Artykuł metodologiczny

Zastosowanie systemu RatWalker do analizy chodu w genetycznym modelu szczurzym choroby Parkinsona

DOI:

10.3791/62002

⸱

18 stycznia 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurological Sciences, University of Nebraska Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy system RatWalker, zbudowany przez przeprojektowanie aparatu MouseWalker, aby dostosować go do zwiększonych rozmiarów i wagi szczurów. System ten wykorzystuje sfrustrowane całkowite odbicie wewnętrzne (FTIR), szybkie przechwytywanie wideo i oprogramowanie do analizy w otwartym dostępie do śledzenia i ilościowego określania parametrów chodu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba Parkinsona (PD) jest postępującym zaburzeniem neurodegeneracyjnym spowodowanym utratą neuronów dopaminergicznych (DA) w istocie czarnej pars compacta. Nieprawidłowości chodu, w tym zmniejszone wymachiwanie ramion, wolniejsza prędkość chodzenia i krótsze kroki, są powszechne u pacjentów z chorobą Parkinsona i pojawiają się na wczesnym etapie choroby. W związku z tym kwantyfikacja wzorców motorycznych w zwierzęcych modelach PD będzie ważna dla charakterystyki fenotypowej w trakcie przebiegu choroby i po leczeniu terapeutycznym. Większość przypadków PD ma charakter idiopatyczny; jednak identyfikacja dziedzicznych form choroby Parkinsona ujawniła mutacje i warianty genów, takie jak mutacje powodujące utratę funkcji w Pink1 i Parkinie, dwóch białkach zaangażowanych w kontrolę jakości mitochondriów, które można wykorzystać do tworzenia modeli zwierzęcych. Podczas gdy myszy są odporne na neurodegenerację po utracie Pink1 i Parkiny (pojedyncza i połączona delecja), u szczurów niedobór Pink1, ale nie Parkiny, prowadzi do utraty neuronów Niger DA i upośledzenia motorycznego. W tym miejscu informujemy o użyteczności obrazowania FTIR w celu odkrycia zmian chodu u swobodnie chodzących młodych (w wieku 2 miesięcy) samców szczurów z połączoną utratą Pink1 i Parkin przed rozwojem rażących wizualnie widocznych nieprawidłowości motorycznych w miarę starzenia się tych szczurów (obserwowanych w wieku 4-6 miesięcy), charakteryzujących się ciągnięciem kończyn tylnych, jak wcześniej zgłaszano u szczurów z nokautem Pink1 (KO).

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

PD, najczęstsze neurodegeneracyjne zaburzenie ruchowe związane z wiekiem, jest spowodowane utratą neuronów DA w istocie czarnej pars compacta. Ta utrata neuronów nikralnych DA i wejść DA do prążkowia prowadzi do obserwowanych zaburzeń funkcji motorycznych obserwowanych u pacjentów z PD1,2. Definiujące cechy motoryczne pacjentów z PD, znane zbiorczo jako parkinsonizm, obejmują sztywność, drżenie spoczynkowe, bradykinezję, niestabilność postawy i micrographia3. Ponadto zaburzenia chodu, które są powszechne u pacjentów z chorobą Parkinsona, pojawiają się we wczesnym przebiegu choroby1,4,5. Chociaż sugeruje się, że niektóre style życia pomagają spowolnić postęp choroby Parkinsona, takie jak zdrowe odżywianie i regularne ćwiczenia, obecnie nie ma lekarstwa na chorobę Parkinsona, a jedynie leki do radzenia sobie z objawami. Pozostawia to miejsce na potrzebę dalszych badań w nadziei na poprawę terapii. Tak więc charakterystyka wzorca chodu w modelach zwierzęcych PD jest kluczowym narzędziem do scharakteryzowania znaczenia modelu, a także tego, w jaki sposób terapie terapeutyczne mające na celu kontrolowanie PD zapobiegają lub poprawiają zaburzenia motoryczne.

