracowaliśmy niestandardowe programowanie w programie do modelowania matematycznego. SD-OCT to potężne narzędzie do nieinwazyjnej identyfikacji i ilościowego określania zmian patomorfologicznych w strukturach oka oraz monitorowania postępu choroby związanej ze wzrokiem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Atlancie (Atlanta Veterans Affairs Institutional Animal Care and Use Committee) i są zgodne z przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych (NIH Publications, 8th edition, updated 2011).

UWAGA: System SD-OCT używany do opracowania poniższego protokołu jest opisany w Tabeli Materiałów. Chociaż niektóre procedury są specyficzne dla tego konkretnego systemu, ogólne podejście można dostosować do innych urządzeń OCT i modeli zwierzęcych. Co więcej, w naszym laboratorium protokoły te są powszechnie stosowane u myszy i szczurów; jednak ogólne podejście można zastosować do różnych modeli zwierzęcych i urządzeń SD-OCT, pod warunkiem, że dana osoba ma odpowiedni obiektyw i możliwości w swoim urządzeniu.

1. Konfiguracja sprzętu do optycznej koherentnej tomografii

  1. Otwórz oprogramowanie SD-OCT (Tabela materiałów).
  2. Określ, kto przyjmuje OCT, badanie i ramię leczenia (jeśli dotyczy). Nazwij te kategorie w sposób, który pomoże badaczom wyszukać żądane skany później podczas analizy danych.
    1. Na karcie Pacjent/Egzamin kliknij opcję Test Examiner (Egzaminator testu). Wybierz imię i nazwisko egzaminatora. Użyj przycisku Ustaw egzaminatorów i lekarzy, aby dodać nowych egzaminatorów.
    2. Kliknij opcję Nazwa badania, aby zdefiniować badanie. Kliknij kartę Badanie, aby dodać nowe badanie lub zmodyfikować leczenie w istniejącym badaniu. Kliknij po prawej stronie opcji Select Treatment Arm (Wybierz ramię leczenia), aby wybrać ramię leczenia.
  3. Kliknij przycisk Dodaj pacjenta, który służy do dodawania nowego punktu czasu dla całej grupy. Gdy pojawi się okno, wprowadź numer identyfikacyjny, imię i nazwisko. Wybierz Mężczyzna lub Kobieta. Wprowadź datę urodzenia.
  4. Kliknij przycisk Dodaj egzamin, aby dodać poszczególne szczury. Aby zidentyfikować szczury, kliknij na egzamin. Kliknij przycisk Edytuj egzamin. Wprowadź numer identyfikacyjny w polu Wprowadź notatki. Kliknij przycisk Zapisz zmiany.
  5. Przymocuj odpowiedni obiektyw do urządzenia (Rysunek 1B), wybierz odpowiednią konfigurację w oprogramowaniu i wybierz odpowiednią pozycję ramienia referencyjnego.
    UWAGA: Opisany system SD-OCT ma dostosowane soczewki, wstępnie ustawione wzorce skanowania i ustawienia ramienia referencyjnego specyficzne dla gatunku zwierzęcia i obszaru oka obrazowanego (siatkówka lub rogówka, mysz lub szczur). Niektóre z tych szczegółów są specyficzne dla opisanego systemu SD-OCT (patrz tabela materiałów). Na przykład nie wszystkie urządzenia oferują ręczną regulację długości ścieżki ramienia referencyjnego.
  6. Na karcie Pacjent/Badanie kliknij dwukrotnie podświetlone badanie, aby przejść do zakładki Obrazowanie i rozpocząć obrazowanie lub po prostu kliknij kartę Obrazowanie. Jeśli istnieje skanowanie domyślne, kliknij prawym przyciskiem myszy, aby je usunąć.
  7. Załaduj wstępnie ustawiony protokół skanowania, klikając przycisk Wybierz protokół z listy. Możesz też dodać pojedyncze skany.
  8. W przypadku szczurzych modeli jaskry i retinopatii cukrzycowej oraz mysich modeli zwyrodnienia siatkówki wybierz ustawienie wstępne, które składa się z czterech obrazów: 2 skanów OD i 2 skanów OS. W przypadku krótkowzroczności myszy wybierz ustawienie wstępne, które składa się z 8 obrazów: 4 skanów OD i 4 skanów systemu operacyjnego.
    UWAGA: Wstępnie ustawione obrazowanie zostanie wyjaśnione bardziej szczegółowo w rozdziale 3. Jest to coś, co każde laboratorium wykonuje dla siebie lub z producentem podczas instalacji na miejscu.

