Method Article

Operacyjne poprzeczne zwężenie aorty z wchłanialnym szwem w celu uzyskania przejściowego przerostu mięśnia sercowego

DOI:

10.3791/61686

⸱

September 9th, 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, State Key Laboratory of Organ Failure Research, Nanfang Hospital, Southern Medical University, 2Department of Geriatrics, Pingxiang People's Hospital of Southern Medical University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół przedstawia ulepszoną metodę uzyskiwania przejściowego przerostu mięśnia sercowego za pomocą wchłanialnego szwu, symulując zmniejszenie przerostu lewej komory po usunięciu przeciążenia ciśnieniowego. Może to być cenne dla badań nad wstępnym kondycjonowaniem przerostu mięśnia sercowego.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Na podstawie dwukrotnie poprzecznych zwężeń aorty (TAC) u myszy, udowodniono, że wstępne kondycjonowanie przerostu mięśnia sercowego (MHP) może osłabić przerost kardiomiocytów i spowolnić postęp do niewydolności serca. Jednak dla nowicjuszy model MHP jest zwykle dość trudny do ustalenia ze względu na przeszkody techniczne w działaniu respiratora, wielokrotne otwieranie klatki piersiowej i krwawienie spowodowane odbandażowaniem. Aby ułatwić ten model, zwiększyć wskaźnik powodzenia operacji i zmniejszyć częstość krwawień, przeszliśmy na szwy wchłanialne w pierwszym czesaniu TAC techniką bez respiratora. Stosując 2-tygodniowy szew wchłanialny, wykazaliśmy, że ta procedura może spowodować znaczny przerost mięśnia sercowego w ciągu 2 tygodni; a 4 tygodnie po operacji przerost mięśnia sercowego został prawie całkowicie cofnięty do wartości wyjściowej. Korzystając z tego protokołu, operatorzy mogli łatwo opanować model MHP przy niższej śmiertelności operacyjnej.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wstępne kondycjonowanie niedokrwienne to zjawisko, które wywołuje krótkie, nieśmiertelne epizody niedokrwienia i reperfuzji serca i ma zdolność do radykalnego zmniejszenia uszkodzenia mięśnia sercowego1. Biorąc pod uwagę oczywiste implikacje kliniczne wstępnego kondycjonowania niedokrwiennego, takie jak ograniczenie rozmiaru zawału mięśnia sercowego2 i tłumienie tachyarytmii komorowych po rewaskularyzacji mięśnia sercowego3, przeprowadzono wiele badań mających na celu przeanalizowanie mechanizmów leżących u podstaw działania kardioprotekcyjnego wywołanego przez kondycjonowanie wstępne4,5. W przeciwieństwie do tego, innym nieniedokrwiennym typom kondycjonowania wstępnego poświęcono stosunkowo mało uwagi. Przerost mięśnia sercowego może być stępiony u pacjentów ze zwężeniem zastawki aortalnej poddawanych wymianie zastawki aortalnej6. Wszędzie tam, gdzie występuje stan patologicznego przerostu mięśnia sercowego, rzadko mówi się o zasadzie kondycjonowania wstępnego.

W 1991 roku, Rockman et al. jako pierwsi stworzyli mysi model przerostu lewej komory za pomocą poprzecznego zwężenia aorty (TAC)7. Dwukrotnie przeprowadzając TAC u myszy, udowodniliśmy wcześniej, że wstępne kondycjonowanie przerostu mięśnia sercowego (MHP) prowadzi do przejściowej stymulacji przerostowej w sercu, dzięki czemu serce jest bardziej odporne na utrzymujący się stres przerostowy w przyszłości8. Charakterystyka modelu MHP została zwalidowana za pomocą biomikroskopu ultradźwiękowego i oceny hemodynamicznej9. Kluczowymi punktami w konstruowaniu modelu było trzykrotne wykonanie torakotomii, TAC przez tydzień, odpaskowywania przez tydzień i wtórnego TAC przez 6 tygodni. Jednak odklejenie może spowodować krwawienie, co utrudniało opanowanie go przez nowicjuszy i utrudniało popularyzację. Ponadto intubacja myszy jest również wyzwaniem technicznym. Niewłaściwa intubacja może spowodować uszkodzenie tchawicy, odmę opłucnową, a nawet śmierć myszy. W związku z tym konieczne i cenne jest doskonalenie niektórych procedur podczas konstruowania modelu MHP.