Istnieją różne modele zwierzęce PD, które były używane do testowania terapii terapeutycznych, jednak każdy z nich ma swoje ograniczenia. Na przykład modele zwierzęce leczone neurotoksyną 1-metylo-4-fenylo-1,2,3,6-tetrahydropirydyną (MPTP) dostarczyły wielu informacji na temat procesów ważnych dla utraty neuronów nigralnych DA i późniejszych adaptacji prążkowia oraz wskazały na rolę mitochondriów w patogenezie PD; jednak podłoże patogenetyczne modelu MPTP ma charakter toksyczny, a nie proces neurodegeneracyjny, jak w ludzkiej PD6. Dodatkowe chemicznie indukowane modele obejmują 6-hydroksydopaminę (6-OHDA) i rotenon. 6-OHDA był pierwszym środkiem stosowanym do indukowania PD poprzez selektywną akumulację leku w neuronach DA, który ostatecznie zabija neurony i prowadzi do objawów podobnych do PD. Model ten został po raz pierwszy użyty do śledzenia wyczerpania DA poprzez badanie zachowania w odpowiedzi na amfetaminę i apomorfinę7. Ta metoda indukcji PD okazała się przydatna do badań przesiewowych środków farmakologicznych, które wpływają na DA i jego receptory8. Podczas gdy model 6-OHDA jest doskonałym modelem do śledzenia wymiernych deficytów motorycznych, model ten nie pokazuje, w jaki sposób stopniowa utrata neuronów i tworzenie ciał Lewy'ego wpływa na zwierzę. Wykazano, że druga metoda indukcji, rotenon, powoduje postępującą degenerację neuronów nigrostriatalnych z utratą hydroksylazy tyrozynowej i transportera DA, co pozwala na lepszy model śledzenia utraty neuronów w czasie9. Szczury, którym podawano rotenon, wykazywały bradykinezję, niestabilność postawy i niestabilny chód10. Stwierdzono jednak, że metoda ta jest bardzo zróżnicowana między różnymi szczepami szczurów, co wywołało pytania, czy rotenon jest wiarygodnym modelem PD11,12,13. Chociaż wykazano, że indukcja PD u szczurów ma wpływ na analizę chodu, do tej pory genetycznie indukowane modele szczurów PD nie były chętnie wykorzystywane do analizy chodu poprzez swobodne chodzenie po pasie startowym.

Jednym ze sposobów analizy upośledzenia motorycznego u swobodnie chodzących gryzoni jest analiza kinematyczna chodu, którą można przeprowadzić za pomocą obrazowania FTIR. Ta sprawdzona metoda wykorzystuje optyczny czujnik dotykowy oparty na FTIR, który rejestruje i śledzi ślady gryzoni poruszających się po pasie startowym14,15,16. W porównaniu z innymi metodami, FTIR nie zależy od żadnych markerów na ciele zwierzęcia, które mogłyby zakłócać odciski łap. Generowanie danych wideo tworzy cyfrowe odciski łap wszystkich czterech kończyn, które można łączyć w celu stworzenia dynamicznego i powtarzalnego wzorca chodzenia dla różnych modeli gryzoni. Zasada analizy chodu opartej na obrazowaniu polega na pobraniu każdej łapy z osobna i zmierzeniu obszaru kontaktu w czasie, gdy gryzoń idzie po pasie startowym. Każda postawa jest reprezentowana przez zwiększenie powierzchni łapy (w fazie hamowania) i zmniejszenie powierzchni łapy (w fazie napędu). Jest to poprzedzone fazą wymachu, która ma miejsce, gdy nie wykryto sygnału łapy. Po ocenie wideo generowanych jest kilka parametrów, które można wykorzystać do porównania modelu typu dzikiego (WT) z modelem wyładowań niezupełnych. Niektóre przykłady parametrów to długość kroku (odległość, jaką łapa pokonuje w jednym kroku), czas trwania wymachu (czas, w którym łapa nie styka się z pasem startowym), prędkość wymachu (długość kroku w funkcji czasu trwania wymachu) i wzór kroku (kroki ukośne, stopnie boczne lub kroki pasowe).

Aby zademonstrować użyteczność FTIR do odkrywania wczesnych zmian wzorca chodu u szczurów, użyliśmy genetycznego modelu PD u szczurów. Podczas gdy większość przypadków PD jest idiopatyczna; Identyfikacja dziedzicznych form choroby Parkinsona ujawniła mutacje i warianty genów, takie jak mutacje powodujące utratę funkcji w Pink1 i Parkin, dwóch białkach zaangażowanych w kontrolę jakości mitochondriów17, które można wykorzystać do tworzenia modeli zwierzęcych18. Niestety, myszy są odporne na neurodegenerację po utracie tych białek (pojedynczych i połączonych)19,20,21. U szczurów niedobór Pink1, ale nie Parkiny, prowadzi do utraty neuronów nigral DA i upośledzenia motorycznego22, ale bez pełnej penetracji. W związku z tym wygenerowaliśmy połączony model szczura z podwójnym nokautem (DKO) Pink1/Parkin, który wyświetla jawny, wizualnie widoczny fenotyp przeciągania kończyn tylnych zgłoszony u samców szczurów Pink1 KO22, ale teraz w wyższym tempie: 100% w porównaniu z 30-50% samców w wieku 4-6 miesięcy.

