Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie 3D włókien kolagenowych PDL podczas ortodontycznego ruchu zębów w mysim modelu żuchwy

5.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62149

⸱

15 kwietnia 2021

 ,  ,  , 
1Department of Oral Medicine, Infection and Immunity, School of Dental Medicine, Harvard University

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy protokół generowania ruchów zębów ortodontycznych u myszy oraz metody wizualizacji 3D włókien kolagenowych i naczyń krwionośnych więzadła przyzębia bez sekcji.

Streszczenie

Ortodontyczny ruch zębów to złożony proces biologiczny polegający na zmianie struktury tkanek miękkich i twardych w wyniku działania sił zewnętrznych. Aby zrozumieć te złożone procesy przebudowy, kluczowe znaczenie ma badanie tkanek zęba i przyzębia w ich kontekście 3D, a tym samym zminimalizowanie wszelkich fragmentów i artefaktów tkankowych. Modele mysie są często wykorzystywane w biologii rozwojowej i strukturalnej, a także w biomechanice ze względu na ich niewielkie rozmiary, wysokie tempo metabolizmu, genetykę i łatwość obsługi. W zasadzie czyni to je również doskonałymi modelami do studiów związanych z stomatologią. Jednak główną przeszkodą jest ich mały rozmiar zębów, w szczególności zębów trzonowych. Niniejsza praca ma na celu przedstawienie krok po kroku protokołu generowania ortodontycznych ruchów zębów oraz dwóch metod obrazowania 3D włóknistego komponentu więzadła przyzębia zęba trzonowego żuchwy myszy. Pierwsza z przedstawionych metod opiera się na ustawieniu mikrotomografii komputerowej umożliwiającej obrazowanie wzmacniające fazę świeżych tkanek kolagenowych. Drugą metodą jest metoda oczyszczania kości z wykorzystaniem cynamonianu etylu, która umożliwia obrazowanie przez kość bez cięcia i zachowuje endogenną fluorescencję. Połączenie tej metody oczyszczania z myszami reporterowymi, takimi jak Flk1-Cre; TdTomato zapewniło pierwszą w swoim rodzaju możliwość zobrazowania naczyń krwionośnych 3D w PDL i kości wyrostka zębodołowego.

Wprowadzenie

Podstawowym procesem biologicznym leżącym u podstaw ortodontycznego ruchu zębów (OTM) jest przebudowa kości. Wyzwalacz tego procesu przebudowy przypisuje się zmianom w strukturze więzadła przyzębia (PDL), takim jak stres macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM), martwica, a także niszczenie i tworzenie naczyń krwionośnych1,2,3. Inne możliwe czynniki wywołujące przebudowę kości wyrostka zębodołowego są związane z wyczuwaniem siły przez osteocyty w kości, a także z mechanicznym odkształceniem samej kości wyrostka zębodołowego; jednak ich rola w OTM nadal nie jest w pełni wyjaśniona4,5.

Pomimo wielu badań mających na celu ujawnienie relacji struktura-funkcja PDL podczas OTM, jasny mechanizm funkcjonalny nie został jeszcze zdefiniowany6,7. Głównym tego powodem jest wyzwanie związane z uzyskaniem danych dotyczących tkanki miękkiej (PDL) znajdującej się między dwiema tkankami twardymi (cementem i kością wyrostka zębodołowego). Przyjęte metody zbierania informacji strukturalnych zwykle wymagają utrwalenia i sekcji, które zakłócają i modyfikują strukturę PDL. Co więcej, większość z tych metod daje dane 2D, które nawet jeśli nie są zniekształcone, dają tylko częściowe i zlokalizowane informacje. Ponieważ PDL nie jest jednorodny pod względem struktury i funkcji, uzasadnione jest podejście, które odnosi się do nienaruszonej struktury 3D całego kompleksu ząb-PDL-kość.

Ten artykuł opisze metodę generowania OTM u myszy oraz dwie metody, które umożliwiają wizualizację 3D włókien kolagenowych w PDL bez żadnego podziału próbki.

