Krótkotrwała indukcja hipotermii u szczurów przy użyciu modeli do badań oceniających znaczenie kliniczne i mechanizmy

Summary

Ten artykuł opisuje dwie metody krótkotrwałej hipotermii całego ciała u szczurów. Pierwsza, szybka metoda indukcji, wykorzystuje aktywne chłodzenie za pomocą wentylatorów i rozpylonego etanolu w celu szybkiego spadku temperatury. Druga metoda to metoda stopniowego chłodzenia. Osiąga się to dzięki połączeniu znieczulenia izofluranem i redukcji ustawień temperatury na homeotermicznej macie grzewczej. Powoduje to stopniowy spadek temperatury głębokiej ciała bez użycia jakichkolwiek zewnętrznych urządzeń chłodzących.

Abstract

Hipotermia terapeutyczna (TH) to potężna strategia neuroprotekcyjna, która dostarczyła solidnych dowodów na neuroprotekcję w badaniach przedklinicznych zaburzeń neurologicznych. Pomimo silnych dowodów przedklinicznych, TH nie wykazał skuteczności w badaniach klinicznych większości zaburzeń neurologicznych. Jedyne udane badania, w których zastosowano hipotermię terapeutyczną, dotyczyły zatrzymania krążenia u dorosłych i niedotlenienia niedokrwiennego u noworodków. Uzasadnione są dalsze badania parametrów jego stosowania oraz porównania projektów badań przedklinicznych i klinicznych. W artykule przedstawiono dwie metody krótkotrwałej indukcji hipotermii. Pierwsza metoda pozwala na szybką indukcję hipotermii u szczurów za pomocą aerozolu etanolowego i wentylatorów. Metoda ta działa poprzez chłodzenie skóry, co jest rzadziej stosowane w badaniach klinicznych i może mieć różne efekty fizjologiczne. Chłodzenie jest znacznie szybsze w przypadku tej techniki niż jest to możliwe do osiągnięcia u ludzi ze względu na różnice w stosunku powierzchni do objętości. Wraz z tym przedstawiono również drugą metodę, która pozwala na klinicznie osiągalną szybkość chłodzenia w przypadku krótkotrwałej hipotermii. Metoda ta jest łatwa do wdrożenia, powtarzalna i nie wymaga aktywnego chłodzenia skóry.

Introduction

TH to praktyka chłodzenia temperatury ciała lub mózgu w celu zachowania żywotności i funkcji narządu/systemu^1,2. Rola hipotermii w neuroprotekcji została zbadana i wykazała korzyści w szeregu przedklinicznych modeli chorób neurologicznych, takich jak udar³, krwotok podpajęczynówkowy⁴ i urazowe uszkodzenie mózgu⁵. Jeśli chodzi o zastosowania kliniczne, TH wykazał skuteczność u pacjentów po zatrzymaniu krążenia oraz w niedotlenieniowo-niedokrwiennym urazie noworodków⁶.

