Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Narażenie na dym papierosowy u myszy korzystających z systemu inhalacji całego ciała

7.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61793

⸱

22 października 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Program in Immunology, Baylor College of Medicine, 2Department of Pediatrics, Section of Infectious Diseases, Baylor College of Medicine, 3Department of Medicine - Immunology Allergy and Rheumatology, Baylor College of Medicine, 4Department of Medicine, Pulmonary, Critical Care, Sleep Medicine, Baylor College of Medicine, 5Department of Pathology and Immunology, Baylor College of Medicine, 6Department of Pediatrics, Research and Department of Epigenetics and Molecular Carcinogenesis, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 7Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 8Center for Translational Research on Inflammatory Diseases (CTRID), Michael E. DeBakey VA Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół demonstruje badanie patofizjologicznych skutków dymu papierosowego (CS) za pomocą systemu ekspozycji na inhalację całego ciała (WBI) (WBIS) zbudowanego we własnym zakresie. System ten może wystawiać zwierzęta na działanie CS w kontrolowanych, powtarzalnych warunkach w celu zbadania wpływu CS na rozedmę płuc i hematopoezę.

Streszczenie

Blisko 14% dorosłych w Stanach Zjednoczonych paliło papierosy w 2018 roku. Wpływ dymu papierosowego (CS) na płuca i choroby sercowo-naczyniowe został szeroko zbadany, jednak wpływ CS na inne tkanki i narządy, takie jak krew i szpik kostny, pozostaje nie do końca zdefiniowany. Znalezienie odpowiedniego systemu do badania wpływu CS na gryzonie może być zbyt kosztowne i wymagać zakupu dostępnych na rynku systemów. W związku z tym postanowiliśmy zbudować niedrogi, niezawodny i wszechstronny system do badania patologicznych skutków CS u myszy. Ten system ekspozycji na wdychanie całego ciała (WBIS) naśladuje oddychanie i zaciąganie się papierosami poprzez naprzemienną ekspozycję na CS i czyste powietrze. Tutaj pokazujemy, że ten system "zrób to sam" (DIY) indukuje zapalenie dróg oddechowych i rozedmę płuc u myszy po 4 miesiącach ekspozycji na dym papierosowy. Przedstawiono również wpływ inhalacji całego ciała (WBI) CS na hematopoetyczne komórki macierzyste i progenitorowe (HSPC) w szpiku kostnym przy użyciu tego aparatu.

Wprowadzenie

Palenie papierosów pozostaje jedną z głównych przyczyn chorób, którym można zapobiec w USA, pomimo stałego spadku liczby dorosłych palących papierosy w ciągu ostatnich 50-60 lat1. Powszechnie wiadomo, że palenie tytoniu jest powiązane z wieloma chorobami płuc i krwi, w tym z przewlekłą obturacyjną chorobą płuc (POChP), grupą chorób, która obejmuje rozedmę płuc i przewlekłe zapalenie oskrzeli2,3,4. Według Centrum Kontroli Chorób (CDC), w 2014 roku POChP była trzecią najczęstszą przyczyną zgonów w Stanach Zjednoczonych, a ponad 15 milionów Amerykanów cierpiało na tę chorobę5.

CS ostatnio wiąże się również z wyższym ryzykiem rozwoju klonalnej hematopoezy (CH)6,7, stan, w którym pojedyncza hematopoetyczna komórka macierzysta nieproporcjonalnie wytwarza duży procent krwi obwodowej danej osoby. Odkrycie to wskazuje na potencjalny związek między paleniem tytoniu a funkcją szpiku kostnego. Biorąc pod uwagę powszechne i bardzo znaczące implikacje zdrowotne CS oraz biorąc pod uwagę, że mysie modele chorób są kamieniem węgielnym postępu w badaniach biomedycznych, przydatne jest opracowanie wydajnych i przystępnych cenowo systemów modelowania CS u myszy.

Tutaj udostępniamy przewodnik krok po kroku, jak zbudować przystępny cenowo system do leczenia i badania in vivo wpływu CS na rozedmę płuc i homeostazę szpiku kostnego. Montaż tego sprzętu nie wymaga od użytkownika posiadania specjalistycznej wiedzy, a co za tym idzie pozwala na samodzielny montaż.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie zwierzęta zaangażowane w eksperymenty oraz opracowanie tej techniki znajdowały się pod opieką zgodnie z naszym protokołem wykorzystania zwierząt zatwierdzonym przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) oraz w ramach instytucji Baylor College of Medicine i MD Anderson, które są akredytowane przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC).

