Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wielosystemowe monitorowanie w celu identyfikacji napadów padaczkowych, zaburzeń rytmu serca i bezdechu u przytomnych, unieruchomionych królików

5.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62256

⸱

27 marca 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, Upstate Medical University, 2Department of Neurology, Upstate Medical University, 3Strong Epilepsy Center, Departments of Neurology, Anesthesiology / Perioperative Medicine, & Pediatrics, University of Rochester Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Korzystając z jednoczesnego wideo-EEG-EKG-oksymetrii-kapnografii, opracowaliśmy metodologię oceny podatności modeli królików na rozwój prowokowanych arytmii i napadów. Ten nowatorski system rejestracji stanowi platformę do testowania skuteczności i bezpieczeństwa terapii i może uchwycić złożoną kaskadę zdarzeń wielosystemowych, których kulminacją jest nagła śmierć.

Streszczenie

Pacjenci z kanałopatiami jonowymi są narażeni na wysokie ryzyko wystąpienia napadów padaczkowych i śmiertelnych zaburzeń rytmu serca. Choroby serca i zaburzenia rytmu serca są częściej częstsze u osób z padaczką (tj. padaczką serca). Ponadto zgłaszano zaburzenia pracy serca i układu autonomicznego w okolicach napadów padaczkowych. 1:1,000 pacjentów z padaczką rocznie umiera z powodu nagłej nieoczekiwanej śmierci w padaczce (SUDEP). Mechanizmy działania SUDEP nie są jeszcze w pełni poznane. Elektroencefalogramy (EEG) i elektrokardiogramy (EKG) to dwie techniki rutynowo stosowane w warunkach klinicznych do wykrywania i badania substratów/wyzwalaczy napadów i arytmii. Chociaż wiele badań i opisów tej metodologii dotyczy gryzoni, ich aktywność elektryczna serca znacznie różni się od ludzkiej. W artykule opisano nieinwazyjną metodę jednoczesnego rejestrowania wideo-EEG-EKG-oksymetrii-kapnografii u przytomnych królików. Ponieważ funkcja elektryczna serca jest podobna u królików i ludzi, króliki stanowią doskonały model translacyjnych badań diagnostycznych i terapeutycznych. Oprócz nakreślenia metodologii pozyskiwania danych, omawiamy podejścia analityczne do badania funkcji elektrycznych i patologii nerwowo-sercowej u królików. Obejmuje to wykrywanie arytmii, analizę spektralną EEG i skalę napadów opracowaną dla skrępowanych królików.

Wprowadzenie

Elektrokardiografia (EKG) jest rutynowo stosowana w warunkach klinicznych do oceny dynamiki przewodnictwa elektrycznego serca i procesu aktywacji i odzyskiwania energii elektrycznej. EKG jest ważne dla wykrywania, lokalizacji i oceny ryzyka arytmii, niedokrwienia i zawałów. Zazwyczaj elektrody są umieszczane na klatce piersiowej, ramionach i nogach pacjenta, aby zapewnić trójwymiarowy widok serca. Odchylenie dodatnie powstaje, gdy kierunek depolaryzacji mięśnia sercowego jest skierowany w stronę elektrody, a ugięcie ujemne powstaje, gdy kierunek depolaryzacji mięśnia sercowego jest oddalony od elektrody. Elektrograficzne składowe cyklu sercowego obejmują depolaryzację przedsionków (załamek P), przewodnictwo przedsionkowo-komorowe (interwał PR), pobudzenie komorowe (zespół QRS) i repolaryzację komorową (załamek T). Istnieją duże podobieństwa w pomiarach EKG i potencjału czynnościowego u wielu ssaków, w tym u ludzi, królików, psów, świnek morskich, świń, kóz i koni1,2,3.

Króliki są idealnym modelem do badań translacyjnych serca. Serce królika jest podobne do serca ludzkiego pod względem składu kanału jonowego i właściwości potencjału czynnościowego2,4,5. Króliki zostały wykorzystane do generowania genetycznych, nabytych i indukowanych lekami modeli chorób serca2,4,6,7,8. Istnieją duże podobieństwa w EKG serca i potencjalnej odpowiedzi czynnościowej na leki u ludzi i królików7,10,11.

Tętno i proces aktywacji i odzyskiwania elektrycznego serca jest bardzo różny u gryzoni, w porównaniu do królików, ludzi i innych większych ssaków12,13,14. Serce gryzonia bije ~10 razy szybciej niż u ludzi. W przeciwieństwie do izoelektrycznego odcinka ST w EKG u ludzi i królików, nie ma odcinka ST u gryzoni14,15,16. Ponadto gryzonie mają przebieg QRS-r' z odwróconą falą T14,15,16. Pomiary odstępu QT są bardzo różne u gryzoni, u ludzi i królików14,15,16. Co więcej, normalne wartości EKG są bardzo różne u ludzi i gryzoni12,15,16. Te różnice w przebiegach EKG można przypisać różnicom w morfologii potencjału czynnościowego i kanałach jonowych, które napędzają repolaryzację serca9,14. Podczas gdy przejściowy prąd potasowy na zewnątrz jest głównym prądem repolaryzacyjnym w krótkiej (niekopułowej) morfologii potencjału czynnościowego serca u gryzoni, u ludzi i królików występuje duża kopuła fazy 2 na potencjale czynnościowym, a opóźnione prądy potasowe prostownika (IKr i IKs) są głównymi prądami repolaryzującymi u ludzi i królików4, 9,13,17. Co ważne, ekspresja IKr i IKs jest nieobecna/minimalna u gryzoni, a ze względu na czasową kinetykę aktywacji IKr i IKs nie odgrywa roli w morfologii potencjału czynnościowego serca9,13. W ten sposób króliki zapewniają bardziej translacyjny model do oceny mechanizmów indukowanych, nabytych i dziedzicznych nieprawidłowości EKG i arytmii4,7,13. Następnie, jak wykazały liczne badania, obecność nieprawidłowości elektrycznych zarówno neuronalnych, jak i sercowych w pierwotnym leczeniu serca (zespół długiego odstępu QT18,19,20) lub chorobach neuronalnych (padaczka21,22,23,24), ważne jest zbadanie mechanizmów leżących u podstaw modelu zwierzęcego, który ściśle odtwarza ludzką fizjologię. Podczas gdy gryzonie mogą być wystarczające do modelowania ludzkiego mózgu, gryzonie nie są idealnym modelem fizjologii ludzkiego serca7.

