Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Druk 3D mikronośników hydrożelowych in vitro metodą natryskiwania naprzemienną siłą lepko-inepunktualną

2.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62252

⸱

21 kwietnia 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Biomanufacturing Center, Dept. of Mechanical Engineering, Tsinghua University, 2Biomanufacturing and Rapid Forming Technology Key Laboratory of Beijing, 3Department of Mechanical Engineering, Drexel University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentowana tutaj jest łagodna technika druku 3D napędzana zmiennymi siłami lepko-inercyjnymi, aby umożliwić budowę mikronośników hydrożelowych. Dysze domowej roboty oferują elastyczność, umożliwiając łatwą wymianę dla różnych materiałów i średnic. Można uzyskać mikronośniki wiążące komórki o średnicy 50-500 μm i pobrać je do dalszej hodowli.

Streszczenie

Mikronośniki to kulki o średnicy 60-250 μm i dużej powierzchni właściwej, które są powszechnie używane jako nośniki dla hodowli komórkowych na dużą skalę. Technologia hodowli mikronośników stała się jedną z głównych technik w badaniach cytologicznych i jest powszechnie stosowana w dziedzinie ekspansji komórek na dużą skalę. Wykazano również, że mikronośniki odgrywają coraz ważniejszą rolę w inżynierii tkankowej in vitro, budowie i klinicznych badaniach przesiewowych leków. Obecne metody przygotowania mikronośników obejmują chipy mikroprzepływowe i druk atramentowy, które często opierają się na złożonej konstrukcji kanału przepływowego, niekompatybilnym interfejsie dwufazowym i stałym kształcie dyszy. Metody te stawiają czoła wyzwaniom związanym ze złożonym przetwarzaniem dysz, niewygodną wymianą dysz i nadmiernymi siłami wytłaczania po zastosowaniu do wielu biotuszów. W niniejszej pracy zastosowano technikę druku 3D, zwaną natryskiwaniem naprzemienną lepkościowo-inercyjną, aby umożliwić budowę mikronośników hydrożelowych o średnicy 100-300 μm. Komórki zostały następnie umieszczone na mikronośnikach w celu utworzenia modułów inżynierii tkankowej. W porównaniu z istniejącymi metodami, metoda ta oferuje swobodną średnicę końcówki dyszy, elastyczne przełączanie dysz, swobodną kontrolę parametrów drukowania i łagodne warunki drukowania dla szerokiej gamy materiałów bioaktywnych.

Wprowadzenie

Mikronośniki to kulki o średnicy 60-250 μm i dużej powierzchni właściwej, które są powszechnie używane do hodowli komórek na dużą skalę1,2. Ich zewnętrzna powierzchnia zapewnia liczne miejsca wzrostu komórek, a wnętrze zapewnia strukturę podporową dla proliferacji przestrzennej. Kulista struktura zapewnia również wygodę w monitorowaniu i kontrolowaniu parametrów, w tym pH,O2 oraz stężenia składników odżywczych i metabolitów. W połączeniu z bioreaktorami zbiornikowymi z mieszadłem, mikronośniki mogą osiągnąć większą gęstość komórek w stosunkowo małej objętości w porównaniu z konwencjonalnymi hodowlami, zapewniając w ten sposób opłacalny sposób na osiągnięcie kultur na dużą skalę3. Technologia hodowli mikronośników stała się jedną z głównych technik w badaniach cytologicznych i poczyniono znaczne postępy w dziedzinie ekspansji komórek macierzystych, hepatocytów, chondrocytów, fibroblastów i innych struktur na dużą skalę4. Stwierdzono również, że są one idealnymi środkami dostarczania leków i jednostkami oddolnymi, dzięki czemu odgrywają coraz ważniejszą rolę w klinicznych badaniach przesiewowych leków i naprawie inżynierii tkankowej in vitro5.