Modele mysie są powszechnie używane do eksperymentów in vivo w medycynie, biologii rozwojowej, dostarczaniu leków i badaniach strukturalnych. Mogą być modyfikowane genetycznie w celu wyeliminowania lub wzmocnienia określonych białek i funkcji; zapewniają szybką, powtarzalną i przewidywalną kontrolę rozwoju; Są one również łatwe do zobrazowania ze względu na ich mały rozmiar8. Pomimo wielu zalet, modele mysie w badaniach stomatologicznych nie są często używane, zwłaszcza gdy uzasadnione są manipulacje kliniczne, głównie ze względu na małe rozmiary zębów. Modele zwierzęce, takie jak szczury9,10,11, dogs12,13, pigs14,15,16 i monkeys17 są używane częściej niż myszy. Wraz z niedawnym rozwojem technik obrazowania o wysokiej rozdzielczości, korzyści płynące z wykorzystania modelu myszy do rozszyfrowania zawiłych procesów w OTM są liczne. W pracy przedstawiono metodę generowania ruchu mezjalnego zęba trzonowego w żuchwie przy stałych poziomach siły, które wyzwalają przebudowę kości. Większość eksperymentów OTM na gryzoniach przeprowadza się w szczęce, ponieważ ruchomość żuchwy i obecność języka dodają kolejny poziom złożoności. Jednak żuchwa ma wiele zalet, gdy pożądana jest integralność strukturalna 3D. Można go łatwo wypreparować jako całą kość; u niektórych gatunków można go rozdzielić na dwie półżuchwy przez spojenie włókniste; Jest zwarty, płaski i zawiera tylko zęby bez przestrzeni zatokowych. Natomiast szczęka jest częścią czaszki i jest ściśle związana z innymi narządami i strukturami, dlatego konieczne jest obszerne cięcie w celu wypreparowania kości wyrostka zębodołowego wraz z powiązanymi zębami.

Korzystając z własnej komory wilgotnościowej połączonej z systemem ładowania wewnątrz mikro-tomografu komputerowego o wysokiej rozdzielczości, który umożliwia wzmocnienie fazy, opracowaliśmy metodę wizualizacji świeżych tkanek włóknistych w 3D, jak wcześniej opisano9,18,19,20,21,22,23. Świeże tkanki są skanowane natychmiast po uśmierceniu zwierzęcia bez żadnego barwienia czy utrwalania, co zmniejsza artefakty tkankowe, jak również zmiany właściwości biomechanicznych. Te dane 3D mogą być wykorzystane do analizy rozkładu i kierunku włókien, jak opisano w innym miejscu19.

Druga przedstawiona tutaj metoda obrazowania całych tkanek 3D opiera się na optycznym oczyszczaniu żuchwy, co umożliwia obrazowanie włókien PDL przez kość bez żadnego cięcia. Co ciekawe, umożliwia również wizualizację włókien kolagenowych samej kości, jednak nie będzie to tutaj omawiane. Ogólnie rzecz biorąc, istnieją dwie metody oczyszczania tkanek. Pierwszym z nich jest oczyszczanie wodne, w którym próbkę zanurza się w roztworze wodnym o współczynniku załamania światła większym niż 1,4 poprzez proste zanurzenie, hiperhydratację lub zatopienie hydrożelu. Jednak metoda ta jest ograniczona pod względem poziomu przezroczystości, a także zachowania strukturalnego tkanki, a zatem wymaga utrwalenia tkanki. Drugą metodą, która daje wysoce przezroczyste próbki i nie wymaga utrwalania, jest metoda czyszczenia oparta na rozpuszczalniku24,25. Opracowaliśmy zmodyfikowaną metodę oczyszczania opartą na rozpuszczalniku opartą na etylo-3-fenyloprop-2-enonianu (cynamonian etylu, ECi) dla próbek żuchwy. Ta metoda ma zalety polegające na zastosowaniu nietoksycznego środka czyszczącego dopuszczonego do kontaktu z żywnością, minimalnym kurczeniu się tkanek i zachowaniu białek fluorescencyjnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi NIH dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz wytycznymi Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Harvarda (Protokół nr 01840).

