Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Metoda ochrony korzeni i ryzosfer mokradeł do obrazowania pierwiastków

3.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62227

⸱

15 lutego 2021

 ,  , 
1Department of Plant and Soil Sciences, University of Delaware, 2National Synchrotron Radiation Lightsource-II, Brookhaven National Laboratory

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy protokół pobierania próbek, konserwacji i sekcji nienaruszonych korzeni i otaczającej je gleby ryzosfery ze środowisk podmokłych przy użyciu ryżu (Oryza sativa L.) jako gatunku modelowego. Po zakonserwowaniu próbka może być analizowana przy użyciu technik obrazowania elementarnego, takich jak obrazowanie specjacji chemicznej za pomocą synchrotronowej fluorescencji rentgenowskiej (XRF).

Streszczenie

Korzenie intensywnie oddziałują ze swoim środowiskiem glebowym, ale wizualizacja takich interakcji między korzeniami a otaczającą je ryzosferą jest wyzwaniem. Skład chemiczny ryzosfery roślin podmokłych jest szczególnie trudny do uchwycenia ze względu na strome gradienty tlenu od korzeni do gleby. W tym miejscu opisano protokół, który skutecznie zachowuje strukturę korzeni i chemię ryzosfery roślin wodno-błotnych poprzez zamrażanie i liofilizację. Zamrażanie trzaskowe, w którym próbka jest zamrażana między blokami miedzi wstępnie schłodzonymi ciekłym azotem, minimalizuje uszkodzenia korzeni i zniekształcenia próbki, które mogą wystąpić w przypadku błyskawicznego zamrażania, jednocześnie minimalizując zmiany specjacji chemicznej. Chociaż zniekształcenie próbki jest nadal możliwe, możliwość uzyskania wielu próbek szybko i przy minimalnych kosztach zwiększa potencjał uzyskania zadowalających próbek i optymalizuje czas obrazowania. Dane pokazują, że metoda ta jest skuteczna w zachowaniu zredukowanych gatunków arsenu w korzeniach ryżu i ryzosferach związanych z płytkami żelaza. Metoda ta może być stosowana do badań relacji roślina-gleba w wielu różnych środowiskach podmokłych, które obejmują zakresy stężeń, od obiegu pierwiastków śladowych po zastosowania fitoremediacji.

Wprowadzenie

Korzenie i ich ryzosfery są dynamiczne, niejednorodne i niezwykle ważne dla zrozumienia, w jaki sposób rośliny pozyskują mineralne składniki odżywcze i zanieczyszczenia1,2,3. Korzenie są główną drogą, za pomocą której składniki odżywcze (np. fosfor) i zanieczyszczenia (np. arsen) przemieszczają się z gleby do roślin, a zatem zrozumienie tego procesu ma wpływ na ilość i jakość żywności, funkcjonowanie ekosystemu i fitoremediację. Jednak korzenie są dynamiczne w przestrzeni i czasie, rosnąc w odpowiedzi na potrzeby pozyskiwania składników odżywczych i często różnią się funkcją, średnicą i strukturą (np. korzenie boczne, korzenie przybyszowe, włośniki)2. Niejednorodność systemów korzeniowych można badać w skalach przestrzennych od poziomu komórkowego do ekosystemu oraz w skalach czasowych od godzinowych do dziesiętnych. W związku z tym dynamiczna i niejednorodna natura korzeni i otaczającej je gleby lub ryzosfery stanowi wyzwanie dla uchwycenia chemii ryzosfery w czasie. Pomimo tego wyzwania, konieczne jest zbadanie korzeni w ich środowisku glebowym, aby scharakteryzować tę krytyczną relację roślina-gleba.

