Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Specyficzna dla miejsca acetylacja lizyny histonów do rekonstytucji nukleosomów przy użyciu ekspansji kodu genetycznego w Escherichia coli

3.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62113

⸱

26 grudnia 2020

 , 
1Department of Chemistry, Texas A&M University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy metodę ekspresji acetylowanych białek histonowych za pomocą ekspansji kodu genetycznego i składania odtworzonych nukleosomów in vitro.

Streszczenie

Acetylowane białka histonowe mogą być łatwo wyrażane w Escherichia coli, kodując zmutowaną, specyficzną dla N ε-acetylo-lizyny (AcK) syntetazę tRNA (MmAcKRS1) i jej pokrewne tRNA (tRNAPyl) do łączenia odtworzonych mononukleosomów z specyficznymi dla miejsca acetylowanymi histonami. MmAcKRS1 itRNA Pyl dostarczają AcK do bursztynowego miejsca mutacji w wybranym mRNA podczas translacji w Escherichia coli. Technika ta była szeroko stosowana do włączania AcK w miejscach lizyny H3. Syntetaza pirolizylo-tRNA (PylRS) może być również łatwo ewoluowana w celu włączenia innych niekanonicznych aminokwasów (ncAA) w celu modyfikacji lub funkcjonalizacji białek specyficznych dla miejsca. Tutaj szczegółowo opisujemy metodę włączania AcK przy użyciu systemu MmAcKRS1 do histonu H3 i integracji acetylowanych białek H3 z odtworzonymi mononukleosomami. Acetylowane odtworzone mononukleosomy mogą być stosowane w testach biochemicznych i wiążących, określaniu struktury i nie tylko. Otrzymywanie zmodyfikowanych mononukleosomów ma kluczowe znaczenie dla projektowania eksperymentów związanych z odkrywaniem nowych oddziaływań i zrozumieniem epigenetyki.

Wprowadzenie

WykorzystaliśmyPylRS i tRNA Pyl do syntezy i montażu odtworzonych mononukleosomów z acetylowanymi histonami specyficznymi dla danego miejsca. PylRS okazał się nieoceniony jako narzędzie do rozszerzania kodu genetycznego do produkcji białek z modyfikacjami potranslacyjnymi (PTM) i został genetycznie wyewoluowany w celu włączenia około 200 różnych ncAA. PylRS zawiera bursztynowy kodon stop, usuwając konkurencję z innymi aminokwasami podczas translacji. PylRS został po raz pierwszy odkryty w archeonach metanogennych i od tego czasu jest wykorzystywany w biologii chemicznej do włączania nowych reaktywnych grup chemicznych do białek1,2.

MmAcKRS1 powstał z Methanosarcina mazei PylRS i jest często używany w naszym laboratorium do syntezy acetylowanych białek3,4,5,6. MmAcKRS1 dostarcza AcK do bursztynowego miejsca mutacji w wybranym mRNA podczas translacji w Escherichia coli. Technika ta była wcześniej stosowana do włączania AcK w miejscach lizyny histonu H3 K4, K9, K14, K18, K23, K27, K36, K56, K64 i K79 w celu zbadania aktywności sirtuiny 1, 2, 6 i 7 na acetylowanych mononukleosomach sup<="xref">4,5,6. Tutaj szczegółowo opisujemy tę metodę ekspresji acetylowanych histonów i odtwarzania acetylowanych nukleosomów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Budowa plazmidu