Aby zmniejszyć trudność modelu i zwiększyć jego sukces, przeszliśmy na szwy wchłanialne dla pierwszego TAC i monitorowaliśmy sukces modelu, mierząc gradient ciśnienia w poprzek zwężenia aorty pod kontrolą echokardiografii10. Opierając się na naszym wstępnym eksperymencie, trudno byłoby wywołać wystarczający przerost mięśnia sercowego u myszy ze zbyt niskim gradientem ciśnienia, podczas gdy myszy ze zbyt wysokim gradientem ciśnienia rozwinęłyby się ostra niewydolność serca lub nawet umarłyby. Idealny gradient ciśnienia dla modelu waha się od 40 do 80 mmHg11. Ponadto eksperyment ten nie opierał się na respiratorze, co mogło skutecznie uniknąć manipulacji technicznych i urazów związanych z respiratorem12.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych wydanymi przez amerykańskie Narodowe Instytuty Zdrowia (Publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku). Samce myszy C57BL/6J (8–10 tygodni, 20–25 g) zostały dostarczone przez Animal Center of South Medical University.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Ściśnij końcówkę igły 25 G za pomocą uchwytu na igłę i stęp ją twardym przedmiotem, takim jak uchwyt.
  2. Przełóż przez igłę wchłanialny szew 5–0, a następnie wygięć go pod kątem 90° za pomocą holdera13.
    UWAGA: Zgodnie z różnymi celami badawczymi, badacze mogą wybrać linie wchłanialne o różnym czasie wchłaniania. W tym protokole zastosowaliśmy 2-tygodniowy szew wchłanialny w celu zwężenia łuku aorty.
  3. Zegnij kolejną igłę 25 G pod kątem 120° i wygładź końcówkę za pomocą uchwytu, który będzie używany jako przekładka na etapie podwiązywania.
    UWAGA: Igła 25 G była używana jako przekładka dla myszy o masie ciała (m.c.) >25 g. Użyj igły 26 G w przypadku myszy o masie ciała 19–24 g.
  4. Zdezynfekować miejsce operacyjne 75% alkoholem.
  5. Ustaw temperaturę poduszki grzewczej na 37 °C.
  6. Przygotuj wysterylizowane narzędzia chirurgiczne (w tym 1 nożyczki okulistyczne, 1 mikronożyczki, 2 mikrochirurgiczne pęsety łokciowe, 1 uchwyt na igłę i 1 uchwyt na mikroigłę).

2. Indukcja znieczulenia i golenie

  1. Znieczulić mysz przez dootrzewnowe wstrzyknięcie mieszaniny ksylazyny (5 mg/kg) i ketaminy (100 mg/kg) rozcieńczonej w roztworze soli fizjologicznej (0,9% NaCl). Potwierdź całkowite znieczulenie z ujemnym odruchem wycofania pedału.
  2. Utrzymuj mysz w pozycji leżącej, mocując siekacze szwem i mocując kończyny za pomocą taśm klejących.
  3. Nałóż krem do depilacji, aby usunąć włosy na szyi i mieczykowato. Zdezynfekuj obszar jodem, a następnie 75% alkoholem.

3. Chirurgia

  1. Wykonaj skalpelem nacięcie powyżej 10 mm w pozycji środkowej między wcięciem nadomostkowym a klatką piersiową. Następnie oddziel skórę od powięzi powierzchownej.
  2. Zidentyfikuj pierwszą przestrzeń międzyżebrową, licząc żebra od kąta mostka. Wykonaj nacięcie w pierwszej przestrzeni międzyżebrowej i jak najbliżej mostka. Tępo przebij go pęsetą łokciową, aby otworzyć tę przestrzeń.
  3. Delikatnie oddzielić miąższ i grasicę, aż do wyświetlenia poprzecznego łuku aorty.
    UWAGA: Nie należy uszkadzać opłucnej ciemieniowej, aby uniknąć odmy opłucnowej.
  4. Przełóż szew wchłanialny 5–0 pod łukiem aorty między tętnicą ramienno-głowową a lewą tętnicą szyjną wspólną za pomocą igły zatrzaskowej14. Upewnij się, że tętnica ramienno-głowowa, lewa tętnica szyjna wspólna i lewa tętnica podobojczykowa są widoczne w polu operacyjnym.
  5. Umieść przekładkę, przygotowaną w kroku 1.3, na aorcie poprzecznej i wykonaj podwójny węzeł na przekładce z szwem w kroku 3.4.
    UWAGA: Końcówka przekładki musi być, aby uniknąć uszkodzenia aorty poprzecznej podczas jej usuwania.
  6. Szybko, ale delikatnie, zdejmij przekładkę, a następnie odetnij końce szwu.
  7. Zamknij pierwszą przestrzeń międzyżebrową i skórę za pomocą nylonowych szwów 5-0. Ponownie zdezynfekuj skórę 75% alkoholem.
  8. Umieść mysz na poduszce grzewczej, aby przyspieszyć regenerację. Buprenorfinę (0,1 mg/kg mc., co 12 godzin) należy wstrzykiwać dootrzewnowo przez pierwsze 3 dni po zabiegu.
  9. Wróć mysz do klatki w pomieszczeniu z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności, gdy odzyska przytomność.
  10. Wykonaj pozorowaną operację identyczną ze wszystkimi powyższymi krokami, ale bez zwężenia (krok 3.5).
  11. Wykonaj operację dla grupy szwów jedwabnych, identyczną ze wszystkimi powyższymi krokami, ale przy użyciu szwu jedwabnego 5-0 w kroku 1.2.