TH jest osiągana przy użyciu metod chłodzenia powierzchniowego lub wewnątrznaczyniowego. Większość przedklinicznych badań nad hipotermią polega na chłodzeniu powierzchni poprzez nałożenie wody lub etanolu na sierść zwierzęcia lub za pomocą koca chłodzącego w celu osiągnięcia temperatury docelowej¹. U ludzi systemowe chłodzenie powierzchni uzyskuje się za pomocą okładów z lodu i chłodzących^7,8. Szybsze chłodzenie wykazano u pacjentów stosujących metody wewnątrznaczyniowe, które łączą indukcję infuzji zimnego soli fizjologicznej przez cewnik dożylny lub dotętniczy, z umieszczeniem wewnątrznaczyniowego urządzenia chłodzącego w żyle głównej dolnej^9,10. Na przykład, umiarkowana temperatura docelowa 33 °C może zostać osiągnięta w ciągu 1,5 godziny z chłodzeniem wewnątrznaczyniowym, w porównaniu do 3-4 godzin z chłodzeniem powierzchniowym u pacjentów¹¹. Podejście wewnątrznaczyniowe stało się również bardziej popularne w ostatnich latach, ponieważ doniesiono, że zmniejsza niektóre skutki uboczne obserwowane w ogólnoustrojowym chłodzeniu powierzchni, takie jak dreszcze^12,13. W europejskim, wieloośrodkowym, randomizowanym badaniu klinicznym III fazy dotyczącym hipotermii w udarze niedokrwiennym mózgu (EUROHYP-1) wykorzystano głównie chłodzenie powierzchniowe¹⁴. Niedawno opublikowane wyniki tego badania wykazały, że dreszcze były poważnym powikłaniem i mogły ograniczać zdolność do osiągnięcia docelowej temperatury¹⁰. Wiadomo, że reakcja dreszczy jest napędzana przede wszystkim przez temperaturę skóry. Podjęto pewne wysiłki w celu opracowania metody chłodzenia wewnątrznaczyniowego gryzoni¹⁵, ale wysoce inwazyjny charakter tej techniki w porównaniu z tą stosowaną u ludzi może zakłócić wszelkie wyniki uzyskane za pomocą tego modelu.

Temperatura jest kluczowym modulatorem procesów biologicznych w organizmie i jest ściśle regulowana przez homeostazę. Dlatego każda manipulacja temperaturą ciała może wiązać się z ryzykiem. Czas chłodzenia jest czynnikiem, który mógł ograniczyć powodzenie badań klinicznych dotyczących hipotermii. Próby te wykorzystują długotrwałą metodę chłodzenia, przy czym wiele osób utrzymuje hipotermię od 24 do 72 h¹¹. Ten wydłużony czas trwania stwarza ryzyko infekcji podczas protokołu chłodzenia. Zapalenie płuc jest najczęstszym powikłaniem hipotermii, dotykającym od 40 do 50% pacjentów poddawanych zabiegowi¹³. Jest to przeciwieństwo tego, co zwykle obserwuje się w badaniach hipotermii na zwierzętach, gdzie stosuje się paradygmat krótkotrwały (1-6 godzin)³. Sukces tych przedklinicznych badań na zwierzętach prawdopodobnie doprowadzi do adaptacji krótkotrwałej hipotermii do stosowania w badaniach klinicznych. W związku z tym konieczne jest posiadanie zwierzęcego modelu krótkotrwałej hipotermii, który przypomina tempo schładzania w przyszłych badaniach klinicznych. Dalsze szczegóły dotyczące innych parametrów temperatury i zasadności krótkotrwałej hipotermii zostały omówione w kilku artykułach przeglądowych^1,16,17,18.

Pokazano tutaj stopniowy model chłodzenia, który jest bardziej osiągalny klinicznie niż obecne eksperymentalne modele hipotermii. Ta nowatorska metoda charakteryzuje się znacznie wolniejszym tempem schładzania, a zatem czas do osiągnięcia temperatury docelowej jest bliższy zakresowi obserwowanemu w badaniach klinicznych hipotermii¹¹. Pozwala również uniknąć bezpośredniego chłodzenia powierzchniowego, które ma określone skutki fizjologiczne, a zatem może być bardziej porównywalne z chłodzeniem wewnątrznaczyniowym, które było najczęściej stosowaną metodą chłodzenia w badaniach klinicznych^9,12. Model ten pozwala na stopniowe schładzanie zwierząt przez 2 godziny, po którym następuje krótki okres konserwacji w temperaturze docelowej. Dodatkowo zademonstrowano również metodę krótkotrwałej hipotermii szybkiego chłodzenia¹⁹. Metoda szybkiego schładzania pozwala na szybkie osiągnięcie temperatury docelowej po wystąpieniu hipotermii. Chociaż podejście to nie jest tak istotne klinicznie jak metoda stopniowego chłodzenia, jest przydatne w badaniach, które mają na celu zbadanie mechanizmów neuroprotekcji hipotermii, aby potencjalnie naśladować jej silne działanie neuroprotekcyjne farmakologicznie. Metoda ta ma również potencjalne zastosowania poza neurobiologią i może być dostosowana do dowolnej liczby badań przedklinicznych. Kolejną zaletą obu metod w porównaniu z innymi podejściami jest to, że są niedrogie i nie wymagają specjalistycznego sprzętu. Wreszcie, protokół ten demonstruje również wszczepienie rejestratorów temperatury, ponieważ pooperacyjne ocieplenie i jego monitorowanie są ważne, aby zapobiec niezamierzonej hipotermii pooperacyjnej, która może zafałszować wyniki badania²⁰.

