Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie mysiego modelu stresu psychospołecznego w ciąży jako translacyjnie istotnego paradygmatu dla zaburzeń psychicznych u matek i niemowląt

3.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62464

⸱

13 czerwca 2021

 ,  , 
1Molecular Developmental Biology Program, Cincinnati Children’s Hospital Medical Center, 2Division of Human Genetics, Cincinnati Children’s Hospital Medical Center, 3Department of Pediatrics, University of Cincinnati College of Medicine, 4Division of Veterinary Services, Cincinnati Children’s Hospital Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Paradygmat chronicznego stresu psychospołecznego (CGS) wykorzystuje klinicznie istotne czynniki stresogenne podczas ciąży u myszy do modelowania zaburzeń psychicznych matek i niemowląt. W tym miejscu przedstawiamy procedurę krok po kroku stosowania paradygmatu CGS i dalszych ocen w celu walidacji tego modelu.

Streszczenie

Okres okołoporodowy jest uważany za wrażliwy okres, w którym niekorzystne działanie matki może skutkować długoterminowymi negatywnymi konsekwencjami zarówno dla matki, jak i potomstwa, w tym rozwojem zaburzeń neuropsychiatrycznych. Czynniki ryzyka związane z pojawieniem się dysregulacji afektywnej w diadzie matka-niemowlę zostały szeroko zbadane. Narażenie na stres psychospołeczny w czasie ciąży konsekwentnie staje się jednym z najsilniejszych czynników prognostycznych. Stworzono kilka modeli gryzoni w celu zbadania tego związku; Modele te opierają się jednak na wykorzystaniu stresorów fizycznych lub ograniczonej liczby stresorów psychospołecznych prezentowanych w powtarzalny sposób, które nie oddają dokładnie rodzaju, intensywności i częstotliwości stresorów doświadczanych przez kobiety. Aby przezwyciężyć te ograniczenia, stworzono paradygmat chronicznego stresu psychospołecznego (CGS), który wykorzystuje różne psychospołeczne obelgi o różnym nasileniu, przedstawione w nieprzewidywalny sposób. Manuskrypt opisuje ten nowatorski paradygmat CGS, w którym ciężarne samice myszy, od 6,5 do 17,5 dnia ciąży, są narażone na różne stresory w ciągu dnia i nocy. Stresory dzienne, dwa dziennie oddzielone 2-godzinną przerwą, obejmują narażenie na ciała obce lub zapach drapieżników, częste zmiany ściółki, usuwanie pościeli i przechylanie klatki. Nocne czynniki stresogenne obejmują ciągłą ekspozycję na światło, zmianę kolegów z klatki lub zwilżanie ściółki. Wcześniej wykazaliśmy, że narażenie na CGS powoduje rozwój zaburzeń neuroendokrynnych i behawioralnych u matki, w tym zwiększoną reaktywność na stres, pojawienie się fragmentarycznych wzorców opieki nad matką, anhedonii i zachowań związanych z lękiem, podstawowych cech kobiet cierpiących na zaburzenia nastroju i lęku okołoporodowego. Ten model CGS staje się zatem unikalnym narzędziem, które można wykorzystać do wyjaśnienia defektów molekularnych leżących u podstaw dysregulacji afektywnej matki, a także mechanizmów przezłożyskowych, które wpływają na rozwój neurologiczny płodu i skutkują negatywnymi długoterminowymi konsekwencjami behawioralnymi u potomstwa.

Wprowadzenie

Mechanizmy leżące u podstaw zwiększonej podatności na zaburzenia neuropsychiatryczne u matek i niemowląt po niekorzystnych warunkach u matki w okresie okołoporodowym pozostają w dużej mierze nieznane. Istotne zmiany fizjologiczne u matki zachodzą w czasie ciąży i przejścia do okresu poporodowego, w tym kilka adaptacji neuroendokrynnych, które przypuszczalnie mają kluczowe znaczenie nie tylko dla zdrowego rozwoju neurologicznego potomstwa, ale także dla zachowania zdrowia psychicznego matki1,2. Na poziomie osi przysadka nadnercza matki (HPA) obserwuje się adaptacje zarówno w okołodobowym, jak i wywołanym stresem poziomie uwalniania glikokortykosteroidów, w tym bardziej spłaszczony rytm dobowej aktywności osi HPA i stłumioną odpowiedź osi HPA na ostre czynniki stresogenne3,4,5. Biorąc pod uwagę, że zwiększona aktywność osi HPA jest zgłaszana w podgrupie kobiet z poporodową dysregulacją afektywną, w tym zwiększonym poziomem krążących glikokortykosteroidów i zahamowanym ujemnym sprzężeniem zwrotnym6,7,8, uważa się, że narażenie na stresory, które powodują zwiększoną reaktywność stresu poporodowego i zapobiegają adaptacji osi HPA u matki, zwiększa podatność na zaburzenia neuropsychiatryczne.