2. Znieczulić zwierzę

  1. Podawać środek znieczulający.
    1. Znieczulić szczury ketaminą (60 mg/kg) i ksylazyną (7,5 mg/kg) we wstrzyknięciu dootrzewnowym.
    2. Znieczulić myszy ketaminą (80 mg/kg) i ksylazyną (16 mg/kg) we wstrzyknięciu dootrzewnowym.
    3. Poczekaj, aż zwierzęta zostaną w pełni znieczulone i nie będą reagować na szczypanie palców.
  2. Podawać krople rozszerzające źrenice (1% tropikamidu). Poczekaj, aż źrenice się rozszerzą, zanim zaczniesz obrazować.
    UWAGA: Rozszerzenie źrenic zwiększa pole widzenia, ale nie jest wymagane. Krople do znieczulenia miejscowego (rogówki) (0,5% tetrakainy) znieczulające oko powinny być również stosowane, jeśli cokolwiek będzie dotykać oka (na przykład podczas stosowania soczewek kontaktowych lub korzystania z przewodnika). Prowadnica to urządzenie, które umieszcza się nad głowicą skanującą i pomaga początkującym ustawić oko i głowicę skanującą.
  3. Po znieczuleniu gryzonia umieść go w systemie wyrównywania gryzoni, który może obracać zwierzę w przestrzeni trójwymiarowej (Rysunek 1A, 1C i 1D). Zapewnij wsparcie termiczne.
    UWAGA: Obecnie używamy systemów wyrównywania gryzoni dla myszy i szczurów zaprojektowanych i sprzedawanych z urządzeniem SD-OCT.
  4. Zastosuj płyn (np. sól fizjologiczną lub sztuczne łzy), aby nawilżyć oczy. Upewnij się, że oko nie wysycha podczas obrazowania, aby właściwości optyczne oka zostały zachowane między skanami (gdy rogówka jest mokra, siatkówka jest wyraźnie widoczna).
    1. Upewnij się, że podczas skanowania pierwszego oka utrzymuje wilgoć w przeciwległym oku, aby nie wyschło.
  5. Użyj delikatnej chusteczki do usuwania nadmiaru soli fizjologicznej tuż przed obrazowaniem, ponieważ zbyt dużo lub zbyt mało lubrykantu na oku wpłynie na jakość obrazu.
    UWAGA: Stosowanie sterylnego żelu nawilżającego nie jest zalecane podczas OCT, ponieważ może on zakłócać obrazowanie. W razie potrzeby po zabiegu można użyć sterylnego żelu nawilżającego. Można również nałożyć soczewkę kontaktową, aby zapewnić odpowiednie nawilżenie oka przez cały czas trwania badania. Z naszego doświadczenia wynika, że soczewki kontaktowe nie zapewniły wyraźnej poprawy jakości obrazu, ale soczewki kontaktowe pomagają zmniejszyć ryzyko wysuszenia rogówki podczas sesji obrazowania.