Chociaż ta metoda działa dobrze do analizy deficytów motorycznych u myszy14, specyfikacje systemu obrazowania chodu FTIR dostosowane do wielkości i wagi szczurów były wcześniej niedostępne niekomercyjnie. Tutaj wyjaśniamy, jak zbudować RatWalker, zmodyfikowany system obrazowania chodu FTIR wzorowany na MouseWalker14, z wyjątkiem dostosowanego do wielkości i wagi szczurów. System ten wykorzystuje efekt optyczny, FTIR, aby zapewnić metodę wizualizacji, a następnie rejestrowania śladów zwierząt do analizy. Kontakt stopy zwierzęcia z falowodem optycznym (platformą) powoduje zakłócenia na ścieżce światła, co skutkuje widocznym efektem rozpraszania, który jest rejestrowany za pomocą domowego, szybkiego filmowania i przetwarzania za pomocą oprogramowania typu open source. Badanie to pokazuje moc obrazowania FTIR w badaniu zmian chodu w genetycznych szczurzych modelach PD. Na przykład, podczas gdy jawne wizualnie widoczne zmiany motoryczne (np. przeciąganie kończyn tylnych) obserwuje się u samców szczurów DKO najwcześniej w wieku 4 miesięcy, za pomocą FTIR jesteśmy w stanie odkryć nieprawidłowości bramkowe u samców szczurów DKO w wieku 2 miesięcy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Centrum Medycznego Uniwersytetu w Nebrasce.

1. Aparat chodu

UWAGA: Wzorowany na MouseWalker14, RatWalker został zaprojektowany z wymiarami proporcjonalnymi do różnicy w długości kroku między szczurami a myszami. Składa się z podświetlenia bocznego, obudowy chodnika, chodnika falowodu optycznego, lustra i kamery (rysunek S1). Po obu stronach chodnika zastosowano taśmy LED, zorientowane w pozycji naprzemiennej, a falowody podświetlane, aby pomieścić dodatkowy materiał. Materiały potrzebne do budowy zmodyfikowanego aparatu chodu znajdują się w tabeli S1.

  1. Użyj podświetlenia (Rysunek S2), aby stworzyć sylwetkę zwierzęcia, która jest wykorzystywana przez oprogramowanie do przypisywania pozycji, kierunku ruchu i cech morfometrycznych. Konstrukcja składa się z warstwowego panelu akrylowego dyfuzora, falowodu optycznego, reflektora i pasków świetlnych LED zamontowanych w standardowej aluminiowej ramie (tabela S1).
  2. Użyj obudowy chodnika (Rysunek S3), aby poprowadzić zwierzę po platformie i skierować zwierzę do klatki domowej. Konstrukcja składa się z przezroczystych arkuszy akrylowych zgrzewanych rozpuszczalnikowo z dichlorometanem (tabela S2).
  3. Użyj chodnika (Rysunek S4), aby zapewnić medium do generowania oświetlonych śladów stóp. Chodnik jest zbudowany z przezroczystego akrylu, który jest oświetlony z boku paskami LED i umieszczony w aluminiowym kątowniku (tabela S3).
  4. Umieść lustro (Rysunek S5) bezpośrednio pod chodnikiem pod kątem 45 stopni, aby odbić spód chodnika w celu filmowania. Zbudowany jest ze szklanego lustra o grubości 1/4 cala wspartego na akrylu i kątowych wsporników ustawionych w rzędzie (tabela S4).
  5. Filmuj za pomocą zamontowanej na statywie, szybkiej kamery sportowej o jakości domowej.