Protocol

Wszystkie procedury eksperymentalne były zgodne z Australijskim Kodeksem Postępowania w Opiece i Wykorzystywaniu Zwierząt do Celów Naukowych i zostały zatwierdzone przez Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami i Etyki Uniwersytetu w Newcastle (A-2013-343 i A-2020-003). Oprócz opisanych poniżej metod indukcji hipotermii, w połączeniu z hipotermią rutynowo wykonuje się następujące protokoły: kaniulacja linii udowej w celu monitorowania ciśnienia krwi i częstości akcji serca²¹ oraz eksperymentalny stroke²².

1. Implantacja rejestratora danych

UWAGA: Rejestrator danych używany w tym protokole nie był w stanie zapewnić odczytu temperatury ciała w czasie rzeczywistym. Odczyt jest możliwy po wyjęciu rejestratora ze zwierzęcia i ponownym podłączeniu go do komputera. W rezultacie sonda temperatury doodbytniczej służy do dostarczania informacji w czasie rzeczywistym podczas procesu chłodzenia i podgrzewania. Dodatkowo sonda doodbytnicza jest również niezbędna w tej metodzie, ponieważ chirurgiczna mata grzewcza, na której umieszcza się zwierzę podczas zabiegu, jest regulowana przez system sondy doodbytniczej. Rejestrator danych służy również cennemu celowi dostarczania danych o temperaturze u swobodnie poruszających się, obudzonych szczurów i jest ważny dla zapewnienia utrzymania normalnej temperatury ciała po ponownym rozgrzaniu. Dlatego oba urządzenia monitorujące temperaturę są ważne dla tego protokołu.

1. 10-12-tygodniowy samiec szczura rasy Wistar niekrewniaczy należy znieczulić izofluranem (5% do indukcji i 2-2,5% do utrzymania) w mieszaninie 50% N₂ i 50% O₂ .
2. Po indukcji umieść szczura w pozycji leżącej na chirurgicznej macie grzewczej.
3. Ustaw szczura tak, aby nos znajdował się w stożku nosowym. Zabezpiecz nos taśmą chirurgiczną, aby upewnić się, że nie wydostają się gazy.
4. Ogolić sierść z prawej dolnej części brzucha i wstrzyknąć w to miejsce podskórnie środek znieczulający, bupiwakaina 0,2 ml, 0,05%.
5. Nałóż roztwór antyseptyczny na świeżo ogolony obszar.
6. Za pomocą wysterylizowanych narzędzi chirurgicznych wykonaj 2-centymetrowe nacięcie podłużne wzdłuż prawej okolicy brzucha, proksymalnie do prawego uda. Wykonaj nacięcie na tyle głębokie, aby odsłonić przestrzeń w brzusznym zgięciu uda.
7. Użyj hemostatyków i kleszczy, aby stworzyć "kieszeń" pod skórą, która jest wystarczająco duża, aby pomieścić urządzenie.
8. Włóż rejestrator danych do monitorowania temperatury do kieszeni i zamknij mięśnie i skórę za pomocą jedwabnych szwów 5-0. Opisana tutaj metoda podskórna jest preferowana w stosunku do metody dootrzewnowej, ponieważ jest mniej inwazyjna i pozwala na lepszą rekonwalescencję po zabiegu.
9. Upewnij się, że rejestrator danych i sonda doodbytnicza są skalibrowane krzyżowo do monitorowania temperatury (patrz Dyskusja).
10. Upewnij się, że rejestrator danych nie opiera się o matę grzewczą zwierzęcia po włożeniu, ponieważ wpłynie to na odczyty temperatury.