Chemia ryzosfery roślin mokradeł jest szczególnie trudna do zbadania ze względu na strome gradienty tlenu, które występują od gleby do korzeni, które zmieniają się w czasie i przestrzeni. Ponieważ korzenie potrzebują tlenu do oddychania, rośliny podmokłe przystosowały się do warunków niskiego poziomu tlenu panujących w glebach podmokłych, tworząc aerenchymę4, 5. Aerenchyma to wydrążone tkanki korowe, które rozciągają się od pędów do korzeni, umożliwiając dyfuzję powietrza przez roślinę do korzeni. Jednak część tego powietrza przedostaje się do ryzosfery w mniej skorkowaciałych częściach korzeni, szczególnie w pobliżu bocznych połączeń korzeniowych, mniej dojrzałych wierzchołków korzeni i stref wydłużenia6,7,8,9. Ta promienista utrata tlenu tworzy utlenioną strefę w ryzosferze roślin podmokłych, która wpływa na biochemię ryzosfery (bio-geo)i różni się od zmniejszonej objętości gleby10,11,12. Aby zrozumieć los i transport składników odżywczych i zanieczyszczeń w ryzosferach i korzeniach terenów podmokłych, kluczowe znaczenie ma zachowanie chemicznie zredukowanej gleby objętościowej, utlenionej ryzosfery i korzeni roślin podmokłych do analizy. Ponieważ jednak gleba luzem zawiera zredukowane składniki gleby, które są wrażliwe na tlen, metody konserwacji korzeni i gleby muszą chronić struktury korzeniowe i minimalizować reakcje wrażliwe na tlen.

Istnieją metody naprawiania tkanek roślinnych i zachowywania ultrastruktury do obrazowania, ale te metody nie mogą być stosowane do chemicznej ochrony korzeni rosnących w glebie podmokłej. W przypadku badań, w których pożądany jest tylko rozkład pierwiastków w komórkach roślinnych, rośliny są zwykle uprawiane hydroponicznie, a korzenie można łatwo usunąć z roztworu, utrwalić pod wysokim ciśnieniem zamrażania i substytucji przez zamrożenie i podzielić na sekcje do różnych zastosowań obrazowania, w tym spektrometrii mas jonów wtórnych o wysokiej rozdzielczości (nanoSIMS), mikroskopii elektronowej i analizy synchrotronowej fluorescencji rentgenowskiej (S-XRF)13, 14,15. Aby zbadać płytkę Fe na zewnątrz korzeni mokradeł, te badania hydroponiczne muszą sztucznie indukować tworzenie się płytki Fe w roztworze16, co nie odzwierciedla dokładnie niejednorodności rozmieszczenia i składu mineralnego tworzenia się płytki Fe i powiązanych elementów in situ17,18,19,20. Istnieją metody ochrony gleby podmokłej i związanych z nią mikroorganizmów za pomocą zamrażającego rdzenia21, ale trudno jest uzyskać korzenie za pomocą tej techniki. Obecne metody wizualizacji korzeni rosnących w glebie i ich chemii ryzosferycznej składają się z dwóch podstawowych typów pomiarów: strumieni pierwiastków i całkowitego stężenia pierwiastków (i specjacji). Ten pierwszy jest zwykle mierzony za pomocą gradientów dyfuzyjnych w cienkich warstwach (DGT)22,23,24, w którym gleba jest umieszczana w kłączach, aby wspomóc wzrost roślin w warunkach laboratoryjnych, a labilne elementy w glebie dyfundują przez żel do warstwy wiążącej. Ta warstwa wiążąca może być następnie zobrazowana w celu ilościowego określenia labilnych elementów będących przedmiotem zainteresowania. Ta technika może z powodzeniem zilustrować relacje między korzeniami a ryzosferą24,25,26,27, ale artefakty z granic korzeni mogą istnieć przez uprawę roślin w ryzoboxach, a informacje o wnętrzu korzenia nie są przechwytywane przez DGT. Ta ostatnia polega na pobraniu próbek korzeni i ryzosfery, zabezpieczeniu próbki i bezpośredniej analizie rozkładu pierwiastków na przekroju próbki. W przypadku pobierania próbek środowiskowych korzeni roślin podmokłych i otaczającej je ryzosfery wymagane jest ostrożne obchodzenie się z próbką, aby uniknąć artefaktów związanych z przygotowaniem próbki.