3. Obrazowanie OCT gryzoni

  1. Zacznij od jednego oka (OS lub OD), a następnie zobrazuj oko przeciwległe.
    1. Ustaw zwierzę za pomocą dwóch ruchów obrotowych systemu wyrównywania gryzoni, tak aby wzrok był poziomy i patrzył w dół osi soczewki OCT (Rysunek 1D).
    2. Użyj OCT w trybie swobodnego biegu, aby zorientować siatkówkę do zbierania danych. Użyj początkowo trybu Aim (klikając przycisk Cel), aby uzyskać ciągłe wyświetlanie zarówno poziomych, jak i pionowych skanów B w czasie rzeczywistym.
    3. Przesuń głowicę skanującą bliżej oka, aż siatkówka będzie widoczna (ponieważ soczewki siatkówki myszy i szczura mają stałą ostrość, przesuwanie soczewki w kierunku oka powoduje skupienie głębiej w siatkówce). Następnie użyj systemu wyrównywania gryzoni, aby dostosować pozycję zwierzęcia w górę / w dół i obrócić / skręcić, aby ustawić głowę nerwu wzrokowego w środku, wykonaj skanowanie poziome w poziomie, a skanowanie w pionie w pionie (Rysunek 1A).
    4. Dostosuj odległość roboczą tak, aby obraz siatkówki był płaski i nie był zakrzywiony.
    5. Dostosuj pozycję ramienia referencyjnego, aby obraz znajdował się w pobliżu górnej części okna wyświetlacza. Uważaj, aby nie wepchnąć się zbyt daleko, w przeciwnym razie obraz oka odwróci się z powrotem.
  2. Obrazowanie siatkówki
    1. W przypadku modeli jaskry, zwyrodnienia siatkówki i retinopatii cukrzycowej: Zdefiniuj skan objętości, który składa się z 1000 x 100 x 1 (skany A x skany B x wielokrotne skany B) w celu uśrednienia. U szczurów wykonaj skan objętości o wymiarach 3 x 3 mm. U myszy wykonaj skan objętości 1,5 x 1,5 mm.
    2. Wyśrodkuj nerw wzrokowy w poziomie i dostępie pionowym tak, aby skan objętości znajdował się pośrodku. Poświęć trochę czasu, aby upewnić się, że głowa nerwu wzrokowego znajduje się w środku skanu i prosto wzdłuż osi nosowo-skroniowej i góra-dolna (Rysunek 2). Zeskanuj i ponownie wyśrodkuj, aby upewnić się, że znajduje się dokładnie w środku, jeśli to konieczne. W razie potrzeby powtórz to skanowanie, aż głowa nerwu wzrokowego zostanie wyśrodkowana i wyrównana wzdłuż obu osi. Kliknij przycisk Migawka, aby zrobić zdjęcie.
      UWAGA: Niektóre urządzenia SD-OCT mają opcję optycznej manipulacji krzywizną oka (np. obraz jest spłaszczony) poprzez regulację odległości oka od źródła światła za pomocą ramienia referencyjnego. Zalecamy spłaszczenie i wyśrodkowanie obrazów podczas wykonywania bezpośrednich pomiarów grubości przez warstwy siatkówki, aby poprawić dokładność wzdłuż kierunku przednio-tylnego.
    3. Kliknij przycisk Zapisz, aby zapisać obraz.
    4. Wykonaj skan promieniowy wyśrodkowany na głowie nerwu wzrokowego, który ma wymiary 1000 x 4 x 20 (A-skan x B-skan x powtórzone B-skany). Używaj powtarzających się skanów B, aby zwiększyć klarowność obrazu oka lub siatkówki, co pomoże zinterpretować obszary oka lub warstwy siatkówki podczas analizy danych.
      UWAGA: Ponownie, u szczurów ten skan promieniowy wynosi 3 mm, podczas gdy u myszy skan promieniowy wynosi 1,5 mm.
    5. Zapisz obraz.
    6. Powtórz kroki od 3.1 do 3.2.5 w oku przeciwległym.
  3. Pomiary długości osiowej
    1. W przypadku projektów obejmujących obrazowanie całego oka, takich jak krótkowzroczność myszy, należy wykonać trzy skany całego oka i jeden skan siatkówki dla każdego oka. Wybierz ustawienie wstępne, które składa się ze skanu promieniowego o wymiarach 500 x 20 x 1 i obejmuje całą średnicę oka.
      UWAGA: To ustawienie zapewnia obraz całej długości oka myszy od rogówki do naczyniówki.
    2. Wyśrodkuj środek oka i siatkówkę w polu widzenia. Wykonaj trzy skany promieniowe (skany całego oka): skan liniowy B o wymiarach 1000 x 5 x 2 i dwa dodatkowe skany liniowe B o wymiarach 1000 x 5 x 2 w tym samym miejscu. Zapisz obrazy.
    3. Następnie, jeśli to konieczne, powiększ i wykonaj skan objętościowy lub prostokątny (skan siatkówki) podobny do opisu w 3.2, który składa się ze skanów 1000 x 20 A x skanów B. Zapisz skanowanie woluminu.
    4. Powtórz kroki od 3.3 do 3.3.3 w oku przeciwległym.
      UWAGA: Pomiary długości osiowej są możliwe tylko w przypadku małych oczu (myszowych lub mniejszych), ponieważ okno obrazowania obecnych systemów nie jest wystarczająco duże, aby uchwycić większe oko.