Elektroencefalografia (EEG) wykorzystuje elektrody, zwykle umieszczane na skórze głowy lub wewnątrzczaszkowo, do rejestrowania funkcji elektrycznych kory mózgowej. Elektrody te mogą wykrywać zmiany w szybkości wypalania i synchronizacji grup pobliskich neuronów piramidowych w korze mózgowej25. Informacje te można wykorzystać do oceny funkcji mózgu i stanu czuwania/snu. EEG jest również przydatne do lokalizacji aktywności padaczkowej i odróżniania napadów padaczkowych od zdarzeń niepadaczkowych (np. psychogennej aktywności niepadaczkowej i zdarzeń kardiogennych). W celu zdiagnozowania rodzaju padaczki, czynników prowokujących i pochodzenia napadu, pacjenci z padaczką są poddawani różnym manewrom, które mogą wywołać napad. Różne metody obejmują hiperwentylację, stymulację fototyczną i deprywację snu. Protokół ten demonstruje zastosowanie stymulacji fototycznej do wywoływania aberracji EEG i drgawek u królików26,27,28,29.

Jednoczesne zapisy wideo-EEG-EKG były szeroko stosowane u ludzi i gryzoni do oceny aktywności behawioralnej, neuronalnej i sercowej w stanach przed-ictal, ictal i post-ictal30. Podczas gdy w kilku badaniach przeprowadzono zapisy EEG i EKG oddzielnie u królików4,31,32,33, system do jednoczesnego pozyskiwania i analizowania wideo-EEG-EKG u świadomego, powściągliwego królika nie jest dobrze ugruntowany34. W artykule opisano projekt i implementację protokołu, który może rejestrować jednocześnie dane wideo-EEG-EKG-kapnografia-oksymetria u przytomnych królików w celu oceny funkcji neuro-sercowych, elektrycznych i oddechowych. Wyniki uzyskane za pomocą tej metody mogą wskazywać na podatność, wyzwalacze, dynamikę i zgodność między arytmiami, drgawkami, zaburzeniami oddychania i objawami fizycznymi. Zaletą naszego eksperymentalnego systemu jest to, że uzyskujemy świadome nagrania bez potrzeby stosowania środka uspokajającego. Króliki pozostają w krępach przez ≥5 godzin, przy minimalnym ruchu. Ponieważ środki znieczulające zaburzają funkcje neuronalne, sercowe, oddechowe i autonomiczne, nagrania w stanie świadomości dostarczają najwięcej danych fizjologicznych.

Ten system rejestracji może ostatecznie dostarczyć szczegółowych informacji, które pomogą lepiej zrozumieć mechanizmy neurologiczne, kardiologiczne i oddechowe odpowiedzialne za nagłą, niespodziewaną śmierć w padaczce (SUDEP). Oprócz powyższego monitorowania neurologicznego i kardiologicznego, najnowsze dowody potwierdziły również rolę niewydolności oddechowej jako potencjalnego czynnika przyczyniającego się do nagłej śmierci po napadzie35,36. Aby monitorować stan oddechowy królików, wdrożono oksymetrię i kapnografię w celu oceny stanu układu oddechowego przed, w trakcie i po napadzie. Przedstawiony tutaj protokół został opracowany w celu oceny progu napadów padaczkowych wywołanych farmakologicznie i fotycznie u królików. Protokół ten może wykryć subtelne nieprawidłowości w EEG i EKG, które mogą nie powodować objawów fizycznych. Ponadto metoda ta może być stosowana do badania bezpieczeństwa kardiologicznego i skuteczności przeciwarytmicznej nowych leków i urządzeń.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health (NIH) oraz Upstate Medical University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Ponadto zarys tego protokołu znajduje się w Rysunek 1.

1. Przygotowanie sprzętu rejestrującego

  1. Podłącz komputer do amplifier z 64-pinowym wlewem.
    UWAGA: Każde zwierzę ma cztery proste podskórne elektrody szpilkowe do skóry głowy (7 lub 13 mm) do EEG z 4 ćwiartek głowy, 3 podskórne elektrody szpilkowe do klatki piersiowej (13 mm, kąt 35°) do EKG (trójkąt Einthovena), 1 podskórną elektrodę uziemiającą do szpilki na prawej nodze i 1 prostą podskórną elektrodę szpilkową do skóry głowy na środku głowy, która służy jako odniesienie.
  2. Aby co8-ty pin na wlewie był odniesieniem, zaktualizuj ustawienia oprogramowania do akwizycji, zakładkę akwizycji, tak aby elektroda referencyjna była "niezależna" (tj. tryb badań).
    UWAGA: Umożliwia to jednoczesne nagrywanie do 7 zwierząt, z których każde zawiera 7 elektrod oraz dedykowaną elektrodę odniesienia i elektrodę masową, a wszystko to za pośrednictwem jednego wzmacniacza, digitizera i komputera. Wszystkie elektrody są rejestrowane jako kanały unipolarne i porównywane z odniesieniem (środkiem głowy). Dodatkowe konfiguracje/montaże przewodów bipolarnych i rozszerzonych można skonfigurować w trakcie lub po nagraniu. Ponieważ konfiguracja ma możliwość jednoczesnego nagrywania z wielu zwierząt, elektroda uziemiająca od każdego zwierzęcia jest podłączona równolegle do wejścia masowego we wzmacniaczu (Rysunek 2).
  3. Wyjmij króliki z klatki i zważ je, aby obliczyć odpowiednią dawkę leku dla każdego zwierzęcia. Umieść króliki w transporterze transportowym i przenieś je do oddzielnego pomieszczenia, aby zminimalizować stres u zwierząt niedoświadczalnych. W tym badaniu wykorzystano samce i samice królików rasy nowozelandzkiej białej oraz ich późniejsze potomstwo. Eksperymenty przeprowadzono na królikach > 1 miesiącu życia. W czasie eksperymentu króliki te ważyły od 0,47 do 5,00 kg.
    UWAGA: Ponieważ króliki muszą znajdować się w tym samym pomieszczeniu i w polu widzenia kamery, nie izoluj ich całkowicie. Istnieje możliwość wystąpienia wizualnych i słuchowych objawów stresu wywołanego przez jednego królika u innego królika. Dlatego idealnie jest mieć jednego królika w pokoju na raz, co odbywa się w eksperymentach ze stymulacją fototyczną. We wszystkich innych eksperymentach króliki są oddalone od siebie tak bardzo, jak to możliwe, utrzymując je wszystkie w polu widzenia kamery wideo. Idealnie byłoby, gdyby stosowane były bariery lub badane było tylko jedno zwierzę na raz. Nie było to głównym czynnikiem zakłócającym, ponieważ tętno królików pozostawało dość stabilne podczas eksperymentów i często występowały wrzeciona snu. Nagrania pochodzące od wielu zwierząt jednocześnie zapewniają, że zarówno dane dotyczące zwierząt kontrolnych, jak i badanych są pozyskiwane w tych samych warunkach środowiskowych.

