Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Oznaczanie zawartości ligniny w biomasie roślinnej przy użyciu kwasu tioglikolowego (TGA)

10.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62055

⸱

24 lipca 2021

 ,  , 
1Department of Plant and Soil Science, Texas Tech University, 2Fiber and Biopolymer Research Institute (FBRI), Department of Plant and Soil Science, Texas Tech University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy zmodyfikowaną metodę TGA do szacowania zawartości ligniny w biomasie roślin zielnych. Metoda ta szacuje zawartość ligniny poprzez tworzenie specyficznych wiązań tioeterowych z ligniną i ma przewagę nad metodą Klasona, ponieważ wymaga stosunkowo małej próbki do oszacowania zawartości ligniny.

Streszczenie

Lignina to naturalny polimer, który jest drugim najpowszechniejszym polimerem na Ziemi po celulozie. Lignina osadza się głównie w wtórnych ścianach komórkowych roślin i jest aromatycznym heteropolimerem składającym się głównie z trzech monolignoli o znaczącym znaczeniu przemysłowym. Lignina odgrywa ważną rolę we wzroście i rozwoju roślin, chroni przed stresami biotycznymi i abiotycznymi, a także wpływa na jakość paszy dla zwierząt, drewna i przemysłowych produktów ligninowych. Dokładne oszacowanie zawartości ligniny jest niezbędne zarówno dla podstawowego zrozumienia biosyntezy ligniny, jak i przemysłowych zastosowań biomasy. Metoda kwasu tioglikolowego (TGA) jest wysoce wiarygodną metodą szacowania całkowitej zawartości ligniny w biomasie roślinnej. Metoda ta polega na oszacowaniu zawartości ligniny poprzez utworzenie tioeterów z grupami ligniny w alkoholu benzylowym, które są rozpuszczalne w warunkach zasadowych i nierozpuszczalne w warunkach kwaśnych. Całkowita zawartość ligniny jest szacowana za pomocą standardowej krzywej wygenerowanej z komercyjnej ligniny bambusowej.

Wprowadzenie

Lignina jest jednym z kluczowych składników nośnych ścian komórkowych roślin i drugim najpowszechniejszym polimerem na Ziemi1. Pod względem chemicznym lignina jest usieciowanym heteropolimerem składającym się ze złożonych związków fenolowych o dużej masie cząsteczkowej, które stanowią naturalne, odnawialne źródło polimerów aromatycznych i syntezy biomateriałów2,3. Ten naturalny polimer odgrywa znaczącą rolę we wzroście, rozwoju, przetrwaniu, wsparciu mechanicznym, sztywności ścian komórkowych, transporcie wody, transporcie minerałów, odporności na wyleganie, rozwoju tkanek i narządów, odkładaniu energii oraz ochronie przed stresami biotycznymi i abiotycznymi4,5,6,7. Lignina składa się głównie z trzech różnych monolignolów: alkoholi koniferylu, sinapylu i p-kumarylu, które pochodzą ze szlaku fenylowo-propanoidowego8,9. Ilość ligniny i skład monomerów różnią się w zależności od gatunku rośliny, typu tkanki/organu i różnych etapów rozwoju rośliny10. Lignina jest szeroko klasyfikowana jako lignina z drewna iglastego, twardego i trawiastego w zależności od źródła i składu monolignolu. Drewno iglaste składa się głównie z 95% alkoholu iglastego z 4% alkoholi p-kumarylowych i 1% alkoholi sinapylowych. Drewno liściaste zawiera alkohole koniferylowe i sinapylowe w równych proporcjach, podczas gdy lignina trawiasta składa się w różnych proporcjach z alkoholi igorylowych, sinapylowych i p-kumarylowych11,12. Skład monomerów ma kluczowe znaczenie, ponieważ określa siłę ligniny, rozkład i degradację ściany komórkowej, a także określa strukturę molekularną, rozgałęzianie i sieciowanie z innymi polisacharydami13,14.

