Artykuł metodologiczny

Zautomatyzowany protokół preparacji w celu wzbogacenia guza w tkankach o niskiej zawartości guza

2.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62394

⸱

29 marca 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Departments of Research Pathology, Genentech, 2Bioinformatics & Computational Biology, Genentech, 3Roche Sequencing Solutions, Hacienda Drive, 4Department of Medicine, Vanderbilt University Medical Center, Medical Center Drive, 5Department of Pathology, Northwestern University, Feinberg School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Cyfrowa adnotacja z automatyczną sekcją tkanek zapewnia innowacyjne podejście do wzbogacania guza w przypadkach o niskiej zawartości guza i jest dostosowana zarówno do parafiny, jak i mrożonych typów tkanek. Opisany przepływ pracy poprawia dokładność, odtwarzalność i przepustowość i może być stosowany zarówno w warunkach badawczych, jak i klinicznych.

Streszczenie

Wzbogacanie guza w tkankach o niskiej zawartości guza, poniżej 20% zawartości guza, w zależności od metody, jest wymagane do generowania powtarzalnych danych jakościowych za pomocą wielu dalszych testów, takich jak sekwencjonowanie nowej generacji. Zautomatyzowana dyssekcja tkanek to nowa metodologia, która automatyzuje i poprawia wzbogacanie guza w tych powszechnych tkankach o niskiej zawartości guza poprzez zmniejszenie zależnej od użytkownika niedokładności tradycyjnej makrosekcji oraz ograniczeń czasowych, kosztowych i specjalistycznych mikrodysekcji wychwytywania laserowego za pomocą cyfrowej nakładki adnotacji obrazu na niebarwione szkiełka. W tym przypadku cyfrowe adnotacje hematoksyliny i eozyny (H&E) są wykorzystywane do celowania w małe obszary guza za pomocą ostrza o średnicy 250μm 2 w niebarwionej parafinie utrwalonej w formalinie (FFPE) lub świeżo zamrożonych skrawkach o grubości do 20 μm w celu automatycznego wzbogacenia guza przed ekstrakcją kwasów nukleinowych i sekwencjonowaniem całego egzomu (WES). Zautomatyzowana sekcja może zbierać oznaczone adnotacjami regiony w tkankach o niskiej zawartości guza z jednej lub wielu sekcji w celu ekstrakcji kwasów nukleinowych. Pozwala również na rejestrowanie obszernych wskaźników przed i po zbiorach przy jednoczesnej poprawie dokładności, odtwarzalności i zwiększeniu przepustowości dzięki wykorzystaniu mniejszej liczby szkiełek. Opisany protokół umożliwia cyfrową adnotację z automatyczną sekcją na zwierzęcych i/lub ludzkich FFPE lub świeżo zamrożonych tkankach o niskiej zawartości guza i może być również wykorzystany do wzbogacania dowolnego regionu zainteresowania w celu zwiększenia adekwatności do dalszych zastosowań sekwencjonowania w przepływach pracy klinicznej lub badawczej.

Wprowadzenie

Sekwencjonowanie nowej generacji (NGS) jest coraz częściej wykorzystywane zarówno w opiece nad pacjentami, jak i w badaniach nad rakiem, pomagając w prowadzeniu terapii i ułatwiając odkrycia naukowe. Tkanka jest często ograniczona i rutynowo stosuje się małe próbki o zmiennej zawartości guza. Adekwatność i integralność guza pozostają zatem przeszkodą w uzyskaniu istotnych danych. Próbki o niższym procencie guza mogą powodować trudności w odróżnieniu prawdziwych wariantów od artefaktów sekwencjonowania i często nie kwalifikują się do NGS1. Wykazano, że wzbogacanie guza w przypadkach o niskiej zawartości guza, poniżej 20%, pomaga uzyskać wystarczającą ilość materiału w celu wygenerowania powtarzalnych danych sekwencjonowania i zapewnienia, że warianty o niskiej częstotliwości nie zostaną pominięte2,3. Limity będą się jednak różnić w zależności od wykorzystywanych platform i planowanego wykorzystania wygenerowanych danych.