2. Wszczepianie elektrod EEG-EKG i podłączanie monitorów oddechu

  1. Wyjmij jednego królika z transportera i umieść go na kolanach siedzącego śledczego.
  2. Trzymaj królika pionowo i trzymaj go blisko ciała śledczego.
  3. Opuść królika do pozycji leżącej na plecach, tak aby głowa królika znajdowała się na kolanach badacza, a głowa królika znajdowała się niżej niż reszta jego ciała.
    UWAGA: Ten manewr rozluźnia zwierzę i minimalizuje prawdopodobieństwo, że będzie próbowało się poruszyć lub uciec podczas umieszczania elektrod.
  4. Teraz, gdy królik jest zabezpieczony w pozycji leżącej, poproś drugiego badacza o rozłożenie futra, aż skóra będzie mogła zostać zidentyfikowana i odizolowana od leżącej pod spodem tkanki.
  5. Umieść elektrody zgięte pod kątem 35° podskórnie w każdej pachy (Rysunek 3A).
    UWAGA: Elektrody należy przepchnąć tak, aby były bezpiecznie zaczepione w skórze, ale nie wnikały w głębsze struktury. Wchodzenie, a następnie wychodzenie elektrody ze skóry (na wskroś) zmniejsza ryzyko wysunięcia się przewodów podczas umieszczania królika w unieruchomieniu lub jeśli porusza się on podczas eksperymentu (Rysunek 3B). Wszystkie elektrody są sterylizowane 70% etanolem przed umieszczeniem.
  6. Umieść przewody na klatce piersiowej z tyłu do prawej i lewej kończyny przedniej oraz na brzuchu przed lewą kończyną tylną. Umieść elektrodę szpilkową uziemiającą przed prawą tylną kończyną na brzuchu (Rysunek 4A).
  7. Po prawidłowym umieszczeniu wszystkich przewodów EKG przywróć królika do pozycji leżącej, tak aby przewody biegły po jednej stronie brzucha królika i przenieś królika do krępa o odpowiedniej wielkości (np. 6 "x 18" x 6"). Umieszczając królika w unieruchomieniu, pociągnij luźny drut do góry, aby zminimalizować wyciąganie elektrod nogami przez królika. Przyklej druty z boku ogranicznika, aby nie zostały przytrzaśnięte pod królikiem podczas eksperymentu (Rysunek 4B).
  8. Zabezpiecz królika w unieruchomieniu, opuszczając pas przytrzymujący wokół szyi i blokując go na miejscu. Dodatkowo przesuń tylne kończyny do góry pod zwierzę i zabezpiecz tylne ograniczenie.
    UWAGA: Powinno być w stanie zmieścić 1-2 palce w przestrzeni pod szyją, aby upewnić się, że nie jest zbyt ciasna. Szczególnie podczas eksperymentów, w których mogą występować ruchy motoryczne, ważne jest, aby zaostrzyć ograniczenie, aby zminimalizować ruch, potencjalne urazy kręgosłupa, zwichnięcie kończyn i możliwość wyrzucenia tylnego pasa bezpieczeństwa (Rysunek 4B). Króliki były trzymane w uwięzi przez ~5 godzin bez żadnych problemów związanych ze zwiększonym ruchem lub objawami odwodnienia.
    1. W przypadku małych królików (np. w wieku poniżej 2 miesięcy) umieść gumową podkładkę podwyższającą pod zwierzęciem, aby podnieść królika do góry, co uniemożliwi królikowi oparcie szyi na spodzie zagłówka (Rysunek 4C).
      UWAGA: Nagły spadek częstości oddechów i akcji serca może być wtórny do uderzenia szyi. W takim przypadku poluzuj ogranicznik szyi i podnieś głowę królika, aby złagodzić ucisk szyi.
    2. Gdy tylne urządzenie przytrzymujące nie przylega dokładnie do grzbietu/kręgosłupa królika, należy umieścić przekładkę z PVC, aby zapobiec wszelkim ruchom, które mogłyby spowodować urazy kręgosłupa.
      UWAGA: Na przykład rurę PVC o długości ~14 cm x średnicy wewnętrznej 4 cale, z usuniętymi dolnymi 25-33%, można umieścić nad królikiem za pomocą pianki, aby zapewnić odpowiednie ograniczenie (Rysunek 4C).
  9. Teraz, gdy królik jest bezpiecznie umieszczony w uchwycie, włóż podskórne proste elektrody szpilkowe o średnicy 7-13 mm do skóry głowy (Rysunek 3A). Stosując podejście do wejścia pod kątem 45°, poprowadź przewody między uszami i luźno przywiąż druty do ogranicznika za głową, aby utrzymać ułożenie przewodu. Umieść 5 odprowadzeń EEG w następujących pozycjach: prawy przedni, lewy przedni, prawy potyliczny, lewy potyliczny i centralny przewód odniesienia (Cz) w punkcie między pozostałymi 4 odprowadzeniami (Rysunek 4D).
    UWAGA: Elektrody są prawidłowo umieszczone, gdy są umieszczone w tkance podskórnej przy czaszce. Takie umieszczenie minimalizuje artefakty z nosa, uszu i innych otaczających mięśni. Pewne artefakty związane z rytmicznymi ruchami nosa są nieuniknione. Przednie odprowadzenia EEG powinny być umieszczone przyśrodkowo w stosunku do oczu królika i skierowane do przodu. Przewody potyliczne powinny być umieszczone przed uszami i będą skierowane w kierunku przyśrodkowym. Cz umieszcza się na środku czubka głowy w punkcie, który znajduje się między wszystkimi 4 elektrodami (w połowie drogi między Lambda a Bregma, wzdłuż linii szwu). Trzpień elektrody Cz jest skierowany do przodu.
    1. Przełóż przewody EEG między uszami, aby królik nie próbował ugryźć przewodów.
  10. Przymocuj pletyzmograf pulsoksymetru do ucha królika nad żyłą ucha brzeżnego.
    UWAGA: Może być konieczne zgolenie nadmiaru włosów z ucha, aby poprawić sygnał lub użycie gazy, aby utrzymać czujnik na miejscu.
    1. Upewnij się, że tętno na pletyzmografii koreluje z tętnem z EKG i że wyświetlane jest nasycenie tlenem (Rysunek 5C).
  11. Delikatnie umieść maskę na twarz z rurką kapnograficzną na pysku i nosie królika (ryc. 4H). Zabezpiecz maskę na twarz sznurkiem owiniętym wokół maski i przymocuj oba końce sznurka do ogranicznika. Podłącz drugi koniec rurki kapnograficznej do monitora parametrów życiowych.
    UWAGA: Ważne jest, aby sznurek nie kładł się na oczach królika podczas eksperymentu. Aby to zrobić, przyklej sznurek do środka ogranicznika między uszami królika. Aby poprawić sygnał kapnograficzny, stwórz zawór jednokierunkowy za pomocą taśmy i cienkiego kawałka nitrylu, który pozwoli tlenowi dostać się do trójnika i skieruje wydychany CO2 do rurki kapnograficznej (Rysunek 4I).