2. Konfiguracja sprzętu

  1. Ustaw podświetlenie, chodnik i lustro zgodnie z rysunkiem S1 na blacie, stole warsztatowym lub stabilnym wózku. Upewnij się, że każdy komponent jest wyśrodkowany w stosunku do chodnika.
  2. Korzystając z poziomicy, upewnij się, że komponenty są ustawione poziomo.
  3. Umieść obudowę chodnika na górze chodnika.
  4. Oczyść wszystkie powierzchnie kontaktowe 70% etanolem. Upewnij się, że używasz nierysującego ręcznika, aby zapobiec zarysowaniu chodnika.
  5. Zamontuj szybką kamerę na 57-calowym statywie i umieść ją w środkowej linii lustra, w odstępach wystarczająco daleko, aby uchwycić cały chodnik w polu widzenia. W menu ustawień wideo upewnij się, że szybka kamera jest ustawiona na akwizycję liniową w trybie 1080p przy 120 klatkach na sekundę (fps) z wyłączonym dowolnym typem automatycznej regulacji lub optymalizacji.
  6. Podłącz i włącz taśmy LED do podświetlenia i chodnika. Może być konieczne przyciemnienie podświetlenia, aby zmniejszyć przechwytywanie tła.

3. Aklimatyzacja zwierząt

UWAGA: Na tydzień przed pierwszym eksperymentem, przeprowadź zwierzęta przez zmodyfikowany aparat chodu.

  1. Umieść klatkę domową na końcu chodnika.
  2. Po zainstalowaniu wybiegu i zgaszeniu świateł umieść szczura na końcu chodnika naprzeciwko klatki domowej i pozwól mu przejść przez chodnik w niewymuszony sposób.
  3. Przeprowadź każdego szczura przez zmodyfikowany przyrząd chodu kilka razy, aż będzie mógł płynnie przejść przez cały chodnik.
  4. Powtórz proces dwa dni przed eksperymentem.

4. Procedura chodu

  1. Umieść klatkę domową na końcu chodnika przed rozpoczęciem każdego biegu, aby służyć jako pozytywna wskazówka dla szczura do przejścia przez chodnik.
  2. Wyłącz światła w pokoju, włącz kamerę i rozpocznij nagrywanie na kilka sekund przed umieszczeniem szczura na platformie.
    UWAGA: Upewnij się, że używasz karty pamięci, która jest oficjalnie zalecana przez producenta aparatu. Niepubliczna karta pamięci może nadal działać, ale nie ma gwarancji, że będzie rejestrować z rzekomą liczbą klatek na sekundę.
  3. Po zainstalowaniu wybiegu umieść szczura na końcu chodnika naprzeciwko klatki domowej i pozwól mu przejść przez chodnik w niewymuszony sposób.
  4. Zatrzymaj nagrywanie, gdy zwierzę dotrze do końca chodnika.
  5. Wyczyść chodnik przy użyciu 70% etanolu i nieściernego ręcznika między biegami i po oddaniu moczu lub kału przez zwierzę, a następnie pozwól etanolowi odparować przed wprowadzeniem kolejnego zwierzęcia.
  6. Przeprowadź szczury przez chodnik w sumie 7 razy w każdym okresie obserwacji, biorąc pierwsze trzy biegi, które zostaną uznane za pozytywne do analizy.
  7. Zaliczaj bieg jako podanie, jeśli zwierzę wykona cztery lub więcej kolejnych kroków w kierunku klatki domowej bez przerwy spowodowanej pielęgnacją, pauzami lub błędnymi ruchami.
    UWAGA: Dobrą praktyką jest rejestrowanie masy zwierząt przed każdą rundą pomiarów. W naszym badaniu WT (n = 7) i DKO (n = 8) ważyły odpowiednio 200,3 ± 21,67 g i 296,6 ± 3,85 g (p = 0,004, niesparowany test t z poprawką Welcha). Nie widzimy problemu ze szczurami w każdym wieku i wielkości.

5. Wstępne przetwarzanie wideo

UWAGA: Filmy zarejestrowane przez szybką kamerę są renderowane w formacie mp4 przy 120 klatkach na sekundę i rozdzielczości 1080p. Aby odciążyć oprogramowanie analityczne, najpierw przytnij niepotrzebny materiał filmowy i usuń dźwięk z każdego filmu za pomocą oprogramowania LosslessCut (wersja 3.23.7, https://github.com/mifi/lossless-cut), a następnie przekonwertuj strumień wideo mp4 na sekwencję obrazów png za pomocą oprogramowania open source FFmpeg (wersja 4.2, http://ffmpeg.org/). Uwaga: inne formaty bezstratne, takie jak tiff, mogą być używane zamiast png.

