Ten artykuł opisuje dwie metody krótkotrwałej hipotermii całego ciała u szczurów. Pierwsza, szybka metoda indukcji, wykorzystuje aktywne chłodzenie za pomocą wentylatorów i rozpylonego etanolu w celu szybkiego spadku temperatury. Druga metoda to metoda stopniowego chłodzenia. Osiąga się to dzięki połączeniu znieczulenia izofluranem i redukcji ustawień temperatury na homeotermicznej macie grzewczej. Powoduje to stopniowy spadek temperatury głębokiej ciała bez użycia jakichkolwiek zewnętrznych urządzeń chłodzących.
Artykuł metodologiczny
Krótkotrwała indukcja hipotermii u szczurów przy użyciu modeli do badań oceniających znaczenie kliniczne i mechanizmy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Hipotermia terapeutyczna (TH) to potężna strategia neuroprotekcyjna, która dostarczyła solidnych dowodów na neuroprotekcję w badaniach przedklinicznych zaburzeń neurologicznych. Pomimo silnych dowodów przedklinicznych, TH nie wykazał skuteczności w badaniach klinicznych większości zaburzeń neurologicznych. Jedyne udane badania, w których zastosowano hipotermię terapeutyczną, dotyczyły zatrzymania krążenia u dorosłych i niedotlenienia niedokrwiennego u noworodków. Uzasadnione są dalsze badania parametrów jego stosowania oraz porównania projektów badań przedklinicznych i klinicznych. W artykule przedstawiono dwie metody krótkotrwałej indukcji hipotermii. Pierwsza metoda pozwala na szybką indukcję hipotermii u szczurów za pomocą aerozolu etanolowego i wentylatorów. Metoda ta działa poprzez chłodzenie skóry, co jest rzadziej stosowane w badaniach klinicznych i może mieć różne efekty fizjologiczne. Chłodzenie jest znacznie szybsze w przypadku tej techniki niż jest to możliwe do osiągnięcia u ludzi ze względu na różnice w stosunku powierzchni do objętości. Wraz z tym przedstawiono również drugą metodę, która pozwala na klinicznie osiągalną szybkość chłodzenia w przypadku krótkotrwałej hipotermii. Metoda ta jest łatwa do wdrożenia, powtarzalna i nie wymaga aktywnego chłodzenia skóry.
Wprowadzenie
TH to praktyka chłodzenia temperatury ciała lub mózgu w celu zachowania żywotności i funkcji narządu/systemu1,2. Rola hipotermii w neuroprotekcji została zbadana i wykazała korzyści w szeregu przedklinicznych modeli chorób neurologicznych, takich jak udar3, krwotok podpajęczynówkowy4 i urazowe uszkodzenie mózgu5. Jeśli chodzi o zastosowania kliniczne, TH wykazał skuteczność u pacjentów po zatrzymaniu krążenia oraz w niedotlenieniowo-niedokrwiennym urazie noworodków6.
TH jest osiągana przy użyciu metod chłodzenia powierzchniowego lub wewnątrznaczyniowego. Większość przedklinicznych badań nad hipotermią polega na chłodzeniu powierzchni poprzez nałożenie wody lub etanolu na sierść zwierzęcia lub za pomocą koca chłodzącego w celu osiągnięcia temperatury docelowej1. U ludzi systemowe chłodzenie powierzchni uzyskuje się za pomocą okładów z lodu i chłodzących7,8. Szybsze chłodzenie wykazano u pacjentów stosujących metody wewnątrznaczyniowe, które łączą indukcję infuzji zimnego soli fizjologicznej przez cewnik dożylny lub dotętniczy, z umieszczeniem wewnątrznaczyniowego urządzenia chłodzącego w żyle głównej dolnej9,10. Na przykład, umiarkowana temperatura docelowa 33 °C może zostać osiągnięta w ciągu 1,5 godziny z chłodzeniem wewnątrznaczyniowym, w porównaniu do 3-4 godzin z chłodzeniem powierzchniowym u pacjentów11. Podejście wewnątrznaczyniowe stało się również bardziej popularne w ostatnich latach, ponieważ doniesiono, że zmniejsza niektóre skutki uboczne obserwowane w ogólnoustrojowym chłodzeniu powierzchni, takie jak dreszcze12,13. W europejskim, wieloośrodkowym, randomizowanym badaniu klinicznym III fazy dotyczącym hipotermii w udarze niedokrwiennym mózgu (EUROHYP-1) wykorzystano głównie chłodzenie powierzchniowe14. Niedawno opublikowane wyniki tego badania wykazały, że dreszcze były poważnym powikłaniem i mogły ograniczać zdolność do osiągnięcia docelowej temperatury10. Wiadomo, że reakcja dreszczy jest napędzana przede wszystkim przez temperaturę skóry. Podjęto pewne wysiłki w celu opracowania metody chłodzenia wewnątrznaczyniowego gryzoni15, ale wysoce inwazyjny charakter tej techniki w porównaniu z tą stosowaną u ludzi może zakłócić wszelkie wyniki uzyskane za pomocą tego modelu.