Badania nad ligniną zyskują na znaczeniu w zbieractwie, przemyśle tekstylnym, przemyśle papierniczym, a także w produkcji bioetanolu, biopaliw i bioproduktów ze względu na ich niski koszt i dużą obfitość15,16. Do ilościowego oznaczania ligniny stosowano różne metody chemiczne (np. bromek acetylu, kwaśne detergenty, klason i utlenianie nadmanganianu) wraz z metodami instrumentalnymi (np. spektroskopia bliskiej podczerwieni (NIR), spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) i spektrofotometria ultrafioletowa (UV)) do oznaczania ilościowego ligniny9,17. Metody analizy ligniny są ogólnie klasyfikowane na podstawie promieniowania elektromagnetycznego, grawimetrii i rozpuszczalności. Zasada oznaczania ligniny za pomocą promieniowania elektromagnetycznego opierała się na właściwości chemicznej ligniny, dzięki której pochłania ona światło o określonych długościach fal. Wyniki te zostały oszacowane w oparciu o zasadę, że lignina ma silniejszą absorbancję UV niż węglowodany. W 1962 roku Bolker i Somerville użyli granulek chlorku potasu do oszacowania zawartości ligniny w drewnie18. Metoda ta ma jednak wady w szacowaniu zawartości ligniny w próbkach zielnych ze względu na obecność związków fenolowych innych niż lignina oraz brak odpowiedniego współczynnika ekstynkcji. W 1970 roku Fergus i Goring odkryli, że maksima absorpcji związku gwajakylu i syringylu wynosiły 280 nm i 270 nm, co poprawiło kwestię współczynnika ekstynkcji metody Bolkera i Somerville'a19. Później spektroskopia w podczerwieni, bardzo czuła technika charakteryzowania fenoli, była również stosowana do szacowania ligniny z niewielką ilością próbek biomasy roślinnej. Jednym z przykładów takiej technologii była spektrofotometria z transformacją Fouriera z odbiciem dyfuzyjnym. Tej metodzie brakuje jednak odpowiedniego standardu podobnego do metody UV20. Później zawartość ligniny oszacowano za pomocą NIRS (spektroskopia bliskiej podczerwieni) i NMR (spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego). Chociaż metody te mają wady, nie zmieniają one struktury chemicznej ligniny, zachowując jej czystość20.

Grawimetryczna metoda Klason jest bezpośrednią i najbardziej wiarygodną metodą analityczną do szacowania ligniny zdrewniałych łodyg. Podstawą grawimetrycznego oszacowania ligniny jest hydroliza/solubilizacja związków nieligninowych oraz pobranie nierozpuszczalnej ligniny do grawimetrii21. W tej metodzie węglowodany są usuwane przez hydrolizę biomasy ze skoncentrowanymH2SO4 w celu ekstrakcji reszty ligniny20,22. Zawartość ligniny oszacowana tą metodą jest znana jako lignina nierozpuszczalna w kwasie lub lignina Klason. Zastosowanie metody Klason zależy od gatunku rośliny, typu tkanki i rodzaju ściany komórkowej. Obecność zmiennych ilości składników niezwiązanych z ligniną, takich jak garbniki, polisacharydy i białka, powoduje proporcjonalne różnice w ocenie zawartości ligniny nierozpuszczalnej w kwasach. W związku z tym metoda Klason jest zalecana tylko do szacowania ligniny biomasy o wysokiej zawartości ligniny, takiej jak zdrewniałe łodygi17,23. Metody rozpuszczalności, takie jak bromek acetylu (AcBr), lignina nierozpuszczalna w kwasach i kwas tioglikolowy (TGA) są najczęściej stosowanymi metodami oznaczania zawartości ligniny z różnych źródeł biomasy roślinnej. Kim i wsp. ustalili dwie metody ekstrakcji ligniny przez solubilizację. Pierwsza metoda ekstrahuje ligninę jako nierozpuszczalną resztę poprzez solubilizację celulozy i hemicelulozy, podczas gdy druga metoda oddziela ligninę we frakcji rozpuszczalnej, pozostawiając celulozę i hemicelulozę jako nierozpuszczalną pozostałość24.