1. Budowa aparatury

  1. Montaż sprężarki powietrza z systemem zaworów.
    1. Połącz przepływomierze (dwa 15 L/min z łącznikiem Y i 2 punktami odbioru mocy) z miniaturowym regulatorem ciśnienia, używając gwintowanego adaptera męskiego 1/8 cala. Należy pamiętać o zastosowaniu taśmy uszczelniającej na wszystkich gwintowanych końcach.
    2. Połącz zmontowany regulator ciśnienia z przepływomierzem z urządzeniem medycznej sprężarki powietrza, używając następujących elementów: sześciokątnego łącznika 1/8 cala na wylocie powietrza sprężarki, gwintowanej złączki 1/8 cala oraz gwintowanego adaptera męskiego 1/8 cala, który łączy się z regulatorem ciśnienia.
    3. Zainstaluj obrotowe złącze z kolcem dla tlenu na każdym (4) przepływomierzu.
    4. Zainstaluj adapter męski na górnym wylocie powietrza sprężarki (część dołączona do urządzenia medycznej sprężarki powietrza).
  2. Montaż komór ekspozycyjnych (wykonaj 4 jednostki)
    1. Potnij rurę z chlorowanego polichlorku winylu (CPVC) o średnicy 3/4 cala na osiem 4-calowych segmentów.
    2. Wsuń każdy segment w jedno kolanko CPVC 90° o średnicy 3/4 cala i przykręć stronę złączki kolanka do męskiego adaptera CPVC o średnicy 3/4 cala. Powinno powstać osiem segmentów CPVC, z których każdy jest przymocowany do jednego kolanka CPVC i jednego męskiego adaptera CPVC.
    3. Wywierć dwa otwory (o średnicy 1 ¼ cala) po przeciwległych stronach, najdalej od siebie, w szczelnym pojemniku o pojemności 8,5 L (11,25 x 7,75 x 6 cali) z pokrywą (patrz Rysunek 1 komora ekspozycyjna). Otwory powinny być wycentrowane w pionie i poziomie.
    4. Wsuń gwintowane strony wcześniej zmontowanego męskiego adaptera CPVC w każdy otwór w pojemnikach.
    5. Od wewnątrz pojemnika przymocuj zaślepkę CPVC 3/4 cala po drugiej stronie (wlot dymu do komory) oraz żeński adapter do nawadniania kropelkowego CPVC 3/4 cala po jednej stronie (wylot dymu z komory).
    6. Wywierć pięć otworów o średnicy 3 mm na górnej części zaślepki CPVC wylotu dymu z komory w układzie kwincunkowym (podobnie jak w słuchawce prysznicowej). Pozwoli to dymowi papierosowemu wnikać do komory z większą prędkością i zapewni jego równomierne rozprzestrzenianie się wewnątrz komory we wszystkich kierunkach.
  3. Montaż komór papierosowych (wykonaj do 4 jednostek ekspozycyjnych dla myszy)
    1. Weź jednowotworowy korek gumowy (rozmiar producenta 8,5) i wsuń w szerszą stronę złączkę Y z kolcami 1/4 cala, a w węższą stronę prostą złączkę z kolcem (otwór 8 mm). W tym miejscu podczas procedury palenia zostanie umieszczony papieros (podstawka pod papieros).
    2. Podłącz jeden koniec 12-calowej rurki winylowej klasy medycznej do jednego z kolców złączki Y przymocowanej do korka gumowego, a drugi koniec do złączki 1/4 cala i wsuń przeciwległą stronę tej złączki w jednowotworowy korek gumowy (rozmiar producenta 1).
    3. W innym korku gumowym (rozmiar producenta 8,5) wsuń jeden prosty łącznik rur 1/4 cala w szerszą stronę korka i połącz zewnętrzny koniec złączki z 7-stopową rurką winylową klasy medycznej.
    4. Połącz dwie struktury z korkami gumowymi, zmontowane wcześniej w krokach 1.3.1–1.3.3, z szklanym cylindrem o wymiarach 8 cali x 1,75 cala z laboratoryjnej szklanej rury spustowej.
  4. System sterowania zaworami
    1. System jest sterowany poprzez rytmiczne otwieranie i zamykanie zaworów elektromagnetycznych, co symuluje inhalację (zaciąganie się) dymem papierosowym i czystym powietrzem. System sterujący zaworami elektromagnetycznymi został zaprojektowany komercyjnie (patrz Tabela materiałów).
  5. Montaż wszystkich komponentów (patrz Rysunek 1)
    1. Zamocuj cztery zawory elektromagnetyczne do boków systemu sterowania zaworami, używając 1-calowych mocowań.
    2. Podłącz zawory elektromagnetyczne do systemu sterowania zaworami zgodnie z instrukcjami producenta.
    3. Przymocuj gwintowany prosty łącznik 10–32 (M) do przyłącza wylotowego („EXH”) w zaworze elektromagnetycznym oraz adapter portu gwintowanego do przyłączy „IN” i „OUT” tego samego zaworu elektromagnetycznego.
    4. Podłącz przepływomierz przymocowany do sprężarki do zaworu elektromagnetycznego poprzez przyłącze „OUT”, używając 7-stopowej winylowej rurki klasy medycznej.
    5. Podłącz 7-stopową rurkę winylową zmontowaną z korkiem gumowym w kroku 1.3.3 do złącza „IN” w zaworze elektromagnetycznym.
    6. Wsuń mały korek gumowy komory papierosowej w wlot dymu do komory.
    7. Połącz zawór elektromagnetyczny z drugim przyłączem złączki Y z kolcami na podstawce pod papieros zmontowanej w kroku 1.3.1.

