Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Maksymalny izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura

4.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61926

⸱

26 czerwca 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedic Surgery, Mayo Clinic, 2Radboud University Medical Center, Radboud Institute for Health Sciences, Department of Plastic Surgery, Nijmegen, The Netherlands

W tym artykule

Podsumowanie

Ocena regeneracji motorycznej pozostaje punktem odniesienia w eksperymentalnych badaniach nerwów obwodowych. Izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura jest nieocenionym narzędziem do oceny wyników funkcjonalnych po rekonstrukcji wad nerwu kulszowego. Metody i niuanse są szczegółowo opisane w tym artykule.

Streszczenie

Urazowe uszkodzenia nerwów powodują znaczne straty funkcjonalne, a segmentowe wady nerwów często wymagają użycia autologicznych przeszczepów nerwowych z interpozycją. Ze względu na ich ograniczoną dostępność i związaną z nimi zachorowalność po stronie dawcy, wiele badań w dziedzinie regeneracji nerwów koncentruje się na alternatywnych technikach wypełniania segmentowej luki nerwowej. W celu zbadania wyników eksperymentalnych opcji leczenia chirurgicznego lub farmakologicznego, model nerwu kulszowego szczura jest często używany jako test biologiczny. Istnieje wiele pomiarów wyników stosowanych w modelach szczurzych w celu określenia zakresu regeneracji nerwów. Maksymalna siła wyjściowa mięśnia docelowego pozostaje najistotniejszym wynikiem dla klinicznego przełożenia terapii eksperymentalnych. Izometryczny pomiar siły skurczu mięśni tężcowych został wcześniej opisany jako powtarzalna i ważna technika oceny regeneracji motorycznej po uszkodzeniu lub naprawie nerwów zarówno w modelach szczurzych, jak i króliczych. W tym filmie przedstawimy krok po kroku instrukcję tej nieocenionej procedury oceny funkcjonalnej odzyskiwania mięśnia piszczelowego przedniego w modelu wady nerwu kulszowego u szczurów przy użyciu zoptymalizowanych parametrów. Opiszemy niezbędne przygotowania przedoperacyjne oprócz dostępu chirurgicznego i wypreparowania nerwu strzałkowego wspólnego i ścięgna mięśnia piszczelowego przedniego. Szczegółowo omówiona zostanie technika pomiaru siły tężcowej izometrycznej. Wyjaśniono określanie optymalnej długości mięśni i częstotliwości impulsów bodźca oraz demonstrowano pomiar maksymalnego skurczu mięśni tężcowych.

Wprowadzenie

Utrata funkcji motorycznych po urazowym uszkodzeniu nerwów obwodowych ma znaczący wpływ na jakość życia i status społeczno-ekonomiczny pacjentów1,2,3. Rokowanie w tej populacji pacjentów pozostaje złe ze względu na minimalną poprawę technik chirurgicznych na przestrzeni lat4. Bezpośrednia, beznapięciowa naprawa epineuralna typu end-to-end stanowi złoty standard rekonstrukcji chirurgicznej. Jednak w przypadkach z rozszerzonymi przerwami nerwowymi wstawienie autologicznego przeszczepu nerwu okazało się lepsze5,6. Związana z tym zachorowalność w miejscu dawczym i ograniczona dostępność autologicznych przeszczepów nerwów wymusiły potrzebę stosowania alternatywnych technik7,8.

Eksperymentalne modele zwierzęce zostały wykorzystane do wyjaśnienia mechanizmu regeneracji nerwów obwodowych i oceny wyników różnych opcji leczenia rekonstrukcyjnego i farmakologicznego8,9. Model nerwu kulszowego szczura jest najczęściej używanym modelem zwierzęcym10. Ich niewielki rozmiar sprawia, że są łatwe w obsłudze i przechowywaniu. Ze względu na ich doskonały potencjał neuroregeneracyjny, skrócony czas między interwencją a oceną wyników może skutkować stosunkowo niższymi kosztami11,12. Inne zalety jego stosowania to podobieństwa morfologiczne do ludzkich włókien nerwowych oraz duża liczba badań porównawczych/historycznych13. Chociaż do tego ostatniego należy podchodzić ostrożnie, ponieważ duża różnorodność różnych miar wyników między badaniami utrudnia porównywanie wyników14,15,16,17,18.