Podobne metody stosowane do oceny ligniny na podstawie rozpuszczalności to metody kwasu tioglikolowego (TGA) i bromku acetylu (AcBr)25. Zarówno metoda TGA, jak i bromek acetylu szacują zawartość ligniny, mierząc absorbancję rozpuszczonej ligniny przy 280 nm; jednak metoda AcBr degraduje ksylany podczas procesu solubilizacji ligniny i wykazuje fałszywy wzrost zawartości ligniny26. Metoda tioglikolanu (TGA) jest bardziej wiarygodną metodą, ponieważ zależy od specyficznego wiązania z grupami tioeterowymi grup alkoholowych benzylowych ligniny z TGA. Lignina związana z TGA jest wytrącana w warunkach kwaśnych przy użyciu HCl, a zawartość ligniny jest szacowana na podstawie jej absorbancji przy 280 nm27. Metoda TGA ma dodatkowe zalety w postaci mniejszych modyfikacji strukturalnych, rozpuszczalnej formy oceny ligniny, mniejszej interferencji ze strony składników innych niż lignina oraz precyzyjnego oszacowania ligniny dzięki specyficznemu wiązaniu z TGA.

Ta metoda TGA jest modyfikowana w zależności od rodzaju próbki biomasy roślinnej użytej do oszacowania zawartości ligniny. W tym przypadku zmodyfikowaliśmy i dostosowaliśmy szybką metodę TGA słomek ryżowych27 do tkanek bawełnianych, aby oszacować zawartość ligniny. Krótko mówiąc, wysuszone sproszkowane próbki roślinne poddano buforowi do solubilizacji białek i ekstrakcji metanolem w celu usunięcia białek i frakcji rozpuszczalnej w alkoholu. Pozostałość nierozpuszczalną w alkoholu poddano działaniu TGA i wytrącono ligninę w warunkach kwaśnych. Wygenerowano standardową krzywą ligniny przy użyciu komercyjnej ligniny bambusowej i uzyskano linię regresji (y = mx+c). Wartość "x" wykorzystuje średnie wartości absorbancji ligniny przy 280 nm, natomiast wartości "m" i "c" zostały wprowadzone z linii regresji w celu obliczenia nieznanego stężenia ligniny w próbkach biomasy roślin bawełny. Metoda ta dzieli się na pięć faz: 1) przygotowanie próbek roślin; 2) mycie próbek wodą i metanolem; 3) traktowanie osadu TGA i kwasem w celu wytrącenia ligniny; 4) wytrącanie ligniny; oraz 5) przygotowanie krzywej wzorcowej i oszacowanie zawartości ligniny w próbce. Pierwsze dwie fazy koncentrują się przede wszystkim na przygotowaniu materiału roślinnego, a następnie na ekstrakcji wodą, PSB (buforem do solubilizacji białek) i metanolem w celu uzyskania materiału nierozpuszczalnego w alkoholu. Następnie poddano go działaniu TGA (kwasu tioglikolowego) i HCl, tworząc kompleks z ligniną w trzeciej fazie. Na koniec HCl użyto do wytrącenia ligniny, która została rozpuszczona w wodorotlenku sodu w celu zmierzenia jej absorbancji przy 280 nm28.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie próbek roślin