Tradycyjnie, wzbogacanie obszarów guza do ekstrakcji odbywa się poprzez manualną makrodysekcję lub mikrodysekcję laserową (LCM) szkiełka z zatopioną parafiną w formalinie (FFPE). Ręczna makrodyssekcja, czyli zeskrobywanie określonych obszarów tkanek ze szkiełek, umożliwia usunięcie obszarów guza do wykorzystania w dalszych testach przy stosunkowo niskich kosztach, ale z niską dokładnością i niską precyzją2,4. Minimalna dokładność techniczna może być bardzo skuteczna w przypadkach o wyższej zawartości guza, w których obecne są duże połacie guza i / lub minimalna utrata tkanki nie wpływa znacząco na wyniki, ale przypadki o niskiej zawartości guza lub przypadki z bardziej rozproszonym guzem wymagają większej precyzji. LCM został zatem wynaleziony w latach 90. i stał się cennym sposobem precyzyjnego usuwania małych, zdefiniowanych, mikroskopijnych obszarów tkanki z szkiełek zatopionych w parafinie w formalinie (FFPE)5,6,7,8. LCM może być wykorzystany do zbierania pojedynczych populacji komórek, gdy istnieje złożona heterogeniczność próbki9, co pozwala na zbieranie wcześniej trudnych do rozdzielenia populacji komórek. Jednak LCM wymaga kosztownych maszyn, które wymagają rozległej wiedzy technicznej i czasu pracy10,11,12,13,14.

Przyrząd używany do automatycznego preparowania tkanek ma precyzję pomiędzy LCM (~10 μm) a makrodyssekcjami (~1 mm)15. Dodatkowo, wykazuje wymagania zarówno dotyczące kosztów, jak i wiedzy technicznej między makrodysekcją a LCM i jest przeznaczony do wykonywania szybkiego wzbogacania tkanek z sekwencyjnych preparatów FFPE w celu złagodzenia wad poprzednich metod15. Zautomatyzowana sekcja w ten sposób wykorzystuje adnotacje cyfrowe lub nakładki obrazów referencyjnych na stole na seryjnie cięte niebarwione szkiełka tkankowe w celu przeanalizowania i wzbogacenia obszarów zainteresowania. Przyrząd wykorzystuje plastikowe końcówki do mielenia z wirującymi ostrzami, probówki zbiorcze o pojemności 1,5 ml i może być używany z wieloma różnymi płynami do preparacji w celu zebrania obszarów zainteresowania do dalszych testów, w tym ekstrakcji nukleinowej i sekwencjonowania. Obracająca się plastikowa końcówka do mielenia wykorzystuje wewnętrzne i zewnętrzne zbiorniki cylindra strzykawki oraz tłok do zbierania buforu, a następnie miele i zbiera tissue16. Zmienna średnica końcówki frezującej (250 μm, 525 μm, 725 μm) pozwala na rozwarstwienie oddzielnych obszarów tkanek w celu porównania, obszarów wieloogniskowych, które można łączyć lub pojedynczych małych obszarów z jednego lub wielu szkiełek FFPE. Grubości sekcji używanych do zbioru można dostosować w oparciu o indywidualne potrzeby eksperymentu, a użytkownicy mogą upewnić się, że obszary zainteresowania nie zostały wyczerpane, wykonując dodatkowe H&E na jednej sekcji szeregowej bezpośrednio po ostatniej sekcji użytej do zbiorów.

Zautomatyzowana sekcja została zidentyfikowana jako sposób na wzbogacenie zawartości guza w przypadkach niskiej zawartości nowotworu, a my przetestowaliśmy i rozszerzyliśmy zamierzoną funkcjonalność automatycznego narzędzia do preparowania tkanek, które jest obecnie sprzedawane do użytku na próbkach klinicznych FFPE o grubości do 10 μm. Prace pokazują, że zautomatyzowana sekcja może być stosowana zarówno do FFPE, jak i świeżo mrożonych skrawków tkanek ludzkich lub zwierzęcych o grubości do 20 μm w celach badawczych. Protokół demonstruje również podejście do cyfrowego opisywania i automatyzacji sekcji w celu wzbogacenia guza w tkankach o niskiej zawartości guza i/lub przypadkach z zagnieżdżonym, rozproszonym guzem, w których znacząca makrodysekcja jest trudna lub niewykonalna, i wykazuje zarówno jakość, jak i wydajność kwasu nukleinowego wystarczającego dla NGS. Zautomatyzowana sekcja może zatem zapewnić precyzję na średnim poziomie i zwiększoną przepustowość w celu wzbogacenia guza, a także może być stosowana do wzbogacania innych obszarów zainteresowania lub w połączeniu z innymi platformami w celu udzielenia odpowiedzi na pytania badawcze lub kliniczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Przed rozpoczęciem należy pobrać odpowiednie próbki tkanek zgodnie z protokołami Instytucjonalnej Komisji Rewizyjnej (IRB). Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) firmy Genentech, Inc.