Temperatura jest kluczowym modulatorem procesów biologicznych w organizmie i jest ściśle regulowana przez homeostazę. Dlatego każda manipulacja temperaturą ciała może wiązać się z ryzykiem. Czas chłodzenia jest czynnikiem, który mógł ograniczyć powodzenie badań klinicznych dotyczących hipotermii. Próby te wykorzystują długotrwałą metodę chłodzenia, przy czym wiele osób utrzymuje hipotermię od 24 do 72 h11. Ten wydłużony czas trwania stwarza ryzyko infekcji podczas protokołu chłodzenia. Zapalenie płuc jest najczęstszym powikłaniem hipotermii, dotykającym od 40 do 50% pacjentów poddawanych zabiegowi13. Jest to przeciwieństwo tego, co zwykle obserwuje się w badaniach hipotermii na zwierzętach, gdzie stosuje się paradygmat krótkotrwały (1-6 godzin)3. Sukces tych przedklinicznych badań na zwierzętach prawdopodobnie doprowadzi do adaptacji krótkotrwałej hipotermii do stosowania w badaniach klinicznych. W związku z tym konieczne jest posiadanie zwierzęcego modelu krótkotrwałej hipotermii, który przypomina tempo schładzania w przyszłych badaniach klinicznych. Dalsze szczegóły dotyczące innych parametrów temperatury i zasadności krótkotrwałej hipotermii zostały omówione w kilku artykułach przeglądowych1,16,17,18.
Pokazano tutaj stopniowy model chłodzenia, który jest bardziej osiągalny klinicznie niż obecne eksperymentalne modele hipotermii. Ta nowatorska metoda charakteryzuje się znacznie wolniejszym tempem schładzania, a zatem czas do osiągnięcia temperatury docelowej jest bliższy zakresowi obserwowanemu w badaniach klinicznych hipotermii11. Pozwala również uniknąć bezpośredniego chłodzenia powierzchniowego, które ma określone skutki fizjologiczne, a zatem może być bardziej porównywalne z chłodzeniem wewnątrznaczyniowym, które było najczęściej stosowaną metodą chłodzenia w badaniach klinicznych9,12. Model ten pozwala na stopniowe schładzanie zwierząt przez 2 godziny, po którym następuje krótki okres konserwacji w temperaturze docelowej. Dodatkowo zademonstrowano również metodę krótkotrwałej hipotermii szybkiego chłodzenia19. Metoda szybkiego schładzania pozwala na szybkie osiągnięcie temperatury docelowej po wystąpieniu hipotermii. Chociaż podejście to nie jest tak istotne klinicznie jak metoda stopniowego chłodzenia, jest przydatne w badaniach, które mają na celu zbadanie mechanizmów neuroprotekcji hipotermii, aby potencjalnie naśladować jej silne działanie neuroprotekcyjne farmakologicznie. Metoda ta ma również potencjalne zastosowania poza neurobiologią i może być dostosowana do dowolnej liczby badań przedklinicznych. Kolejną zaletą obu metod w porównaniu z innymi podejściami jest to, że są niedrogie i nie wymagają specjalistycznego sprzętu. Wreszcie, protokół ten demonstruje również wszczepienie rejestratorów temperatury, ponieważ pooperacyjne ocieplenie i jego monitorowanie są ważne, aby zapobiec niezamierzonej hipotermii pooperacyjnej, która może zafałszować wyniki badania20.