Schemat systemu ekspozycji na dym papierosowy z komorami, zaworem elektromagnetycznym, kompresorem powietrza i przepływomierzem.
Rycina 1: Schemat połączeń naszego systemu WBIS do ekspozycji na dym papierosowy (CS).Rycina ta przedstawia sposób montażu wszystkich komponentów w celu utworzenia działającego urządzenia. Na schemacie pokazano tylko jedną zmontowaną komorę dymną z czterech, które maszyna jest w stanie obsługiwać. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

2. Ekspozycja na dym papierosowy

OSTRZEŻENIE: Należy unikać ekspozycji na dym tytoniowy z drugiej i trzeciej ręki. Komory do palenia papierosów i ekspozycji powinny być użytkowane w komorach z laminarnym przepływem powietrza klasy II typu B2. Podczas przeprowadzania eksperymentów z ekspozycją na dym należy stosować odpowiednie środki ochrony osobistej (np. maski, rękawiczki, czepki, fartuchy).

  1. Ustawianie ciśnienia i przepływu powietrza
    1. Po zmontowaniu wszystkich komponentów zgodnie z Rysunkiem 1, włącz kompresor powietrza i poczekaj, aż alarm bezpieczeństwa wyłączy się samoistnie.
    2. Ustaw ciśnienie kompresora powietrza na 40–50 psi, obracając pokrętło regulatora ciśnienia.
    3. Ustaw przepływ powietrza z kompresora na 5 L za pomocą przepływomierza.
    4. Włącz sterownik zaworów.
    5. Ustaw cyfrowy timer w sterowniku zaworów na tryb pracy PULSE-C (wyświetlany jako „Pu-c”), naciskając klawisz SET/LOCK przy jednoczesnym przytrzymaniu klawisza UP przy pierwszej cyfrze timera. Następnie naciskaj klawisz UP, aż zostanie osiągnięty tryb Pu-c. Naciśnij klawisz RESET, aby ustawić wyświetlony tryb pracy (tj. Pu-C) jako tryb roboczy.
    6. Naciśnij SET/LOCK, aby zmienić timer 1 (wyświetlany jako „T1”).
    7. Naciśnij klawisze UP lub DOWN, aby ustawić T1 na 20 s.
    8. Naciśnij SET/LOCK, aby zmienić timer 2 (wyświetlany jako „T2”).
    9. Naciśnij klawisze UP lub DOWN, aby ustawić T2 na 3 s.
      UWAGA: Kroki od 2.1.5 do 2.1.9 są dostosowane do konkretnego timera (patrz Tabela materiałów). Aby uzyskać dalsze instrukcje dotyczące innych zastosowań tego produktu, zapoznaj się z odpowiednią instrukcją obsługi.
  2. Ekspozycja na dym papierosowy
    UWAGA: System ten umożliwia jednoczesne użycie 1–4 komór ekspozycyjnych dla myszy.
    1. Włącz kompresor powietrza i poczekaj, aż alarm bezpieczeństwa wyłączy się samoistnie.
    2. Włącz sterownik zaworów.
    3. Przenieś po 5 myszy do każdej z czterech komór ekspozycyjnych o objętości 8,5 L z hermetycznymi, zdejmowanymi pokrywami. Umieść cztery komory ekspozycyjne z myszami w szafie z laminarnym przepływem powietrza klasy II typu B2.
    4. Wewnątrz szafy z laminarnym przepływem powietrza zapal papierosa i włóż go do komory na papierosy. Używaj dostępnych w handlu papierosów zawierających 15 mg/cig smoły i 1,1 mg/cig nikotyny8 w porównaniu do badawczych papierosów Kentucky 3RF4 (9,5 mg/cig smoły i 0,73 mg/cig nikotyny)9.