Tutaj opisany jest protokół, który skutecznie chroni struktury korzeniowe i chemię ryzosfery roślin mokradłowych poprzez zamrażanie i liofilizację. Błyskawiczne zamrażanie może drastycznie spowolnić przemiany wrażliwych na tlen substancji rozpuszczonych, ale może uszkodzić korzenie i spowodować mobilizację, gdy próbki wyschną. Jednak zamrażanie trzaskowe, w którym próbka jest zamrażana między blokami miedzi wstępnie schłodzonymi ciekłym azotem, minimalizuje uszkodzenia korzeni i zniekształcenia próbki28. Zachowane próbki są następnie zatapiane w żywicy epoksydowej, która zachowuje As specjation20, 29 i mogą być cięte i polerowane w celu zobrazowania korzeni w ich ryzosferze glebowej. Próbki w tym raporcie zostały przeanalizowane za pomocą obrazowania specjacji chemicznej S-XRF po cienkim przekroju. Można jednak również zastosować inne techniki obrazowania, w tym spektrometrię mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie z ablacją laserową (LA-ICP-MS), emisję promieniowania rentgenowskiego indukowaną cząstkami (PIXE), spektrometrię mas jonów wtórnych (SIMS) oraz obrazowanie spektroskopii rozpadu indukowanego laserem (LIBS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie sprzętu do zamrażania

  1. Umieść dwa bloki miedziane (~5 cm x 5 cm x 15 cm) poziomo w czystej lodówce zdolnej do przechowywania ciekłego azotu i wlej tyle ciekłego azotu, aby zanurzyć bloki. Gdy bulgotanie ustąpi, umieść dwie przekładki na jednym bloku miedzianym na każdym końcu.
    UWAGA: Wysokość przekładki określa wysokość próbki, która ma zostać zamrożona; W tym przykładzie użyto przekładki o wymiarach 2 cm do utworzenia sześcianów o wymiarach około 3 cm x 3 cm x 2 cm. Objętość ciekłego azotu będzie zależeć od wielkości chłodnicy. W tym przykładzie użyto około 1 L na około 5 kostek w serii.
    UWAGA: Stosować odpowiednie środki ochrony osobistej i wentylację, ponieważ ciekły azot jest kriogenem i środkiem duszącym.
  2. Za pomocą szczypiec i rękawic kriogenicznych podnieś drugi blok miedzi na jego końcu, aby ułatwić pobieranie, gdy próbka jest na miejscu.

2. Pobieranie próbek i zamrażanie

  1. Wyciągnij pożądaną roślinę i ryzosferę z mokrej gleby za pomocą łopaty i upewnij się, że wykopany dołek jest znacznie większy niż pożądana objętość korzenia. Umieść ziemię i roślinę w pojemniku i umieść ją na blacie.
    UWAGA: Można również wykorzystać całą ziemię doniczkową i roślinę z badania doniczkowego.
  2. Określ pożądane położenie gleby, w którym mają zostać pobrane korzenie (tj. głębokość i odległość od pędu). Odetnij nadmiar ziemi za pomocą stalowego ostrza, uważając, aby nie naruszyć gleby w żądanym obszarze. Po osiągnięciu żądanego obszaru wytnij "kostkę" korzeniową o wymiarach około 3 cm x 3 cm x 2 cm i natychmiast umieść kostkę między dwoma przekładkami na poziomym bloku miedzianym. Używając rękawic kriogenicznych, podnieś pionowy blok miedzi i umieść go na przekładkach, aby zatrzasnąć sześcian ryzosfery.
  3. Po ustąpieniu bulgotania (~5 min) wyjmij zamrożoną kostkę ryzosfery z bloków miedzianych i zawiń w wstępnie oznaczony kwadrat z folii aluminiowej. W razie potrzeby zaznacz orientację bloku na folii. Umieścić w drugim pojemniku z ciekłym azotem do czasu przechowywania w zamrażarce o temperaturze -80 °C.
  4. Powtórz w razie potrzeby, aby uzyskać żądaną liczbę kostek korzeniowych z terenu pola lub eksperymentu. Upewnij się, że oba bloki miedziane mają czas na ostygnięcie między próbkami.