Protokół
Wszystkie procedury eksperymentalne były zgodne z Australijskim Kodeksem Praktyk w zakresie Opieki i Wykorzystania Zwierząt w Celach Naukowych i zostały zatwierdzone przez Komisję ds. Opieki i Etyki Zwierząt Uniwersytetu w Newcastle (A-2013-343 oraz A-2020-003). Oprócz opisanych poniżej metod indukcji hipotermii, rutynowo w połączeniu z hipotermią wykonuje się następujące protokoły: kaniulację tętnicy udowej w celu monitorowania ciśnienia krwi i częstości akcji serca21 oraz model eksperymentalnego udaru22.
1. Implantacja rejestratora danych
UWAGA: Rejestrator danych użyty w tym protokole nie umożliwiał odczytu temperatury ciała w czasie rzeczywistym. Odczyt jest możliwy dopiero po wyjęciu rejestratora z organizmu zwierzęcia i ponownym podłączeniu go do komputera. W związku z tym, do zapewnienia informacji w czasie rzeczywistym podczas procesu chłodzenia i ogrzewania używana jest sonda rektalna. Ponadto sonda rektalna jest kluczowa dla tej metody, ponieważ chirurgiczna mata grzewcza, na której umieszcza się zwierzę podczas procedury, jest regulowana przez system sondy rektalnej. Rejestrator danych służy również do wartościowego celu, jakim jest dostarczanie danych o temperaturze u swobodnie poruszających się, czuwających szczurów, i jest istotny dla zapewnienia utrzymania prawidłowej temperatury ciała po ogrzaniu. Dlatego oba urządzenia do monitorowania temperatury są ważne w tym protokole.
- Zanestetyzuj 10–12-tygodniowe samce szczurów Wistar (linia outbred) przy użyciu izofluranu (5% do indukcji i 2–2,5% do podtrzymania) w mieszaninie 50% N2 i 50% O2.
- Po indukcji ułóż szczura w pozycji brzusznej na chirurgicznej macie grzewczej.
- Ustaw szczura tak, aby nos znajdował się wewnątrz lejka nosowego. Zabezpiecz nos taśmą chirurgiczną, aby zapobiec ucieczce gazów.
- Ogol sierść z dolnej części prawego brzucha i wykonaj w tym miejscu podskórny zastrzyk z miejscowego środka znieczulającego, bupiwakainy 0,2 mL, 0,05%.
- Nanieś roztwór antyseptyczny na świeżo ogolony obszar.
- Używając wysterylizowanych narzędzi chirurgicznych, wykonaj 2 cm nacięcie podłużne wzdłuż prawego obszaru brzucha, proksymalnie względem prawego uda. Wykonaj nacięcie na głębokość wystarczającą do odsłonięcia przestrzeni w brzusznym zgięciu uda.
- Używając kleszczyków hemostatycznych i pincety, utwórz pod skórą „kieszeń” wystarczająco dużą, aby pomieścić urządzenie.
- Wprowadź urządzenie do rejestracji temperatury (datalogger) do kieszeni, a następnie zaszyj mięśnie i skórę, używając jedwabnych szwów 5-0. Opisana tutaj metoda podskórna jest preferowana względem metody wewnątrzbrzusznej, ponieważ jest mniej inwazyjna i pozwala na lepszą rekonwalescencję po zabiegu.
- Upewnij się, że datalogger i sonda rektalna zostały skalibrowane wzajemnie w celu monitorowania temperatury (patrz: Dyskusja).
- Upewnij się, że po wprowadzeniu datalogger nie dotyka maty grzewczej zwierzęcia, ponieważ może to wpłynąć na odczyty temperatury.