Rysunek 1: Implantacja rejestratora danych. (A) Panele od lewej do prawej pokazują nacięcie o długości około 2 cm wykonane po prawej stronie dolnej części brzucha szczura. (B) Rejestrator danych monitorowania temperatury został umieszczony podskórnie w nacięciu kieszeni. (C) Nacięcie zostało zamknięte nylonowymi szwami. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Indukcja aktywnej (szybkiej) hipotermii do badań mechanistycznych

1. Przygotuj się na hipotermię (patrz Rysunek 2). Umieść dwa stojaki na retorty z zaciskami po obu stronach ciała szczura.
2. Podłącz wentylator 60 mm 12 V/130 mA do każdego stojaka retortowego, upewniając się, że wentylatory są skierowane w stronę dolnej części pleców szczura. Odległość między zaciskiem a szczurem wynosi około 20 cm. Zastosowany wentylator musi mieć prędkość 4 000 obr./min.
3. Przygotuj lampę grzewczą dla zwierząt z boku lub na trzecim stojaku na retortę.
4. Rozpocznij hipotermię, dostosowując matę grzewczą dla zwierząt do żądanej temperatury docelowej. W tym przykładzie 32,5 °C to temperatura docelowa (3,75 na regulatorze temperatury).
5. Włącz oba wentylatory i nałóż trzy do czterech rozpyleń 70% etanolu (standardowa plastikowa butelka z rozpylaczem) na dolną część pleców szczura. Potargaj sierść zwierząt podczas natryskiwania, aby uzyskać szybszą indukcję chłodzenia.
   UWAGA: Etanol jest stosowany jako preferowane rozwiązanie w stosunku do wody, ponieważ ma szybsze tempo parowania, a zatem powoduje szybszą indukcję hipotermii.
6. Uważaj, aby nie przesycić futra, ponieważ może to przyczynić się do przekroczenia temperatury docelowej.
   UWAGA: Wentylatory przyspieszą parowanie etanolu i proces chłodzenia.
7. Pozwól na krótkie odstępy czasu między aplikacjami etanolu, uważnie obserwując temperaturę w odbycie szczura.
8. Należy zaprzestać dalszego stosowania etanolu, gdy temperatura w odbycie osiągnie temperaturę w granicach 1 °C od temperatury docelowej.
9. Wyłącz oba wentylatory, gdy temperatura osiągnie zakres 0.5 °C od temperatury docelowej (w tym przypadku 33 °C).
   UWAGA: Wyłączenie wentylatorów przed osiągnięciem temperatury docelowej pomaga zapobiec przechłodzeniu szczura powyżej wymaganej temperatury.
10. Pozwól, aby temperatura spadła do 32,5 °C.
    1. Jeśli dojdzie do przechłodzenia, użyj lampy grzewczej dla zwierząt, aby delikatnie ogrzać zwierzę z powrotem do celu. Pomoc jednego wentylatora może być wykorzystana do zapobieżenia przeregulowaniu rozgrzewającym.
11. Po osiągnięciu temperatury docelowej i ustabilizowaniu się jej należy kontynuować monitorowanie temperatury. Temperatura zwykle pozostaje bardzo stabilna przez pozostałą część okresu hipotermii bez konieczności rozpylania, używania wentylatorów lub używania lampy grzewczej.
12. Aby ponownie ogrzać zwierzę pod koniec hipotermii, należy ustawić temperaturę maty grzewczej z powrotem na 37 °C (6 na jednostce sterującej temperaturą użytej w tym przykładzie) i pozwolić zwierzęciu na termoregulację przez okres 30 minut.
    UWAGA: Ustawienia temperatury w jednostkach sterujących temperaturą mogą się różnić i dlatego może być konieczne określenie ustawień docelowej hipotermii i normotermii na poszczególnych urządzeniach.