1. Ortodontyczny ruch zębów

  1. Aby wygenerować łóżko dla myszy, użyj płaskiej plastikowej platformy z zagłówkiem w kształcie klina, nachylonym pod kątem 45°. Zagłówek można wygenerować poprzez wycięcie plastikowego pudełka.
    1. Podnieś wezgłowie platformy, aby wytworzyć kąt około 30° między zagłówkiem a płaszczyzną stołu. Przymocuj wygięty gruby spinacz do papieru (o średnicy 0.036 cala) do końca po stronie głowy, aby przytrzymać górne siekacze.
    2. Na końcu ogona wygeneruj podwyższoną powierzchnię, do której można przymocować ortodontyczny łańcuch zasilający, aby utrzymać dolne siekacze. Zobacz Rysunek 1 dla przykładowej platformy.
  2. Znieczulić mysz przez dootrzewnowe wstrzyknięcie ksylazyny w dawce 10 mg/kg i ketaminy 100 mg/kg za pomocą strzykawki 1 ml i igły 27G.
  3. Umieść znieczuloną mysz na specjalnie przygotowanej platformie i unieruchamij górną szczękę, zaczepiając górne siekacze o pętlę spinacza. Otwórz dolną szczękę myszy za pomocą ortodontycznego łańcucha zasilającego zaczepionego o dolne siekacze. Utrzymuj policzki cofnięte za pomocą retraktora do ust mini-colibri.
  4. Umieść platformę pod mikroskopem chirurgicznym lub innym stereoskopem, który może osiągnąć powiększenie do 5-6x.
  5. Nałóż 50 μl soli fizjologicznej (około 1 kropla) na oczy myszy, aby zapobiec odwodnieniu rogówki. Uzupełniaj sól fizjologiczną co 20 minut.
  6. Wytnij kawałek drutu aluminiowego (o średnicy 0,08 mm) o długości 1 cm. Przesuń drut od strony policzkowej językowo w okolicy międzyzębowej, poniżej punktu styku między pierwszymi i drugimi zębami trzonowymi za pomocą mikrochirurgicznego uchwytu na igłę. Pozostaw 2 mm wolnej krawędzi przed pierwszym zębem trzonowym, aby można ją było wkręcić w koniec sprężyny.
  7. Wytnij kawałek cewki niklowo-tytanowej (NiTi) o długości około 7 do 9 gwintów.
    UWAGA: Elastyczne właściwości cewki zapewnią stałą siłę do ruchu ortodontycznego. Całkowita długość cewki bez naprężeń powinna być krótsza niż przerwa między siekaczem a zębem trzonowym. Należy pamiętać, że potrzebne są dodatkowe 2 gwinty na każdym końcu, aby zakotwiczyć cewkę do zęba. Drut aluminiowy jest wybierany w celu zmniejszenia artefaktów skanowania, takich jak twardnienie wiązki podczas skanowania mikro-CT.
  8. Włożyć sprężynę śrubową NiTi (średnica drutu 0,15 mm, wewnętrzna średnica cewki 0,9 mm; zapewnia siłę 10 g) między dolny pierwszy trzonowiec a dolny siekacz. Użyj ligatury drutowej umieszczonej wokół pierwszego zęba trzonowego w kroku 1.6, mocno skręć drut wokół 2 gwintów sprężyny cewkowej, aby zamocować cewkę po stronie zębów trzonowych.
  9. Aby zapewnić równomierny poziom siły, użyj dokładnie 3 aktywnych nici między pierwszym zębem trzonowym a siekaczem. Tymczasowo zdejmij łańcuch napędowy z siekacza i zapętl 2 do 3 nienapiętych nici na siekaczu, aby zakotwiczyć cewkę. Zsuń nici w dół do brzegu dziąsła wolnego od siekaczy.
  10. Umieść warstwę płynnej żywicy kompozytowej na siecznej granicy cewki i utwardź ją światłem do utwardzania zębów. Wymień łańcuch zasilający po utwardzeniu żywicy.
  11. Używając tego samego światła utwardzającego, podgrzej cewkę NiTi przez 20 s. Spowoduje to dokręcenie cewki NiTi. Gotowe rozmieszczenie jest pokazane Rysunek 1C.
  12. Albo pozostaw nienaruszoną stronę przeciwległą, albo włóż pozorę, taką jak drut między pierwszym a drugim zębem trzonowym.
  13. Umieść znieczuloną mysz pod gorącym światłem, aby utrzymać mysz w cieple aż do powrotu do zdrowia.
  14. Umieść mysz z powrotem w osobnej klatce i monitoruj codziennie. Podczas ruchu ortodontycznego nie jest konieczna zmiana diety.
    UWAGA: Urządzenie OTM z jednej strony powoduje pewien dyskomfort, ale nie upośledza karmienia. Jednak wkładanie urządzeń po obu stronach nie jest zalecane ze względu na dodatkowy dyskomfort. Leki przeciwbólowe nie są konieczne, chyba że widoczne są zewnętrzne oznaki bólu.