  1. Zacznij od podjęcia decyzji, które białko histonowe zostanie acetylowane i w którym miejscu lizyny. Zmutuj miejsce do bursztynowego kodonu stop (TAG) za pomocą mutagenezy skierowanej do miejsca.
    UWAGA: Istnieją cztery wcześniej zaprojektowane plazmidy wykorzystywane do ekspresji białek histonowych. Wszystkie cztery białka histonowe sklonowano do wektora pETDuet-1 z N-końcowym znacznikiem histydyny. Histone H4 zawiera również znacznik SUMO, pochodzenie replikacji colE1 o liczbie kopii około 40, oporny na ampicylinę i promotor T7.
    1. Zaprojektuj startery do przodu i do tyłu, które zawierają mutację TAG w pożądanym miejscu (zastępując istniejący kodon lizyny bursztynowym kodonem stop) w jednym z czterech plazmidów białka histonowego.
    2. Użyj PCR z całym plazmidem, aby amplifikować TAG zawierający plazmid. Określ odpowiednią temperaturę wyżarzania dla podkładów. Ogólnie rzecz biorąc, temperatura topnienia (Tm) starterów minus 5 °C będzie wystarczająca. W przypadku wystąpienia trudności z uzyskaniem produktu PCR, można zastosować gradient temperatury około Tm - 5 °C w celu optymalizacji temperatury wyżarzania w celu amplifikacji.
      UWAGA: W tym eksperymencie użyto polimerazy PFU wyrażanej we własnym zakresie przez 30 cykli w następujących warunkach: 94 °C przez 30 s (denaturacja), temperatura wyżarzania przez 30 s i 72 °C przez 6 minut (lub 1 min na kilopary zasad). Więcej informacji na temat tego typu metody PCR można znaleźć w Liu and Naismith7.
    3. Wyczyść produkt PCR za pomocą zestawu do czyszczenia PCR, postępując zgodnie z protokołem producenta. Analizować produkt PCR za pomocą elektroforezy w żelu agarozowym, a następnie barwienia bromkiem etydyny.
    4. Związać plazmid przez inkubację z ligazą T4 przez noc w temperaturze 16 °C.
  2. Najpierw przekształć plazmid zawierający TAG (AmpR) w chemicznie kompetentną Escherichia coli. Wybierz co najmniej 4 kolonie z transformacji i oczyść plazmid. Przygotować zapasy komórek każdego z nich za pomocą glicerolu przy użyciu standardowych metod i przechowywać w temperaturze -80 °C. Wysłać do sekwencjonowania, aby potwierdzić pożądaną mutację TAG.
  3. Po potwierdzeniu sekwencji przekształć plazmid zawierający TAG (AmpR) z pEVOL-AckRS (ChlR) w chemicznie kompetentne komórki BL21 z delecją lizyny histonowej (jedyna znana w E. coli.) delecjonecie komórek BL21 przy użyciu metody szoku cieplnego. pEVOL to plazmid o pochodzeniu p15A od średniej do niskiej liczby kopii.
    UWAGA: Seria plazmidów pEVOL została skonstruowana na podstawie wcześniejszych badań, które wykazały, że zwiększona ekspresja ortogonalnej paryaaRS / tRNA Tyr była skuteczna w zmniejszaniu skracania białek i zwiększaniu ogólnej wydajności zmutowanych białek8. Jeśli komórki delecyjne CobB nie są dostępne, przejdź do chemicznie kompetentnych komórek BL21. CobB jest podobną do sirtuiny deacetylazą lizyny histonowej, a nikotynamid może być dodawany w końcowym stężeniu 5 mM podczas ekspresji białka histonowego, aby zahamować CobB jako alternatywne podejście9.
  4. Zrób zapas komórek i przechowuj w temperaturze -80 °C.