Miary wyników do oceny regeneracji nerwów obejmują zakres od elektrofizjologii do histomorfometrii, ale te metody sugerują korelację, ale niekoniecznie bezpośrednio mierzą powrót funkcji motorycznych14,15. Regenerujące się włókna nerwowe mogą nie tworzyć odpowiednich połączeń, co może powodować przeszacowanie liczby funkcjonalnych połączeń14,15,19,20. Najlepszym i klinicznie najbardziej odpowiednim pomiarem wykazującym prawidłowe unerwienie narządów końcowych pozostaje ocena funkcji mięśni21,22,23. Tworzenie narzędzi do oceny funkcji motorycznych dla modeli zwierzęcych jest jednak wyzwaniem. Medinaceli i wsp. jako pierwsi opisali analizę ścieżki spacerowej, która od tego czasu jest najczęściej stosowaną metodą oceny odzyskiwania funkcjonalnego w eksperymentalnych badaniach nerwów obwodowych21,24,25,26,27,28. Analiza ścieżki chodzenia określa ilościowo wskaźnik funkcjonalny rwy kulszowej (SFI) na podstawie pomiarów odcisków łap chodzących szczurów21,29. Główne ograniczenia analizy ścieżki spacerowej, takie jak przykurcze palców u stóp, samookaleczenie, rozmazywanie odcisku i słaba korelacja z innymi miarami reinerwacji, wymusiły użycie innych parametrów do ilościowego określenia funkcjonalnej odbudowy30,31.

W poprzednich badaniach na szczurach Lewisa32 i królikach nowozelandzkich33, zweryfikowaliśmy pomiar izometrycznej siły tężcowej (ITF) dla mięśnia piszczelowego przedniego (TA) i wykazaliśmy jego skuteczność w ocenie regeneracji mięśni po różnych typach naprawy nerwów34,35,36,37,38,39. Mięsień TA jest dobrze dopasowany ze względu na stosunkowo duży rozmiar, unerwienie przez gałąź strzałkową nerwu kulszowego i dobrze wyjaśnione właściwości biochemiczne40,41,42,43. Gdy długość mięśni (siła napięcia wstępnego) i parametry elektryczne są zoptymalizowane, ITF zapewnia zmienność na boki na poziomie 4,4% i 7,5% odpowiednio u szczurów32 i rabbits33.

Ten artykuł zawiera szczegółowy protokół pomiaru ITF w modelu nerwu kulszowego szczura, w tym dokładny opis niezbędnego planowania przedoperacyjnego, dostępu chirurgicznego i rozwarstwienia wspólnego nerwu strzałkowego i dystalnego ścięgna mięśnia TA. Korzystając z wcześniej ustalonych wartości intensywności i czasu trwania bodźca, zostanie określona optymalna długość mięśni i częstotliwość impulsów bodźca. Dzięki tym czterem parametrom ITF może być następnie konsekwentnie i dokładnie mierzony.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone za zgodą Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC A334818).