3. Zapis wideo-EEG-EKG

  1. Wykonaj zapis wideo-EEG-EKG za pomocą dostępnego na rynku oprogramowania EEG.
    UWAGA: Przewody biopotencjału i wideo są zablokowane w czasie, aby później skorelować sygnały elektryczne i wideo (np. skok EEG z szarpnięciem mioklonicznym).
  2. Potwierdź optymalną łączność, bez dryftu linii bazowej, bez szumów elektrycznych 60 Hz i z wysokim stosunkiem sygnału do szumu. W szczególności upewnij się, że każda faza przebiegu serca może być uwidoczniona w EKG i że fale delta, theta i alfa nie są wizualnie zasłonięte przez szum o wysokiej częstotliwości w EEG.
    1. Jeśli wszystkie elektrody wytwarzają nadmierny poziom hałasu, wyreguluj środkowy przewód odniesienia. Jeśli tylko jedna elektroda jest nadmiernie głośna, wepchnij ją głębiej w skórę lub zmień jej położenie, aż nie będzie odsłonięty metal.
  3. Dostosuj film tak, aby wszystkie króliki były widoczne jednocześnie, co pozwala na korelację aktywności motorycznej z wynikami EEG (Rysunek 5A).
    UWAGA: System obsługuje jednoczesne zapisy EEG/EKG/oksymetrii/kapnografii od maksymalnie 7 królików.
  4. Rozpocznij zapis linii bazowej od każdego zwierzęcia przez co najmniej 10-20 minut lub do momentu, gdy tętno ustabilizuje się do spokojnego, zrelaksowanego stanu (200-250 uderzeń na minutę), a króliki nie będą wykazywać dużych ruchów przez co najmniej 5 minut. Uzyskaj dane elektrograficzne o pełnej przepustowości bez żadnych filtrów. W celu lepszej wizualizacji danych ustaw filtr niskiej częstotliwości (=filtr górnoprzepustowy) na 1 Hz, a filtr wysokiej częstotliwości (=filtr dolnoprzepustowy) na 59 Hz.
    UWAGA: Innym znakiem, że królik jest zrelaksowany, jest początek wrzecion snu EEG (omówionych później).
  5. Dodawaj notatki z blokadą czasową podczas eksperymentu w czasie rzeczywistym, aby wskazać czas interwencji (np. podanie leku) i zdarzenia neurosercowe (np. skok EEG, drgawki ruchowe, bicie ektopowe i arytmie) oraz artefakty motoryczne/badacza.
    UWAGA: Ze względu na częstotliwość, z jaką badacz musi stosować interwencję (np. stymulacja fototyczna, podawanie leków), aby zminimalizować stres związany z wchodzeniem i wychodzeniem z pokoju oraz otwieraniem/zamykaniem drzwi, badacz pozostaje po przeciwnej stronie pokoju przez cały czas trwania eksperymentu. Badacz siedzi jak najdalej od zwierzęcia i pozostaje nieruchomy i cicho, aby zminimalizować potencjalne przeszkadzanie zwierzętom.

4. Protokoły eksperymentalne

UWAGA: Każdy z poniższych eksperymentów jest przeprowadzany w oddzielnych dniach, jeśli są wykonywane na tym samym zwierzęciu. Istnieje 2-tygodniowe opóźnienie między badaniami leków w testach doustnych a badaniem ostrego terminalnego leku prodrgawkowego. W razie potrzeby przeprowadza się eksperyment ze stymulacją fototyczną, po którym następuje 30-minutowe oczekiwanie, a następnie badanie leku PTZ.