    5. Włącz na sterowniku zaworów zawory odpowiadające komorom, które są aktualnie używane. Ekspozycja jest podzielona na 2 fazy: (T1) przez 20 s do komory ekspozycyjnej pompowane jest czyste powietrze oraz (T2) przepływ powietrza powoduje spalanie papierosa, a dym z komory na papierosy jest pompowany do komory ekspozycyjnej przez 3 s. Pozostaw papierosa, aż spali się całkowicie do filtra.
      1. Dostosuj ustawienia timera tak, aby wykonać średnio ~10 zaciągnięć/papierosa w okresie ~4 min. Należy pamiętać, że timer i system można łatwo dostosować w celu zwiększenia lub zmniejszenia dawkowania dymu papierosowego zgodnie z potrzebami badawczymi.
    6. Wyjmij filtr papierosa i zutylizuj go, umieszczając niedopałek w zlewce z wodą, aby zgasić płomień i stłumić zapach.
    7. Upewnij się, że komora na papierosy jest ponownie zamknięta i nie zawiera papierosa. Pozwól maszynie pompować czyste powietrze przez 10 min. Niezmiernie ważne jest stałe monitorowanie zwierząt kręgowców poddanych ekspozycji na dym papierosowy. Ten schemat ekspozycji jest zoptymalizowany dla 5 samic myszy powyżej 9. tygodnia życia na jedną komorę ekspozycyjną.
    8. Powtórz kroki od 2.3.4 do 2.3.7 trzy razy, aby w sumie zużyć 4 papierosy na komorę dziennie. Procedurę tę powtarza się 5 dni w tygodniu przez czas wymagany przez badacza do przeprowadzenia eksperymentów.
    9. Przenieś myszy z komór ekspozycyjnych z powrotem do odpowiednich klatek.
    10. Wyłącz sterownik zaworów i kompresor powietrza.
    11. Wyjmij komory ekspozycyjne i komory na papierosy, a następnie umyj je wodą z mydłem, aby usunąć wszelkie pozostałości smoły.
    12. Pozostaw komory do całkowitego wyschnięcia przed ponownym użyciem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Jedną z głównych cech ekspozycji na CS jest rozedma, która charakteryzuje się uszkodzeniem i zniszczeniem pęcherzyków płucnych w płucach. W związku z tym wstępne eksperymenty skupiły się na zdolności systemu DIY do wywoływania zmian rozedmowych w płucach samic myszy podczas powtarzalnej ekspozycji całego ciała na CS. Schemat dawkowania CS wybrano na podstawie naszych wcześniejszych publikacji, w których wykorzystaliśmy opisany tutaj system DIY do traktowania myszy CS i badania molekularnej patofizjologii rozedmy

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym miejscu podajemy informacje wymagane do budowy aparatu do WBIS myszy do CS. Po zainstalowaniu systemu niezwykle ważne jest, aby badacze skalibrowali system w oparciu o dostarczoną dawkę nikotyny lub kotyniny u zwierząt. Urządzenie zawiera timer i manometry, które mogą być używane do regulacji objętości zaciągnięć papierosem, częstotliwości zaciągnięć, łącznego okresu ekspozycji na dym i przerw w odpoczynku, które zwierzęta otrzymują między każdym papierosem. Co więcej, rzeczywista liczba papierosów podawanych dzien...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