1. Kalibracja przetwornika siły

  1. Upewnij się, że komputer jest prawidłowo podłączony do wielofunkcyjnego urządzenia do akwizycji danych we/wy (DAQ) USB-6009, które z kolei powinno być podłączone do przetwornika siły.
    UWAGA: Inne szczepy i gatunki szczurów mogą wymagać innego przetwornika siły ogniwa obciążnikowego, ponieważ należy spodziewać się większych sił 44.
  2. Przymocuj niestandardowy zacisk wykonany ze zmodyfikowanego hemostatu chirurgicznego do przetwornika siły, który jest zamontowany na regulowanym ramieniu dźwigni podstawy podciśnieniowej.
    UWAGA: Zacisk wykonany na zamówienie składa się z hemościatu chirurgicznego zmodyfikowanego śrubą napinającą, która pozwala na regulację napięcia (Rysunek 1).
  3. Umieść na stole wykonaną na zamówienie platformę testową ze szkła akrylowego, która zawiera dwa drewniane klocki do mocowania tylnej kończyny szczura.
    UWAGA: Zamiast drewna można również użyć innych materiałów, takich jak uretan, o ile druty K są w stanie przeniknąć i utrwalić.
  4. Przymocuj kombinację zacisku, przetwornika siły i regulowanego ramienia dźwigni pionowo do platformy testowej za pomocą jej podstawy próżniowej.
  5. Przymocuj haczyk lub pętelkę do zacisku do wzorców masy.
  6. Włącz komputer i otwórz oprogramowanie (np. LabVIEW).
  7. Po otwarciu oprogramowania uruchom wykonany na zamówienie wirtualny instrument (VI) do pomiaru ITF (Rysunek 2).
    UWAGA: Rysunek 2 zawiera kod LabVIEW w fragmencie VI. Ten fragment kodu VI można przeciągnąć na schemat blokowy w LabVIEW. Zostanie on automatycznie przekształcony w kod graficzny. W tym eksperymencie częstotliwość próbkowania ustalono na 2000 Hz z 25 próbkami do odczytania dla każdej iteracji.
  8. Uruchom VI, naciskając białą strzałkę w lewym górnym rogu i wybierz opcję Nowa kalibracja. Otworzy się nowe okno.
  9. Rozpocznij proces kalibracji od zerowej wagi (tylko zacisk z dołączonym haczykiem lub pętelką) i naciśnij OK.
  10. Kolejno dodawaj 10, 20, 30 i 50 gramów masy i naciskaj OK między każdym pomiarem wagi.
  11. Po zebraniu wszystkich pięciu pomiarów kliknij Proces.
  12. Zaakceptuj wartości tylko wtedy, gdy wykres na VI wyświetla dodatnią krzywą liniową (Rysunek 3).
  13. Ustaw kombinację zacisku, przetwornika siły i regulowanego ramienia dźwigni poziomo na platformie testowej. Będzie to pozycja używana do pomiaru ITF.
  14. Kliknij Zero, a okno zamknie się automatycznie.

2. Tematy zwierzęce

  1. Używaj samców szczurów Lewisa o wadze od 300 do 500 g.
    UWAGA: Dla porównania regeneracji nerwów konieczne jest użycie tego samego szczepu szczura zarówno w grupie kontrolnej, jak i eksperymentalnej, ponieważ waga i częstość występowania autotomii są zależne od szczepu i mogą mieć ogromny wpływ na wyniki ITF10,32,45,46,47.

3. Przygotowanie chirurgiczne

  1. Przygotuj wszystkie wymagane narzędzia chirurgiczne przed zabiegiem (Tabela materiałów).
  2. Zważ zwierzęta, aby określić wymaganą ilość znieczulenia.
  3. Wywołaj znieczulenie, umieszczając szczura w komorze zagazowanej 3% izofluranem w tlenie.
  4. Głęboko znieczulij szczura za pomocą koktajlu dziesięciu części ketaminy (100 mg / ml) i jednej części ksylazyny (100 mg / ml) w dawce 1 ml / kg masy ciała poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe. Monitoruj głębokość znieczulenia w oparciu o reakcję na uszczypnięcie palca u nogi i obserwując częstość oddechów.
  5. Około 30 minut po początkowej dawce koktajlu ketamina/ksylazyna należy podać dootrzewnowo dodatkową dawkę 0,3-0,6 ml/kg masy ciała samej ketaminy (100 mg/ml), aby utrzymać odpowiednie znieczulenie przez cały czas trwania zabiegu, co definiuje się jako niską częstość oddechów i brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.
    UWAGA: Ważne jest, aby skrupulatnie podać wymagane znieczulenie, ponieważ przedawkowaniu nie można przeciwdziałać.
  6. Ostrożnie ogol tylne kończyny szczura za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia.
  7. Umieść szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C. Opcjonalnie temperaturę ciała można monitorować za pomocą termometru doodbytniczego.
  8. Wstrzyknąć 5 ml 0,9% chlorku sodu (NaCl) podskórnie w luźną skórę na szyi szczura, aby zachować odpowiedni stan nawodnienia przez cały zabieg.
  9. Ze względu na to, że zabieg ten nie daje szans na przeżycie, pole operacyjne i narzędzia nie muszą być sterylne. Chirurg powinien stosować środki ochrony osobistej (PPE) i zaleca się stosowanie lup chirurgicznych w celu prawidłowego uwidocznienia struktur anatomicznych.