3. Liofilizacja i osadzanie kostek ryzosfery

  1. Przygotuj liofilizator zgodnie z instrukcjami producenta. Należy upewnić się, że uzyskano odpowiednie podciśnienie, ciśnienie i temperaturę przed wyjęciem próbek z zamrażarki o temperaturze -80 °C.
  2. Gdy liofilizator jest gotowy do przyjęcia próbek, umieść jedną zamrożoną kostkę ryzosfery w czystej i umytej kwasem probówce o pojemności 50 ml i przykryj luźno czystą jednorazową chusteczką. Zabezpiecz chusteczkę gumką recepturką. Powtórz w razie potrzeby, aby upewnić się, że jedna kostka na probówkę.
    UWAGA: Jeśli próbka jest zbyt duża dla probówki, można ją umieścić bezpośrednio w naczyniu liofilizatora, używając folii aluminiowej jako uchwytu na próbkę.
  3. Probówki zawierające próbki należy umieścić w naczyniach liofilizatora i suszyć w stanie liofilizacji przez kilka dni. Dokładny czas schnięcia będzie zależał od właściwości gleby.
    UWAGA: Suszone próbki należy przechowywać w liofilizatorze lub eksykatorze, aby uniknąć ponownego nawodnienia.
  4. Użyj stalowego ostrza, aby pociąć wysuszone kostki gleby na wymiar, tak aby pasowały do pożądanej formy (np. forma o średnicy 25 mm jest idealna do większości zastosowań). Oznacz każdą formę, umieść kostki gleby w formach i umieść formy w eksykatorze próżniowym.
  5. Przygotuj żywicę epoksydową zgodnie z instrukcjami producenta. Upewnij się, że wybrana żywica epoksydowa nie jest zanieczyszczona i nie powoduje zmian specyfikacji pożądanych elementów 20, 29, 30.
  6. Użyj zakraplacza, aby dodać żywicę epoksydową do formy po jednej stronie gleby, aż całkowicie pokryje próbkę. Gleba ciemnieje, gdy żywica epoksydowa zwilży glebę.
    UWAGA: Dodawaj żywicę epoksydową powoli, aby powietrze z gleby mogło się uciekli.
  7. Po wypełnieniu form żywicą epoksydową zamknij eksykator próżniowy i włącz próżnię. W zależności od ilości powietrza uwięzionego w glebie, może być konieczne okresowe dodawanie do form większej ilości żywicy epoksydowej. Sprawdzaj poziom żywicy epoksydowej co 30-90 minut przez pierwsze 1-4 godziny i w razie potrzeby dodaj żywicę epoksydową.
  8. Usuń próbkę z formy, gdy żywica epoksydowa stwardnieje (~5 dni).