  1. Utwórz katalog na filmy na komputerze z systemem Windows 7 lub nowszym, a następnie przenieś filmy z urządzenia pamięci masowej kamery o dużej szybkości do nowo utworzonego katalogu. Ponadto skopiuj ffmpeg.exe do tej samej lokalizacji.
  2. W LosslessCut przeciągnij filmy do interfejsu, aby otworzyć. Odrzuć dźwięk, ustaw początkowy i końcowy punkt cięcia tak, aby obejmował tylko analitycznie istotną część wideo, ustaw format przechwytywania klatki na png i wyeksportuj. Po wyeksportowaniu wideo zmień nazwę pliku wideo, używając dowolnej konwencji nazewnictwa, a następnie "_trimmed".
  3. Aby przekonwertować wsadowo filmy na sekwencje obrazów, otwórz wiersz polecenia, ustaw katalog roboczy na lokalizację filmów za pomocą "cd [ścieżka do katalogu]" i uruchom następujące polecenia:
    for %i in (*) do mkdir "%~ni_cropped"
    for %i in (*) do mkdir "%~ni_trimmed"
    for /f "tokens=1 delims=." %a in ('dir /B *_trimmed.MP4') do ffmpeg -i "%a.MP4" "%a/%a_%04d.png"
  4. Po zakończeniu procesu wsadowego otwórz każdą sekwencję obrazów w ImageJ Fiji23 i przytnij sekwencję do obszaru zainteresowania (ROI) obejmującego obszar podłogi, w którym obserwuje się szczura.
  5. Aby zmniejszyć tło z oświetlenia chodnika, zwiększ minimalny balans kolorów kanału niebieskozielonego do 76.
  6. Zapisz jako sekwencję obrazów i zmień sufiks "_trimmed" na "_cropped", zapisując pliki w odpowiednim folderze "_cropped".

6. Przetwarzanie chodu

UWAGA: Dane chodu są przetwarzane i określane ilościowo za pomocą ogólnodostępnego oprogramowania, MouseWalker (http://biooptics.markalab.org/MouseWalker/)14.

  1. Rozpakuj i zainstaluj oprogramowanie MouseWalker na komputerze z 64-bitowym środowiskiem Windows z zainstalowanym programem Microsoft Excel.
  2. Po uruchomieniu MouseWalker.exe wykonaj wstępną kalibrację wagi dla każdego zestawu przebiegów. Załaduj sekwencję obrazów i za pomocą punktów orientacyjnych lub linijki uchwyconej na filmie zmierz dwa punkty znanej odległości. Oblicz liczbę pikseli na centymetr w klatce wideo i wprowadź tę wartość w sekcji parametrów formularza ustawień wraz z liczbą klatek na sekundę pobierania wideo.
  3. Podobnie zmierz głowę, ogon i stopy szczura, aby określić długość głowy, maksymalną szerokość i powierzchnię ogona, minimalną i maksymalną powierzchnię stopy oraz inne cechy niezbędne do wypełnienia sekcji parametrów śledzenia w formularzu ustawień MouseWalker. Zobacz http://biooptics.markalab.org/MouseWalker/, aby zapoznać się z instrukcją obsługi i inną dokumentacją.
  4. Aby uzyskać wartości obszaru ciała, otwórz tę samą sekwencję obrazów w ImageJ, narysuj zaznaczenie przedstawiające szczura i wykonaj liczenie pikseli w obszarze zainteresowania (ROI).
  5. Parametry i ustawienia użyte w tej publikacji (Rysunek S6).
    UWAGA: Parametry służą do ilustracji i zależą od skali filmu, sprzętu do akwizycji i warunków. Kalibracja i regulacja oprogramowania jest wymagana za każdym razem, gdy kamera lub sprzęt jest zmieniany. Uchwycenie urządzenia pomiarowego w akwizycji poprawia dokładność i ułatwia kalibrację.
  6. Po kalibracji załaduj każdą sekwencję obrazu. Wybranie opcji auto rozpocznie autonomiczne przypisywanie footprintów.
  7. Przewijaj każdą klatkę sekwencji, ręcznie korygując błędnie przypisane footprinty. Zapisz po wykonaniu tego kroku.
  8. Na koniec wybierz opcję Oceń, aby przetworzyć dane dotyczące pozycji śladu i ciśnienia. Seria wykresów, obrazów i arkusz kalkulacyjny z ilościowymi wskaźnikami chodu zostaną wyeksportowane do folderu wyników.