4. Chirurgiczne podejście do nerwu strzałkowego wspólnego

  1. Umieść szczura w prawej lub lewej bocznej pozycji leżącej, w zależności od tego, która strona zostanie zmierzona jako pierwsza.
  2. Wykonać 2-3 cm nacięcie w skórze tylno-bocznego uda równolegle do kości udowej, zaczynając od krętarza większego za pomocą ostrza chirurgicznego nr 15.
  3. Zidentyfikuj płaszczyznę między mięśniem dwugłowym uda a mięśniami pośladkowymi wielkimi i obszernymi bocznymi i wykonaj rozwarstwienie za pomocą nożyczek do tenotomii, aby oddzielić te mięśnie i odsłonić leżący pod spodem nerw kulszowy.
  4. Zlokalizuj trifurkację nerwu kulszowego i umieść retraktor, aby uzyskać lepszy dostęp. Trzy gałęzie nerwu kulszowego obejmują wspólny nerw strzałkowy, nerw piszczelowy i nerw strzałkowy.
  5. Wyizoluj wspólną gałąź nerwu strzałkowego (zwykle najbardziej brzuszną gałąź) nerwu kulszowego za pomocą zakrzywionych kleszczy mikrochirurgicznych.
    UWAGA: W przypadku niepewności delikatnie stymulować izolowany nerw chirurgicznym stymulatorem nerwów i obserwować reakcję motoryczną. Stymulacja nerwu strzałkowego wspólnego powoduje zgięcie grzbietowe łapy.

5. Rozwarstwienie dystalnego ścięgna mięśnia piszczelowego przedniego

  1. W celu odsłonięcia mięśnia TA i jego przyczepu, naciąć skórę w przednio-bocznej części podudzia, zaczynając od stawu kolanowego i schodząc do środkowej strony tylnej łapy.
  2. Wypreparować dystalne ścięgno mięśnia TA z otaczającej tkanki za pomocą skalpela z ostrzem chirurgicznym nr 15.
  3. Za pomocą kleszczy do komarów tępo rozetnij ścięgno mięśnia TA w kierunku przyczepu i przetnij ścięgno tak dystalnie, jak to możliwe. Pozostaw proksymalny mięsień TA nienaruszony, zachowując szypułkę nerwowo-naczyniową.
    UWAGA: Regularnie (mniej więcej co 5 minut) nawilżaj mięsień TA podgrzanym 0,9% NaCl (37 °C), aby zapobiec wychłodzeniu i wysuszeniu.