Rycina 1: Implantacja rejestratora danych. (A) Panele od lewej do prawej przedstawiają nacięcie o długości około 2 cm wykonane po prawej stronie dolnego brzucha szczura. (B>) Rejestrator danych do monitorowania temperatury został wprowadzony podskórnie do kieszeni powstałej w wyniku nacięcia. (C>) Nacięcie zamknięto szwami nylonowymi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
2. Indukcja aktywnej (szybkiej) hipotermii w badaniach nad mechanizmami
- Przygotować stanowisko do indukcji hipotermii (patrz Rysunek 2). Ustawić dwa statywy z uchwytami po obu stronach ciała szczura.
- Do każdego statywu przymocować wentylator 60 mm 12 v/130 mA, upewniając się, że są one skierowane na dolną część grzbietu szczura. Odległość między uchwytem a szczurem powinna wynosić około 20 cm. Użyty wentylator musi mieć prędkość obrotową 4,000 rpm.
- Przygotować lampę grzewczą dla zwierząt, umieszczając ją z boku lub na trzecim statywie.
- Rozpocząć indukcję hipotermii, ustawiając matę grzewczą na pożądaną temperaturę docelową. W tym przykładzie temperaturą docelową jest 32.5 °C (wartość 3.75 na jednostce sterującej temperaturą).
- Włączyć oba wentylatory i rozpylić od trzech do czterechだawki 70% etanolu (standardowa plastikowa butelka z atomizerem) na dolną część grzbietu szczura. Podczas rozpylania należy roztrzepać futro zwierzęcia, aby przyspieszyć indukcję chłodzenia.
UWAGA: Etanol jest preferowany nad wodą, ponieważ szybciej paruje, co prowadzi do bardziej gwałtownej indukcji hipotermii. - Należy uważać, aby nie nadmiernie nasączyć futra, ponieważ może to doprowadzić do spadku temperatury poniżej wartości docelowej.
UWAGA: Wentylatory przyspieszą odparowywanie etanolu i proces chłodzenia. - Stosować krótkie odstępy między aplikacjami etanolu, uważnie monitorując temperaturę rektalną szczura.
- Przerwać aplikację etanolu, gdy temperatura rektalna znajdzie się w granicach 1 °C od temperatury docelowej.
- Wyłączyć oba wentylatory, gdy temperatura osiągnie wartość w granicach 0.5 °C od temperatury docelowej (w tym przypadku 33 °C).
UWAGA: Wyłączenie wentylatorów przed osiągnięciem temperatury docelowej pomaga zapobiec nadmiernemu schłodzeniu szczura poniżej wymaganej temperatury. - Pozostawić zwierzę do momentu spadku temperatury do 32.5 °C.
- Jeśli wystąpi nadmierne schłodzenie, użyć lampy grzewczej dla zwierząt, aby delikatnie ogrzać zwierzę z powrotem do temperatury docelowej. Można wspomóc się jednym wentylatorem, aby zapobiec przekroczeniu temperatury docelowej podczas ogrzewania.
- Po osiągnięciu i stabilizacji temperatury docelowej kontynuować monitorowanie temperatury. Temperatura zazwyczaj pozostaje bardzo stabilna przez resztę okresu hipotermii bez konieczności rozpylania etanolu, używania wentylatorów czy lampy grzewczej.
- Aby ogrzać zwierzę po zakończeniu hipotermii, zmienić temperaturę maty grzewczej z powrotem na 37 °C (wartość 6 na jednostce sterującej temperaturą użytej w tym przykładzie) i pozwolić zwierzęciu na termoregulację przez okres 30 min.
UWAGA: Ustawienia temperatury na jednostkach sterujących mogą się różnić, dlatego może być konieczne ustalenie parametrów dla docelowej hipotermii i normotermii dla poszczególnych urządzeń.
3. Indukcja klinicznie osiągalnej hipotermii o stopniowym początku bez aktywnego chłodzenia skóry
- Wprowadź hipotermię, obniżając temperaturę homeotermicznej maty grzewczej regulującej temperaturę rdzenia w niewielkich krokach, aż do osiągnięcia wymaganej temperatury docelowej. W przedstawionym przykładzie (Rysunek 3B) stosowano przyrosty 1 °C co 30 min.