4. Cięcie i cięcie kostek ryzosfery

  1. Wytnij próbkę za pomocą precyzyjnej piły na mokro z tarczą diamentową. Próbki należy pociąć w różnych miejscach, jeśli w poprzednim cięciu nie uzyskano korzeni.
  2. Ręcznie szlifuj wycięte próbki stopniowo drobniejszym papierem ściernym (np. o ziarnistości 220, 500, 1000 i 1500) po stronie cięcia przez ~30 s.
  3. Wykonaj obrazowanie powierzchni próbek przy użyciu technik takich jak LA-ICP-MS.
    UWAGA: Aby przygotować cienkie sekcje do S-XRF, wyślij próbki do firmy zdolnej do przygotowania cienkich sekcji (polerowanie jedno- lub dwustronne) lub wykonaj kroki 4.4 - 4.6, jak opisano poniżej.
  4. Przyklej żądaną stronę próbki do szkiełka kwarcowego za pomocą super kleju i pozostaw do utwardzenia na noc.
  5. Za pomocą cienkiej przecinarki pokrój ziemię na zjeżdżalniach do grubości 2 mm, a następnie zmielić do żądanej grubości (zwykle 30 μm). W razie potrzeby powierzchnię próbki można wypolerować.
  6. Wykonaj obrazowanie S-XRF przekrojów. Postępuj zgodnie z odpowiednimi krokami w żądanym obiekcie synchrotronowym i linii badawczej, aby ubiegać się o czas obrazowania i wykorzystać go.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Metoda ta pozwala na zachowanie korzeni oraz form chemicznych w korzeniach i ryzosferze roślin terenów podmokłych oraz w glebie rodzimej. W niniejszej pracy metodę tę wykorzystano do oceny specjacji As oraz jego współlokalizacji z tlenkami Fe i Mn oraz składnikami odżywczymi roślin w ryzosferze ryżu (Oryza sativa L.). Ryż uprawiano w Obiekcie RICE na Uniwersytecie Delaware, gdzie 30 mezokosmosów pól ryżowych (2 m x 2 m, po 49 roślin w każdym) służy do uprawy ryżu w różnych warunkach gospodarki glebowej i wodnej,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszej pracy opisano protokół pozyskiwania zakonserwowanych próbek gleby objętościowej oraz ryzosfer korzeni roślin bagiennych z wykorzystaniem techniki gwałtownego mrożenia (slam-freezing), która może być stosowana do obrazowania pierwiastkowego i/lub mapowania specjacji chemicznej.

Opisana metoda wykazuje szereg zalet w porównaniu z metodami istniejącymi. Po pierwsze, metoda ta umożliwia jednoczesne badanie korzeni oraz otaczającej je ryzosfery. Obecnie istnieją metody konserwacji i ob...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują za wspólny grant dla Seyfferth i Tappero w celu wsparcia współpracy między Uniwersytetem Delaware a Brookhaven National Laboratory. W ramach tych badań wykorzystano linię badawczą XFM (4-BM) należącą do National Synchrotron Light Source II, należącej do Biura Naukowego Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych (DOE) obsługiwanej dla Biura Nauki DOE przez Brookhaven National Laboratory na podstawie umowy nr 1. DE-SC0012704.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Bloki miedzianeMcMaster Carr89275K42
Tarcza diamentowaBuehler15 LC, 102 mm x 0,3 mmprędkość pracy: 225 obr/min
Formy epoksydoweStruers40300085FixiForm
EpoxyEpotek301-2FL
SuperglueLoctite404
Maszyna do cienkiego przekrojuBuehlerPetroThin
Piła do pracy na mokroBuehlerIsoMet 1000