  1. Zbierz dwumiesięczne rośliny bawełny ze szklarni (Rysunek 1A).
  2. Delikatnie odwróć doniczki, aby oddzielić ziemię i korzenie od nienaruszonych korzeni bocznych, spulchniając glebę wokół rośliny (Rysunek 1B).
  3. Dokładnie umyj zebrane rośliny na tacach wypełnionych wodą, aby usunąć cały brud (dla próbek korzeniowych) (Rysunek 1C).
  4. Użyj ręczników papierowych do wysuszenia oddzielonych tkanek korzeni, łodyg i liści i oznacz je (Rysunek 1D). Suszyć na powietrzu przez 2 dni w temperaturze pokojowej, aby zapobiec zanieczyszczeniu grzybami (Rysunek 1E).
  5. Przenieść próbki tkanek do oznakowanych pojemników/folii aluminiowych i inkubować w inkubatorze o kontrolowanej temperaturze w temperaturze 49 °C przez 7 do 10 dni (Rysunek 1F).
    UWAGA: Wyższe temperatury mogą zmienić strukturę ligniny. Alternatywnie, liofilizator może być używany do suszenia próbek przez 1 do 2 dni bez powodowania jakichkolwiek zmian chemicznych w biomasie roślinnej.
  6. Użyj ostrza, aby pociąć wysuszoną tkankę inkubatora na kawałki o wielkości 5 mm lub alternatywnie użyj młynka do biomasy, aby zmielić tkanki roślinne ( Rysunek 1G, Rysunek 1H).
    UWAGA: Młynek/ostrze do biomasy należy wyczyścić po każdym cięciu/zmieleniu próbki.
  7. Przenieść pociętą tkankę/biomasę zmielony materiał roślinny do fiolek do mielenia i zmielić na drobny proszek o wielkości 1 mm za pomocą młynka zamrażającego lub młynka kriogenicznego z płynemN2.
  8. Miel próbki przez trzy cykle z szybkością 10 CPS (każdy cykl trwa 2 minuty) na jednolity proszek (Rysunek 1I, 1J, 1K).
    UWAGA: W tym momencie eksperyment można wstrzymać, a próbki można przechowywać w temperaturze pokojowej w hermetycznych pojemnikach do długotrwałego przechowywania.

2. Mycie próbek wodą, PSB i metanolem

  1. Zmierz i zapisz masę wszystkich pustych probówek do mikrofuge o pojemności 2 ml używanych do szacowania zawartości ligniny w zeszycie laboratoryjnym.
  2. Przenieść 20 mg zmielonej próbki w proszku do wstępnie zważonej probówki. Zważ probówkę z tkanką i sproszkowaną tkanką i zapisz te masy w zeszycie laboratoryjnym.
  3. Inkubować wszystkie probówki do mikrofuge o pojemności 2 ml (z otwartymi pokrywkami) z 20 mg sproszkowanej tkanki w bloku grzewczym lub piecu w temperaturze 60 °C przez 1 godzinę.
  4. Po inkubacji próbki schładzać przez 10 minut w temperaturze pokojowej (RT).
  5. Dodaj 1,8 ml wody do każdej probówki do mikrofuge i wymieszaj przez wirowanie. Następnie odwirować przy 25 200 x g (15 000 obr./min) przez 10 minut w temperaturze pokojowej i odrzucić supernatant (Rysunek 2).
  6. Dodać 1,8 ml buforu do rozpuszczania białek (PSB) (Tabela 1) do każdego zatrzymanego osadu i wymieszać przez wirowanie. Wirować przy 25 200 x g (15 000 obr./min) przez 10 minut w temperaturze pokojowej i wyrzucić supernatant.
  7. Powtórzyć krok 2.6 ponownie dla każdej próbki.
  8. Dodaj 1,8 ml wody do każdej granulki, wymieszaj przez wirowanie i odwiruj przy 25 200 x g (15 000 obr./min) przez 10 min. Po odwirowaniu zachowaj osad i wyrzuć supernatant.
  9. Do zatrzymanego osadu dodać 1,8 ml metanolu i inkubować w bloku grzewczym o temperaturze 60 °C przez 20 minut. Następnie odwirować przy 25 200 x g (15 000 obr./min) przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Po odwirowaniu wyrzuć supernatant i zachowaj osad (Rysunek 2).
  10. Powtórzyć krok 2.9 ponownie dla każdej próbki.
  11. Wysuszyć granulkę na powietrzu w temperaturze pokojowej lub natychmiast przystąpić do suszenia próżniowego. Suszyć próżniowo za pomocą suszarki próżniowej w temperaturze 30 °C przez 2 do 3 godzin lub do całkowitego wyschnięcia granulatu.
    UWAGA: W tym momencie eksperyment można wstrzymać przez suszenie na powietrzu przez noc lub kontynuować przez suszenie próżniowe.
  12. Po wysuszeniu zważyć probówki z próbkami z wysuszonym osadem i zapisać masę obok odpowiedniej masy pustej probówki w zeszycie laboratoryjnym. Oszacuj wagę granulki, odejmując te dwie wartości. Masy te zostaną wykorzystane do oceny ligniny pod koniec procesu ekstrakcji ligniny.
  13. W tym momencie ekstrakcji ligniny należy uwzględnić komercyjną ligninę bambusową w celu wygenerowania krzywej standardowej ligniny. Odmierz dostępną w handlu ligninę bambusową do oddzielnych probówek w zakresie od 0,5 mg do 5 mg w odstępach co 0,5 mg (0,5 mg, 1 mg, 1,5 mg, 2 mg, 3 mg, 3,5 mg, 4 mg, 4,5 mg i 5,0 mg). Zmierzyć każde stężenie trzykrotnie dla trzech kontrprób technicznych.
    UWAGA: Od tego momentu wzorce zmierzone w powyższym kroku były przetwarzane w taki sam sposób, jak próbki, które zostały wysuszone.