- Schłodź zwierzę do temperatury docelowej w wybranym czasie (w opisanym przykładzie 2 h). Po schłodzeniu utrzymuj temperaturę docelową przez wymagany odstęp czasu. Zazwyczaj nie są wymagane dalsze interwencje, jeśli zwierzęta pozostają na homeotermicznej macie grzewczej ustawionej na pożądaną temperaturę docelową.
- W tym protokole chłodzenie zewnętrzne nie jest konieczne, ponieważ znieczulenie zapobiega normalnej regulacji temperatury rdzenia ciała.
UWAGA: Zapotrzebowanie na izofluran spada wraz z postępującą hipotermią. U większości zwierząt początkowe stężenie izofluranu wynoszące 2% można obniżać o 0,1% co 20-30 min do poziomu 1,5%, aby utrzymać stabilną częstotliwość oddechów (>50 oddechów/min), tętno i ciśnienie krwi oraz zachować tłumienie reakcji odruchowych. - Aby ogrzać zwierzę po hipotermii, dostosuj matę grzewczą tak, aby zwierzę ogrzało się w wybranym czasie. W przykładzie ogrzewanie poprzez jednorazowe ustawienie temperatury na 37 °C (6 na jednostce sterowania temperaturą FHC użytej w przykładzie) osiągnięto w ciągu 30 min.
- W przypadku badań długoterminowych wymagających wybudzenia zwierząt, trzymaj je w klatce umieszczonej połową na macie grzewczej, aby umożliwić zwierzęciu termoregulację i uniknąć przypadkowej pooperacyjnej hipotermii.
- W celu wspomagania rekonwalescencji i nocnego uśmierzania bólu można podać paracetamol doodbytniczo (250 mg/kg). Można również podać podskórne zastrzyki z soli fizjologicznej (2 x 1,5 mL), aby zapobiec odwodnieniu wynikającemu ze znieczulenia i procedur chirurgicznych.
Wyniki
Rysunek 3A przedstawia reakcję szczura rasy Wistar na hipotermię indukowaną metodą szybkiego chłodzenia. Indukcję hipotermii osiąga się za pomocą wentylatorów i rozpylania 70% etanolu. Hipotermia do temperatury docelowej 32,5 °C jest osiągana w ciągu 15 min. Należy zadbać o precyzyjną koordynację między użyciem wentylatorów/lampy grzewczej a rozpylaniem etanolu, aby utrzymać temperaturę docelową. Jak widać na Rysunku 3A, obserwuje się niewielkie przekroczenie temperatury, co może wystąpić, jeśli chłodzenie nie zostanie przerwane przy temperaturze około 0,5 °C powyżej wartości docelowej. Temperatura docelowa zostaje utrzymana i ustabilizowana w 30 min, a proces ogrzewania rozpoczyna się po 1,5 h.
Rycina 3B przedstawia stopniowy protokół, w którym docelowa temperatura 33 °C jest osiągana w 2 h i utrzymywana przez 30 min przed ponownym ogrzaniem w 2,5 h. W tym przypadku temperatura jest dostosowywana stopniowo, co wydłuża czas niezbędny do osiągnięcia temperatury docelowej. Pionowe linie przerywane na obu wykresach reprezentują czas trwania chłodzenia.
Rycina 3A oraz Rycina 3B zostały uzyskane z rejestratora danych. Na początku eksperymentu rejestrator programuje się tak, aby rozpocząć zapis przed implantacją. Po zakończeniu eksperymentu rejestrator wyjmuje się z organizmu zwierzęcia i podłącza do dołączonego odczytnika temperatury za pomocą portu USB. Oprogramowanie (np. eTemperature) odczytuje i generuje dane, które można następnie wyeksportować do programu arkusza kalkulacyjnego.