Aby spełnić wymagania dotyczące właściwości mechanicznych w różnych scenariuszach, opracowano wiele rodzajów materiałów hydrożelowych do wykorzystania w budowie mikronośników6,7,8,9,10,11. Hydrożele alginianowe i kwasu hialuronowego (HA) to dwa z najczęściej używanych materiałów mikronośnikowych ze względu na ich dobrą biokompatybilność i możliwość usieciowania12,13. Alginian może być łatwo sieciowany przez chlorek wapnia, a jego właściwości mechaniczne można modulować poprzez zmianę czasu sieciowania. HA sprzężony z tyraminą jest usieciowany przez utleniające sprzężenie ugrupowań tyraminy katalizowane przez nadtlenek wodoru i peroksydazę chrzanową14. Kolagen, ze względu na swoją unikalną spiralną strukturę i usieciowaną sieć włókien, jest często używany jako adiuwant do mieszania z mikronośnikami, aby jeszcze bardziej promować przyczepianie komórek15,16.

Obecne metody przygotowania mikronośników obejmują chipy mikroprzepływowe, druk atramentowy i elektrospray17,18,19,20,21,22,23. Udowodniono, że chipy mikroprzepływowe są szybkie i wydajne w produkcji mikronośników o jednolitych rozmiarach24. Jednak ta technologia opiera się na złożonym procesie projektowania i produkcji kanałów przepływowych25. Wysoka temperatura lub nadmierne siły wytłaczania podczas druku atramentowego, a także intensywne pola elektryczne w podejściu elektronatryskowym, mogą niekorzystnie wpływać na właściwości materiału, zwłaszcza na jego aktywność biologiczną19. Poza tym, w przypadku zastosowania do różnych biomateriałów i średnic, niestandardowe dysze stosowane w tych metodach skutkują ograniczoną złożonością przetwarzania, wysokimi kosztami i niską elastycznością.

Aby zapewnić wygodną metodę przygotowania mikronośników, do budowy hydrożelowych mikronośników zastosowano technikę druku 3D zwaną natryskiwaniem zmiennymi siłami lepko-inercyjnymi (AVIFJ). Technika ta wykorzystuje siły napędowe skierowane w dół i ciśnienie statyczne wytwarzane podczas wibracji pionowych, aby przezwyciężyć napięcie powierzchniowe końcówki dyszy, a tym samym utworzyć kropelki. Zamiast silnych sił i warunków termicznych, małe szybkie przemieszczenia działają bezpośrednio na dyszę podczas drukowania, powodując niewielki wpływ na właściwości fizykochemiczne biotuszu i stanowiąc dużą atrakcyjność dla materiałów bioaktywnych. Metodą AVIFJ udało się uformować mikronośniki wielu biomateriałów o średnicach 100-300 μm. Ponadto udowodniono, że mikronośniki dobrze wiążą komórki i zapewniają odpowiednie środowisko wzrostu dla przylegających komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Hodowla komórkowa

  1. Uzupełnij zmodyfikowaną minimalną pożywkę egzogenną (H-DMEM) firmy Dulbecco o wysokiej zawartości glukozy 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS), 1% roztworu aminokwasów endogennych (NEAA), 1% penicyliny G i streptomycyny oraz 1% suplementu glutaminy jako pożywki hodowlanej dla komórek A549.
  2. Hodowla komórek A549 w inkubatorze CO2 w temperaturze 37 °C i przy 5 % CO2
  3. Dysocjuj komórki w celu subkultury za pomocą trypsyny przy około 80% zbiegu.
    1. Użyć 3 ml trypsyny do traktowania komórek w kolbie hodowlanej T75 w temperaturze 37 °C przez 3 minuty, a następnie dodać 6 ml pożywki hodowlanej, aby zatrzymać trypsynizację.
    2. Odpipetować pożywkę hodowlaną, aby zebrać luźno przylegające komórki.
    3. Wirować przy 72,5 x g przez 3 min. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić z 3 ml świeżej pożywki.
    4. Przenieść 1 ml zawiesiny komórkowej do nowej kolby hodowlanej T75 zawierającej 10 ml świeżej pożywki. Zmieniaj pożywkę co 2 dni.