2. Mikrotomografia komputerowa włókien PDL w świeżych półżuchwach

  1. Montaż półżuchwy (Rysunek 2)
    1. Po pożądanym czasie trwania ruchu ortodontycznego poświęć mysz poprzez zwichnięcie szyjki macicy. Wyjmij żuchwę i rozdziel na półżuchwy.
      UWAGA: Ponieważ próbka nie zostanie zamocowana, bardzo ważne jest, aby przeprowadzić sekcję szczęki i montaż tak szybko, jak to możliwe, najlepiej w ciągu 30 minut.
    2. Delikatnie usuń otaczającą miękką tkankę czystą, niestrzępiącą się chusteczką.
    3. Zdejmij aparat ortodontyczny za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych i pęsety pod mikroskopem stereoskopowym o co najmniej 4-krotnym powiększeniu.
    4. Utrzymuj próbkę wilgotną w objętości 1,5 ml w probówce do mikrowirówek wraz z kawałkiem niestrzępiącej się chusteczki zwilżonej wodą.
    5. Umieść nadającą się do pakowania dentystyczną żywicę kompozytową w szczelinie próbki na stoliku, a następnie umieść świeżą półżuchwę w kompozycie. Przed montażem należy upewnić się, że powierzchnia kości stykająca się z kompozytem dentystycznym jest wolna od jakichkolwiek tkanek miękkich i sucha, w przeciwnym razie kompozyt dentystyczny nie utwardzi się prawidłowo.
    6. Dostosuj położenie półżuchwy, aż pierwszy ząb trzonowy zostanie wyśrodkowany w rowku linii środkowej stolika. Upewnij się, że powierzchnia zgryzowa jest pozioma. Utwardź kompozyt, gdy jest zadowolony z pozycjonowania.
      UWAGA: Dodatkowe niewielkie ilości kompozytów dentystycznych można umieścić po bokach półżuchwy i/lub w poprzek siekacza, aby pomóc w stabilizacji próbki.
    7. Umieść zwilżoną, niestrzępiącą się chusteczką w kałużach wilgoci na sample stage. Umieść kompozyt dentystyczny na powierzchni zgryzowej pierwszego zęba trzonowego. Przed zamknięciem komory należy upewnić się, że nic nie blokuje ścieżki promieniowania rentgenowskiego na poziomie próbki.
    8. Zamocuj komorę w mikro-CT. Przykręć komorę do stolika na próbkę mikro-CT, aby zminimalizować ruch podczas obrazowania.
    9. Włącz promienie rentgenowskie i rób zdjęcia 2D, opuszczając kowadło w pionie, aż końcówka kowadła zostanie otoczona kompozytem, ale nie zostanie wykryty wzrost siły.
    10. Po osadzeniu kowadła w kompozycie zamknij źródło promieniowania rentgenowskiego. Następnie otwórz komorę mikro-CT i utwardź kompozyt przez przezroczyste okienko z pleksi.
  2. Ustawienia mikrotomografii komputerowej
    1. Ustaw napięcie źródła na 40 kV, a prąd na 200 μA. Za pomocą detektora z 10-krotnym powiększeniem umieść próbkę w ramce view. Użyj kategoryzacji 2 dla przechwyconych obrazów.
      UWAGA: Ponieważ PDL jest znacznie mniej gęsty niż kość i ząb, wizualizacja PDL wymaga większej mocy i czasu naświetlania. Ten protokół zapewni ustawienia do wizualizacji biblioteki PDL.
    2. Ustaw czas ekspozycji pojedynczego obrazu na 25 s. Ustaw obrót stolika próbki w zakresie 183 stopni lub większym. Ustaw skanowanie na 2500 projekcji. Nie używaj żadnego filtra źródła promieniowania rentgenowskiego, wynikowe skany mają rozmiar woksela 0,76 μm z każdej strony.
    3. Pobrać skan referencyjny w celu prawidłowej rekonstrukcji zgodnie z wytycznymi mikrotomografii komputerowej. Użyj 1/3 liczby obrazów referencyjnych jako całkowitych projekcji. Zrekonstruuj wolumin bez dodatkowego kategoryzacji, używając algorytmu filtrowania projekcji wstecznej.