AR, XH i PE były wspierane przez R01HL140398 grantowe NIH oraz granty Fundacji Gilsona Longenbaugha. DEMM i KK były wspierane przez granty NIH R01HL136333 i R01HL134880 (KYK) oraz grant z Fundacji Badań Medycznych Helis. DEMM jest również wspierany przez Howard Hughes Medical Institute (HHMI) Gilliam Fellowship for Advanced Study. PE jest również wspierany przez Training in Precision Environmental Health Sciences NIEHS T32 ES027801 Fellowship Program. JC i MF są wspierane przez Fundusze Badań nad Tytoniem z Wydziału Epigenetyki i Karcynogenezy Molekularnej oraz przez Centrum Epigenetyki (Scholar Award dla MF) w MD Anderson. FK i YZ są wspierane przez granty NIH R01 ES029442-01 i R01 AI135803-01, a także granty VA Merit CX000104. Projekt ten był wspierany przez Cytometry and Cell Sorting Core w Baylor College of Medicine ze środków CPRIT Core Facility Support Award (CPRIT-RP180672), NIH (CA125123 i RR024574) oraz przy pomocy Joela M. Sederstroma.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Łącznik 1 calaLowes756990
Łącznik kolczasty Y 1/4 calaVWR89093-282
Łącznik prosty 1/4 calaVWR62866-378
Złączka sześciokątna 1/8Lowes877221
1/8 cala Złączka gwintowanaLowes877208
1/8 cala gwintowana złączkamęska adapteraLowes877243
Łącznik prosty z gwintem 10/32 (M)Kolanko CPVC BimbaEB60
3/4 cala 90 stopniLowes22643
Rura z chlorowanego polichlorku winylu (CPVC) 3/4 calaLowes23814
3/4 cala nasadka CPVCLowes23773
3/4 cala CPVC Adapter żeński do nawadniania kropelkowegoLowes194629
Adapter męski CPVC o średnicy 3/4 Lowes23766
Hermetyczny pojemnik 8,5 l z pokrywką (11,25 cala x 7,75 cala x 6 cali)KomaxN/AWymieniony jako "Duże pudełko na chleb Komax Biokips | (280 uncji) Duży pojemnik do przechowywania"
Szklana rurka spustowa (1,75 średnicy x 8 długości)Zawory elektromagnetyczne KIMAX6500
IsonicBimbaV2A02-AW1
Marlboro Red 100'sMarlboroN/A
Obrotowe złącze kolczaste tlenuGlobal Medical SolutionsRES002
Timer Panasonic LT4H-WPanasonicLT4HWPozycja została wbudowana w sterownik zaworu firmy Shepherd Controls & Associates
Regulator ciśnieniaAllied Electronics and Automation70600552Wymieniony również jako "Norgren R07-100-RGKA"
Gumowy korek # 1 (jeden otwór)VWR59581-163
Gumowy korek # 8.5 (jeden otwór)VWR59581-389
System Scireq inExposeScireq i Emka TechnologiesN/ASystem komercyjny używany do porównania z naszym DIY WBIS
Prosta złączka kolczasta (otwór 8 mm)VWR10028-872
Taśma uszczelniająca gwintLowes1184243
Adapter portu gwintowanegoBimbaP1SA1
Timetr Aridyne 2000 Medyczna sprężarka powietrzaMFI MedicalAHC-TE20
Przepływomierz tymetruAllied Healthcare Products15006-03YP2Wymieniony również jako "Puritan Air Meter"
System sterowania zaworamiFirma Shepherd Controls and AssociatesN/Azaprojektowała na zamówienie system sterowania zaworem dla tego modelu.
Fajki winyloweVitality MedicalRES3007