2. Przygotowanie dysz

  1. Załaduj szklane mikropipety na ściągacz zgodnie z instrukcjami producenta. Średnica zewnętrzna, średnica wewnętrzna i długość rury micro-jet wynoszą odpowiednio 1,5 mm, 1,1 mm i 100 mm.
  2. Ustaw parametry ciągnięcia dla ściągacza. W szczególności wartości HEAT, PULL, VELOCITY, TIME i PRESSURE są domyślnie ustawione odpowiednio na 560, 255, 255, 150 i 500. Zdejmij dyszę przy tych parametrach.
    UWAGA: Dysza uzyskana po ściągnięciu jest bardzo ostra, a nieostrożna obsługa może spowodować obrażenia.
  3. Odetnij powstałą dyszę (krok 2.2) o wyznaczonej średnicy za pomocą urządzenia do mikrokuźni, postępując zgodnie z instrukcjami producenta, aby uzyskać określoną średnicę końcówki. W szczególności zlokalizuj określoną średnicę dyszy na rozgrzanym platynowym drucie. Podgrzej drut do 60 °C przez około 5 s i rozsuń dyszę.
  4. Zanurz głowicę drukującą dyszy w środku hydrofobowym na 30 minut, a następnie wykonaj trzy cykle płukania wysterylizowaną wodą.
  5. Przed drukowaniem wysterylizuj dyszę w alkoholu przez 5 minut i trzykrotnie spłucz ją wysterylizowaną wodą, aby usunąć resztki alkoholu.

3. Przygotowanie biotuszu hydrożelowego

  1. Rozpuść NaCl (0,45 g) w 50 ml sterylnej wody, aby uzyskać 0,9% (w/v) roztwór NaCl. Wibruj roztwór, aby przyspieszyć rozpuszczanie. Po całkowitym rozpuszczeniu przefiltrować roztwór przez membranę filtracyjną z politereftalanu etylenu o grubości 0,45 μm.
  2. Zważyć proszek alginianu sodu o niskiej lepkości (1 g) i rozpuścić go w 25 ml roztworu NaCl (krok 3.1) w wysokiej temperaturze 60-80 °C przez noc, aby otrzymać 4% (w/v) roztwór podstawowy alginianu sodu. Roztwór podstawowy można przechowywać w temperaturze 4 °C przez 1 miesiąc.
  3. Wysterylizować roztwór podstawowy alginianu sodu (krok 3.2), ogrzewając go trzykrotnie w piecu (70 °C) przez 30 minut.
  4. Rozcieńczyć odpowiednią objętość roztworu podstawowego alginianu sodu (krok 3.3) w 0,9% roztworze NaCl (krok 3.1) w stężeniach 2%, 1,5% i 0,5% (w/v).
    UWAGA: Oprócz podgrzewania w piekarniku, w okapie należy przeprowadzić inne procesy przygotowania roztworu alginianu sodu.
  5. Rozpuścić 1 g żelatyny w proszku w 25 ml roztworu NaCl (krok 3.1) w wysokiej temperaturze 60-80 °C przez noc, aby otrzymać 4% (m/v) roztwór podstawowy żelatyny. Roztwór podstawowy można przechowywać w temperaturze 4 °C przez 1 miesiąc.
  6. Wysterylizować roztwór podstawowy żelatyny (krok 3.5), podgrzewając go trzykrotnie w piecu (70 °C) przez 30 minut.
  7. Rozcieńczyć odpowiednią objętość roztworu podstawowego żelatyny (krok 3.6) w 0,9% roztworze NaCl (krok 3.1) o stężeniu 1,5% (w/v).
    UWAGA: Oprócz podgrzewania w piekarniku, inne procesy przygotowania roztworu żelatyny należy przeprowadzić w okapie.
  8. Aby pobudzić wiązanie komórek na mikronośnikach, przygotuj roztwór alginianu i kolagenu, mieszając 2% (w/v) roztwór alginianu sodu i roztwór kolagenu typu I z ogona szczura (4 mg / ml) w stosunku 3: 1. Doprowadzić roztwór do pH 7,2 za pomocą 0,1 M roztworu NaOH i użyć natychmiast po przygotowaniu.
  9. Rozpuścić kłaczkowaty kłaczek HA modyfikowany tyrozyną w roztworze soli fizjologicznej w buforze fosforanowym (PBS) w temperaturze 60-80 °C przez noc, aby otrzymać 0,8% m/w roztworu PBS kwasu hialuronowego modyfikowanego tyrozyną. Roztwór podstawowy można przechowywać w temperaturze 4 °C przez 1 miesiąc.
  10. Wysterylizować roztwór HA PBS modyfikowany tyrozyną, podgrzewając go trzykrotnie w piecu (70 °C) przez 30 minut.
  11. Rozpuścić proszek peroksydazy chrzanowej (500 jednostek aktywności enzymu/mg) w roztworze PBS, aby otrzymać 8 jednostek aktywności enzymatycznej / mg roztworu PBS peroksydazy chrzanowej.
  12. Rozcieńczyć roztwór nadtlenku wodoru (30% m/w) wodą DI do 4 mM.
  13. Przygotować zmodyfikowany roztwór peroksydazy chrzanowej HA, mieszając roztwór PBS kwasu hialuronowego modyfikowanego tyrozyną i roztwór PBS peroksydazy chrzanowej w stosunku 1:1,
    UWAGA: Oprócz podgrzewania w piekarniku, w okapie należy przeprowadzić inne procesy przygotowania roztworu peroksydazy chrzanowej HA.