4. Etapy po obrazowaniu

  1. Przechowuj zapisane dane w chmurze, co jest dobrą praktyką w zakresie zarządzania danymi i pozwala na łatwy dostęp do nich w celu późniejszej analizy. Wykonuj analizę danych za pomocą niestandardowego oprogramowania opracowanego w programie do modelowania matematycznego (Tabela materiałów).
  2. Usunąć gryzonia z systemu wyrównywania gryzoni i podać dootrzewnowe wstrzyknięcie atipamezolu (1 mg/kg dla szczurów i myszy) w celu odwrócenia działania ksylazyny, tak aby gryzoń obudził się szybciej.
  3. Pozwól gryzoniom zregenerować się na poduszce grzewczej na małym ogniu. W razie potrzeby podaj dodatkowe krople soli fizjologicznej. Wróć gryzonie do ich klatki domowej, gdy odzyskają pełną zdolność poruszania się.
  4. Zamknij program i wyłącz OCT.

5. Przetwarzanie końcowe obrazów OCT

  1. Przetwarzaj obrazy za pomocą niestandardowego oprogramowania opracowanego w programie do modelowania matematycznego w celu dopasowania do konkretnych potrzeb OCT (np. zmierz grubość obszarów zainteresowania poprzez ręczne oznaczanie obrazów).
  2. W zależności od przeznaczenia obrazu (siatkówka myszy, siatkówka szczura lub krótkowzroczność/długość osiowa) użyj jednego z trzech różnych programów:
    1. Aby przetworzyć siatkówkę, wybierz skany OCT do załadowania. Najpierw nakreśl środek głowy nerwu wzrokowego za pomocą prostego kliknięcia.
    2. Zobacz, jak program generuje pionowe linie określające odległości po obu stronach głowy nerwu wzrokowego. Należy zauważyć, że w siatkówce szczura linie te znajdują się w odległości 0,5 mm i 1,2 mm od środka głowy nerwu wzrokowego, co daje w sumie 4 pionowe linie reprezentujące oś nosowo-skroniową i dolną-górną oka, w zależności od obecnie analizowanego promieniowego skanu B.
      UWAGA: W siatkówce myszy te pionowe linie znajdują się w odległości 0,25 mm i 0,5 mm od środka głowy nerwu wzrokowego.
    3. Wzdłuż każdej linii wyznacz następujące warstwy:
      Warstwa włókien nerwowych siatkówki (RNFL), wewnętrzna warstwa splotowata (IPL), wewnętrzna warstwa jądrowa (INL), zewnętrzna warstwa splotowata (OPL), zewnętrzna warstwa jądrowa (ONL), zewnętrzna błona ograniczająca (ELM), wewnętrzne segmenty / zewnętrzne segmenty (IS / OS), nabłonek barwnikowy siatkówki (RPE) i całkowita grubość siatkówki.
      UWAGA: Skan promieniowy zazwyczaj nie ma etykiet nosowych/skroniowych i górnych/dolnych po otwarciu. Skany mogą być tworzone w taki sposób, aby miały orientację n/t i s/i, a w szczególności te skany są później analizowane.
    4. Po narysowaniu obrazu i zamknięciu programu wyeksportuj te pomiary do arkusza kalkulacyjnego w celu analizy danych.
  3. Użyj tych wartości długości i grubości z kroku 5, aby dokonać porównań między grupami, na przykład określając, czy występują różnice regionalne (n/t/s/i) lub zmiany podłużne.
  4. W przypadku pomiarów siatkówki należy najpierw określić, czy występują jakiekolwiek różnice w osi nosowo-skroniowej i dolnej-górnej w odległościach 0,5 mm i 1,2 mm.
    UWAGA: Jeśli nie obserwuje się różnic w kwadrantach, pomiary 0.5 mm i 1.2 mm można uśrednić razem. Jest to podobne podejście w przypadku skanów siatkówki myszy tylko przy 0,25 mm i 0,5 mm.