4. Echokardiograficzna ocena udanego podwiązania i pomiary

  1. Ocenę echokardiograficzną należy wykonać w dniu (D) 7 po zabiegu.
  2. Znieczulić mysz 3% izofluranem przez inhalację w celu indukcji i 1,5% w celu utrzymania głębokości znieczulenia, przy natężeniu przepływu tlenu 0,5–1 l/min.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej na platformie, utrzymywanej w temperaturze 37 °C, i przyklej jej kończyny do elektrody.
  4. Usuń włosy na klatce piersiowej kremem do depilacji i nałóż ultradźwiękowy środek sprzęgający na klatkę piersiową myszy.
  5. Oceń poprzeczne zwężenie aorty za pomocą sondy 30 MHz.
    1. Przechyl platformę maksymalnie w lewo. Trzymaj sondę w pozycji pionowej i opuść ją na klatkę piersiową wzdłuż prawej linii przymostkowej. Następnie manipuluj osią X i osią Y w trybie B, aż łuk aorty będzie wyraźnie widoczny.
    2. Zlokalizuj zwężenie według trybu B, aby uzyskać widok łuku aorty11. Użyj trybu kolorowego Dopplera i fali pulsacyjnej, aby zmierzyć szczytową prędkość przepływu i wybierz myszy o prędkości większej niż 3,000 mm/s jako grupę TAC (wartości są oparte na wstępnych eksperymentach).
    3. Oblicz gradient ciśnienia zgodnie ze zmodyfikowaną wersją równania Bernoulliego11:
      gradient ciśnienia = 4 x Vmax2,
      UWAGA: Idealny gradient ciśnienia dla modelu poprzecznego zwężenia aorty waha się od 40 do 80 mmHg11.
    4. Zapisz dane i obrazy za pomocą Cine Store i Frame Store.
  6. Oceń wymiary i kurczliwość lewej komory (LV) za pomocą sondy 30 MHz.
    1. Zresetuj platformę do pozycji poziomej. Utrzymuj sondę pod kątem 30° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara w stosunku do lewej linii przymostkowej.
    2. Użyj trybu B i manipuluj X i Y, aby uzyskać wyraźny i pełny widok osi serca.
    3. Naciśnij tryb M, aby wyświetlić linię wskaźnika. Uzyskuj obrazy za pomocą Cine Store i Frame Store w celu późniejszego pomiaru wymiaru komory niskiego napięcia, skrócenia ułamkowego i grubości ścianki niskiego napięcia.
  7. Po zakończeniu należy przerwać inhalację izofluranu i pozwolić myszy dojść do siebie po znieczuleniu. Następnie umieść zwierzę z powrotem w klatce w 12-godzinnym pomieszczeniu z cyklem światła/ciemności.
  8. Na D14 i D28 po operacji powtórz powyższe kroki, aby zmierzyć parametry serca, a następnie pobierz serce do badań histologicznych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu losowo podzieliliśmy 45 myszy na trzy grupy, pozorowaną, grupę szwów jedwabnych i grupę szwów wchłanialnych (liczba każdej grupy na D0 (wartość wyjściowa), D14 i D28 po TAC wynosiła odpowiednio 15, 10 i 5). W D7, D14, D21 i D28 po operacji zwężoną prędkość szczytową określono za pomocą echokardiografii. Stwierdziliśmy, że prędkość przepływu krwi w miejscu zwężenia była nadal większa niż 3000 mm/s w drugim tygodniu po TAC, mimo że do zwężenia łuku aorty zastosowano szew wchłanialny (Ryc. ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nadal istnieje bardzo słabo zbadany obszar w nieniedokrwiennym kondycjonowaniu serca. Opierając się na naszych wcześniejszych badaniach, przeszliśmy na stosowanie szwów wchłanialnych, aby poprawić model wstępnego kondycjonowania przerostu mięśnia sercowego.