7. Analiza danych

  1. Użyj arkusza kalkulacyjnego wyeksportowanego na końcu każdej oceny, który zawiera ilościowe dane chodu dla każdego biegu. Połącz dane z każdego przebiegu i średnią na szczura. Wykreśl średnie dane i przetestuj istotność za pomocą GraphPad Prism w wersji 7.0a.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Utrzymanie kolonii szczurów
Generacja i charakterystyka szczurów Pink1 i Parkin single KO została opisana wcześniej22. Szczury Pink1 i Parkin z pojedynczym KO zostały uzyskane z SAGE Labs (a teraz dostępne w Envigo). Szczury DKO zostały wygenerowane przez skrzyżowanie szczurów Pink1-/- ze szczurami Parkin-/- w celu uzyskania szczurów Pink1+/-/Parkin+/-, które zostały skrzyżowane w celu uzyskania szczu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaburzenia chodu, w tym zmniejszony wymach ramion, wolniejsza prędkość chodzenia i krótsze kroki, są cechą charakterystyczną PD i występują we wczesnym okresie przebiegu choroby 1,5. Na przestrzeni lat opracowano kilka metod obserwacji i rejestrowania kroków w celu analizy chodu w modelach PD u gryzoni, z ręcznymi technikami ilościowego określania pozycji kroków prowadzącymi do zautomatyzowanych podejść, które są bardziej czułe i zdolne do wychwytywania parametró...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

KS i HF dziękują Fundacji Michaela J. Foxa na rzecz Badań nad Chorobą Parkinsona za wsparcie ich pracy nad chorobą Parkinsona.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aluminium
1,5" Kątownik aluminiowy (1/8" - 6063)Wymiary: 8'
Ilość: 8
1" Aluminiowa rura kwadratowa (1/16 "- 6063)Wymiary: 8'
Ilość: 4
32 Gauge Wymiary blachy: 10'
Ilość: 1
1" Rura aluminiowa (1/8" - 6063)Wymiary: 8'
Ilość: 1
Akryl
7/32" Przezroczysty arkuszakrylowy Wymiary: 4'x8'
Ilość: 2
1/8" Biały arkusz akrylowy 55% (2447)Wymiary: 4'x8'
Ilość: 1
Lustro
7/32" Wymiary szklanego lustra: 60 "x12"
Ilość: 1
< mocna>LED< / mocna>
5050 Taśma LED (zielona)Wymiary: 16,4 '
Ilość: 1
5050 Taśma LED Light (czerwona)Wymiary: 16,4 '
Ilość: 1
kamera< / mocna>
GoPro Hero 6 BlackIlość: 1
statywWymiary: 57 "
Ilość: 1
aluminiowej