  1. Aby umożliwić królikom zaaklimatyzowanie się w krępach, a badaczowi obiektywne potwierdzenie stabilizacji częstości czynności krążeniowo-oddechowych, należy wyposażyć wszystkie króliki w czujniki krążeniowo-oddechowe i neuronalne oraz prowadzić ciągły monitoring wideo przez > 1 godzinę, 1 - 3 razy na zwierzę.
  2. Eksperyment ze stymulacją fototyczną
    1. Oprócz metody opisanej powyżej, umieść źródło światła z okrągłym reflektorem 30 cm przed królikiem na wysokości oczu, z intensywnością błysku ustawioną na maksimum (16 kandeli)29. Źródło światła jest oznaczone białą kropką w Rysunek 4E.
      UWAGA: Do wywołania reakcji światłoczułej należy użyć słabo oświetlonego pomieszczenia37.
    2. Ponieważ oczy królika znajdują się z boku głowy, a nie z przodu głowy (jak u ludzi), umieść 2 lustra po obu stronach królika i 1 za królikiem, aby światło wpadało do oczu królika.
      UWAGA: Płaskie lustro o wysokości ≥ 20 cm i długości ≥ 120 cm tworzy trójkątną obudowę wokół królika, aby zapewnić, że światło wpada do oczu królika, jak widać na Rysunek 4E.
    3. Podłącz źródło światła do kontrolera, który ma regulowaną szybkość, intensywność i czas trwania.
    4. Nagrywaj wideo za pomocą kamery z możliwością nagrywania na czerwonym świetle i w podczerwieni.
    5. Wystaw króliki na działanie każdej częstotliwości przez 30 s z otwartymi oczami, a następnie kolejne 30 s z maską chirurgiczną zakrywającą twarz, aby zasymulować lub spowodować zamknięcie oczu przy każdej częstotliwości.
      UWAGA: Poprzednie badania wykazały, że zamknięcie oczu jest najbardziej prowokacyjnym manewrem wywołującym nadwrażliwość na światłoczułość na napady29. Ponadto 10% pacjentów z nadwrażliwością na światło wykazuje objawy elektroencefalograficzne tylko wtedy, gdy mają zamknięte oczy29. Napad można zidentyfikować klinicznie, obserwując obecność szarpnięć mioklonicznych głowy i całego ciała, klonusa lub stanu tonizującego. Zapis EEG jest dokładniej analizowany pod kątem korelacji elektroencefalograficznej (np. skoki, poli-kolce i wyładowania rytmiczne) z objawami motorycznymi w celu ostatecznego rozpoznania aktywności napadowej. Ruchy, w których EEG jest zasłonięte przez artefakt mięśniowy lub fale o nieokreślonej epileptogenności, powinny zostać sprawdzone przez epileptologa w celu potwierdzenia.
    6. Zwiększ częstotliwość stymulatora fototycznego z 1 Hz do 25 Hz w krokach co 2 Hz. Następnie wykonaj ten sam protokół fotostymulacji, ale tym razem zmniejszaj częstotliwość z 60 Hz do 25 Hz w krokach co 5 Hz.
      UWAGA: Jeśli królik ma napad, eksperyment należy przerwać. Kontynuuj monitorowanie królika przez 30 minut. Następnie należy zwrócić królika do pomieszczenia inwentarskiego i monitorować co 1 godzinę przez 3 godziny, aby w pełni wyzdrowieć. Jeśli jednak stymulacja fotyczna indukuje reakcję fotonapadową, wówczas pozostałe częstotliwości narastające są pomijane i seria jest rozpoczynana ponownie przez zejście z 60 Hz, aż do wystąpienia kolejnej reakcji fotonapadowej. Pozwoli to na wyznaczenie górnego i dolnego progu stymulacji fototycznej. Nie jest konieczne żadne opóźnienie, ponieważ odpowiedź fotonapadowa ustanie po przerwaniu stymulacji fototycznej. Jeśli nie jest jasne, czy wystąpiła reakcja fotonapadowa, częstotliwość jest powtarzana po 10 sekundach opóźnienia38.
    7. Po zakończeniu eksperymentu usuń przewody EEG i EKG z królika i umieść go z powrotem w klatce domowej w celu rutynowej opieki przez personel hodowlany.
  3. Doustne podawanie leków
    1. Ponieważ wiele leków przyjmuje się doustnie, przygotuj doustne związki, mieszając je z musem jabłkowym o jakości spożywczej. Wymieszaj 0,3 mg/kg E-4031 z 3 ml musu jabłkowego i załaduj do 3 ml strzykawki doustnej/irygacyjnej bez igły.
      UWAGA: W ten sposób można podawać kilka leków, w tym związki testowe, leki, o których wiadomo, że zmieniają czas trwania odstępu QT (moksyfloksacyna lub E-4031) oraz kontrolę ujemną lub nośnik. Niektóre leki nie są dostępne w postaci dożylnej. Ponadto wiele leków jest przepisywanych w postaci doustnej, dlatego podawanie dożylne może mieć mniejsze znaczenie kliniczne.
    2. Podnieś górną wargę i wsuń końcówkę strzykawki doustnej w bok pyska królika, który nie jest zasłonięty zębami królika, a następnie wstrzyknij cały lek i mus jabłkowy do ust królika.
    3. Kontynuuj zapis wideo EEG-EKG przez 2 godziny, a następnie zwróć zwierzę do jego domowej klatki w celu rutynowej opieki.
    4. W dniu eksperymentalnym 2 i 3 podłącz królika do wideo-EEG-EKG, nagraj 10-20 minut wartości wyjściowej, a następnie wstrzyknij ten sam lek i nagrywaj przez 2 godziny.
    5. Po 1 tygodniu wymywania wykonaj 10-20 minut wartości wyjściowej, a następnie podawaj każdemu królikowi pojedynczą dawkę placebo przez 3 kolejne dni i zapisuj przez 2 godziny < br / > UWAGA: Podawanie leków doustnych może być zaprojektowane jako badanie krzyżowe, w którym placebo podaje się w 1. tygodniu, a lek w 2. tygodniu.
  4. Eksperyment z lekami dożylnymi (pentylenotetrazol, PTZ)
    1. Aby uwidocznić żyłę ucha brzeżnego, ogol tylną powierzchnię ucha królika. Użyj chusteczki z 70% etanolu, aby zdezynfekować miejsce i rozszerzyć żyłę brzeżną ucha. Wskazuje na to przerywany owal w Rysunek 4F.
    2. W tym momencie niech jeden eksperymentator zakryje twarz królika ręką, aby zmniejszyć stres związany z procedurą dla królika. Drugi eksperymentator ostrożnie kaniuluje żyłę brzeżną za pomocą sterylnego angiocewnika 25-G.
    3. Gdy cewnik znajdzie się w żyle, umieść sterylny korek do wstrzykiwań na końcu cewnika, aby igła mogła wprowadzić lek dożylnie. Położenie korka wtryskowego jest oznaczone niebieskim kółkiem w Rysunek 4G.
    4. Wykonaj szynę, owijając gazę o wymiarach 4 x 4 cale taśmą tak, aby tworzyła kształt rurki i umieszczając ją w uchu królika. Następnie przyklej szynę do ucha tak, aby cewnik był zamocowany na miejscu i pozostał w pozycji pionowej, podobnie jak w przypadku ucha niecewnikowanego.
    5. Wstrzyknąć 1 ml 10 jednostek USP na ml heparynizowanej soli fizjologicznej.
      UWAGA: Cewnik i naczynie powinny być w widoczny sposób oczyszczone z powietrza i pozostać opatentowane. Jeśli cewnik nie znajduje się w naczyniu, strzykawka nie będzie się łatwo przepychać i dojdzie do nagromadzenia soli fizjologicznej w tkance podskórnej.
    6. Podawać królikom kolejne dawki PTZ dożylnie od 1 mg/kg do 10 mg/kg mc. w odstępach co 1 mg/kg co 10 minut. Na początku każdej dawki należy zanotować, któremu zwierzęciu wstrzykuje się lek i jakie jest stężenie leku.
      UWAGA: Umożliwia to ocenę ostrych i addytywnych skutków podawania PTZ. Alternatywnie, w celu dalszej oceny przewlekłych skutków PTZ w niskich dawkach, królikowi podaje się dawki powtarzane przy każdym stężeniu niskiej dawki, 7 dawek po 2 mg/kg mc., 3 dawki po 5 mg/kg mc., a następnie 3 dawki po 10 mg/kg mc., przy czym każda dawka jest oddzielona o 10 min.
    7. Po każdej dawce należy uważnie monitorować wideo-EEG-EKG-kapnografię-oksymetrię pod kątem wszelkich nieprawidłowości neuro-sercowych, elektrycznych i oddechowych oraz wizualnych dowodów aktywności padaczkowej. Zwróć uwagę na te zmiany w czasie rzeczywistym i podczas analizy końcowej.
      UWAGA: Aktywność napadowa często rozpoczyna się w ciągu 60 sekund od podania PTZ.

5.Podsumowanie eksperymentów bez przetrwania.

  1. Jeśli królik nie doświadczył nagłej śmierci w trakcie eksperymentu PTZ, należy podać 1 ml 390 mg/ml pentobarbitalu sodu na każde 4,54 kg masy ciała (lub 1,5 ml dla wszystkich królików), a następnie 1 ml płukania soli fizjologicznej. Monitoruj EKG, aby upewnić się, że u królika dojdzie do zatrzymania akcji serca.
  2. Gdy u królika dojdzie do zatrzymania akcji serca, szybko przeprowadź sekcję zwłok, aby świeżo wyizolować różne narządy, w tym serce, płuca, wątrobę, mózg, mięśnie szkieletowe i wszelkie inne tkanki niezbędne do kolejnych analiz molekularnych/biochemicznych.
  3. Pozbądź się królika zgodnie z zasadami instytucji.