2. Ekspresja acetylowanego białka histonowego

  1. Przygotować 1 l autoklawizowanej pożywki 2YT (lub objętości do wyboru) w kolbie hodowlanej.
  2. Zaszczepić 20 ml pożywki 2YT zawierającej odpowiednie antybiotyki z kotransformowanym zapasem komórek, który ma plazmid zawierający TAG (AmpR) i pEVOL-AckRS (ChlR) i rosnąć w temperaturze 37 °C do OD = 0,6 (4-6 h).
  3. Dodać odpowiednie antybiotyki do 1 l autoklawowanej pożywki 2YT i zaszczepić 20 ml kultury starterowej. Rosnąć w temperaturze 37 °C do OD = 0,6-0,8 (2-3 h).
  4. Dodać środki indukujące i acetylolizynę (AcK) do końcowych stężeń IPTG 1 mM, 0,2% arabinozy i AcK 5 mM.
  5. Hoduj kulturę w temperaturze 37 °C przez 6-8 godzin.
  6. Komórki w granulkach po 2 700 x g przez 15 min.
  7. Przechowywać osad komórkowy w temperaturze -80 °C przez noc.
  8. Począwszy od tego etapu, próbkę należy cały czas utrzymywać na lodzie. Rozpuścić osad komórkowy w 50 ml buforu do lizy histonów na 1 l hodowli.
  9. Sonikacja według następującego cyklu: 1 s wł., 1 s wyłączona, całkowity czas włączenia: 3 min przy amplitudzie 60%.
  10. Korpusy wtrącające granulki przy 41 600 x g przez 45 min.
  11. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić ciała inkluzyjne w 30 ml buforu do lizy histonów. Inkluzja granulki wróży przy 41 600 x g przez 30 min.
  12. Odrzucić sklarowany osad i ponownie zawiesić inkluzje w 30 ml buforu do przemywania osadów. Korpusy wtrącające granulki o wymiarach 41 600 x g przez 30 min.
  13. Odrzucić sklarowany osad i rozpuścić inkluzje w 25 ml 6 M buforu chlorowodorku guanidyny (GuHCl). Inkubować z mieszaniem w temperaturze 37 °C przez 1 h.
    UWAGA: W razie potrzeby ciała inkluzyjne mogą być inkubowane z mieszaniem przez noc w temperaturze 4 °C.
  14. Inkluzja osadu wróży przy 41 600 x g przez 45 min. Inkubować supernatant z 1 ml żywicy Ni-NTA w równowadze z 6 M buforem GuHCl przez 2 godziny.
  15. Kontynuuj oczyszczanie Ni-NTA w warunkach denaturacji. Przemyć kolumnę 3 objętościami kolumny buforu do przemywania kolumny. Elute acetylowane białko histonowe za pomocą 10 ml buforu elucyjnego.
    UWAGA: Próba zagęszczenia białka tutaj jest opcją, ale acetylowane histony są bardzo nieprzewidywalne i mogą łatwo się wytrącić. Nie zaleca się zagęszczania większej objętości całkowitej niż 2 ml.
  16. Intensywnie dializuj acetylowane białko histonowe w stosunku do 5% buforu kwasu octowego w celu usunięcia soli. Dializować przez 3 godziny jednorazowo w temperaturze 4 °C, wymieniając bufor na świeży co najmniej 6 razy.
    UWAGA: Aby poprawić czystość białka, istnieje możliwość dializacji przy użyciu czystej wody. Powoduje to jednak znaczne wytrącanie i zmniejszenie plonu, co może być niepożądane w przypadku acetylowanych białek histonowych o niskiej wydajności.
  17. Podwielokrotność i liofilizacja białka i przechowywanie w nieskończoność w temperaturze -80 °C. Białka histonowe typu dzikiego dają na ogół 10-50 mg/l, podczas gdy acetylowane białka histonowe dają mniej niż 10 mg/l, w zależności od konkretnego miejsca lizyny. Na przykład H3K79Ac wynosi średnio 5 mg/l.

3. Ekspresja białka histonowego typu dzikiego

  1. Aby złożyć pełne nukleosomy, ekspresję wszystkich 4 białek histonowych. Podczas wyrażania i oczyszczania histonów typu dzikiego protokół jest taki sam jak w przypadku histonów acetylowanych, z wyjątkiem następujących:
    1. Nie wykonuj kotransformacji. Nie należy stosować pEVOL-AcKRS do ekspresji histonów typu dzikiego. Odpowiednio dostosuj antybiotyki.
    2. Nie używaj linii komórkowej delecji CobB ani nie dodawaj nikotynamidu, AcK lub arabinozy podczas indukcji ekspresji komórkowej.

4. Przygotowanie DNA 601

UWAGA: Poprzednio zaprojektowana zoptymalizowana sekwencja DNA do kierowania pozycjonowaniem nukleosomów jest składana z oktamerów histonowych, aby wytworzyć mononukleosom z wysoką wydajnością. Ta sekwencja jest określana jako DNA 601 lub sekwencja Widoma. Sekwencja ta stała się standardową sekwencją DNA do badań in vitro nukleosomów od testów przebudowy chromatyny do pomiarów pojedynczych cząsteczek10.