1. Przygotowanie tkanek i preparatów

  1. Wybierz FFPE lub świeżo mrożone bloki tkanek i zastosuj odpowiednią metodę przetwarzania poniżej.
  2. Wytnij skrawki tkanek na dodatnio naładowanych szkiełkach o żądanej grubości. Tkankę FFPE należy podzielić na wstęgi, przy czym pierwszy odcinek referencyjny zostanie przecięty na grubość odpowiednią do barwienia H&E (tj. 4 μm), a następnie 1-4 odcinki o grubości od 4 do 20 μm w zależności od potrzeb i dostępności tkanki. Zbierz skrawki tkanek na dodatnio naładowane szklane szkiełka mikroskopowe.
    UWAGA: Świeżo zamrożone skrawki tkanek odniesienia należy natychmiast zabarwić hematoksyną i eozyną (H&E) przy użyciu rutynowych protokołów dla zamrożonych skrawków, a niebarwione zamrożone skrawki należy przechowywać w temperaturze -20 °C do czasu, gdy będą potrzebne do pobrania.
  3. Pozostaw wszystkie sekcje FFPE do wyschnięcia w temperaturze pokojowej przez noc.
  4. Piecz szkiełka referencyjne FFPE w temperaturze 60 °C przez 30 minut, a następnie zabarwij je H&E zgodnie z rutynowymi protokołami.
  5. Skanuj poplamione szkiełka H&E na całym imagerze slajdów przy powiększeniu 20x lub większym.
  6. Dodawaj adnotacje do zeskanowanych obrazów slajdów pod kątem interesujących obszarów nowotworu, korzystając z platformy wyświetlania dostarczonej przez dostawcę lub przeglądarki typu open source. Wyeksportuj te adnotacje jako zrzut ekranu w małym powiększeniu lub zapisz je jako plik metadanych zawierający współrzędne pikseli X-Y odpowiadające wierzchołkom wielokątów.
    UWAGA: Pierwsza z nich jest mniej trudna technicznie w obsłudze, ale druga oferuje zalety w automatyzacji procesów.
  7. Utwórz cyfrowe maski obszarów zainteresowania adnotacjami zgodnie z zastosowanym podejściem i wyeksportuj adnotacje ręczne.
    UWAGA: Jeśli używany jest zrzut ekranu/obraz adnotacji, można użyć prostego oprogramowania do przetwarzania obrazu, aby wybrać region i wypełnić całe zaznaczenie. Użycie współrzędnych X-Y dla każdego ROI wymaga użycia języka programowania do odczytu zarówno danych obrazu, jak i współrzędnych wielokąta w celu utworzenia obrazu o małym powiększeniu z wypełnionymi obszarami zainteresowania. Użytkownik powinien współpracować z dostawcą zautomatyzowanego narzędzia do preparowania w celu ustalenia procesu w oparciu o jego indywidualną dostępność oprogramowania i potrzeby. Jeśli skanowanie, cyfrowe adnotacje do slajdów i/lub tworzenie masek cyfrowych nie są dostępne, można wykonać staranne adnotacje na slajdzie za pomocą markera i użyć ich zamiast maski cyfrowej jako obrazu referencyjnego. Pseudokod do tworzenia maski cyfrowej znajduje się w pliku uzupełniającym 1.