3. Obróbka granulatu TGA i kwasem w celu wytrącenia ligniny

  1. Badany przetwarzał próbki z powyższego etapu, wraz ze zmierzonymi wzorcami, do obróbki TGA (kwas tioglikolowy).
  2. Dodać 1 ml 3 N HCl (Tabela 1) i 100 μL TGA do każdej granulki.
  3. Wirować i inkubować w nagrzanym bloku grzewczym o temperaturze 80 °C przez 3 godziny w dygestoriach (Rysunek 2).
    UWAGA: Etap ogrzewania w temperaturze 80 °C musi być monitorowany. Wzrost wysokiego ciśnienia może otworzyć pokrywy i doprowadzić do rozlania chemikaliów. Zalecane są probówki z zakrętką, ale probówki o pojemności 2 ml mogą być luźno zakryte na tym etapie jako alternatywa, aby zapobiec takim rozlaniu.
  4. Po inkubacji schłodzić probówki w temperaturze pokojowej przez 10-15 minut i odwirować przy 25 200 x g (15 000 obr./min) przez 10 minut przy temperaturze RT.
    UWAGA: Odpady powstałe z kwasów i rozpuszczalników organicznych należy oddzielić i przechowywać w szklanych pojemnikach z wentylowanymi nakrętkami. Do zbierania odpadów kwasowych TGA i odpadów kwasowych należy używać oddzielnych szklanych pojemników.
  5. Po odwirowaniu wyrzucić supernatant i zachować osad. Dodać 1 ml wody, wymieszać przez wirowanie i odwirować przy 25 200 x g (15 000 obr./min) przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
  6. Po odwirowaniu odrzucić supernatant i wymieszać osad w 1 N NaOH przez 24 godziny w temperaturze 37 °C wytrząsarka/mieszalnik termiczny przy niskiej prędkości (Rysunek 2).
    UWAGA: Ten czas inkubacji może być skrócony do 1 godziny7.
  7. Po inkubacji odwirować probówki do mikrofermentacji o pojemności 2 ml przy 25 200 x g (15 000 obr./min) przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Zachowaj supernatant do następnego etapu.
    UWAGA: Zabieg polega na użyciu silnych kwasów i innych substancji chemicznych, które mają charakter. W związku z tym zaleca się noszenie odpowiednich środków ochrony osobistej przez cały proces oceny ligniny. TGA ma silny nieprzyjemny zapach i ma charakter. Dlatego zaleca się stosowanie wyłącznie w dygestorium.

4. Wytrącanie ligniny

  1. Przenieść supernatant do świeżej probówki do mikrofermentacji o pojemności 2 ml i dodać 200 μl stężonego HCl. Inkubować w temperaturze 4 °C przez 4 godziny lub przez noc (Rysunek 2).
    UWAGA: W tym momencie proces ekstrakcji można wstrzymać, przedłużając etap chłodzenia do nocy.
  2. Wirować przy 25 200 x g (15 000 obr./min) przez 10 minut w temperaturze pokojowej i rozpuścić osad w 1 ml 1 N NaOH.
  3. Inkubować w wytrząsarce w temperaturze pokojowej przez 10 minut, aby całkowicie zawiesić osad w NaOH.
  4. Na koniec zmierzyć absorbancję próbek przy 280 nm za pomocą spektrofotometru i porównać ze standardową krzywą ligniny.
  5. Zmierzyć nieznane stężenie ligniny, używając wartości linii regresji krzywej kalibracyjnej i absorbancji ekstrahowanych próbek przy 280 nm.