  1. Aby przygotować znaczne ilości DNA 601 do złożenia nukleosomów, przekształć pGEM-3z / 601 w komórki Top 10 i wyhoduj 10 ml kultury do amplifikacji i ekstrakcji plazmidu. Użyj zestawu do ekstrakcji plazmidu i postępuj zgodnie z zaleceniami producenta.
  2. Do tego protokołu amplifikacji należy użyć polimerazy PFU wyrażanej we własnym zakresie (bardziej wydajnej). Przygotuj reakcję PCR: Do reakcji 250 μL użyj 207,5 μl autoklawizowanego MQH 2O, 25 μL 10x buforu PFU, 5 μl Starter do przodu: ctggagaatcccggtgccg, 5 μL Reverse Primer: acaggatgtatatatctgacacg, 5 μL mieszanki dNTP, 2,5 μl enzymu PFU. Zwykle przeprowadzamy 60 reakcji jednocześnie, aby uzyskać wystarczającą ilość DNA do złożenia.
  3. Stosować temperaturę wyżarzania 52 °C przez 30 s i czas przedłużenia 30 s w przypadku stosowania polimerazy PFU. W przeciwnym razie postępuj zgodnie z warunkami zalecanymi przez producenta.
  4. Po zakończeniu PCR użyj wybranego zestawu do czyszczenia PCR, aby oczyścić produkt PCR.

5. Montaż oktamera histonu

  1. Rozpuścić podwielokrotności granulek białka histonowego H2A, H2B, H3 i H4 tak, aby w buforze GuHCl znajdował się oddzielny zapas każdego białka histonowego o całkowitej objętości 100 μl.
  2. Obliczyć stężenie każdego białka histonowego, mierząc absorbancję A280.
  3. Jeśli absorbancja jest większa niż 1 dla dowolnego białka, rozcieńczyć buforem GuHCl, aby uzyskać dokładniejsze stężenie.
  4. Połączyć białka H2A i H2B w stosunku molowym 1:1 i rozcieńczyć do całkowitego stężenia białka 4 μg/μL. Powtórzyć dla H3 i H4.
  5. Dializować sekwencyjnie w temperaturze 4 °C w stosunku do buforu 2 M TE przez noc, buforu 1 M TE przez 2 godziny i buforu 0,5 M TE przez 5 godzin UWAGA: Drugi i trzeci etap dializy powoduje wytrącanie się niestabilnych konformacji białka. Na tych etapach spodziewane są obfite opady.
  6. Usunąć osady przez odwirowanie w temperaturze 16 800 x g w temperaturze 4 °C.
  7. Ponownie oblicz stężenie dimerów histonowych (mieszanina H2A/H2B) i tetramerów (mieszanina H3/H4) mierzących absorbancję A280.
  8. Wymieszaj dimery i tetramery w stosunku molowym 1:1 i dostosuj NaCl do 2 M przez dodanie stałego NaCl.
  9. Oktamer histonowy może być przechowywany w temperaturze 4 °C i jest bardziej stabilny niż dimery i tetramery. Nigdy nie zamrażaj oktamera histonowego, ponieważ może to spowodować demontaż.
  10. W przypadku składania z acetylowanymi histonami, po prostu zastąp białko typu dzikiego białkiem acetylowanym w procedurze.