Rycina 2: Układ protokołu szybkiego chłodzenia. (A) Dwa wentylatory (czarna strzałka) zostały umieszczone nad obszarem lędźwiowym szczura. W momencie inicjacji hipotermii włączono oba wentylatory i zastosowano oprysk etanolem w okolicy lędźwiowej. Połączenie etanolu i wentylatora ułatwia i przyspiesza indukcję hipotermii w celu szybkiego osiągnięcia temperatury docelowej. (B) Lampa grzewcza (biała strzałka) była wykorzystywana do zapobiegania zbyt głębokiej hipotermii (overshoot). Po osiągnięciu temperatury docelowej lampa grzewcza służyła do zapobiegania dalszemu spadkowi temperatury głębokiej szczura. Po ustabilizowaniu temperatury docelowej wyłączono lampę grzewczą i/lub pozostały wentylator. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rycina 3: Indukcja hipotermii przy użyciu metod aktywnej (A) i stopniowej (B). (A) Temperaturę docelową osiągnięto w ciągu 15 min, stosując proces aktywnego chłodzenia, i utrzymywano przez 60 min w powyższym przykładzie przed ogrzaniem zwierzęcia. (B) Temperaturę docelową osiągnięto w ciągu 2 h, stosując metodę stopniowego chłodzenia, i utrzymywano przez 30 min przed ogrzaniem zwierzęcia. Zacieniowane obszary na obu wykresach reprezentują punkty czasowe, w których utrzymywano temperaturę docelową. Pionowe linie przerywane na obu wykresach odnoszą się do całkowitego czasu chłodzenia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Dyskusja
Opisane tutaj procedury są łatwe do wdrożenia, nieinwazyjne i zapewniają wiarygodne i powtarzalne spadki temperatury głębokiej ciała do pożądanej temperatury docelowej.
W metodzie szybkiego chłodzenia istnieje kilka krytycznych etapów, które obejmują następujące. Nie przesycaj sprayu etanolem - należy uważać, aby nie moczyć zwierzęcia w etanolu, ponieważ zakłóci to wyniki. Monitoruj zwierzę podczas indukcji hipotermii - należy zachować ostrożność, aby ściśle monitorować reakcje zwierzęcia na szybką indukcję hipotermii. Uważne jest ścisłe obserwowanie temperatury w odbycie, aby upewnić się, że temperatura nie spadnie poniżej pożądanego celu - jeśli tak się stanie, wyłącz wentylatory i pozwól lampie grzewczej delikatnie ogrzać zwierzę z powrotem do wymaganego celu.
W obu metodach ważne jest monitorowanie fizjologiczne, aby zapewnić odpowiednie dostosowanie dawki środka znieczulającego. W przypadku długotrwałego chłodzenia nieodpowiednia dawka środka znieczulającego może wydłużyć czas chłodzenia. W takim przypadku stężenie izofluranu można zwiększać, aż do osiągnięcia odpowiedniej szybkości chłodzenia. Kolejnym krytycznym krokiem jest kalibracja krzyżowa urządzeń do pomiaru temperatury. W przypadku korzystania z maty grzewczej z regulacją temperatury i rejestratora danych w tym samym eksperymencie, najlepszą praktyką jest kalibracja krzyżowa rejestratora danych z sondą doodbytniczą in vivo, ponieważ mogą wystąpić niewielkie różnice w zarejestrowanej temperaturze obu urządzeń.