6. Izometryczny pomiar siły tężcowej

  1. Podłącz elektrod bipolarnych i uziemiający zgodnie z ich kolorem do stymulatora bipolarnego.
  2. Podłącz drugi koniec elektrod bipolarnych do elektrody subminiaturowej.
    UWAGA: Elektroda referencyjna (czerwona, anodowa) powinna być umieszczona dystalnie, a elektroda aktywna (, katoda) proksymalnie.
  3. Przenieś zwierzę wraz z poduszką grzewczą na platformę testową.
  4. Przymocuj tylną kończynę szczura do drewnianego klocka za pomocą dwóch drutów Kirschnera o średnicy 1 mm przez kostkę i boczny kłykieć dystalnej kości udowej, omijając tylną część kolana.
    UWAGA: Unikać uszkodzenia naczyń krwionośnych tętnicy podkolanowej i żyły, które znajdują się grzbietowo do kłykcia kości udowej.
  5. Przymocuj uchwyt z niestandardowym zaciskiem do platformy testowej za pomocą jej podstawy próżniowej.
  6. Przymocuj dystalne ścięgno mięśnia TA do zacisku przymocowanego do przetwornika siły.
    UWAGA: Clamp i przetwornik siły powinny być ustawione równolegle do przebiegu mięśnia TA.
  7. Umieść retraktor na tylno-bocznym udzie szczura, aby uzyskać dostęp do wspólnego nerwu strzałkowego.
    UWAGA: Nerw kulszowy i jego gałęzie powinny być wilgotne za pomocą podgrzanego 0,9% NaCl (37 °C), aby zapobiec wychłodzeniu i wysuszeniu.
  8. Włożyć uziemiający w otaczające mięśnie (np. mięsień obszerny boczny).
    UWAGA: Stymulator Grass SD9 wymaga uziemiającego w celu zmniejszenia artefaktów elektrycznych. Nowsze stymulatory mogą nie wymagać dodatkowego uziemiającego.
  9. Zaczep wspólny nerw strzałkowy o subminiaturową elektrodę i ustal jego pozycję za pomocą uchwytu na platformie (Rysunek 4).
    UWAGA: Upewnij się, że tylko wspólny nerw strzałkowy jest podłączony do elektrody subminiaturowej.
  10. Optymalizacja długości mięśni
    1. Włącz stymulator bipolarny i dostosuj ustawienia w następujący sposób: kwadratowy impuls monofazowy, opóźnienie 2 ms, czas trwania impulsu bodźca 0,4 ms, intensywność bodźca 2 V.
      UWAGA: Opóźnienie określa czas między impulsem wyjścia synchronizacji a dostarczeniem krawędzi natarcia impulsu.
    2. Wybierz pozycję Test parametrów i włącz opcję Trigger collection w VI.
    3. Zwiększ długość mięśnia (napięcie wstępne), regulując ramię dźwigni przymocowane do przetwornika siły.
    4. Zacznij od 10 g napięcia wstępnego i stosuj przyrosty co 10 g, aż do określenia maksymalnej aktywnej siły mięśniowej.
    5. Dla każdego obciążenia wstępnego zastosuj dwa pojedyncze drgania bezpośrednio po sobie za pomocą przycisku na stymulatorze bipolarnym. Wynik będzie widoczny na ekranie, a szczur powinien pokazać zgięcie grzbietowe łapy.
      UWAGA: Przed stymulacją nerwu zawsze usuwaj nadmiar 0,9% NaCl otaczającego nerw za pomocą aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby upewnić się, że sygnał nie jest przewodzony do otaczającej tkanki.
    6. Aby zatrzymać pomiar, ponownie naciśnij Trigger collection w VI.
    7. Jeśli program automatycznie wykryje dwie szczytowe siły wyjściowe, kliknij Akceptuj. W przypadku, gdy program nie wybierze automatycznie tych sił wyjściowych, naciśnij Odrzuć i wybierz szczyty ręcznie. Dwie szczytowe siły wyjściowe zostaną uśrednione do średniej szczytowej siły wyjściowej (Rysunek 5).
    8. Oblicz czynną siłę mięśni, odejmując napięcie wstępne od średniej szczytowej siły wyjściowej.
    9. Zapisz siłę czynną dla każdego napięcia wstępnego, aby zobrazować trend i rozpoznać maksymalną siłę czynną (Rysunek 6). Można również użyć arkusza kalkulacyjnego.
  11. Pomiar izometrycznej siły tężcowej
    1. Po określeniu idealnej długości mięśnia, pozwól mięśniowi odpocząć przy zerowym obciążeniu wstępnym przez 5 minut przed rozpoczęciem skurczów mięśni tężcowych.
    2. W międzyczasie przełącz się z testu parametrów na test częstotliwości na VI i dostosuj intensywność bodźca do 10 V na bipolarnym urządzeniu stymulacyjnym
      3. .
    3. Utrzymuj opóźnienie i czas trwania impulsu bodźca na poziomie odpowiednio 2 ms i 0,4 ms.
    4. Zmierz siłę mięśni tężcowych izometrycznie, używając rosnących częstotliwości bodźców, zaczynając od 30 Hz z przyrostami co 30 Hz, aż do zaobserwowania maksymalnego plateau siły.