5. Przygotowanie krzywej wzorcowej i oszacowanie ligniny w próbce

  1. Roztwory wzorcowe ligniny należy przetwarzać w taki sam sposób, jak próbki doświadczalne z obróbki TGA.
  2. Mierz komercyjne standardy ligniny bambusowej w krokach co 0,5 mg, zaczynając od 0,5 mg, 1 mg, 1,5 mg, 2 mg, 2,5 mg, 3,0 mg, 3,5 mg, 4,0 mg, 4,5 mg i 5 mg. Następnie przetworzyć za pomocą TGA, HCl, rozpuścić w 1 N NaOH, a następnie zmierzyć absorbancję przy 280 nm (Rysunek 3A).
  3. Użyj wartości odczytów stężenia ligniny i absorbancji, aby wygenerować rozproszony wykres standardowej krzywej ligniny (Rysunek 3B).
  4. Do oszacowania nieznanej zawartości ligniny w przygotowanych próbkach należy użyć linii regresji y = mx+c wygenerowanej na wykresie rozproszonym, wykorzystując wartości "x" ze średnich absorbancji wyekstrahowanych próbek przy 280 nm oraz wartości "m" i "c" z linii regresji krzywej standardowej ligniny.
  5. Podzielić zawartość ligniny w wynikowej wartości y przez całkowitą masę próbki biomasy roślinnej suszonej próżniowo/powietrznie po ekstrakcji metanolem w mg (około 15 mg), aby uzyskać stężenie ligniny na mg. Następnie pomnóż tę wartość przez 100, aby obliczyć procentową zawartość ligniny na mg.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Porównano dwie różne linie eksperymentalne bawełny pod kątem różnic w zawartości ligniny w różnych tkankach. Zawartość wyekstrahowanej ligniny w każdej próbce mierzono przy 280 nm i odnotowano odpowiadające im wartości absorbancji. Średnie wartości absorbancji każdego powtórzenia biologicznego porównano z linią regresji krzywej wzorcowej ligniny (Tabela 2, Rysunek 3C). Linię regresji y = mx + c wykorzystano do obliczenia nieznanej zawartości ligniny w wyekstrahowanych liniac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Lignina odgrywa znaczącą rolę we wzroście i rozwoju roślin, a ostatnio jest szeroko badana pod kątem zastosowań w biopaliwach, bioenergetyce i bioproduktach. Lignina jest bogata w związki aromatyczne, które są magazynowane we wszystkich wtórnych ścianach komórkowych roślin naczyniowych. Ma kilka zastosowań przemysłowych, takich jak produkty z paneli drewnianych, biodyspergatory, flokulanty, pianki poliuretanowe oraz w żywicach płytek drukowanych 29,30,31.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie ma dla nich konfliktu interesów.

Podziękowania

Dziękujemy Departamentowi Nauk o Roślinach i Glebie oraz Cotton Inc. za częściowe wsparcie tego badania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
BioSpectrofotometr kinetycznyEppendorf kinetic6136000010Do pomiaru absorbancji przy 280 nm
WirówkaEppendorf5424Do wirowania  próbek
Lignina bambusowa handlowaAldrich1002171289Stosowany do przygotowania krzywej wzorcowej
Woda destylowanaFischer Scientific16690382Stosowany w protokół
Rurki FalconVWR734-0448Pojemniki na roztwory
Młyn zamrażalniczySpex Sample Prep68-701-15Do drobnego mielenia próbek tkanek roślinnych
Blok grzewczy/ Mieszalnik termicznyEppendorf13527550Do etapów o kontrolowanej temperaturze podczas ekstrakcji ligniny
Mieszadło z płytą grzejnąWalterWP1007-HSSłuży do przygotowywania roztworów
Kwas solny (HCL)Sigma221677Stosowany w protokole
InkubatorFisherbrand150152633Do dokładnego suszenia próbek tkanek roślinnych
Waga pomiarowaMettler toledo30243386Do pomiaru masy tkanek roślinnych, wzorców i probówek do mikrofuge
Metanol (100 %)Fischer Scientific67-56-1Używany w protokole
Probówki do mikrofuge (2 ml)MikrowirówkaZ628034-500EAPojemniki do ekstrakcji ligniny
Biomasa roślinna gerinderHanchenAmazonkaSłuży do kruszenia suszonych próbek
pH-metrFisher ScientificAE150Pomiar pH roztworów przygotowanych do ekstrakcji ligniny
Inkubator/piekarnik z kontrolowaną temperaturąFisher Scientific15-015-2633Użyte w protokole
Kwas tioglikolowy (TGA)Sigma Aldrich68-11-1Stosowany w protokole
Suszarka próżniowaEppendorf22820001Używany do suszenia próbek
Mieszalnik wirowyEppendorf3340001Do prawidłowego mieszania próbek