6. Montaż nukleosomów

  1. Użyj 100-krotnego buforu TE i stałego NaCl, aby dostosować 601 DNA do buforu 2M TE. Dodaj 601 DNA w buforze 2M TE do oktamera histonowego w stosunku molowym od 0,85:1 do 0,90:1. Niższy stosunek DNA może zostać dodany, jeśli wolne DNA jest obecne w analizie przesunięcia żelu.
  2. Przenieść mieszaninę DNA-histon do worka do dializy i umieścić w około 200 ml buforu 2M TE (lub więcej w przypadku składania wielu próbek) i bardzo delikatnie wymieszać w temperaturze 4 °C.
  3. Ustaw pompę perystaltyczną na przedmuchiwanie, aby powoli kapała w buforze TE bez soli. Gdy objętość mniej więcej się podwoi, wylej połowę objętości. Zrób to w sumie co najmniej 4 razy. Przy użyciu pompy może to zająć 4-8 godzin, w zależności od objętości początkowej. Nukleosomy powstają, gdy stężenie soli zmniejsza się do 150 mM (mierzone miernikiem zasolenia).
  4. Po zmniejszeniu stężenia soli do 150 mM, dializuj przez noc w buforze 20 mM TE.
  5. Usunąć osady przez odwirowanie i zmierzyć stężenie nukleosomów przez odczyt A260 za pomocą czytnika płytek.
  6. Dodać proteazę His-TEV (TEV: nukleosom 1:30, w:w) i inkubować przez noc w temperaturze 4 °C w celu usunięcia wszystkich znaczników histydyny. Usuń zanieczyszczenia znacznikiem histydyny z roztworu nukleosomu za pomocą żywicy Ni-NTA w dół.
  7. Aby ustawić nukleosom i homogenizować próbkę, inkubować w temperaturze 60 °C przez 1 h.
    UWAGA: W przypadku miejsc acetylowanych, które są szczególnie niestabilne, ten krok może nie być wskazany.
  8. Przechowywać nukleosomy przez krótki okres (kilka tygodni) w temperaturze 4 °C.
  9. W przypadku długotrwałego przechowywania należy dializować nukleosomy w buforze magazynowym i przechowywać w temperaturze -80 °C.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dimery, tetramery i oktamery można ocenić, przeprowadzając elektroforezę na żelu SDS PAGE 12% (Rysunek 1 oraz Rysunek 2). Tutaj widać, że niektóre acetylowane tetramery mają niższą wydajność niż inne (Rysunek 1). W rzeczywistości, im bliżej regionu rdzeniowego, tym niższa obserwowana wydajność. Najprawdopodobniej wynika to z faktu, że acetylacja utrudnia składanie tetrameru w miarę zbliżania się do r...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niezbędne jest przestrzeganie tego protokołu w każdym szczególe podczas eksperymentu. Nukleosomy nie są zbyt stabilne i wiele prób i błędów włożono w określenie tego protokołu. Kluczowe jest usuwanie osadów na każdym etapie (lub zawsze, gdy jest obserwowane), ponieważ cząstki stałe mogą łatwo zakłócać procesy montażu. Próbki histonów należy zawsze przechowywać na lodzie. Jeśli nukleosomy są przechowywane w temperaturze 4 °C zbyt długo, mogą ulec spontanicznemu rozkładowi. Pamiętaj, aby sprawdzić wszystkie próbki za pomoc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Żaden z autorów nie ma sprzecznych interesów finansowych, które mógłby zadeklarować.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Dr. Wesleyowi Wangowi za stworzenie podstaw dla tego protokołu i jego cenne wsparcie. Ta praca była częściowo wspierana przez National Institutes of Health (Granty R01GM127575 i R01GM121584) oraz Welch Foundation (Grant A-1715).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,5 M TE BuforNANA 0,5 M NaCl, 20 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 7,8
1 M TE BuforNANA 1 M NaCl, 20 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 7,8
100x TE
2 M TE BuforNANA2 M NaCl, 20 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 7,8
20 mM TE BuforNANA 20 mM NaCl, 20 mM Tris, 1 mM EDTA, pH 7,8
6 M GuHCl6M chlorek guanidyny, 20 mM Tris, 500 mM NaCl, pH 8,0
Bufor do płukania kolumnyNA NA NA6 M mocznik, 500 mM NaCl, 20 mM Tris, 20 mM imidazol pH 7,8
Bufor elucyjnyNANA
Pompa do transportu chemikaliów o zmiennym przepływieFischer Scientific15-077-67
Proteaza
Bufor do lizy histonówNANA 60mM Tris, 100 mM NaCl, 0,5% Triton-X100 (v/v), 1 mM PMSF pH 8,0
Ni-NTA Żywica6 M mocznik, 500 mM NaCl, 20 mM Tris, 250 mM imidazol, pH 7,8
PCR Zestaw do czyszczeniaEpokowe godziny życia2360050
Bufor do przemywania peletówNANA 60mM Tris, 100 mM NaCl, pH 8,0
petDUET-His-SUMO-TEV-H4
petDUET-His-TEV-H2A
petDUET-His-TEV-H2B
petDUET-His-TEV-H3
pEVOL-AckRSAddgene137976
pGEM-3z/601Addgene26656
Bufor magazynującyNANA 20mM NaCl, 20 mM Tris, 20 mM NaCl, 1 mM EDTA, 20% glicerolu, pH 7,8
Termocykler
Bufor NA NA acetylolizyny Fisherbrand His-TEV