3. Metoda czyszczenia (Rysunek 3)

  1. Przygotuj pięć mikroprobówek wirówkowych o pojemności 1,5 ml.
  2. Przygotuj 1,4 ml następujących roztworów w probówkach do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml: 4% paraformaldehydu (PFA) w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), 50% etanolu (EtOH) w wodzie dejonizowanej (DI), 70% EtOH w wodzie DI i dwie probówki 100% EtOH.
    UWAGA: PFA służy do utrwalania próbki. Rozliczanie ECi będzie również działać na próbkach nieutrwalonych. Aby usunąć nieutrwalone próbki, po prostu pomiń etap PFA.
  3. Umieść wypreparowaną półżuchwę w 4% PFA. Przykryj folią aluminiową i umieść na bujaku na delikatnym ustawieniu w temperaturze pokojowej na 6 godzin.
  4. Przesuń półżuchwę do 50% EtOH. Umieść go na bujaku osłoniętym od światła na 16 godzin.
  5. Przesuń półżuchwę do 70% EtOH. Umieść go na bujaku osłoniętym od światła na 16 godzin.
  6. Przesuń półżuchwę do 100% EtOH. Umieść go na bujaku osłoniętym od światła na 16 godzin.
  7. Powtórzyć czynności 3.6. w drugiej probówce ze 100% EtOH.
  8. Przygotować 5 ml ECi w szklanej lub polipropylenowej probówce.
    UWAGA: ECi rozpuszcza polistyren, ale nie polipropylen. Ponadto, jeśli nie używa się tkanki z białkami fluorescencyjnymi, próbka może być wystawiona na działanie światła podczas procedury oczyszczania.
  9. Przesuń półżuchwę do rurki ECi. Przykryj rurkę folią aluminiową i umieść na bujaku na delikatnym ustawieniu na minimum 12 godz.
    UWAGA: W tym miejscu protokół można wstrzymać. Odwodniona próbka może być przechowywana w ECi w temperaturze pokojowej. Temperatura zamarzania lub topnienia ECi wynosi od 6,5 do 8,0 °C. Nie przechowywać w temperaturze 4 °C.
  10. Półżuchwa jest gotowa do obrazowania za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.
    UWAGA: Podczas obrazowania próbka musi być zanurzona w ECi, aby pozostała optycznie przezroczysta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejsza praca przedstawia metodę wywoływania OTM, a także dwie metody obrazowania 3D włókien kolagenowych wewnątrz PDL bez konieczności wykonywania żadnych przekrojów. W badaniach na zwierzętach, gdy wyrównanie zębów nie jest konieczne, ruch zęba uznaje się za ortodontyczny, jeśli generuje on przebudowę kości jamistej na wszystkich poziomach korzenia. Aby uzyskać wiarygodne OTM, konieczne jest zastosowanie stałego poziomu siły działającej na zęby. W tym przypadku aktywowana sprężyna z NiTi z pamięcią kształtu jest wyko...