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Behari, M., et al. Parkinson's disease. Annals of Indian Academy of Neurology. 14, Suppl 1 2-6 (2011).
  2. Kalia, L. V., Lang, A. E. Parkinson's disease. Lancet. 386 (9996), 896-912 (2015).
  3. Fahn, S. Description of Parkinson's disease as a clinical syndrome. Annals of the New York Academy of Sciences. 991, 1-14 (2003).
  4. Frenkel-Toledo, S., et al. Effect of gait speed on gait rhythmicity in Parkinson's disease: variability of stride time and swing time respond differently. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 2, 23(2005).
  5. Shulman, J. M., De Jager, P. L., Feany, M. B. Parkinson's disease: genetics and pathogenesis. Annual Review of Pathology. 6, 193-222 (2011).
  6. Klemann, C., Martens, G. J. M., Poelmans, G., Visser, J. E. Validity of the MPTP-Treated Mouse as a Model for Parkinson's Disease. Molecular Neurobiology. 53 (3), 1625-1636 (2016).
  7. Ungerstedt, U. Striatal dopamine release after amphetamine or nerve degeneration revealed by rotational behaviour. Acta Physiologica Scandinavian Supplementum. 367, 49-68 (1971).
  8. Beal, M. F. Experimental models of Parkinson's disease. Nature Reviews Neuroscience. 2 (5), 325-334 (2001).
  9. Betarbet, R., et al. Chronic systemic pesticide exposure reproduces features of Parkinson's disease. Nature Neuroscience. 3 (12), 1301-1306 (2000).
  10. Cannon, J. R., et al. A highly reproducible rotenone model of Parkinson's disease. Neurobiology of Disease. 34 (2), 279-290 (2009).
  11. Quary, S., et al. Major strain differences in response to chronic systemic administration of the mitochondrial toxin 3-nitropropionic acid in rats: implications for neuroprotection studies. Neuroscience. 97 (3), 521-530 (2000).
  12. Cicchetti, F., Drouin-Ouellet, J., Gross, R. E. Environmental toxins and Parkinson's disease: what have we learned from pesticide-induced animal models. Trends in Pharmacological Sciences. 30 (9), 475-483 (2009).
  13. Greenamyre, J. T., Cannon, J. R., Drolet, R., Mastroberardino, P. G. Lessons from the rotenone model of Parkinson's disease. Trends in Pharmacological Sciences. 31 (4), 142-143 (2010).
  14. Mendes, C. S., et al. Quantification of gait parameters in freely walking rodents. BMC Biology. 13, 50(2015).
  15. Hamers, F. P., Lankhorst, A. J., van Laar, T. J., Veldhuis, W. B., Gispen, W. H. Automated quantitative gait analysis during overground locomotion in the rat: its application to spinal cord contusion and transection injuries. Journal of Neurotrauma. 18 (2), 187-201 (2001).
  16. Hamers, F. P., Koopmans, G. C., Joosten, E. A. CatWalk-assisted gait analysis in the assessment of spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 23 (3-4), 537-548 (2006).
  17. Pickrell, A. M., Youle, R. J. The roles of PINK1, parkin, and mitochondrial fidelity in Parkinson's disease. Neuron. 85 (2), 257-273 (2015).
  18. Dawson, T. M., Ko, H. S., Dawson, V. L. Genetic animal models of Parkinson's disease. Neuron. 66 (5), 646-661 (2010).
  19. Gispert, S., et al. Parkinson phenotype in aged PINK1-deficient mice is accompanied by progressive mitochondrial dysfunction in absence of neurodegeneration. PLoS One. 4 (6), 5777(2009).
  20. Goldberg, M. S., et al. Parkin-deficient mice exhibit nigrostriatal deficits but not loss of dopaminergic neurons. Journal of Biological Chemistry. 278 (44), 43628-43635 (2003).
  21. Kitada, T., Tong, Y., Gautier, C. A., Shen, J. Absence of nigral degeneration in aged parkin/DJ-1/PINK1 triple knockout mice. Journal of Neurochemistry. 111 (3), 696-702 (2009).
  22. Dave, K. D., et al. Phenotypic characterization of recessive gene knockout rat models of Parkinson's disease. Neurobiology of Disease. 70, 190-203 (2014).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  24. Hruska, R. E., Kennedy, S., Silbergeld, E. K. Quantitative aspects of normal locomotion in rats. Life Sciences. 25 (2), 171-179 (1979).
  25. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  26. Kunkel-Bagden, E., Dai, H. N., Bregman, B. S. Methods to assess the development and recovery of locomotor function after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 119 (2), 153-164 (1993).
  27. Jacobs, B. Y., Kloefkorn, H. E., Allen, K. D. Gait Analysis Methods for Rodent Models of Osteoarthritis. Current Pain and Headache Reports. 18 (10), 456(2014).
  28. Boix, J., von Hieber, D., Connor, B. Gait Analysis for Early Detection of Motor Symptoms in the 6-OHDA Rat Model of Parkinson's Disease. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 12, 39(2018).
  29. Zhou, M., et al. Gait analysis in three different 6-hydroxydopamine rat models of Parkinson's disease. Neuroscience Letters. 584, 184-189 (2015).
  30. Vandeputte, C., et al. Automated quantitative gait analysis in animal models of movement disorders. BMC Neuroscience. 11, 92(2010).
  31. Chuang, C. S., et al. Quantitative evaluation of motor function before and after engraftment of dopaminergic neurons in a rat model of Parkinson's disease. Journal of Biomedical Science. 17, 9(2010).
  32. Baldwin, H. A., Koivula, P. P., Necarsulmer, J. C., Whitaker, K. W., Harvey, B. K. Step Sequence Is a Critical Gait Parameter of Unilateral 6-OHDA Parkinson's Rat Models. Cell Transplantation. 26 (4), 659-667 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Gait AnalysisRatWalker SystemParkinson s Disease ModelGenetic Rat ModelKinematic Gait AnalysisPink1 Parkin DeficiencyMotor ImpairmentFTIR ImagingStance PhaseSwing Duration

Powiązane artykuły