Bibliografia

  1. Freudenberg, K., Neish, A. C. Constitutionand Biosynthesis of Lignin. , Springer-Verlag Inc. New York, NY. 129(1968).
  2. Chio, C., Sain, M., Qin, W. Lignin utilization: A review of lignin depolymerization from various aspects. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 107, 232-249 (2019).
  3. Sun, Z., Fridrich, B., de Santi, A., Elangovan, S., Barta, K. Bright Side of Lignin Depolymerization: Toward New Platform Chemicals. Chemical Reviews. 118, 614-678 (2018).
  4. Xu, F. Cereal Straw as a Resource for Sustainable Biomaterials and Biofuels. Sun, R. C. , Elsevier. 9-47 (2010).
  5. Liu, Q., Luo, L., Zheng, L. Lignins: Biosynthesis and Biological Functions in Plants. International Journal of Molecular Sciences. 19, 335(2018).
  6. Ithal, N., et al. Developmental transcript profiling of cyst nematode feeding cells in soybean roots. Molecular Plant-Microbe Interactions. 20, 510-525 (2007).
  7. Moura, J. C. M. S., et al. Abiotic and Biotic Stresses and Changes in the Lignin Content and Composition in Plants. Journal of Integrative Plant Biology. 52, 360-376 (2010).
  8. Vanholme, R., Morreel, K., Ralph, J., Boerjan, W. Lignin engineering. Current Opinion In Plant Biology. 11, 278-285 (2008).
  9. Lupoi, J. S., Singh, S., Parthasarathi, R., Simmons, B. A., Henry, R. J. Recent innovations in analytical methods for the qualitative and quantitative assessment of lignin. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 49, 871-906 (2015).
  10. Mendu, V., et al. Identification and thermochemical analysis of high-lignin feedstocks for biofuel and biochemical production. Biotechnology for Biofuels. 4, 43(2011).
  11. Shrotri, A., Kobayashi, H., Fukuoka, A. Advances in Catalysis. Song, C. 60, Academic Press. 59-123 (2017).
  12. Brunow, G. Biorefineries-Industrial Processes and Products: Status Quo and Future Directions. 2, 151-163 (2008).
  13. Constant, S., et al. New insights into the structure and composition of technical lignins: a comparative characterisation study. Green Chemistry. , (2016).
  14. Shimada, N., Tsuyama, T., Kamei, I. Rapid Determination of Thioglycolic Acid Lignin for Various Biomass Samples. Mokuzai Gakkaishi. 65, 25-32 (2019).
  15. Li, X., Weng, J. K., Chapple, C. Improvement of biomass through lignin modification. The Plant Journal: For Cell and Molecular Biology. 54, 569-581 (2008).
  16. Ponnusamy, V. K., et al. A review on lignin structure, pretreatments, fermentation reactions and biorefinery potential. Bioresource Technology. 271, 462-472 (2019).
  17. Hatfield, R., Fukushima, R. S. Can Lignin Be Accurately Measured. Crop Science. 45, 832-839 (2005).
  18. Bolker, H., Somerville, N. Ultraviolet spectroscopicstudies of lignin in solid state. I. Isolated lignin preparations. Tappi Journal. 72, 826-829 (1962).
  19. Fergus, B. J., Goring, D. A. I. The distribution of lignin in birchwood as determined by ultraviolet microscopy. Holzforschung. 24, 118-124 (1970).
  20. Schultz, T. P., Templeton, M. C., McGinnis, G. D. Rapid determination of lignocellulose by diffuse reflectance Fourier transform infrared spectrometry. Analytical Chemistry. 57, 2867-2869 (1985).
  21. Dence, C. W. The Determination of Lignin. Methods in Lignin Chemistry. Lin, S. Y., Dence, C. W. , (1992).
  22. Adler, E. Lignin chemistry-past, present and future. Wood Science and Technology. 11, 169-218 (1977).