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Generowanie OTM u myszy jest bardzo pożądane ze względu na rozmiar, genetykę i zalety obsługi. Korzystanie z żuchwy zapewnia łatwą obsługę zarówno pod względem preparowania tkanek, jak i przygotowania próbki i obrazowania. W tym artykule przedstawiliśmy metodę generowania OTM z translacyjnym ruchem zęba wewnątrz kości w ciągu 7 dni od OTM. Za pomocą tego protokołu można wydłużyć całkowity czas ruchu zęba, ponieważ aktywowana cewka zapewnia stały poziom siły dla ruchu do około 1 mm. Jednak mezjalna strona cewki jest przym...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez NIH (NIDCR R00- DE025053, PI:Naveh). Chcielibyśmy podziękować Harvard Center for Biological Imaging za infrastrukturę i wsparcie. Wszystkie figury są generowane za pomocą biorender.com.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 1 ml BD Luer-LokBD309628
1X buforowana fosforanem sól fizjologicznaVWR Life Sciences0780-10L
200 proof etanolVWR Life SciencesV1016
Drut 5019 ze stopu aluminiumSigma-aldrichGF15828813Drut o średnicy 0,08 mm, długość 100, twardy do odpuszczania. Stosowany jako podwiązanie drutu wokół zęba trzonowego.
Avizo 9.7Thermo Fisher ScientificN/ASłuży do analizy skanów mikroCT
Castroviejo Micro NeedleHolders Fine Science Tools12060-01
Clr Plan-Apochromat 20x/1.0, CorrVIS-IR M27 85mmZeissN/AUżywany do obrazowania drugiej generacji harmonicznej
Uchwyt z gniazdem stożkowym, jednostronnie zakończony, ręcznyG.Hartzell and son126-CSH3Uchwyt Lustro inspekcyjne
EC Plan-Neofluar 5x/0,16Zeiss440321-9902Służy do obrazowania za pomocą arkuszy świetlnych
Lampa polimeryzacyjna LED Elipar DeepCure-S3M ESPE76985
Probówki Eppendorf safe-lock, 1,5 mlEppendorf22363204
Cynamonian etylu, >= 98%Sigma-aldrichW243000-1KG-K
, 27G x 1/2'' BD305109
Ketathesia 100 mg / mlHenry Schein Zdrowie zwierzątNDC: 11695-0702-1
Delikatne wycieraczki KIMWIPESKimberly-Clark21905-026 (numer katalogowy VWR)Zakupione w
systemie mikroskopu VWR LightSheet Z.1 z podwójnym oświetleniemZeissLightSheet Z.1/LightSheet 7Używany do obrazowania arkuszy świetlnych
LSM 880 NLO wielofotonowy mikroskopZeissLSM 880 NLOUżywany do obrazowania dwufotonowego
MEGAmicro, płaszczyzna, średnica 5 mm, gwint SSHahnenkratt6220Lustro do kontroli przedniej powierzchni
Maszyna MicroCT, MicroXCT-200XradiaMICRO XCT-200
Mini-ColibriFine Science Tools17000-01
PermaFlo Płynny kompozytUltradent948
Platformazabiegowa N/AN/AWykonana na zamówienie z materiałów laboratoryjnych
Rutynowy stereoskopowy mikroskop M80Leica MicosystemsM80
Sentalloy NiTi otwarta sprężyna śrubowaTOMY Inc.Zamknięta cewka NiTi o średnicy 0,15 mm i wewnętrznej średnicy cewki 0,9 mm zapewnia siłę 10 g. Podobne produkty można kupić w Dentsply Sirona.
Drut ligaturowy ze stali nierdzewnej T-304, średnica 0,009 ''OrtodoncjaSBLW109średnicy 0,009 '' (23 mm), miękki temperament
X-Ject E (ksylazyna) 100 mg / mlHenry Schein Zdrowie zwierzątNDC: 11695-7085-1
Z100 Odbudowa, A2 odcień3M ESPE5904A2
Igła podskórna