6. Analiza EKG

  1. Użyj dostępnego na rynku oprogramowania do analizy EKG, aby wizualnie sprawdzić EKG i zidentyfikować okresy tachykardii, bradykardii, uderzeń ektopowych i innych zaburzeń rytmu serca (Ryc. 6). Aby zmniejszyć ilość danych do przejrzenia, utwórz tachogram, który ułatwi identyfikację okresów tachykardii, bradykardii lub nieprawidłowości w przedziale RR.
    UWAGA: Nieprawidłowości EKG (np. wydłużenie odstępu QTc) i zaburzenia rytmu serca są identyfikowane ręcznie poprzez przegląd EKG pod kątem nieprawidłowości w częstości (np. arytmie Brady'ego/Tachy), rytmu (np. przedwczesne kompleksy przedsionkowo-komorowe), przewodzenia (np. Blok przedsionkowo-komorowy) i kształtu fali (np. częstoskurcz przedsionkowy/komorowy niezatokowy i migotanie). Arytmie można wykryć, przeglądając tachogram pod kątem nieprawidłowości w przedziale RR. Tachykardię można rozpoznać po odcinkach tachogramu, w których tętno przekracza 300 uderzeń na minutę. Bradykardia jest identyfikowana, gdy tętno jest mniejsze niż 120 uderzeń na minutę na tachomerze.
  2. Korzystając z dostępnego na rynku oprogramowania do analizy EKG, wykonuj standardowe pomiary EKG (tętno, odstępy między cyklami pracy serca) na początku badania i po prowokacji (np. badacz manipulujący zwierzęciem, podawanie badanych czynników i zmiany EKG wywołane napadami).

7. Analiza wideo-EEG

  1. Przewiń wizualnie wideo i śledzenie EEG za pomocą dostępnego na rynku oprogramowania, aby zidentyfikować sygnał wyjściowy (Rysunek 7) i obecność oczekiwanych wyładowań EEG, takich jak wrzeciona snu (Rysunek 8) i fale wierzchołkowe ( Rysunek 9).
    UWAGA: Chociaż dane elektrograficzne o pełnej szerokości pasma są pozyskiwane bez żadnych filtrów, dane powinny być wyświetlane z filtrem niskich częstotliwości (tj. filtrem górnoprzepustowym) ustawionym na 1 Hz, a w oparciu o twierdzenie Nyquista, filtr wysokotonowy (tj. filtr dolnoprzepustowy) jest ustawiony na 120 Hz, aby uniknąć pominięcia jakiegokolwiek sygnału. Filtry można dostosować, aby umożliwić lepszą wizualizację i redukcję szumów (np. 1-59 Hz) podczas przeglądania aktywności EEG o niższej częstotliwości (<25 Hz).
  2. Oprócz przebiegów kapnograficznych użyj artefaktu ruchu nosa na EEG, aby określić obecność lub brak oddychania. Można to również skorelować z ruchami nosa widocznymi na nagraniu wideo.
  3. Przewijaj wizualnie wideo i śledzenie EEG za pomocą dostępnego na rynku oprogramowania, aby odróżnić ruchy padaczkowe od niepadaczkowych (np. świadomych) przez co najmniej 1 minutę po każdej dawce PTZ (Rysunek 10). Skanowanie w poszukiwaniu międzynapadowych wyładowań padaczkowych i zmian w EEG przed, w trakcie i po napadach. Napad można zidentyfikować klinicznie, obserwując obecność szarpnięć mioklonicznych głowy i całego ciała, klonusa lub stanu tonicznego z korelatem EEG. Zmiany w EEG mogą obejmować skoki EEG, poli-skoki i wyładowania rytmiczne.
    UWAGA: Ruchy, w których EEG jest zasłonięte przez artefakt mięśniowy lub fale o nieokreślonej padaczkowatości, powinny zostać sprawdzone przez neurologa w celu potwierdzenia. Korzystne może być skupienie się na jednym króliku, aby dokładniej przyjrzeć się jego zachowaniu, a także zapisom EEG i EKG (Ryc. 5B).
  4. Oceń wideo-EEG pod kątem napadów w oparciu o rodzaj i nasilenie objawów motorycznych, które zwykle występują w ciągu 1 minuty po wstrzyknięciu PTZ (Tabela 1).
  5. Po eksperymencie stymulacji fototycznej przeanalizuj odprowadzenia potyliczne EEG pod kątem obecności i braku potylicznego rytmu jazdy, tworząc wykres analizy spektralnej w dostępnym na rynku oprogramowaniu do analizy EEG. Potyliczny rytm jazdy utworzy szczyt w analizie spektralnej, który odpowiada częstotliwości stymulatora fototycznego (Rysunek 11).
    UWAGA: Stymulacja fototyczna może powodować piki częstotliwości harmonicznej oprócz szczytu częstotliwości podstawowej.