4. Tworzenie mikrokropelek na podstawie AVIFJ

  1. Użyj własnego systemu drukowania komórek, jak wcześniej opisano (Rysunek 1A)26. Sygnał elektryczny wyjściowy przez generator przebiegów jest najpierw wzmacniany, a następnie napędza ceramikę piezoelektryczną w celu wygenerowania kontrolowanego odkształcenia. Dysza zamocowana na ceramice piezoelektrycznej wytwarza w ten sposób kontrolowane wibracje.
  2. Wysterylizuj system drukowania, przecierając go alkoholem o stężeniu 75% (v/v) i naświetlając go promieniowaniem ultrafioletowym (UV) przez noc.
  3. Załadować 5 ml biotuszu (krok 3.1) do jednorazowej sterylnej strzykawki. Zainstalować strzykawkę na pompie strzykawkowej.
  4. Połączyć strzykawkę (krok 4.3) i dyszę (krok 2.5) za pomocą węża silikonowego o średnicy wewnętrznej 1 mm.
  5. Zamocuj dyszę (krok 4.4), która ma być używana do drukowania, regulując dokręcenie mocującej. Podczas instalacji trzymaj końcówkę dyszy z dala od podłoża, aby uniknąć uszkodzeń i zanieczyszczeń.
    UWAGA: Jeśli dysza zostanie uszkodzona podczas instalacji, załóż grubsze rękawice i ostrożnie wyczyść odłamki i pozostałości szkła.
  6. Szybko popchnij pompę strzykawkową i załaduj biotusz (krok 4.3) do dyszy (krok 4.5). Ustawić natężenie przepływu na 30 μl/min. Zetrzyj nadmiar materiału na końcówce.
  7. Ustaw parametry generatora sygnału. Importuj samodzielnie zaprojektowany przebieg zawierający 500 000 punktów próbkowania. Ustaw częstotliwość próbkowania i napięcie międzyszczytowe (Vpp) odpowiednio na 5 milionów próbek/s i 10 V.
  8. Wyczyść szkiełka lub szalki Petriego wodą dejonizowaną. Umieść je pod dyszą jako podłoże do drukowania.
  9. Ustaw ścieżkę ruchu i tryb wyzwalania wibracji jako upuszczenie na żądanie.
  10. Wydrukuj kropelki zgodnie z wcześniej zaprojektowanymi wzorami.