  5. W przypadku badań krótkowzroczności użyj tego programu do oceny parametrów oka wzdłuż osi optycznej oka. Otwórz program do modelowania matematycznego. Najpierw wybierz obraz do załadowania.
    1. Po załadowaniu obrazu należy ręcznie oznaczyć każdy skan (skan promieniowy i B). Zaznacz przednie i tylne krawędzie rogówki, soczewki, komory ciała szklistego i siatkówki, aby program obliczył grubość rogówki, grubość soczewki, głębokość komory przedniej i szklistkowej, całkowitą grubość siatkówki, całkowitą długość osiową.
    2. Po zaznaczeniu wyjdź z programu, co spowoduje wyświetlenie menu zapisu. Zapisz wyznaczone wartości w arkuszu kalkulacyjnym i uśrednij razem trzy oddzielne skany.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Badanie SD-OCT uznaje się za pomyślne, jeśli uzyskane obrazy są wysokiej jakości i pozwalają na wiarygodny pomiar wymiarów gałki ocznej. Poniżej przedstawiono różnorodne zastosowania SD-OCT na modelach degeneracji siatkówki, jaskry, retinopatii cukrzycowej oraz krótkowzroczności.

W modelu indukowanej światłem degeneracji siatkówki (LIRD), ekspozycja na silne światło (10 000 luksów) wywołuje degenerację komórek fotoreceptorów w siatkówce9. Reprezentatywne obrazy SD-OCT w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obrazowanie struktur oka in vivo w wysokiej rozdzielczości pozwala na ocenę zmian w siatkówce i oku w czasie. W tym protokole wykazano, że SD-OCT wychwytuje różnice w strukturach oka in vivo w modelach zwyrodnienia siatkówki, jaskry, retinopatii cukrzycowej i krótkowzroczności.

Najważniejszym aspektem podczas wykonywania SD-OCT jest uzyskanie wyraźnego obrazu siatkówki lub innej interesującej nas struktury oka. Ważne jest, aby poświęcić trochę czasu, aby upewnić się, że siatkówka jest idealnie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Department of Veterans Affairs Rehab R&D Service Career Development Awards (CDA-1, RX002111; CDA-2; RX002928) dla RSA, Merit Award (RX002615) i Research Career Scientist Award (RX003134) dla MTP, Career Development Award (CDA-2, RX002342) dla AJF, EY028859 dla MTP, NEI Core Grant P30EY006360, Research to Prevent Blindness oraz Foundation Fighting Blindness.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1% tropikamidSandozSandoz #6131403550; NDC- 24208-585-59
0,5% tetrakainyAlconNDC 0065-0741-12
AIM-RAS G3 120 VLeica Bioptigen90-AIMRAS-G3-120Specjalistyczna platforma do trzymania głowicy skanera OCT dla myszy
Żel CelluviscREFRESH CELLUVISC#4554; NDC-0023-4554-30
Obiektyw telecentryczny G3 18 mm Soczewka myszaLeica Bioptigen90-BORE-G3-18
G3 SoczewkaLeica Bioptigen90-BORE-G3-M
G3 PoduszkaLeica Bioptigen90-BORE-G3-R
Produkcja11-1130
Oprogramowanie InVivoVueLeica BioptigenSpecjalistyczne oprogramowanie, które łączy się z systemem Leica Bioptigen SD-OCT
Program do modelowania matematycznegoMATLABMathworks
Zestaw Mysz/SzczurLeica Bioptigen90-KIT-M/RSystem wyrównywania myszy / szczurów
sól fizjologicznaADDIPAK200-39
System Envisu R4300 VHR 120 VSystem Leica Bioptigen90-R4300-V1-120SD-OCT
dla szczurów grzewcza