7. Analiza funkcji oddechowych

  1. Przejrzyj dane wyjściowe z monitora parametrów życiowych (Rysunek 4I) i wyeksportuj sygnał do dalszej analizy.
  2. Zwróć uwagę na zmianę wzorca oddychania podczas napadu i po napadzie, zwłaszcza w momencie, w którym zaczyna się bezdech.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisana powyżej metoda jest w stanie wykryć nieprawidłowości w układzie przewodnictwa elektrycznego mózgu i serca, a także zaburzenia oddychania. Oprogramowanie do akwizycji danych służy do oceny morfologii EKG i wykrywania wszelkich nieprawidłowych tętna, zaburzeń przewodzenia lub rytmów EKG (apryzowe/komorowe pobudzenia ektopowe oraz arytmie Brady'ego/tachy'ego) (Ryc. 6). Oprócz wizualizacji morfologii EKG, ślady są analizowane w celu ilościowego określenia interwału...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ten eksperymentalny układ umożliwia szczegółowe, jednoczesne zapisy i analizy wideo-EEG-EKG-oksymetrii i kapnografii u królików, szczególnie w modelach chorób serca i/lub neuronów. Wyniki tego artykułu pokazują, że metoda ta jest w stanie wykryć napady padaczkowe i arytmie oraz odróżnić je od artefaktów elektrograficznych. Oczekiwane rezultaty uzyskano po podaniu królikom prokondrgawki, który indukował drgawki. Dane uzyskane z zapisów wideo-EEG mogły być dalej analizowane w celu różnicowania ruchów dobrowolnych od rosnąc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy przyznają, że to badanie było wspierane przez granty z American Heart Association, American Epilepsy Society i SUNY Upstate Department of Pharmacology.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% irygacja chlorkiem sodu, USP - elastyczny pojemnikPFIZER (HOSPIRA)7983-09Rozcieńczająca
strzykawka 10cc Luer Lock z igłą 20G x 1"Sur-VetSS-10L2025Używana jako spłukiwanie po wstrzyknięciu leku
Gąbki z gazy 4x4Fisher Scientific22-415-469Zwinięta w rurkę do szynowania ucha z angiocewnikiem
Sos jabłkowy Kirkland897971Pojazd do przyjmowania leków doustnych
KomputerDellOptiplex 5040Komputer akwizycyjny
E-4031Tocris1808Środek znany z wydłużania odstępu QT
Elektroda EKGRhythmLinkRLSND116-2.513mm wygięta pod kątem 35 stopni (średnica 0,4 mm) elektrody podskórne
Elektroda EEGRhythmLinkRLSP5135-skrętne proste 13 mm (średnica 0,4 mm) podskórne elektrody szpilkowe
EEGLAB (2020)Swartz Center for Computational NeuroscienceOpen AccessMoże wykonywać analizę spektralną
EEG Adapter Ethernet-to-EthernetLinksysUSB3G16Adapter do podłączenia kamery do komputera
Rozwiązanie Eutanazja-IIIMed-PharmexANADA 200-280Zawiera pentobarbital sodu i fenytoinę sodową, substancję kontrolowaną
Wyściółka piankowaOgólnyNie dotyczyZmniejsza nacisk wywierany na szyję małych królików przez ograniczenie, aby zapobiec niekorzystnym skutkom ucisku szyi krążeniowo-oddechowej
Heparin Lock FlushMedlineEMZ50051240Aby utrzymać drożność angiocewnika
IR LightBoschEX12LED-3BD-8WUłatwia nagrywanie w ciemności
LabChart Pro (2019, wersja 8.1.16)ADInstrumentsN/AEKG Analiza
EKG JELCO PROTECTIV Safety I.V. Cewniki, 25 gaugeSmiths Medical3060Służy do cewnikowania żyły ucha brzeżnego
MATLAB (R2019b, aktualizacja 5)MathWorksN/AWymagane do uruchomienia mikrofonu EEGLAB
Sony StereoECM-D570PNagrywanie słyszalnych objawów napadów Taśma
medyczna Micropore, papierowa, biała3M1530-1Służy do zabezpieczania przewodów i tworzenia szyny usznej
Natus NeuroWorksNatusLC101-8Oprogramowanie do pozyskiwania i recenzowania
Pentylenotetrazol (1 - 10 mg/kg zawsze w objętości 1 ml)Sigma-Aldrich88580Rozcieńczenia przygotowane w soli fizjologicznej
Stymulator fotycznyTrawaPS22Stymulator do kontroli częstotliwości, opóźnienia, czasu trwania, intensywności impulsów świetlnych
Plastikowy organizer / wiązka drutów12Vwire.comLM-12-100-BLKWiązka przewodów w celu zmniejszenia hałasu
PS 22 Stymulator fototycznyInstrumenty do trawyBZA641035Światło stroboskopowe z regulowaną częstotliwością błysku, opóźnieniem i intensywnością Rura
PVCOgólnyNiedotyczyZapobiega kopaniu tylnymi nogami przez małe króliki i powodowaniu urazów kręgosłupa
Wzmacniacz kwantowyNatus13926Wzmacniacz / digitizer
Wzmacniacz Quantum HeadBoxNatus2213464-pinowa skrzynka rozdzielcza
Ogranicznik królikaPlas-Labs501-TCDostępne są ograniczniki dla królików o różnych rozmiarach. 6" x 18" x 6" w tym badaniu.
Gumowa podkładka (wzmacniacz)OgólnaNie dotyczyPodnosi małe króliki w unieruchomieniu, aby zapobiec uciskowi szyi Klips
na ucho SpO2NONIN61000PureSAT/SpO2
Adapter czujnika SpO2NONIN13931XPOD PureSAT/SpO2
SRG-X120 Kamera PTZ 1080p z wyjściem HDMI, IP i 3G-SDI Kamera
Sony SRG-X120 ImpelaTerumo Sur-Vet Strzykawka tuberkulinowa 1cc 25G X 5/8" Regular LuerSur-Vet13882Służy do wstrzykiwania leków dożylnych
Weterynaryjna zatyczka iniekcyjna Luer LockSur-VetSRIP2VZatyczka do wstrzykiwań do wprowadzania igły do leków dożylnych
Webcol Alcohol Prep, sterylna, duża, 2-warstwowaCovidien5110Do przygotowania żyły usznej przed cewnikowaniem