5. Tworzenie mikronośników na podstawie AVIFJ

  1. Powtórzyć kroki 4.1-4.4, z wyjątkiem zmiany biotuszu na 2% (w/v) roztwór alginianu (krok 3.4), roztwór alginianu i kolagenu (krok 3.8) lub zmodyfikowany roztwór hiperoksydazy chrzanowej HA (krok 3.13).
  2. Rozpuścić 3 g chlorku wapnia w 100 ml sterylnej wody, aby otrzymać 3% (w/v) roztwór chlorku wapnia. Po całkowitym rozpuszczeniu przefiltrować roztwór przez membranę filtracyjną z politereftalanu etylenu o grubości 0,45 μm.
  3. Dodać 5 ml roztworu sieciującego (roztwór chlorku wapnia lub roztwór nadtlenku wodoru) do szalki Petriego. Umieść szalkę Petriego pod dyszą, aby działała jako podłoże.
  4. Po wydrukowaniu sieciować mikronośniki przez 3 min.
  5. Zebrać zawiesinę mikronośników w probówce wirówkowej i wzbogacić mikronośniki przez wirowanie w stężeniu 29 x g przez 3 minuty. Ponownie zawiesić mikronośniki w pożywkach hodowlanych w ilości około 600 mikronośników/ml.

6. Inokulacja komórek na powierzchni mikronośników

  1. Wybarwić komórki A549 za pomocą Cell Tracker Green CMFDA w celu ułatwienia obserwacji komórek. W szczególności usuń pożywkę hodowlaną, dodaj 5 ml pożywki bez surowicy zawierającej 10 μM barwnika Cell Tracker i inkubuj komórki przez 30 minut w inkubatorze. Następnie zastąp roztwór barwnika świeżym podłożem.
  2. Zawiesić zawiesinę komórek A549 o gęstości 1,6 x 106 komórek/ml.
  3. Dodać 1 ml zawiesiny mikronośnika alginianowo-kolagenowego (krok 5.3) i 1 ml zawiesiny komórek A549 (krok 6.1) do 6-dołkowej płytki hodowlanej o niskiej przyczepności.
  4. Umieścić płytkę na wytrząsarce z prędkością 30 obr./min w inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
  5. Zdejmij płytkę z wytrząsarki i odczekaj 30 minut, aby mikronośniki się uspokoiły. Połowę zmieniaj pożywkę hodowlaną co 2 dni.

7. Analiza powstawania mikrokropel/mikronośników

  1. Obserwować i mierzyć dyszę (krok 2.2), szalki Petriego (kroki 4.10 i 5.4) oraz komórki z mikronośnikami (krok 6.5) pod mikroskopem jasnego pola lub mikroskopem konfokalnym. W szczególności powiększenie obiektywu wynosi 4x, 10x lub 20x, a powiększenie okularu wynosi 10x.
  2. Zmierz średnicę mikronośników za pomocą oprogramowania ImageJ. Zgodnie z paskiem skali dołączonym do mikroskopu podczas fotografowania na zdjęciu, ustaw rzeczywisty rozmiar skali w ImageJ i narysuj 10 linii promienia lub półosi wielkiej mikronośników. ImageJ może uzyskać średni rozmiar i odchylenie standardowe tych segmentów linii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W celu umożliwienia drukowania wielu rodzajów materiałów wykonano głowice drukujące o różnych stopniach zbieżności i średnicach. Dysze uzyskane przy zastosowaniu zwiększającej się siły rozciągania przedstawiono na Rysunku 1B. Dysze podzielono na trzy obszary: zbiornik (III), zwężenie (II) oraz głowicę drukującą (I). Zbiornik stanowił nieobrobioną część dyszy, w której ciecz zapewniała ciśnienie statyczne i dopływ bioatramentu do procesu drukowania. Obszar zwężenia był głównym elementem gener...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany tutaj protokół zawiera instrukcje dotyczące przygotowania wielu rodzajów mikronośników hydrożelowych i późniejszego wysiewu komórek. W porównaniu z mikroprzepływowymi metodami druku chipowego i atramentowego, podejście AVIFJ do konstruowania mikronośników zapewnia większą elastyczność i biokompatybilność. Niezależna dysza umożliwia stosowanie w tych systemach drukowania szerokiej gamy lekkich dysz, w tym mikropipet szklanych. Wysoce kontrolowane przetwarzanie umożliwia swobodną regulację parametrów, takich jak ob...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Beijing Natural Science Foundation (3212007), Tsinghua University Initiative Scientific Research Program (20197050024), Tsinghua University Spring Breeze Fund (20201080760), National Natural Science Foundation of China (51805294), National Key Research and Development Program of China (2018YFA0703004) oraz Projekt 111 (B17026).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Komórki A549ATCCCCL-185Linia komórkowa ludzkiego niedrobnokomórkowego raka płuc
Mikroskop jasnego polaOlympusDP70
Mikroskop konfokalnyNikonTI-FL
Surowica bydlęca płodu, FBSBI04-001-1ACS
ŻelatynaSIGMAG1890
Mikropipety szklanesutter Instrumentb150-110-10
GlutaMAXGIBCO35050-061
H-DMEMGIBCO11960-044Zmodyfikowane podłoże orła firmy Dulbecco
Peroksydaza chrzanowa w proszkuSIGMAP6782
Środek hydrofobowy3MPN7026Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta i używaj po rozcieńczeniu
Urządzenie do mikrokucianarishigeMF-900
Aminokwasy endogenne, NEAAGIBCO11140-050aminokwasy endogenne
Penicylina G i streptomycynaGIBCO15140-122
szalka PetriegoSIGMAP5731-500EA
ŚciągaczP-1000
Alginian soduSIGMAA0682
TrypsynaGIBCO25200-056
Roztwór kolagenu typu I z ogona szczuraSIGMAC3867
do dyszy