3. Indukcja klinicznie osiągalnej stopniowej hipotermii bez aktywnego chłodzenia skóry

1. Osiągnij hipotermię, obniżając temperaturę homeotermicznej maty grzewczej o regulowanej temperaturze rdzenia w małych krokach do wymaganej temperatury docelowej. W zilustrowanym przykładzie (Rysunek 3B) zastosowano przyrost o 1 °C co 30 minut.
2. Schłodzić zwierzę do temperatury docelowej przez żądany okres (2 godziny w opisanym przykładzie). Po schłodzeniu utrzymuj w miejscu docelowym przez żądany czas. Zazwyczaj nie jest wymagana dalsza interwencja, jeśli są one utrzymywane na homeotermicznej macie grzewczej ustawionej na żądaną temperaturę docelową.
3. W przypadku tego protokołu nie jest konieczne zewnętrzne chłodzenie, ponieważ znieczulenie uniemożliwia normalną regulację temperatury głębokiej ciała.
   UWAGA: Zapotrzebowanie na izofluran zmniejsza się wraz z hipotermią. U większości zwierząt początkowe stężenie izofluranu wynoszące 2% można zmniejszać stopniowo o 0,1% co 20-30 minut do 1,5%, aby utrzymać stabilną częstość oddechów (>50 oddechów/min), tętno i ciśnienie krwi oraz zachować tłumienie reakcji odruchowych.
4. Aby ponownie ogrzać zwierzę po hipotermii, wyreguluj matę grzewczą, aby zwierzę mogło się ponownie ogrzać w żądanym odstępie czasu. W tym przykładzie ponowne rozgrzanie z pojedynczą regulacją do 37 °C (6 na regulatorze temperatury FHC użytym w przykładzie) osiągnięto w ciągu 30 minut.
   1. W przypadku badań długoterminowych, które wymagają rekonwalescencji zwierząt, trzymaj je w klatce, która jest umieszczona w połowie nad matą grzewczą, aby umożliwić zwierzęciu termoregulację i uniknąć niezamierzonej hipotermii pooperacyjnej.
   2. Paracetamol doodbytniczy (250 mg/kg) może być podawany w celu rekonwalescencji i złagodzenia bólu. Można również podawać podskórne zastrzyki z soli fizjologicznej (2 x 1,5 ml), aby zapobiec odwodnieniu po znieczuleniu i zabiegach chirurgicznych.

Results

Rysunek 3A przedstawia reakcję szczura Wistar na hipotermię przy użyciu metody szybkiego chłodzenia. Indukcję hipotermii uzyskuje się za pomocą wentylatorów i 70% etanolu w sprayu. Hipotermia do temperatury docelowej 32,5 °C jest osiągana w ciągu 15 minut. Należy zachować ostrożność, aby zapewnić delikatną interakcję między użyciem wentylatorów/lampy grzewczej a rozpylonym etanolem w celu utrzymania temperatury docelowej. Jak widać na Rysunek 3A, obserwuje się niewielkie przekroczenie temperatury, które może wystąpić, jeśli chłodzenie nie zostanie przerwane od około 0,5 °C powyżej temperatury docelowej. Cel jest utrzymywany i stabilizowany po 30 minutach, a ponowne rozgrzewanie rozpoczyna się po 1,5 godziny.