Bibliografia

  1. Srinivasan, G., James, C. M., Krzycki, J. A. Pyrrolysine encoded by UAG in Archaea: Charging of a UAG-Decoding specialized tRNA. Science. 296 (5572), 1459-1462 (2002).
  2. Wan, W., Tharp, J. M., Liu, W. R. Pyrrolysyl-tRNA synthetase: an ordinary enzyme but an outstanding genetic code expansion tool. Biochimica Et Biophysica Acta. 1844 (6), 1059-1070 (2014).
  3. Umehara, T., et al. N-Acetyl lysyl-tRNA synthetases evolved by a CcdB-based selection possess N-acetyl lysine specificity in vitro and in vivo. FEBS Letters. 586 (6), 729-733 (2012).
  4. Hsu, W. W., Wu, B., Liu, W. R. Sirtuins 1 and 2 are universal histone deacetylases. ACS Chemical Biology. 11 (3), 792-799 (2016).
  5. Wang, W. W., Zeng, Y., Wu, B., Deiters, A., Liu, W. R. A chemical biology approach to reveal Sirt6-targeted histone H3 sites in nucleosomes. ACS Chemical Biology. 11 (7), 1973-1981 (2016).
  6. Wang, W. W., et al. A click chemistry approach reveals the chromatin-dependent histone H3K36 deacylase nature of SIRT7. Journal of the American Chemical Society. 141 (6), 2462-2473 (2019).
  7. Liu, H., Naismith, J. H. An efficient one-step site-directed deletion, insertion, single and multiple-site plasmid mutagenesis protocol. BMC Biotechnology. 8 (1), 91(2008).
  8. Young, T. S., Ahmad, I., Yin, J. A., Schultz, P. G. An enhanced system for unnatural amino acid mutagenesis in E. coli. Journal of Molecular Biology. 395 (2), 361-374 (2010).
  9. Gallego-Jara, J., Écija Conesa, A., de Diego Puente, T., Lozano Terol, G., Cánovas Díaz, M. Characterization of CobB kinetics and inhibition by nicotinamide. PLoS One. 12 (12), 0189689(2017).
  10. Lowary, P. T., Widom, J. New DNA sequence rules for high affinity binding to histone octamer and sequence-directed nucleosome positioning. Journal of Molecular Biology. 276 (1), 19-42 (1998).
  11. Zhao, B., et al. The molecular basis of tight nuclear tethering and inactivation of cGAS. Nature. 587 (7835), 673-677 (2020).
  12. Burdette, D. L., Vance, R. E. STING and the innate immune response to nucleic acids in the cytosol. Nature Immunology. 14 (1), 19-26 (2013).
  13. Barber, G. N. Innate immune DNA sensing pathways: STING, AIMII and the regulation of interferon production and inflammatory responses. Current Opinion in Immunology. 23 (1), 10-20 (2011).
  14. Ablasser, A., et al. cGAS produces a 2'-5'-linked cyclic dinucleotide second messenger that activates STING. Nature. 498 (7454), 380-384 (2013).
  15. Gao, P., et al. Cyclic [G(2',5')pA(3',5')p] is the metazoan second messenger produced by DNA-activated cyclic GMP-AMP synthase. Cell. 153 (5), 1094-1107 (2013).
  16. Zhao, B., et al. A conserved PLPLRT/SD motif of STING mediates the recruitment and activation of TBK1. Nature. 569 (7758), 718-722 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Acetylacja histon wekspresja w Escherichia coliacetylacja specyficzna dla miejscamonta mononukleosomuniekanoniczne aminokwasysyntetaza pyrrolyzylo tRNAoktamer histonowymodyfikacja potranslacyjna
Specyficzna dla miejsca acetylacja lizyny histonów do rekonstytucji nukleosomów przy użyciu ekspansji kodu genetycznego w Escherichia coli
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.