Metody te są odpowiednie dla badań, które mają na celu zbadanie zastosowania hipotermii jako potencjalnego leczenia zaburzeń neurologicznych. Konkretny cel badania powinien decydować o tym, która metoda zostanie zastosowana. Obie metody można sklasyfikować jako systemowe chłodzenie powierzchniowe, jednak druga metoda nie wymaga żadnego aktywnego chłodzenia. Opisany powyżej model stopniowego chłodzenia ma ważne potencjalne zastosowania w stosowaniu hipotermii w leczeniu udaru niedokrwiennego. Długotrwała hipotermia i wynikające z niej powikłania stanowią wyzwanie dla starszych pacjentów po udarze. Co więcej, dreszcze utrudniają osiągnięcie temperatury docelowej u niektórych pacjentów10. Podczas gdy leki przeciw dreszczom mogą pomóc w zmniejszeniu reakcji dreszczy, krótkotrwałe stopniowe chłodzenie może skuteczniej złagodzić problem. Krótszy okres schładzania prawdopodobnie zmniejszy również częstość występowania zapalenia płuc często zgłaszanego w badaniach. Inną potencjalną zaletą tej krótkotrwałej metody jest to, że szybkość ponownego nagrzewania może nie być tak ważna w porównaniu z długotrwałym chłodzeniem. Bardzo wczesne badania kliniczne dotyczące długotrwałego chłodzenia u pacjentów po udarze mózgu z dużymi zawałami wykazały, że szybkie ponowne rozgrzanie prowadziło do znacznego wzrostu ciśnienia śródczaszkowego (ICP), co pogarszało wyniki i często było śmiertelne. Doprowadziło to do opracowania paradygmatów stopniowego ocieplania, co jeszcze bardziej wydłużyło ogólny czas trwania chłodzenia. Krótkotrwałe chłodzenie utrzymuje temperaturę docelową tylko przez krótki czas i może z mniejszym prawdopodobieństwem spowodować odbicie ICP. Poprzednie prace, w których badano leczenie hipotermii w przypadku podniesienia ICP, przy użyciu podobnego protokołu szybkiego chłodzenia i ponownego nagrzewania, jak te opisane tutaj, nie wykazały odbicia wzrostu ICP po ponownym ociepleniu23,24.
Badania kliniczne hipotermii w leczeniu udaru niedokrwiennego nie były w stanie przełożyć korzyści z hipotermii, które są zgłaszane w badaniach eksperymentalnych. Niezgodność w tempie chłodzenia i czasie trwania między modelami eksperymentalnymi a pacjentami to ważne zmienne, które mogą odpowiadać za tę rozbieżność. Posiadanie eksperymentalnego modelu hipotermii, który lepiej przypomina kliniczne tempo chłodzenia, pozwoli na bardziej świadome badanie korzyści płynących z hipotermii jako metody leczenia pacjentów po udarze.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ten projekt został sfinansowany przez University of Newcastle, Hunter Medical Research Institute (HMRI) Dalara Early Research Researcher Fellowship, NSW Health Early-Mid Career Research Fellowship oraz National Health and Medical Research Council (NHMRC) Australia.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Etanol absolutny | ThermoFisher Scientific/ Ajax Finechem | AJA214-20LPL | Rozcieńczony wodą dejonizowaną w celu uzyskania 70 % etanolu |
| Roztwór antyseptyczny (chlorheksydyna) | David | Craig A2957 | |
| Środek znieczulający (Marcain) | Aspen | PS13977 | |
| Bezszczotkowy silnik wentylatora | Sirocco | YX2505 | 2 x 12 V/130 mA Lampa |
| grzewcza | Jeden | AC220 | 240 V 50/60 Hz |
| Poduszka grzewcza | FHC, Inc | 40-90-2 | |
| Sonda doodbytnicza | FHC, Inc | 40-90-5D-02 | |
| Regulator temperatury | FHC, Inc | 40-90-8D | |
| Rejestrator temperatury | Maxim | DS1922L-F5 |
Bibliografia
- Kurisu, K., Yenari, M. A. Therapeutic hypothermia for ischemic stroke; pathophysiology and future promise. Neuropharmacology. 134, Pt B 302-309 (2018).
- Polderman, K. H. Induced hypothermia and fever control for prevention and treatment of neurological injuries. Lancet. 371 (9628), 1955-1969 (2008).
- vander Worp, H. B., Sena, E. S., Donnan, G. A., Howells, D. W., Macleod, M. R. Hypothermia in animal models of acute ischaemic stroke: a systematic review and meta-analysis. Brain. 130, Pt 12 3063-3074 (2007).
- Thomé, C., Schubert, G. A., Schilling, L. Hypothermia as a neuroprotective strategy in subarachnoid hemorrhage: a pathophysiological review focusing on the acute phase. Neurological Research. 27 (3), 229-237 (2005).