Bibliografia

  1. Kaese, S., et al. The ECG in cardiovascular-relevant animal models of electrophysiology. Herzschrittmacherther Elektrophysiology. 24 (2), 84-91 (2013).
  2. Pogwizd, S. M., Bers, D. M. Rabbit models of heart disease. Drug Discovery Today: Disease Models. 5 (3), 185-193 (2008).
  3. O'Hara, T., Rudy, Y. Quantitative comparison of cardiac ventricular myocyte electrophysiology and response to drugs in human and nonhuman species. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 302 (5), 1023-1030 (2012).
  4. Brunner, M., et al. Mechanisms of cardiac arrhythmias and sudden death in transgenic rabbits with long QT syndrome. Journal of Clinical Investigation. 118 (6), 2246-2259 (2008).
  5. Lengyel, C., et al. Pharmacological block of the slow component of the outward delayed rectifier current (I(Ks)) fails to lengthen rabbit ventricular muscle QT(c) and action potential duration. British Journal of Pharmacology. 132 (1), 101-110 (2001).
  6. Baczko, I., Hornyik, T., Brunner, M., Koren, G., Odening, K. E. Transgenic rabbit models in proarrhythmia research. Frontiers in Pharmacology. 11, 853(2020).
  7. Rudy, Y., et al. Systems approach to understanding electromechanical activity in the human heart: a national heart, lung, and blood institute workshop summary. Circulation. 118 (11), 1202-1211 (2008).
  8. Zhu, Y., Ai, X., Oster, R. A., Bers, D. M., Pogwizd, S. M. Sex differences in repolarization and slow delayed rectifier potassium current and their regulation by sympathetic stimulation in rabbits. Archives. 465 (6), 805-818 (2013).
  9. Nerbonne, J. M., Nichols, C. G., Schwarz, T. L., Escande, D. Genetic manipulation of cardiac K(+) channel function in mice: what have we learned, and where do we go from here. Circulation Research. 89 (11), 944-956 (2001).
  10. Eckardt, L., et al. Drug-related torsades de pointes in the isolated rabbit heart: comparison of clofilium, d,l-sotalol, and erythromycin. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 32 (3), 425-434 (1998).
  11. Baczko, I., Jost, N., Virag, L., Bosze, Z., Varro, A. Rabbit models as tools for preclinical cardiac electrophysiological safety testing: Importance of repolarization reserve. Progress on Biophysics and Molecular Biology. 121 (2), 157-168 (2016).
  12. Richig, J. W., Sleeper, M. M. Electrocardiography of Laboratory Animals. , Elsevier Inc. (2019).
  13. Edwards, A. G., Louch, W. E. Species-dependent mechanisms of cardiac arrhythmia: A cellular focus. Clinical Medicine Insights. Cardiology. 11, 1179546816686061(2017).
  14. Salama, G., London, B. Mouse models of long QT syndrome. Journal of Physiology. 578, Pt 1 43-53 (2007).
  15. Zhang, Y., Wu, J., King, J. H., Huang, C. L., Fraser, J. A. Measurement and interpretation of electrocardiographic QT intervals in murine hearts. American Journal of Physiology. Heart and Circulation Physiology. 306 (11), 1553-1557 (2014).
  16. Auerbach, D. S., et al. Altered cardiac electrophysiology and SUDEP in a model of dravet syndrome. PLoS One. 8 (10), 15(2013).
  17. Aiba, T., Tomaselli, G. F. Electrical remodeling in the failing heart. Current Opinion in Cardiology. 25 (1), 29-36 (2010).
  18. Auerbach, D. S., et al. Genetic biomarkers for the risk of seizures in long QT syndrome. Neurology. 87 (16), 1660-1668 (2016).
  19. Anderson, L. L., et al. Antiepileptic activity of preferential inhibitors of persistent sodium current. Epilepsia. 55 (8), 1274-1283 (2014).
  20. Johnson, J. N., et al. Identification of a possible pathogenic link between congenital long QT syndrome and epilepsy. Neurology. 72 (3), 224-231 (2009).
  21. Devinsky, O., Hesdorffer, D. C., Thurman, D. J., Lhatoo, S., Richerson, G. Sudden unexpected death in epilepsy: epidemiology, mechanisms, and prevention. Lancet Neurology. 15 (10), 1075-1088 (2016).
  22. Bagnall, R. D., et al. Exome-based analysis of cardiac arrhythmia, respiratory control, and epilepsy genes in sudden unexpected death in epilepsy. Annals in Neurology. 79 (4), 522-534 (2016).
  23. Frasier, C. R., et al. Channelopathy as a SUDEP biomarker in dravet syndrome patient-derived cardiac myocytes. Stem Cell Reports. 11 (3), 626-634 (2018).
  24. Glasscock, E. Genomic biomarkers of SUDEP in brain and heart. Epilepsy and Behavior. 38, 172-179 (2014).
  25. Olejniczak, P. Neurophysiologic basis of EEG. Journal of Clinical Neurophysiology. 23 (3), 186-189 (2006).
  26. Gastaut, H., Hunter, J. An experimental study of the mechanism of photic activation in idiopathic epilepsy. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 2 (3), 263-287 (1950).
  27. Fisher, R. S., et al. Photic- and pattern-induced seizures: A review for the Epilepsy Foundation of America Working Group. Epilepsia. 46 (9), 1426-1441 (2005).
  28. Specchio, N., et al. Diagnosing photosensitive epilepsy: fancy new versus old fashioned techniques in patients with different epileptic syndromes. Brain Development. 33 (4), 294-300 (2011).
  29. Kasteleijn-Nolst Trenite, D., et al. Methodology of photic stimulation revisited: updated European algorithm for visual stimulation in the EEG laboratory. Epilepsia. 53 (1), 16-24 (2012).
  30. Mishra, V., Gautier, N. M., Glasscock, E. Simultaneous video-EEG-ECG monitoring to identify neurocardiac dysfunction in mouse models of epilepsy. Journal of Visualized Experiments. (131), e57300(2018).
  31. Green, J. D., Maxwell, D. S., Schindler, W. J., Stumpf, C. Rabbit EEG "theta" rhythm: Its anatomical source and relation to activity in single neurons. Journal of Neurophysiology. 23 (4), 403-420 (1960).
  32. Petersen, J., Diperri, R., Himwich, W. A. The comparative development of the EEG in rabbit, cat and dog. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 17, 557-563 (1964).
  33. Strain, G. M., Van Meter, W. G., Brockman, W. H. Elevation of seizure thresholds: a comparison of cerebellar stimulation, phenobarbital, and diphenylhydantoin. Epilepsia. 19 (5), 493-504 (1978).
  34. Cheng, Y., et al. Effectiveness of retigabine against levobupivacaine-induced central nervous system toxicity: A prospective, randomized animal study. Journal of Anesthesia. 30 (1), 109-115 (2016).
  35. Nascimento, F. A., et al. Pulmonary and cardiac pathology in sudden unexpected death in epilepsy (SUDEP). Epilepsy and Behavior. 73, 119-125 (2017).
  36. Buchanan, G. F. Impaired CO2-Induced Arousal in SIDS and SUDEP. Trends in Neuroscience. 42 (4), 242-250 (2019).
  37. Van Egmond, P., Binnie, C. D., Veldhuizen, R. The effect of background illumination on sensitivity to intermittent photic stimulation. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 48 (5), 599-601 (1980).
  38. Harding, G. F., Fylan, F. Two visual mechanisms of photosensitivity. Epilepsia. 40 (10), 1446-1451 (1999).
  39. Kuwada, S., Stanford, T. R., Batra, R. Interaural phase-sensitive units in the inferior colliculus of the unanesthetized rabbit: effects of changing frequency. Journal of Neurophysiology. 57 (5), 1338-1360 (1987).
  40. Kalume, F., et al. Sudden unexpected death in a mouse model of Dravet syndrome. Journal of Clinical Investigation. 123 (4), 1798-1808 (2013).
  41. Xiang, C., et al. Threshold for maximal electroshock seizures (MEST) at three developmental stages in young mice. Zoology Research. 40 (3), 231-235 (2019).
  42. Ross, K. C., Coleman, J. R. Developmental and genetic audiogenic seizure models: behavior and biological substrates. Neuroscience and Biobehavior Reviews. 24 (6), 639-653 (2000).
  43. Faingold, C. L., Randall, M., Tupal, S. DBA/1 mice exhibit chronic susceptibility to audiogenic seizures followed by sudden death associated with respiratory arrest. Epilepsy and Behavior. 17 (4), 436-440 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wykrywanie napadówarytmie sercadysfunkcja oddechowawideo-EEG i EKGświadome królikipulsoksymetriamonitorowanie kapnograficzneanaliza widmowawykrywanie arytmii
Wielosystemowe monitorowanie w celu identyfikacji napadów padaczkowych, zaburzeń rytmu serca i bezdechu u przytomnych, unieruchomionych królików
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.