2. Zautomatyzowana sekcja tkanek

  1. Umieść niebarwione szkiełka tkankowe próbki na stoliku w pozycjach od pierwszego do czwartego szkiełka w przypadku korzystania z cyfrowego odniesienia do szkiełek. W przypadku korzystania z adnotacji na szkiełku, a nie opcji cyfrowej, umieść niebarwione szkiełka tkankowe próbki na stoliku w pozycjach od drugiego do czwartego szkiełka z szkiełkiem referencyjnym w pierwszej pozycji.
  2. Utwórz zadanie frezowania za pomocą oprogramowania do automatycznego rozwarstwiania tkanek: Wybór zadania > Utwórz nowe zadanie > identyfikatora przypadku > Nazwij zadanie frezowania; przejdź do Grubość > Grubość przekroju za pomocą zakładki strzałki w górę lub w dół; następnie przejdź do Przygotowanie tkanek > parafinizowanych lub odparafinowanych, Obraz referencyjny > Z pliku > Importuj obraz > Plik, aby zaimportować z listy rozwijanej jako odniesienie cyfrowe, jeśli ma to zastosowanie. Wybierz opcję Ze stołu montażowego, aby uzyskać odniesienie do slajdu na stole montażowym. Po wypełnieniu pól zeskanuj stolik, wybierając przycisk Skanuj etap w prawym dolnym rogu, aby przechwycić każdy szkiełko tkanki próbki w pozycji od pierwszej do czwartej.
  3. Wybierz obszar tkanki do przechwycenia obrazu.
    1. Jeśli korzystasz z odniesienia na stole montażowym, przeciągnij ramkę z jednego rogu do drugiego, aby utworzyć prostokątny obszar nad tkanką. Zaznacz okrągły bąbelek pod prostokątnym obszarem, aby przechwycić obraz referencyjny stołu montażowego. Jeśli używasz cyfrowego obrazu referencyjnego, nałóż obraz na wybrany prostokątny obszar. Zmień rozmiar i wyrównaj cyfrowe odniesienie w przybliżeniu kursu, aby jak najlepiej dopasować rozmiar i położenie nad tkanką próbki.
    2. Skopiuj to prostokątne pole na pozostałe szkiełka tkankowe próbki w pozycjach od drugiego do czwartego slajdu, wybierając opcję kopiowania w prawym górnym rogu obrazu referencyjnego. W razie potrzeby wyrównaj i zmień rozmiar brutto.
      UWAGA: W przypadku korzystania z obrazu referencyjnego na slajdzie, a nie z maski cyfrowej, wybierz, który slajd na stole montażowym ma być używany jako odniesienie.
  4. Wyrównywanie slajdów referencyjnych i przykładowych
    1. Gdy obraz referencyjny jest rażąco wyrównany na szkiełkach z próbką tkanki we wszystkich pozycjach szkiełka, wybierz przycisk Scan Stage (Etap skanowania) w prawym dolnym rogu ekranu, aby przejść do kroku precyzyjnej regulacji. Wybierz pozycję pierwszego stopnia i ikonę narzędzia Przekształć (trzecia ikona w dół na pasku narzędzi po prawej stronie), aby dokonać precyzyjnych korekt wyrównania i powiększenia odniesienia, aby jak najlepiej pasowało do przykładowej nakładki slajdu. Użyj suwaka Odniesienie do próbki u dołu ekranu, przełączając się między obrazem referencyjnym a przykładowym obrazem wraz z funkcją Powiększ i Pomniejsz, aby dostosować i uzyskać wyrównanie każdej pozycji slajdu. Powtórz ten proces w pozycjach szkiełka próbki od drugiej do czwartej.
  5. Wybierz obszar frezowania w obszarze zainteresowania
    1. Po uzyskaniu optymalnego nakładania próbki dla każdej z czterech pozycji suwaka, narysuj oznaczenia ścieżek frezowania za pomocą ikony narzędzia Próbnik kolorów (dziesiąta ikona w dół na pasku narzędzi po prawej stronie) na kolorowej części zamaskowanego obrazu referencyjnego. Zaznacz pole Rozszerz do podobnego, jeśli wiele slajdów lub obszarów jest oznaczonych adnotacjami do sekcji, a następnie wybierz przycisk Pobierz adnotacje w prawym dolnym rogu, aby narysować ścieżki frezowania na przykładowych slajdach.
    2. Wybierz ścieżkę frezowania w pierwszej pozycji suwaka.
      UWAGA: Po wybraniu ścieżki frezowania w pierwszej pozycji suwaka, zostanie ona skopiowana na pozostałe pozycje suwaka i zostanie obliczone użycie końcówki frezującej. Użycie końcówki frezującej w lewym górnym rogu jest obliczane na podstawie pokrytego obszaru i wybranego rozmiaru końcówki. Jeśli obliczono więcej niż cztery końcówki, można wybrać większy rozmiar końcówki, aby uchwycić zwrot z inwestycji z adnotacjami. Rozmiar końcówki można wybrać lub zmienić po lewej stronie ekranu pod strzałką Końcówka frezująca, a użycie końcówki zostanie ponownie obliczone.
    3. Po obliczeniu ścieżki frezowania zbierz opisany zwrot z inwestycji z czterema lub mniej końcówkami frezującymi. Wybierz przycisk Setup Stage (Etap konfiguracji) w prawym dolnym rogu ekranu, aby wyświetlić monit o załadowanie końcówek frezujących z umieszczonych probówek zbiorczych w ich odpowiednim oznaczeniu na stoliku.
  6. Napełnij zbiornik 3.0 ml buforu do rozwarstwiania najbardziej odpowiedniego dla typu tkanki (FFPE lub świeżo mrożona) i zestawu do ekstrakcji kwasów nukleinowych i wybierz przycisk Analizuj w prawym dolnym rogu ekranu. Użyj oleju mineralnego o jakości molekularnej lub odpowiedniego buforu z dostępnych na rynku zestawów do ekstrakcji kwasów nukleinowych.
    UWAGA: Następnie rozpoczyna się automatyczna sekcja szkiełek i wybranych obszarów zainteresowania, a próbki są pobierane przez urządzenie. Głowica jednostki podniesie końcówki frezujące z tyłu stolika i napełni płynem preparacyjnym ze zbiornika. Końcówki następnie obracają się wzdłuż ścieżki mielenia, zasysając tkankę próbki ze szkiełek, aż do całkowitego lub pełnego. Pobrana próbka z płynem preparacyjnym jest następnie dozowana do probówek zbiorczych znajdujących się z tyłu stolika.
  7. Po zakończeniu automatycznej sekcji wyjmij probówki zbiorcze i wypreparowane szkiełka z próbki ze stolika i umieść je odpowiednio w stojaku na probówki i stojaku na szkiełka.
    UWAGA: Świeżo zamrożone zbiory należy poddać bezpośrednio ekstrakcji kwasów nukleinowych zgodnie z instrukcjami producenta, a świeżo zamrożone sekcje po rozbiorze należy natychmiast wybarwić w H&E przy użyciu rutynowych protokołów dla zamrożonych sekcji.
  8. Piecz wypreparowane szkiełka tkankowe w temperaturze 60 °C przez 30 minut, a następnie zabarwij je środkiem H&E zgodnie z rutynowymi protokołami.
  9. Zeskanuj wypreparowane szkiełka poplamione H&E na całym imagerze slajdów w 20-krotnym powiększeniu i/lub archiwum, aby uzyskać odniesienie do tego, jaka tkanka nie została pobrana i pozostaje na szkiełku.
    UWAGA: Zobacz krok 1.5 powyżej, aby zapoznać się z alternatywnymi opcjami skanowania.