    5. Kliknij kolekcję Trigger i ustaw na z góry określoną optymalną długość mięśnia.
    6. Naciśnij przycisk Powtórz na bipolarnym stymulatorze, aby wywołać stymulację tężcową przez maksymalnie 5 sekund lub do momentu, gdy wyraźnie zaobserwuje się szczyt siły.
      UWAGA: Przed stymulacją nerwu zawsze usuwaj nadmiar 0,9% NaCl otaczającego nerw za pomocą aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby upewnić się, że sygnał nie jest przewodzony do otaczającej tkanki.
    7. Aby zebrać dane, ponownie naciśnij Trigger collection i udokumentuj maksymalną siłę wyjściową. W przypadku, gdy program nie wykryje automatycznie szczytowej maksymalnej siły wyjściowej, naciśnij Odrzuć i wybierz szczyt ręcznie.
    8. Pozwól mięśniowi ponownie odpocząć przy zerowym obciążeniu wstępnym przez 5 minut przed rozpoczęciem kolejnych skurczów mięśni tężcowych.
      UWAGA: Regularnie (mniej więcej co 5 minut) nawilżaj mięsień TA podgrzanym 0,9% NaCl (37 °C), aby zapobiec wychłodzeniu i wysuszeniu.
    9. Kontynuuj zwiększanie częstotliwości bodźca, aż do osiągnięcia maksymalnego plateau siły. Plateau siły zostanie zdefiniowane jako maksymalna izometryczna siła tężcowa.
      UWAGA: Po tym kroku usuń druty K, zszyj lub zszyj skórę i powtórz całą procedurę do przeciwległej kończyny tylnej, zaczynając od kroku 4.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Do pomiaru ITF wykorzystuje się pięć parametrów. Należą do nich: napięcie mięśniowe (siła wstępna), intensywność bodźca (napięcie), częstotliwość impulsów stymulujących, czas trwania bodźca wynoszący 0.4 ms oraz opóźnienie wynoszące 2 ms. Przed pomiarem ITF należy wyznaczyć optymalne napięcie mięśniowe, wykonując dwa pojedyncze skurcze mięśni przy intensywności 2 V podczas testu parametrów. Bodźce te powodują zgięcie grzbietowe łapy i generują sygnał wyjściowy na wykresie w VI (Rysunek 5). K...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten opisuje wcześniej zwalidowaną metodę uzyskiwania dokładnych maksymalnych pomiarów ITF mięśnia TA w modelu szczurzym32. Odzyskanie maksymalnej siły po eksperymentalnych zabiegach rekonstrukcji nerwu jest głównym przedmiotem zainteresowania w warunkach klinicznych, ponieważ dowodzi, że nerw nie tylko się regeneruje, ale także tworzy działające połączenia z mięśniem docelowym. ITF może być stosowany w modelu małej przerwy nerwowej, takim jak model nerwu kulszowegoszczur...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Neurological Disorders and Stroke of the National Institutes of Health pod numerem nagrody RO1 NS 102360. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i nie muszą one reprezentować oficjalnych poglądów National Institutes of Health.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% chlorek soduBaxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USAG130203
1 mm druty KirshneraPfizer Howmedica, Rutherford, NJN/A
Adson Tissue KleszczykiASSI, Westbury, NY, USAMTK-6801226
elektrod bipolarnychGrass Instrument, Quincy, MAStymulator
Trawa SD9, instrument do trawy, Quincy, MAN/A
Aplikatory z bawełnianą końcówkąCardinal Health, Waukegan, IL, USAC15055-006
Zakrzywione kleszczyki do komarówASSI, Westbury, NY, USAMTK-1201112
Przetwornik siły MDB-2.5Techniki przetwornika, Temecula, CABrak
Gąbki z gazy 4x4Covidien, Mansfield, MA, USA2733
uziemiającyInstrument do trawy, Quincy, MAN/A
Komora izofluranowaN/AN/AWykonane na zamówienie
ketaminaKetalar, Par Pharmaceutical, Kasztan, NJ42023-115-10
LabView SoftwareNational Instruments, Austin, TX
LoopN/AN/ACustom-made
Kleszcze mikrochirurgiczne zakrzywioneASSI, Westbury, Nowy Jork, USAJFA-5B
Nożyczki mikrochirurgiczneASSI, Westbury, Nowy Jork, USASAS-15R-8-18
Kleszcze mikrochirurgiczne prosteASSI, Westbury, Nowy Jork, USAJF-3
RetraktorASSI, Westbury, Nowy Jork, USAAG-124426
Ostrze skalpela nr 15Bard-Parker, Aspen Surgical, Kaledonia, MI, USA
Zszywacz do skóry Slim BodyCovidien, Mansfield, MA, USA8886803512
Subminiaturowa elektrodaAparat Harvard, Holliston, MABrak danych
Chirurgiczny stymulator nerwówPunkt kontrolny Chirurgiczny LCC, Cleveland, OH, USA9094
Terrell IsofluranePiramal Critical Care Inc., Betlejem, PA, USAH961J19A
Platforma testowaNie dotyczy