  23. Brinkmann, K., Blaschke, L., Polle, A. Comparison of different methods for lignin determination as a basis for calibration of near-infrared reflectance spectroscopy and implications of lignoproteins. Journal of Chemical Ecology. 28, 2483-2501 (2002).
  24. Pandey, M. P., Kim, C. S. Lignin Depolymerization and Conversion: A Review of Thermochemical Methods. Chemical Engineering & Technology. 34, 29-41 (2011).
  25. Moreira-Vilar, F. C., et al. The acetyl bromide method is faster, simpler and presents best recovery of lignin in different herbaceous tissues than Klason and thioglycolic acid methods. PLoS One. 9, 110000(2014).
  26. Hatfield, R. D., Grabber, J., Ralph, J., Brei, K. Using the Acetyl Bromide Assay To Determine Lignin Concentrations in Herbaceous Plants: Some Cautionary Notes. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 47, 628-632 (1999).
  27. Suzuki, S., et al. High-throughput determination of thioglycolic acid lignin from rice. Plant Biotechnology. 26, 337-340 (2009).
  28. Nakatsubo, F., Tanahashi, M., Higuchi, T. Acidolysis of Bamboo Lignin II : Isolation and Identification of Acidolysis Products. Wood research. 53, 9-18 (1972).
  29. Aro, T., Fatehi, P. Production and Application of Lignosulfonates and Sulfonated Lignin. ChemSusChem. 10, 1861-1877 (2017).
  30. Frei, M. Lignin: Characterization of a Multifaceted Crop Component. The Scientific World Journal. 2013, 436517(2013).
  31. Lora, J. H., Glasser, W. G. Recent Industrial Applications of Lignin: A Sustainable Alternative to Nonrenewable Materials. Journal of Polymers and the Environment. 10, 39-48 (2002).
  32. Wang, R., Zhou, B., Wang, Z. Study on the Preparation and Application of Lignin-Derived Polycarboxylic Acids. Journal of Chemistry. 2019, 5493745(2019).
  33. Welker, C. M., et al. Engineering Plant Biomass Lignin Content and Composition for Biofuels and Bioproducts. Energies. 8, 7654-7676 (2015).
  34. Mendu, V., et al. Global bioenergy potential from high-lignin agricultural residue. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109, 4014-4019 (2012).
  35. Brinkmann, K., Blaschke, L., Polle, A. Comparison of Different Methods for Lignin Determination as a Basis for Calibration of Near-Infrared Reflectance Spectroscopy and Implications of Lignoproteins. Journal of Chemical Ecology. 28, 2483-2501 (2002).
  36. Moreira-Vilar, F. C., et al. The Acetyl Bromide Method Is Faster, Simpler and Presents Best Recovery of Lignin in Different Herbaceous Tissues than Klason and Thioglycolic Acid Methods. PLoS One. 9, 110000(2014).
  37. Iwaasa, A. D., Beauchemin, K. A., Acharya, S. N., Buchanan-Smith, J. G. Effect of stage of maturity and growth cycle on shearing force and cell wall chemical constituents of alfalfa stems. Canadian Journal of Animal Science. 76, 321-328 (1996).
  38. Arai-Sanoh, Y., et al. Genotypic Variations in Non-Structural Carbohydrate and Cell-Wall Components of the Stem in Rice, Sorghum, and Sugar Vane. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. , 1105072478(2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Metoda TGAoznaczanie ligninyekstrakt nierozpuszczalny w alkoholukrzywa wzorcowalignina bambusaanaliza spektrofotometrycznamasa ścian komórkowych
Oznaczanie zawartości ligniny w biomasie roślinnej przy użyciu kwasu tioglikolowego (TGA)
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.