3. Ekstrakcja kwasów nukleinowych

  1. Zebrać i ogranulować tkankę. Ekstrakcję kwasów nukleinowych należy przeprowadzić za pomocą dostępnego w handlu zestawu i postępować zgodnie z instrukcjami producenta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wybrano skrawki wątroby mysiej utrwalone w FFPE oraz świeżo zamrożone (FF) zawierające przerzuty raka jelita grubego w ksenoprzeszczepach. Skrawki poddano barwieniu H&E (Rysunek 1A,E,I) i zeskanowano za pomocą skanera całych preparatów przy powiększeniu 20x. Patolog cyfrowo oznaczył obszary nowotworowe zainteresowania, a następnie za pomocą komercyjnego oprogramowania wygenerowano maskę w formacie cyfrowego obrazu referencyjnego png (Rysunek 1B

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiono tutaj protokół zastosowania adnotacji cyfrowej i automatycznej sekcji do preparowania regionów guza z FFPE o niskiej zawartości guza lub świeżo zamrożonych tkanek w celu wzbogacenia guza i wykorzystania w WES. Połączenie cyfrowych adnotacji i tworzenia masek z automatyczną sekcją znacznie skraca wymagany czas pracy i wiedzę specjalistyczną typową dla klasycznych metod wzbogacania guza, w tym ręcznej makrodysekcji i LCM. Protokół demonstruje potencjalnie ważną opcję wzbogacania guza w średnim zakresie, która...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Charles A Havnar, Oliver Zill, Jeff Eastham, Jeffrey Hung, Jennifer Giltnane, Nicolas Lounsbury, Daniel Oreper, Sarajane Saturnio i Amy A Lo są pracownikami i akcjonariuszami Genentech i Roche, a Mana Javey i Emmanuel Naouri są pracownikami i akcjonariuszami Roche.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Carminie Espiritu i Robin E. Taylor za wsparcie w rozwoju zautomatyzowanych sekcji, a także personelowi Genentech Pathology Core Laboratory, który wspierał tę pracę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Agilent SureSelectXTAgilentG9611A
Stacja napełniania AVENIO MillisectRoche8106533001
Przyrząd AVENIO Millisect, BaseRoche8106568001
AVENIO Millisect Instrument, głowicaRoche8106550001
Końcówki frezujące AVENIO Millisect MałyRoche8106509001
AVENIO Millisect PCRoche8106495001
BioAnalyzerAgilentG2939BA
Eppendorf 5427REppendorf22620700
Bufor inkubacyjnyPromegaD920D
Leica Autostainer XLLeicaST5010Automatyczny barwnik
Olej mineralny klasy molekularnejSigmaM5904-500ML
Proteinaza KPromegaV302BBufor do wytrawiania
Qiagen AllPrep DNA/RNA Mini KitQiagen80284
RLT Plus BuforQiagen80204
Superfrost Plus dodatnio naładowane szkiełka mikroskopoweThermo Scientific6776214
do mikrowirówek