Bibliografia

  1. Wojtkowski, M., et al. Ultrahigh-resolution, high-speed, Fourier domain optical coherence tomography and methods for dispersion compensation. Optics Express. 12 (11), 2404-2422 (2004).
  2. Nassif, N., et al. In vivo high-resolution video-rate spectral-domain optical coherence tomography of the human retina and optic nerve. Optics Express. 12 (3), 367-376 (2004).
  3. Theelen, T., Teussink, M. M. Inspection of the Human Retina by Optical Coherence Tomography. Methods in Molecular Biology. 1715, 351-358 (2018).
  4. Nakazawa, M., Hara, A., Ishiguro, S. I. Optical Coherence Tomography of Animal Models of Retinitis Pigmentosa: From Animal Studies to Clinical Applications. Biomed Research International. 2019, 8276140(2019).
  5. Drexler, W., et al. Ultrahigh-resolution ophthalmic optical coherence tomography. Nature Medicine. 7 (4), 502-507 (2001).
  6. VanLeeuwen, J. E., et al. Altered AMPA receptor expression with treadmill exercise in the 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine-lesioned mouse model of basal ganglia injury. Journal of Neuroscience Research. 88 (3), 650-668 (2010).
  7. Tian, J., et al. Performance evaluation of automated segmentation software on optical coherence tomography volume data. Journal of Biophotonics. 9 (5), 478-489 (2016).
  8. Kraus, M. F., et al. Motion correction in optical coherence tomography volumes on a per A-scan basis using orthogonal scan patterns. Biomedical Optics Express. 3 (6), 1182-1199 (2012).
  9. Boatright, J. H., et al. Tool from ancient pharmacopoeia prevents vision loss. Molecular Vision. 12, 1706-1714 (2006).
  10. Morrison, J. C., et al. A rat model of chronic pressure-induced optic nerve damage. Experimental Eye Research. 64 (1), 85-96 (1997).
  11. Feola, A. J., et al. Menopause exacerbates visual dysfunction in experimental glaucoma. Experimental Eye Research. 186, 107706(2019).
  12. Goto, Y., Kakizaki, M., Masaki, N. Production of spontaneous diabetic rats by repetition of selective breeding. The Tohoku Journal of Experimental Medicine. 119 (1), 85-90 (1976).
  13. Allen, R. S., et al. Retinal Deficits Precede Cognitive and Motor Deficits in a Rat Model of Type II Diabetes. Investigative Ophthalmolology & Visual Science. 60 (1), 123-133 (2019).
  14. Stone, R. A., et al. Altered ocular parameters from circadian clock gene disruptions. PLoS One. 14 (6), 0217111(2019).
  15. Chakraborty, R., et al. Circadian rhythms, refractive development, and myopia. Ophthalmic & Physiological Optics. 38 (3), 217-245 (2018).
  16. Davies, E. C., et al. Retinal ganglion cell layer volumetric assessment by spectral-domain optical coherence tomography in multiple sclerosis: application of a high-precision manual estimation technique. Journal of Neuro-ophthalmology. 31 (3), 260-264 (2011).
  17. Carnevali, A., et al. Optical coherence tomography angiography analysis of retinal vascular plexuses and choriocapillaris in patients with type 1 diabetes without diabetic retinopathy. Acta Diabetologica. 54 (7), 695-702 (2017).
  18. Springelkamp, H., et al. Population-based evaluation of retinal nerve fiber layer, retinal ganglion cell layer, and inner plexiform layer as a diagnostic tool for glaucoma. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (12), 8428-8438 (2014).