W poprzednich raportach wielu badaczy używało jedwabnego szwu do zwężania łuku aorty 8,14,15. Szew jedwabny był łatwo dostępny i często był używan...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (81770271; do Y, Liao), Wspólnych Funduszy Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (U1908205; do Y, Liao) oraz Miejskich Projektów Planowania Technologii Naukowych w Kantonie (201804020083; dla Dr Liao).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Szew wchłanialny (5-0)Shandong Kang Lida Medical Products Co., Ltd5-0Podwiązanie
System ultrasonograficzny dla zwierząt VEVO2100WizualnaechokardiografiaVEVO2100
Iluminator zimnego światłaOlympusILD-2
Light Heat pad - termostatyczny system chirurgiczny (ALC-HTP-S1)SHANGHAI ALCOTT BIOTECH COALC-HTP-S1Ogrzewanie
IsofluraneRWD life scienceR510-22Znieczulenie wziewne
Matrx VIP 3000 Parownik izofuranuMidmark CorporationVIP 3000Znieczulenie
Medyczny szew nylonowy (5-0)Ningbo Medical Needle Co.5-0Zamknij skórę
Sól sodowa pentobarbitaluMerck25MGZnieczulenie
Precyzyjna waga elektronicznaInstrumentTB-114Czujnik ważenia
Samodzielnie wykonana przekładkaIgła o rozmiarze 25
Jedwabny szew (5-0)Yangzhou Yuankang Medical Devices Co., Ltd.5-0Podwiązanie
Sprzęt do mikrochirurgii małych zwierzątNapoxMA-65Instrumenty chirurgiczne
Żel transmisyjny GuangGong pai250MLEchokardiografia
Krem do depilacji VeetReckitt BenchiserRQ/B 33 Typ 2Usuń sierść myszy
Pionowy automatyczny elektrotermiczny ciśnieniowy sterylizator parowyHefei Huatai Medical Equipment Co.LX-B50LAutomatyczne czyszczenie narzędzi chirurgicznych
soniczna Denver

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Murry, C. E., Jennings, R. B., Reimer, K. A. Preconditioning with ischemia: a delay of lethal cell injury in ischemic myocardium. Circulation. 74 (5), 1124-1136 (1986).
  2. Ban, K., et al. Phosphatidylinositol 3-kinase gamma is a critical mediator of myocardial ischemic and adenosine-mediated preconditioning. Circulation Research. 103 (6), 643-653 (2008).
  3. Wu, Z. K., Iivainen, T., Pehkonen, E., Laurikka, J., Tarkka, M. R. Ischemic preconditioning suppresses ventricular tachyarrhythmias after myocardial revascularization. Circulation. 106 (24), 3091-3096 (2002).
  4. Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. Preconditioning and postconditioning: underlying mechanisms and clinical application. Atherosclerosis. 204 (2), 334-341 (2009).
  5. Heusch, G. Molecular basis of cardioprotection: signal transduction in ischemic pre-, post-, and remote conditioning. Circulation Research. 116 (4), 674-699 (2015).
  6. Lund, O., Emmertsen, K., Dorup, I., Jensen, F. T., Flo, C. Regression of left ventricular hypertrophy during 10 years after valve replacement for aortic stenosis is related to the preoperative risk profile. European Heart Journal. 24 (15), 1437-1446 (2003).
  7. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proceedings of the National Academy of Sciiences of the United States of America. 88 (18), 8277-8281 (1991).
  8. Wei, X., et al. Myocardial hypertrophic preconditioning attenuates cardiomyocyte hypertrophy and slows progression to heart failure through upregulation of S100A8/A9. Circulation. 131 (17), 1506-1517 (2015).
  9. Huang, J., et al. Ultrasound biomicroscopy validation of a murine model of cardiac hypertrophic preconditioning: comparison with a hemodynamic assessment. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 313 (1), 138-148 (2017).
  10. Oka, T., et al. Cardiac-specific deletion of Gata4 reveals its requirement for hypertrophy, compensation, and myocyte viability. Circulation Research. 98 (6), 837-845 (2006).
  11. Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101(2016).
  12. Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines. The European Respiratory Journal. 17 (3), 488-494 (2001).
  13. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. Journal of Visualized Experiments. (147), e59431(2019).
  14. Eichhorn, L., et al. A closed-chest model to induce transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiments. (134), e57397(2018).
  15. Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. Technique of minimally invasive transverse aortic constriction in mice for induction of left ventricular hypertrophy. Journal of Visualized Experiments. (127), e56231(2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Transverse Aortic ConstrictionMyocardial HypertrophyAbsorbable SutureVentilator Free TechniqueEchocardiographic AssessmentLeft Ventricular RemodelingSurgical ProcedurePressure Overload ModelCardiomyocyte HypertrophyHeart Failure Progression

Related Articles