Bibliografia

  1. Ahkami, A. H., White, R. A., Handakumbura, P. P., Jansson, C. Rhizosphere engineering: Enhancing sustainable plant ecosystem productivity. Rhizosphere. 3 (2), 233-243 (2017).
  2. McNear, D. H. The rhizosphere - roots, soil and everything in between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1(2013).
  3. Berendsen, R. L., Pieterse, C. M. J., Bakker, P. A. H. M. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends in Plant Science. 17 (8), 478-486 (2012).
  4. Armstrong, W., Justin, S., Beckett, P. M., Lythe, S. Root adaptation to soil waterlogging. Aquatic Botany. 39 (1-2), 57-73 (1991).
  5. Armstrong, W. Oxidising activity of roots in waterlogged soils. Physiologia Plantarum. 20 (4), 920-926 (1967).
  6. Armstrong, W. Oxygen diffusion from roots of some Brittish bog plants. Nature. 204 (496), 801-802 (1964).
  7. Li, H., Ye, Z. H., Wei, Z. J., Wong, M. H. Root porosity and radial oxygen loss related to arsenic tolerance and uptake in wetland plants. Environmental Pollution. 159 (1), 30-37 (2011).
  8. Kotula, L., Ranathunge, K., Steudle, E. Apoplastic barriers effectively block oxygen permeability across outer cell layers of rice roots under deoxygenated conditions: roles of apoplastic pores and of respiration. New Phytologist. 184 (4), 909-917 (2009).
  9. Mei, X. Q., Ye, Z. H., Wong, M. H. The relationship of root porosity and radial oxygen loss on arsenic tolerance and uptake in rice grains and straw. Environmental Pollution. 157 (8-9), 2550-2557 (2009).
  10. Khan, N., et al. Root Iron Plaque on Wetland Plants as a Dynamic Pool of Nutrients and Contaminants. Advances in Agronomy. 138, 1-96 (2016).
  11. Yamaguchi, N., Ohkura, T., Takahashi, Y., Maejima, Y., Arao, T. Arsenic Distribution and Speciation near Rice Roots Influenced by Iron Plaques and Redox Conditions of the Soil Matrix. Environmental Science and Technology. 48 (3), 1549-1556 (2014).
  12. Frommer, J., Voegelin, A., Dittmar, J., Marcus, M. A., Kretzschmar, R. Biogeochemical processes and arsenic enrichment around rice roots in paddy soil: results from micro-focused X-ray spectroscopy. European Journal of Soil Science. 62 (2), 305-317 (2011).
  13. Moore, K. L., et al. Combined NanoSIMS and synchrotron X-ray fluorescence reveal distinct cellular and subcellular distribution patterns of trace elements in rice tissues. New Phytologist. 201 (1), 104-115 (2014).
  14. vander Ent, A., et al. X-ray elemental mapping techniques for elucidating the ecophysiology of hyperaccumulator plants. New Phytologist. 218 (2), 432-452 (2018).
  15. Sarret, G., Smits, E. A. H. P., Michel, H. C., Isaure, M. P., Zhao, F. J., Tappero, R. Use of Synchrotron-Based Techniques to Elucidate Metal Uptake and Metabolism in Plants. Advances in Agronomy. 119, 1-82 (2013).
  16. Moore, K. L., et al. High-Resolution Secondary Ion Mass Spectrometry Reveals the Contrasting Subcellular Distribution of Arsenic and Silicon in Rice Roots. Plant Physiology. 156 (2), 913-924 (2011).
  17. Seyfferth, A. L. Abiotic effects of dissolved oxyanions on iron plaque quantity and mineral composition in a simulated rhizosphere. Plant and Soil. 397 (1-2), (2015).
  18. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Arsenic localization, speciation, and co-occurrence with iron on rice (Oryza sativa L) roots having variable Fe coatings. Environmental Science and Technology. 44 (21), (2010).
  19. Amaral, D. C., Lopes, G., Guilherme, L. R. G., Seyfferth, A. L. A new approach to sampling Iintact Fe plaque reveals Si-induced changes in Fe mineral composition and shoot As in rice. Environmental Science and Technology. 51 (1), 38-45 (2017).
  20. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Defining the distribution of arsenic species and plant nutrients in rice (Oryza sativa L.) from the root to the grain. Geochimica et Cosmochimica Acta. 75 (21), (2011).
  21. Franchini, A. G., Zeyer, J. Freeze-Coring Method for Characterization of Microbial Community Structure and Function in Wetland Soils at High Spatial Resolution. Applied and Environmental Microbiology. 78 (12), 4501-4504 (2012).
  22. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311(2020).