- McIntyre, L. A., Fergusson, D. A., Hébert, P. C., Moher, D., Hutchison, J. S. Prolonged therapeutic hypothermia after traumatic brain injury in adults: a systematic review. Journal of the American Medical Association. 289 (22), 2992-2999 (2003).
- Kuczynski, A. M., Demchuk, A. M., Almekhlafi, M. A. Therapeutic hypothermia: Applications in adults with acute ischemic stroke. Brain Circulation. 5 (2), 43-54 (2019).
- Shankaran, S., et al. Whole-body hypothermia for neonates with hypoxic-ischemic encephalopathy. New England Journal of Medicine. 353 (15), 1574-1584 (2005).
- Jacobs, S. E., et al. Whole-body hypothermia for term and near-term newborns with hypoxic-ischemic encephalopathy: a randomized controlled trial. Archives of Pediatrics and Adolescent Medicine. 165 (8), 692-700 (2011).
- Lyden, P., et al. Results of the ICTuS 2 Trial (Intravascular cooling in the treatment of stroke 2). Stroke. 47 (12), 2888-2895 (2016).
- vander Worp, H. B., et al. Therapeutic hypothermia for acute ischaemic stroke. Results of a European multicentre, randomised, phase III clinical trial. European Stroke Journal. 4 (3), 254-262 (2019).
- Wu, T. C., Grotta, J. C. Hypothermia for acute ischaemic stroke. Lancet Neurology. 12 (3), 275-284 (2013).
- Hemmen, T. M., et al. Intravenous thrombolysis plus hypothermia for acute treatment of ischemic stroke (ICTuS-L): final results. Stroke. 41 (10), 2265-2270 (2010).
- Lyden, P., Ernstrom, K., Raman, R. Determinants of pneumonia risk during endovascular hypothermia. Therapeutic Hypothermia and Temperature Management. 3 (1), 24-27 (2013).
- vander Worp, H. B., et al. EuroHYP-1: European multicenter, randomized, phase III clinical trial of therapeutic hypothermia plus best medical treatment vs. best medical treatment alone for acute ischemic stroke. International Journal of Stroke. 9 (5), 642-645 (2014).
- Lamb, J. A., Rajput, P. S., Lyden, P. D. Novel method for inducing rapid, controllable therapeutic hypothermia in rats using a perivascular implanted closed-loop cooling circuit. Journal of Neuroscience Methods. 267, 55-61 (2016).
- Dumitrascu, O. M., Lamb, J., Lyden, P. D. Still cooling after all these years: Meta-analysis od pre-clinical trials of therapeutic hypothermia for acute ischemic stroke. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 36 (7), 1157-1164 (2016).
- Wu, L., et al. Hypothermia neuroprotection against ischemic stroke: The 2019 update. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 40 (3), 461-481 (2020).
- Hemmen, T. M., Lyden, P. D. Hypothermia after acute ischemic stroke. Journal of Neurotrauma. 26 (3), 387-391 (2009).
- Colbourne, F., Sutherland, G. R., Auer, R. N. An automated system for regulating brain temperature in awake and freely moving rodents. Journal of Neuroscience Methods. 67 (2), 185-190 (1996).
- Campbell, K., Meloni, B. P., Zhu, H., Knuckey, N. W. Magnesium treatment and spontaneous mild hypothermia after transient focal cerebral ischemia in the rat. Brain Research Bulletin. 77 (5), 320-322 (2008).
- Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements. Journal of Visualized Experiments. (59), e3496(2012).
- Trotman-Lucas, M., Kelly, M. E., Janus, J., Gibson, C. L. Middle cerebral artery occlusion allowing reperfusion via common carotid artery repair in mice. Journal of Visualized Experiments. (143), e58191(2019).
- Murtha, L. A., et al. Short-duration hypothermia after ischemic stroke prevents delayed intracranial pressure rise. International Journal of Stroke. 9, 553-559 (2014).
- Murtha, L. A., et al. Intracranial pressure elevation after ischemic stroke in rats: cerebral edema is not the only cause, and short-duration mild hypothermia is a highly effective preventative therapy. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 35 (4), 592-600 (2015).
Przedruki i uprawnienia