Bibliografia

  1. Current Cigarette Smoking Among Adults in the United States. Center for Disease Control and Prevention. , Available from: https://www.cdc.gov/tobacco/data_statistics/fact_sheets/adult_data/cig_smoking/index.htm (2018).
  2. Salvi, S. Tobacco smoking and evironmental risk factors for chronic obstructive pulmonary disease. Clinics in Chest Medicine. 35, 17-27 (2014).
  3. Sunyer, J., et al. Longitudinal relation between smoking and white blood cells. American Journal of Epidemiology. 144, 734-741 (1996).
  4. Freedman, D. S., Flanders, D., Barboriak, J. J., Malarcher, A. M., Gates, L. Cigarette smoking and leukocyte subpopulations in men. Annals of Epidemiology. 6, 299-306 (1996).
  5. Chronic Obstructive Pulmonary Disease (COPD). Center for Disease Control and Prevention. , Available from: https://www.cdc.gov/copd/basics-about.html (2019).
  6. Genovese, G., et al. Clonal hematopoiesis and blood-cancer risk inferred from blood DNA sequence. New England Journal of Medicine. , (2014).
  7. Steensma, D. P. Clinical implications of clonal hematopoiesis. Mayo Clinic Proceedings. 93, 1122-1130 (2018).
  8. Tobacco. Federal Trade Comission. , Available at: . Accessed: 4th (2020).
  9. 3R4F Cigarettes. University of Kentucky - College of Agriculture Food and Environment. , Available from: https://ctrp.uky.edu/products/gallery/Reference Cigarettes/detail/936 (2020).
  10. Shan, M., et al. Cigarette smoke induction of osteopontin (SPP1) mediates T H 17 inflammation in human and experimental emphysema. Science Translational Medicine. 4, 1-10 (2012).
  11. Yuan, X., et al. Activation of C3a receptor is required in cigarette smoke-mediated emphysema. Nature Mucosal Immunology. 8, 874-885 (2014).
  12. Yuan, X., et al. Cigarette smoke - induced reduction of C1q promotes emphysema. JCI Insight. 4, 1-17 (2019).
  13. Shan, M., et al. Agonistic induction of PPAR g reverses cigarette smoke - induced emphysema Find the latest version: Agonistic induction of PPAR γ reverses cigarette smoke - induced emphysema. Journal of Clinical Investigation. 124, 1371-1381 (2014).
  14. Hong, M. J., et al. Protective role of gd T cells in cigarette smoke and influenza infection. Nature Mucosal Immunology. 11, 834-908 (2018).
  15. Kim, M., et al. Cigarette smoke induces intestinal inflammation via a Th17 cell-neutrophil axis. Frontiers in Immunology. 10, 1-11 (2019).
  16. Lu, W., et al. The microRNA miR-22 inhibits the histone deacetylase HDAC4 to promote T H 17 cell - dependent emphysema. Nature Immunology. 16, 1185-1194 (2015).
  17. Hendrix, A. Y., Kheradmand, F. The Role of Matrix Metalloproteinases in Development, Repair, and Destruction of the Lungs. Progress in Molecular Biology and Translational Science. 148, Elsevier Inc. (2017).
  18. Siggins, R. W., Hossain, F., Rehman, T., Melvan, J. N., Welsh, D. A. Cigarette smoke alters the hematopoietic stem cell niche. Med Sci. 2, 37-50 (2014).
  19. Kheradmand, F., You, R., Gu, B. H., Corry, D. B. Cigarette smoke and DNA cleavage promote lung inflammation and emphysema. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 128, 222-233 (2017).
  20. Ha, M. A., et al. Menthol attenuates respiratory irritation and elevates blood cotinine in cigarette smoke exposed mice. PLoS ONE. , 1-16 (2015).
  21. Moreno-Gonzalez, I., Estrada, L. D., Sanchez-Mejias, E., Soto, C. Smoking exacerbates amyloid pathology in a mouse model of Alzheimer's disease. Nature Communications. 4, 1-10 (2013).
  22. Madison, M. C., et al. Electronic cigarettes disrupt lung lipid homeostasis and innate immunity independent of nicotine. Journal of Clinical Investigation. 129, 4290-4304 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model mysizapalenie dr g oddechowychrozedma p uchematopoetyczne kom rki macierzyste i progenitorowecytometria przep ywowaanaliza szpiku kostnegosamodzielnie wykonany system inhalacyjnyprzewlek a ekspozycja na dym
Narażenie na dym papierosowy u myszy korzystających z systemu inhalacji całego ciała
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.