  23. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  24. Williams, P. N., et al. Localized Flux Maxima of Arsenic, Lead, and Iron around Root Apices in Flooded Lowland Rice. Environmental Science and Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  25. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  26. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  27. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311(2020).
  28. Seyfferth, A. L., Ross, J., Webb, S. M. Evidence for the root-uptake of arsenite at lateral root junctions and root apices in rice (Oryza sativa L.). Soil Processes. 1, 3(2017).
  29. Masue-Slowey, Y., Kocar, B. D., Jofre, S. A. B., Mayer, K. U., Fendorf, S. Transport Implications Resulting from Internal Redistribution of Arsenic and Iron within Constructed Soil Aggregates. Environmental Science and Technology. 45 (2), 582-588 (2011).
  30. Root, R. A., Fathordoobadi, S., Alday, F., Ela, W., Chorover, J. Microscale Speciation of Arsenic and Iron in Ferric-Based Sorbents Subjected to Simulated Landfill Conditions. Environmental Science and Technology. 47 (22), 12992-13000 (2013).
  31. Blute, N. K., Brabander, D. J., Hemond, H. F., Sutton, S. R., Newville, M. G., Rivers, M. L. Arsenic sequestration by ferric iron plaque on cattail roots. Environmental Science and Technology. 38 (22), 6074-6077 (2004).
  32. Hansel, C. M., La Force, M. J., Fendorf, S., Sutton, S. Spatial and temporal association of As and Fe species on aquatic plant roots. Environmental Science and Technology. 36 (9), 1988-1994 (2002).
  33. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  34. Maisch, M., Lueder, U., Kappler, A., Schmidt, C. Iron Lung: How Rice Roots Induce Iron Redox Changes in the Rhizosphere and Create Niches for Microaerophilic Fe(II)-Oxidizing Bacteria. Environmental Science and Technology Letters. 6 (10), 600-605 (2019).
  35. Voegelin, A., Weber, F. -A. A., Kretzschmar, R. Distribution and speciation of arsenic around roots in a contaminated riparian floodplain soil: Micro-XRF element mapping and EXAFS spectroscopy. Geochimica Et Cosmochimica Acta. 71 (23), 5804-5820 (2007).
  36. Smith, E., Kempson, I., Juhasz, A. L., Weber, J., Skinner, W. M., Grafe, M. Localization and speciation of arsenic and trace elements in rice tissues. Chemosphere. 76 (4), 529-535 (2009).
  37. Thompson, R. F., Walker, M., Siebert, C. A., Muench, S. P., Ranson, N. A. An introduction to sample preparation and imaging by cryo-electron microscopy for structural biology. Methods. 100, 3-15 (2016).
  38. Echlin, P., Lai, C., Hayes, T., Saubermann, A. Cryofixation of Lemna-minor roots for morphological and analytical studies. Cryoletters. 1 (9), 289-300 (1980).
  39. Ma, R., Shen, J. L., Wu, J. S., Tang, Z., Shen, Q. R., Zhao, F. J. Impact of agronomic practices on arsenic accumulation and speciation in rice grain. Environmental Pollution. 194, 217-223 (2014).
  40. Chen, Z., Zhu, Y. G., Liu, W. J., Meharg, A. A. Direct evidence showing the effect of root surface iron plaque on arsenite and arsenate uptake into rice (Oryza sativa) roots. New Phytologist. 165 (1), 91-97 (2005).
  41. Lee, C. H., Hsieh, Y. C., Lin, T. H., Lee, D. Y. Iron plaque formation and its effect on arsenic uptake by different genotypes of paddy rice. Plant and Soil. 363 (1-2), 231-241 (2013).
  42. Seyfferth, A. L., Amaral, D. C., Limmer, M. A., Guilherme, L. R. G. Combined impacts of Si-rich rice residues and flooding extent on grain As and Cd in rice. Environment International. 128, 301-309 (2019).
  43. Seyfferth, A., Limmer, M., Wu, W. Si and Water Management Drives Changes in Fe and Mn Pools that Affect As Cycling and Uptake in Rice. Soil Systems. 3 (3), (2019).
  44. Limmer, M. A., Mann, J., Amaral, D. C., Vargas, R., Seyfferth, A. L. Silicon-rich amendments in rice paddies: Effects on arsenic uptake and biogeochemistry. Science of the Total Environment. 624, 1360-1368 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Chemia ryzosferyzamrażanie błyskawiczneliofilizacjazachowanie struktury korzeniblaszka żelazowaspecjacja arsenusynchrotronowa fluorescencja rentgenowskaoddziaływanie roślin z glebą
Metoda ochrony korzeni i ryzosfer mokradeł do obrazowania pierwiastków
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.