  19. Allen, R. S., et al. Long-Term Functional and Structural Consequences of Primary Blast Overpressure to the Eye. Journal of Neurotrauma. 35 (17), 2104-2116 (2018).
  20. Zhao, D., et al. Age-related changes in the response of retinal structure, function and blood flow to pressure modification in rats. Scientific Reports. 8 (1), 2947(2018).
  21. Schmucker, C., Schaeffel, F. A paraxial schematic eye model for the growing C57BL/6 mouse. Vision Research. 44 (16), 1857-1867 (2004).
  22. Aung, M. H., Kim, M. K., Olson, D. E., Thule, P. M., Pardue, M. T. Early visual deficits in streptozotocin-induced diabetic long evans rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (2), 1370-1377 (2013).
  23. Puzyeyeva, O., et al. High-Resolution Optical Coherence Tomography Retinal Imaging: A Case Series Illustrating Potential and Limitations. Journal of Ophthalmology. 2011, 764183(2011).
  24. Liu, A. S., et al. Topography and pachymetry maps for mouse corneas using optical coherence tomography. Experimental Eye Research. 190, 107868(2020).
  25. Mohan, K., Kecova, H., Hernandez-Merino, E., Kardon, R. H., Harper, M. M. Retinal ganglion cell damage in an experimental rodent model of blast-mediated traumatic brain injury. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (5), 3440-3450 (2013).
  26. Harper, M. M., et al. Blast-Mediated Traumatic Brain Injury Exacerbates Retinal Damage and Amyloidosis in the APPswePSENd19e Mouse Model of Alzheimer's Disease. Investigative Ophthalmology Visual Science. 60 (7), 2716-2725 (2019).
  27. Zhang, M., et al. Advanced image processing for optical coherence tomographic angiography of macular diseases. Biomedical Optics Express. 6 (12), 4661-4675 (2015).
  28. Muhlfriedel, R., et al. Optimized Subretinal Injection Technique for Gene Therapy Approaches. Methods in Molecular Biology. 1834, 405-412 (2019).
  29. Adekunle, A. N., et al. Integration of Perforated Subretinal Prostheses With Retinal Tissue. Translational Vision Science & Technology. 4 (4), 5(2015).
  30. Sajdak, B. S., et al. Noninvasive imaging of the tree shrew eye: Wavefront analysis and retinal imaging with correlative histology. Experimental Eye Research. 185, 107683(2019).
  31. Dominik Fischer, M., et al. Detailed functional and structural characterization of a macular lesion in a rhesus macaque. Documenta Ophthalmologica. 125 (3), 179-194 (2012).
  32. Hagag, A. M., Gao, S. S., Jia, Y., Huang, D. Optical coherence tomography angiography: Technical principles and clinical applications in ophthalmology. Taiwan Journal of Ophthalmology. 7 (3), 115-129 (2017).
  33. Treister, A. D., et al. Prevalence of Subclinical CNV and Choriocapillaris Nonperfusion in Fellow Eyes of Unilateral Exudative AMD on OCT Angiography. Translational Vision Science & Technology. 7 (5), 19(2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Pomiar grubo ci siatk wkimodele chor b oczuobrazowanie oka gryzoniOCT w domenie widmowejwarstwa w kien nerwowych siatk wkipomiar d ugo ci osiowejekskawacja nerwu wzrokowegoocena retinopatii cukrzycowejmonitorowanie progresji jaskry

Powiązane artykuły