Rysunek 3B pokazuje stopniowy protokół, w którym temperatura docelowa do 33 °C jest osiągana po 2 godzinach i utrzymywana przez 30 minut przed ponownym ociepleniem po 2,5 godzinie. W tym przypadku temperatura jest regulowana skokowo, co wydłuża czas niezbędny do osiągnięcia temperatury docelowej. Pionowe linie przerywane na obu wykresach reprezentują czas trwania chłodzenia.

Rysunek 3A i Rysunek 3B są uzyskiwane z rejestratora danych. Na początku eksperymentu rejestrator danych jest zaprogramowany tak, aby zainicjować nagrywanie przed implantacją. Pod koniec eksperymentu rejestrator danych jest wyjmowany ze zwierzęcia i podłączany do dostarczonego czytnika temperatury przez port USB. Oprogramowanie (np. eTemperature) odczytuje i generuje dane, które można następnie wyeksportować do arkusza kalkulacyjnego.

Rysunek 2: Ustawienie protokołu szybkiego chłodzenia. (A) Dwa wentylatory (strzałka) znajdowały się nad dolną częścią pleców szczura. Podczas inicjacji hipotermii oba wentylatory zostały włączone, a na dolną część pleców nałożono spray etanolowy. Połączenie etanolu i wentylatora ułatwia i przyspiesza hipotermię, aby szybko osiągnąć temperaturę docelową. (B) Lampa grzewcza (biała strzałka) została użyta, aby zapobiec przekroczeniu hipotermii. Po osiągnięciu temperatury docelowej użyto lampy grzewczej, aby zapobiec spadkowi temperatury rdzenia szczura. Gdy cel się ustabilizował, lampa grzewcza i/lub pozostały wentylator zostały wyłączone. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3: Indukcja hipotermii przy użyciu metody aktywnej (A) i stopniowej (B). (A) Temperatura docelowa została osiągnięta w ciągu 15 minut przy użyciu aktywnego procesu chłodzenia i była utrzymywana przez 60 minut w powyższym przykładzie, zanim zwierzę zostało ponownie ogrzane. (B) Temperatura docelowa została osiągnięta w ciągu 2 godzin przy użyciu metody stopniowego schładzania i utrzymywała się przez 30 minut, zanim zwierzę zostało ponownie ogrzane. Zacienione obszary na obu wykresach reprezentują punkty czasowe, w których temperatura docelowa została utrzymana. Przerywane prostopadłe linie na obu wykresach odnoszą się do całkowitego czasu chłodzenia. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Discussion

Opisane tutaj procedury są łatwe do wdrożenia, nieinwazyjne i zapewniają wiarygodne i powtarzalne spadki temperatury głębokiej ciała do pożądanej temperatury docelowej.

W metodzie szybkiego chłodzenia istnieje kilka krytycznych etapów, które obejmują następujące. Nie przesycaj sprayu etanolem - należy uważać, aby nie moczyć zwierzęcia w etanolu, ponieważ zakłóci to wyniki. Monitoruj zwierzę podczas indukcji hipotermii - należy zachować ostrożność, aby ściśle monitorować reakcje zwierzęcia na szybką indukcję hipotermii. Uważne jest ścisłe obserwowanie temperatury w odbycie, aby upewnić się, że temperatura nie spadnie poniżej pożądanego celu - jeśli tak się stanie, wyłącz wentylatory i pozwól lampie grzewczej delikatnie ogrzać zwierzę z powrotem do wymaganego celu.

W obu metodach ważne jest monitorowanie fizjologiczne, aby zapewnić odpowiednie dostosowanie dawki środka znieczulającego. W przypadku długotrwałego chłodzenia nieodpowiednia dawka środka znieczulającego może wydłużyć czas chłodzenia. W takim przypadku stężenie izofluranu można zwiększać, aż do osiągnięcia odpowiedniej szybkości chłodzenia. Kolejnym krytycznym krokiem jest kalibracja krzyżowa urządzeń do pomiaru temperatury. W przypadku korzystania z maty grzewczej z regulacją temperatury i rejestratora danych w tym samym eksperymencie, najlepszą praktyką jest kalibracja krzyżowa rejestratora danych z sondą doodbytniczą in vivo, ponieważ mogą wystąpić niewielkie różnice w zarejestrowanej temperaturze obu urządzeń.