Nożyczki do tetontomiiASSI, Westbury, Nowy Jork, USAASIM-187
Identyfikowalny zegar / stoper z dużymi cyframiFisher Scientific, Waltham, MA, USAS407992
USB-6009 wielofunkcyjne urządzenie do akwizycji danych I/O (DAQ)National Instruments, Austin, TX779026-01
UchwytpróżniowyNoga Inżynieria & Technology Ltd., Shlomi, IsrealN/ADołączony zacisk jest wykonany na zamówienie
Waga (10 g)Denver Instruments, Denver, CO, USA820010.4
Waga (20 g)Denver Instruments, Denver, CO, USA820020.4
Waga (50 g)Denver Instruments, Denver, CO, USA820050.4
XylazineXylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Kanada1XYL002
bipolarny Nie dotyczy danych 371115 Nie dotyczy wykonane na zamówienie powiedział:

Bibliografia

  1. Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
  2. Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76(2018).
  3. Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
  4. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256(2014).
  5. Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
  6. Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
  7. Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
  8. Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404(2018).
  9. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  10. Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
  11. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  12. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  13. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
  14. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
  15. Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
  16. Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
  17. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  18. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  19. Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
  20. Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the "de Medinaceli" and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
  21. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  22. Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
  23. Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
  24. Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
  25. Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
  26. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  27. Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
  28. Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), Kaunas. (2019).
  29. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  30. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  31. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  32. Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
  33. Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
  34. Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
  35. Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
  36. Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
  37. Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
  38. Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
  39. Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
  40. Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
  41. Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
  42. Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
  43. Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
  44. Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
  45. Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580(2020).
  46. Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
  47. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  48. Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
  49. Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209(2017).
  50. Paul, R. J. Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). Sperelakis, N. , Academic Press. 801-821 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Nerw kulszowy szczuramodel regeneracji nerwukalibracja przetwornika siłyoptymalizacja długości mięśniastymulacja bipolarnastymulacja nerwu strzałkowegopomiar skurczu tężcowegoocena powrotu funkcji
Maksymalny izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.