Bibliografia

  1. Li, Y., et al. Orthodontic tooth movement: The biology and clinical implications. The Kaohsiung Journal of Medical Sciences. 34 (4), 207-214 (2018).
  2. Meikle, M. C. The tissue, cellular, and molecular regulation of orthodontic tooth movement: 100 years after Carl Sandstedt. European Journal of Orthodontics. 28, 221-240 (2006).
  3. Krishnan, V., Davidovitch, Z., molecular, Cellular, molecular, and tissue-level reactions to orthodontic force. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 129 (4), 1-32 (2006).
  4. Shoji-Matsunaga, A., et al. Osteocyte regulation of orthodontic force-mediated tooth movement via RANKL expression. Scientific Reports. 7 (1), 8753(2017).
  5. Oppenheim, A. Tissue changes, particularly of the bone, incident to tooth movement. European Journal of Orthodontics. 29, suppl 1 2-15 (2007).
  6. Unnam, D., et al. Accelerated Orthodontics-An overview. Journal of Archives of Oral Biologyogy and Craniofacial Research. 3 (1), 4(2018).
  7. von Bohl, M., Kuijpers-Jagtman, A. M. Hyalinization during orthodontic tooth movement : a systematic review on tissue reactions. European Journal of Orthodontics. 31 (1), 30-36 (2009).
  8. Kirschneck, C., et al. Comparative assessment of mouse models for experimental orthodontic tooth movement. Scientific Reports. 10 (1), 1-12 (2020).
  9. Naveh, G. R. S., Weiner, S. Initial orthodontic tooth movement of a multirooted tooth: a 3D study of a rat molar. Orthodontics & Craniofacial Research. 18 (3), 134-142 (2015).
  10. Nakamura, Y., et al. Time-lapse observation of rat periodontal ligament during function and tooth movement, using microcomputed tomography. European Journal of Orthodontics. 30 (3), 320-326 (2008).
  11. Kawarizadeh, A., Bourauel, C., Jager, A. Experimental and numerical determination of initial tooth mobility and material properties of the periodontal ligament in rat molar specimens. European Journal of Orthodontics. 25 (6), 569-578 (2003).
  12. Jónsdóttir, S. H., Giesen, E. B. W., Maltha, J. C. Biomechanical behavior of the periodontal ligament of the beagle dog during the first 5 hours of orthodontic force application. European Journal of Orthodontics. 28, 547(2006).
  13. Lindhe, J., et al. Experimental breakdown of peri-implant and periodontal tissues. A study in the beagle dog. Clinical Oral Implants Research. 3 (1), 9-16 (1992).
  14. Salamati, A., et al. Functional tooth mobility in young pigs. Journal of Biomechanics. 104, 109716(2020).
  15. Maria, R., et al. An unusual disordered alveolar bone material in the upper furcation region of minipig mandibles: A 3D hierarchical structural study. Journal of Structural Biology. 206 (1), 128-137 (2019).
  16. Wang, S., et al. The miniature pig: a useful large animal model for dental and orofacial research. Oral Diseases. 10, 1-7 (2007).
  17. Melsen, B. Tissue reaction to orthodontic tooth movement--a new paradigm. European Journal of Orthodontics. 23 (6), 671-681 (2001).
  18. Naveh, G. R. S., et al. Direct MicroCT imaging of non-mineralized connective tissues at high resolution. Connective Tissue Research. 55 (1), 52-60 (2014).
  19. Naveh, G. R. S., et al. Nonuniformity in ligaments is a structural strategy for optimizing functionality. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (36), 9008(2018).
  20. Naveh, G. R. S., et al. Tooth periodontal ligament: Direct 3D microCT visualization of the collagen network and how the network changes when the tooth is loaded. Journal of Structural Biology. 181 (2), 108-115 (2013).
  21. Naveh, G. R. S., et al. Tooth movements are guided by specific contact areas between the tooth root and the jaw bone : A dynamic 3D microCT study of the rat molar. Journal of Structural Biology. 17 (2), 477-483 (2012).
  22. Naveh, G. R. S., et al. Tooth-PDL-bone complex: Response to compressive loads encountered during mastication -A review. Archives of Oral Biology. 57 (12), 1575-1584 (2012).
  23. Ben-Zvi, Y., et al. Response of the tooth-periodontal ligament-bone complex to load: A microCT study of the minipig molar. Journal of Structural Biology. 205 (2), 155-162 (2019).
  24. Klingberg, A., et al. Fully Automated Evaluation of Total Glomerular Number and Capillary Tuft Size in Nephritic Kidneys Using Lightsheet Microscopy. Journal of the American Society of Nephrology. 28 (2), 452(2017).
  25. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  26. Taddei, S. R. dA., et al. Experimental model of tooth movement in mice: A standardized protocol for studying bone remodeling under compression and tensile strains. Journal of Biomechanics. 45 (16), 2729-2735 (2012).
  27. Nakamura, K., Sahara, N., Deguchi, T. Temporal changes in the distribution and number of macrophage-lineage cells in the periodontal membrane of the rat molar in response to experimental tooth movement. Archives of Oral Biology. 46 (7), 593-607 (2001).
  28. Rygh, P., et al. Activation of the vascular system: A main mediator of periodontal fiber remodeling in orthodontic tooth movement. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 89 (6), 453-468 (1986).
  29. Nagao, M., et al. Vascular endothelial growth factor in cartilage development and osteoarthritis. Scientific Reports. 7 (1), 13027(2017).
  30. Licht, A. H., et al. Endothelium-specific Cre recombinase activity in flk-1-Cre transgenic mice. Developmental Dynamics. 229 (2), 312-318 (2004).
  31. Connizzo, B. K., Naveh, G. R. S. In situ AFM-based nanoscale rheology reveals regional non-uniformity in viscoporoelastic mechanical behavior of the murine periodontal ligament. Journal of Biomechanics. 111, 109996(2020).
  32. Connizzo, B. K., et al. Nonuniformity in Periodontal Ligament: Mechanics and Matrix Composition. Journal of Dental Research. 2, 179-186 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Obrazowanie mikro-CTutlenianie optycznecynaman etyluwięzadło ozębneprzebudowa kościmikroskopia arkusza światła
Obrazowanie 3D włókien kolagenowych PDL podczas ortodontycznego ruchu zębów w mysim modelu żuchwy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.