Metody te są odpowiednie dla badań, które mają na celu zbadanie zastosowania hipotermii jako potencjalnego leczenia zaburzeń neurologicznych. Konkretny cel badania powinien decydować o tym, która metoda zostanie zastosowana. Obie metody można sklasyfikować jako systemowe chłodzenie powierzchniowe, jednak druga metoda nie wymaga żadnego aktywnego chłodzenia. Opisany powyżej model stopniowego chłodzenia ma ważne potencjalne zastosowania w stosowaniu hipotermii w leczeniu udaru niedokrwiennego. Długotrwała hipotermia i wynikające z niej powikłania stanowią wyzwanie dla starszych pacjentów po udarze. Co więcej, dreszcze utrudniają osiągnięcie temperatury docelowej u niektórych pacjentów¹⁰. Podczas gdy leki przeciw dreszczom mogą pomóc w zmniejszeniu reakcji dreszczy, krótkotrwałe stopniowe chłodzenie może skuteczniej złagodzić problem. Krótszy okres schładzania prawdopodobnie zmniejszy również częstość występowania zapalenia płuc często zgłaszanego w badaniach. Inną potencjalną zaletą tej krótkotrwałej metody jest to, że szybkość ponownego nagrzewania może nie być tak ważna w porównaniu z długotrwałym chłodzeniem. Bardzo wczesne badania kliniczne dotyczące długotrwałego chłodzenia u pacjentów po udarze mózgu z dużymi zawałami wykazały, że szybkie ponowne rozgrzanie prowadziło do znacznego wzrostu ciśnienia śródczaszkowego (ICP), co pogarszało wyniki i często było śmiertelne. Doprowadziło to do opracowania paradygmatów stopniowego ocieplania, co jeszcze bardziej wydłużyło ogólny czas trwania chłodzenia. Krótkotrwałe chłodzenie utrzymuje temperaturę docelową tylko przez krótki czas i może z mniejszym prawdopodobieństwem spowodować odbicie ICP. Poprzednie prace, w których badano leczenie hipotermii w przypadku podniesienia ICP, przy użyciu podobnego protokołu szybkiego chłodzenia i ponownego nagrzewania, jak te opisane tutaj, nie wykazały odbicia wzrostu ICP po ponownym ociepleniu^23,24.

Badania kliniczne hipotermii w leczeniu udaru niedokrwiennego nie były w stanie przełożyć korzyści z hipotermii, które są zgłaszane w badaniach eksperymentalnych. Niezgodność w tempie chłodzenia i czasie trwania między modelami eksperymentalnymi a pacjentami to ważne zmienne, które mogą odpowiadać za tę rozbieżność. Posiadanie eksperymentalnego modelu hipotermii, który lepiej przypomina kliniczne tempo chłodzenia, pozwoli na bardziej świadome badanie korzyści płynących z hipotermii jako metody leczenia pacjentów po udarze.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Etanol absolutny	ThermoFisher Scientific/ Ajax Finechem	AJA214-20LPL	Rozcieńczony wodą dejonizowaną w celu uzyskania 70 % etanolu
Roztwór antyseptyczny (chlorheksydyna)	David	Craig A2957
Środek znieczulający (Marcain)	Aspen	PS13977
Bezszczotkowy silnik wentylatora	Sirocco	YX2505	2 x 12 V/130 mA Lampa
grzewcza	Jeden	AC220	240 V 50/60 Hz
Poduszka grzewcza	FHC, Inc	40-90-2
Sonda doodbytnicza	FHC, Inc	40-90-5D-02
Regulator temperatury	FHC, Inc	40-90-8D
Rejestrator temperatury	Maxim	DS1922L-F5