Bibliografia

  1. Cho, M., et al. Tissue recommendations for precision cancer therapy using next generation sequencing: a comprehensive single cancer center's experiences. Oncotarget. 8 (26), 42478-42486 (2017).
  2. Smits, A. J. J., et al. The estimation of tumor cell percentage for molecular testing by pathologists is not accurate. Modern Pathology: An Official Journal of the United States and Canadian Academy of Pathology, Inc. 27 (2), 168-174 (2014).
  3. Poole-Wilson, P. A., Langer, G. A. Effect of pH on ionic exchange and function in rat and rabbit myocardium. The American Journal of Physiology. 229 (3), 570-581 (1975).
  4. Viray, H., et al. A prospective, multi-institutional diagnostic trial to determine pathologist accuracy in estimation of percentage of malignant cells. Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 137 (11), 1545-1549 (2013).
  5. El-Serag, H. B., et al. Gene Expression in Barrett's Esophagus: Laser capture versus whole tissue. Scandinavian Journal of Gastroenterology. 44 (7), 787-795 (2009).
  6. Harrell, J. C., Dye, W. W., Harvell, D. M. E., Sartorius, C. A., Horwitz, K. B. Contaminating cells alter gene signatures in whole organ versus laser capture microdissected tumors: a comparison of experimental breast cancers and their lymph node metastases. Clinical & Experimental Metastasis. 25 (1), 81-88 (2008).
  7. Kim, H. K., et al. Distinctions in gastric cancer gene expression signatures derived from laser capture microdissection versus histologic macrodissection. BMC Medical Genomics. 4, 48(2011).
  8. Klee, E. W., et al. Impact of sample acquisition and linear amplification on gene expression profiling of lung adenocarcinoma: laser capture micro-dissection cell-sampling versus bulk tissue-sampling. BMC Medical Genomics. 2, 13(2009).
  9. Civita, P., et al. Laser capture microdissection and RNA-seq analysis: High sensitivity approaches to explain histopathological heterogeneity in human glioblastoma FFPE archived tissues. Frontiers in Oncology. 9, 482(2019).
  10. Emmert-Buck, M. R., et al. Laser capture microdissection. Science. 274 (5289), 998-1001 (1996).
  11. Bonner, R. F., et al. Laser capture microdissection: molecular analysis of tissue. Science. 278 (5342), 1481-1483 (1997).
  12. Hunt, J. L., Finkelstein, S. D. Microdissection techniques for molecular testing in surgical pathology. Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 128 (12), 1372-1378 (2004).
  13. Espina, V., et al. Laser-capture microdissection. Nature Protocols. 1, 586-603 (2006).
  14. Grafen, M., et al. Optimized expression-based microdissection of formalin-fixed lung cancer tissue. Laboratory Investigation; A Journal of Technical Methods and Pathology. 97 (7), 863-872 (2017).
  15. Javey, M., et al. innovative tumor tissue dissection tool for molecular oncology diagnostics. The Journal of Molecular Diagnnostics: JMD. (21), 1525-1578 (2021).
  16. Adey, N., et al. A mill based instrument and software system for dissecting slide-mounted tissue that provides digital guidance and documentation. BMC Clinical Pathology. 13 (1), 29(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zautomatyzowana sekcja tkanekcyfrowa adnotacja preparat wtkanka utrwalona w FFPEtkanka wie o zamro onaekstrakcja kwas w nukleinowychsekwencjonowanie ca ego egzomumikrodysekcja wspomagana laseremizolacja region w nowotworowych

Powiązane artykuły