Bibliografia

  1. Chen, A. K., Reuveny, S., Oh, S. K. W. Application of human mesenchymal and pluripotent stem cell microcarrier cultures in cellular therapy: Achievements and future direction. Biotechnol Advances. 31, 1032-1046 (2013).
  2. Li, B., et al. Past, present, and future of microcarrier-based tissue engineering. Journal of Orthopaedic Translation. 3, 51-57 (2015).
  3. Badenes, S. M., Fernandes, T. G., Rodrigues, C. A. V., Diogo, M. M., Cabral, J. M. S. Microcarrier-based platforms for in vitro expansion and differentiation of human pluripotent stem cells in bioreactor culture systems. Journal of Biotechnol. 234, 71-82 (2016).
  4. de Soure, A. M., Fernandes-Platzgummer, A., Da Silva, C. L., Cabral, J. M. S. Scalable microcarrier-based manufacturing of mesenchymal stem/stromal cells. Journal of Biotechnol. 236, 88-109 (2016).
  5. Naqvi, S. M., et al. Living cell factories - electrosprayed microcapsules and microcarriers for minimally invasive delivery. Advanced Materials. 28, 5662-5671 (2016).
  6. Sarkar, S., et al. Chitosan: A promising therapeutic agent and effective drug delivery system in managing diabetes mellitus. Carbohydrate Polymers. 247, (2020).
  7. Sulaiman, S. B., Idrus, R. B. H., Hwei, N. M. Gelatin microsphere for cartilage tissue engineering: current and future strategies. Polymers. 12, (2020).
  8. Huang, L., Abdalla, A. M. E., Xiao, L., Yang, G. Biopolymer-based microcarriers for three-dimensional cell culture and engineered tissue formation. International Journal of Molecular Sciences. 21, (2020).
  9. Isiklan, N., Tokmak, S. Development of thermo/pH-responsive chitosan coated pectin-graft-poly(N, N-diethyl acrylamide) microcarriers. Carbohydrate Polymers. 218, 112-125 (2019).
  10. Lau, T. T., Wang, C., Wang, D. A. Cell delivery with genipin crosslinked gelatin microspheres in hydrogel/microcarrier composite. Composites Science & Technology. 70, 1909-1914 (2010).
  11. Lau, T. T. Hydrogel-microcarrier composite systems for cell delivery in tissue engineering. Acta Biomaterialia. 10, 1646-1662 (2014).
  12. Kwon, Y. J., Peng, C. A. Calcium-alginate gel bead cross-linked with gelatin as microcarrier for anchorage-dependent cell culture. Biotechniques. 33, 218(2002).
  13. Leach, J. B., Bivens, K. A., Patrick, C. W., Schmidt, C. E. Photocrosslinked hyaluronic acid hydrogels: natural, biodegradable tissue engineering scaffolds. Biotechnology & Bioengineering. 82, 578-589 (2003).
  14. Kurisawa, M., Chung, J. E., Yang, Y. Y., Gao, S. J., Uyama, H. Injectable biodegradable hydrogels composed of hyaluronic acid-tyramine conjugates for drug delivery and tissue engineering. Chemical Communications. 34, 4312-4314 (2005).
  15. Yao, R., Alkhawtani, A. Y. F., Chen, R., Luan, J., Xu, M. Rapid and efficient in vivo angiogenesis directed by electro-assisted bioprinting of alginate/collagen microspheres with human umbilical vein endothelial cell coating layer. International Journal of Bioprinting. 5, 194(2019).
  16. Mahou, R., Vlahos, A. E., Shulman, A., Sefton, M. V. Interpenetrating alginate-collagen polymer network microspheres for modular tissue engineering. Acs Biomaterials Science & Engineering. 4 (11), 3704-3712 (2017).
  17. Aftab, A., et al. Microfluidic platform for encapsulation of plant extract in chitosan microcarriers embedding silver nanoparticles for breast cancer cells. Applied Nanoscience. 10, 2281-2293 (2020).
  18. Park, W., et al. Microfluidic-printed microcarrier for in vitro expansion of adherent stem cells in 3D culture platform. Macromolecular Bioscience. 19, (2019).
  19. Chui, C., et al. Electrosprayed genipin cross-linked alginate-chitosan microcarriers for ex vivo expansion of mesenchymal stem cells. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 107, 122-133 (2019).
  20. Min, N. G., Ku, M., Yang, J., Kim, S. Microfluidic production of uniform microcarriers with multicompartments through phase separation in emulsion drops. Chemistry of Materials. 28 (5), 1430-1438 (2016).
  21. Park, W., Jang, S., Kim, T. W., Bae, J., Lee, E. A. Microfluidic-printed microcarrier for in vitro expansion of adherent stem cells in 3D culture platform. Macromolecular Bioscience. 19, (2019).
  22. Xu, T., Kincaid, H., Atala, A., Yoo, J. J. High-Throughput Production of Single-Cell Microparticles Using an Inkjet Printing Technology. Journal of Manufacturing Science & Engineering. 130, 137-139 (2008).
  23. Rao, W., et al. Enhanced enrichment of prostate cancer stem-like cells with miniaturized 3D culture in liquid core-hydrogel shell microcapsules. Biomaterials. 27 (27), 7762-7773 (2014).
  24. Choi, C. H., Weitz, D. A., Lee, C. S. One step formation of controllable complex emulsions: From functional particles to simultaneous encapsulation of hydrophilic and hydrophobic agents into desired position. Advanced Materials. 25, 2536-2541 (2013).
  25. Choi, A., Seo, K. D., Kim, D. W., Kim, B. C., Dong, S. K. Recent advances in engineering microparticles and their nascent utilization in biomedical delivery and diagnostic applications. Lab On A Chip. 17 (4), 591-613 (2017).
  26. Liu, T., Pang, Y., Zhou, Z., Yao, R., Sun, W. An integrated cell printing system for the construction of heterogeneous tissue models. Acta Biomaterialia. 95, 245-257 (2019).
  27. Hassan, K., et al. Functional inks and extrusion-based 3D printing of 2D materials: a review of current research and applications. NANOSCALE. 12, 19007-19042 (2020).
  28. Vithani, K., et al. An overview of 3D printing technologies for soft materials and potential opportunities for lipid-based drug delivery systems. Pharmaceutical Research. 36, (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wtryskiwanie lepko bezw adno ciowehodowla na mikrono nikachekspansja kom rekin ynieria tkankowadrukowanie bioatramentemalginianowe mikrono nikimikroskopia konfokalnachipy mikrofluidyczne
Druk 3D mikronośników hydrożelowych in vitro metodą natryskiwania naprzemienną siłą lepko-inepunktualną
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.