Aby wyjaśnić wpływ stresu na dysregulację afektywną u matek i niemowląt, stworzono kilka modeli stresu u gryzoni w okresie okołoporodowym. Większość z tych modeli charakteryzuje się zastosowaniem stresorów fizycznych, które skutkują wyzwaniami homeostatycznymi i zmianami w stanie fizjologicznym zapory9, takimi jak przewlekły stres związany z powściągliwością10 i stres związany z pływaniem podczas ciąży11, lub ekspozycja na szok poporodowy12. Chociaż wykazano, że paradygmaty te skutkują pojawieniem się zachowań i zmian podobnych do depresji poporodowej i zmian w opiece nad matką10,11,12, zostały one ograniczone przez ich niezdolność do dokładnego uchwycenia psychospołecznej natury stresorów powszechnie doświadczanych przez ludzkie matki. Staje się to szczególnie ważne, gdy próbuje się ujawnić neuroendokrynne konsekwencje przewlekłego stresu w okresie okołoporodowym, biorąc pod uwagę, że uważa się, że przetwarzanie różnych typów stresorów odbywa się za pośrednictwem różnych sieci neuronowych koordynujących aktywację osi HPA9.

Aby przezwyciężyć to ograniczenie, kilka grup zaprojektowało paradygmaty stresu, wykorzystując psychospołeczne obelgi lub kombinację fizycznych i psychospołecznych czynników stresogennych. Model separacji matki, w którym matki są oddzielane od jej młodych przez kilka godzin dziennie w okresie połogu13,14, oraz model chronicznego stresu społecznego, w którym matki są narażone na męskiego intruza w obecności swoich miotów15,16, były w stanie odtworzyć pojawienie się nieprawidłowości w opiece nad matką i fenotypów podobnych do depresji związanych z paradygmatami stresu fizycznego. Paradygmat przewlekłego ultrałagodnego stresu, w którym ciężarne samice myszy są narażone na różne zniewagi psychospołeczne, w tym przechylanie klatki i nocne oświetlenie, a także istotne zniewagi fizjologiczne, takie jak stres związany z ograniczeniami i ograniczenie jedzenia, ujawnił ponadto, że narażenie na mieszany charakter stresorów skutkuje nieprawidłowościami w zachowaniu matki, w tym upośledzeniem agresji matki. a także rozregulowanie aktywności okołodobowej osi HPA17,18. Zgodnie z tymi wynikami, naprzemienny model stresu krępującego i przeludnienia podczas ciąży powoduje wzrost poziomu kortykosteronu okołodobowego po porodzie, a także zmiany w opiece nad matką, chociaż nie obserwuje się różnic w reaktywności osi HPA po ekspozycji po porodzie na nowe ostre zniewagi1.

Rozszerzenie tej pracy, generujące paradygmat stresu ciążowego, który wykorzystuje wiele psychospołecznych zniewag prezentowanych w nieprzewidywalny sposób i minimalizuje użycie fizjologicznych stresorów. Badania wykazały wcześniej, że ten paradygmat przewlekłego stresu psychospołecznego (CGS) powoduje rozwój dysfunkcji osi HPA u matki, w tym zwiększoną reaktywność na stres we wczesnym okresie poporodowym19. Zmiany te są związane z nieprawidłowościami w zachowaniu matki, w tym zmianami w jakości opieki matczynej otrzymywanej przez młode oraz pojawieniem się zachowań anhedonicznych i lękowych19, cechy zgodne z okołoporodowymi zaburzeniami nastroju i lęku20,21. Co więcej, przyrost masy ciała potomstwa zmniejsza się w okresie poporodowym po ekspozycji w macicy na CGS19, co sugeruje, że CGS może mieć trwałe negatywne skutki programowania w przyszłych pokoleniach.

Celem w rozwoju paradygmatu CGS było przede wszystkim wykorzystanie klinicznie istotnych stresorów, które dokładnie oddają rodzaj, intensywność i częstotliwość zniewag często związanych z dysregulacją neuroendokrynną i rozwojem okołoporodowych zaburzeń nastroju i lęku. W tym przypadku badanie zawiera szczegółowy protokół poddania ciężarnych samic myszy CGS, a także dalsze oceny, które można wykorzystać do przetestowania trafności modelu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania w Cincinnati Children's Medical Center i były zgodne z wytycznymi National Institutes of Health. Dostęp ad libitum do standardowej karmy i wody dla gryzoni był zapewniony myszom przez cały czas, w tym podczas paradygmatu CGS. Myszy trzymano w cyklu 14 godzin/10 godzin światło-ciemność (światła włączone o 06:00), chyba że określono inaczej (tj. ekspozycja na światło przez noc).

1. Przygotowanie do krycia z określonym czasem

  1. Co najmniej 2 tygodnie przed rozpoczęciem krycia czasowego umieść dorosłe samice myszy razem w standardowej klatce dla myszy (18,4 cm x 29,2 cm x 12,7 cm), po cztery myszy w klatce. Oznacz każdą samicę myszy określonym numerem identyfikacyjnym za pomocą kolczyka.
    UWAGA: Do tego protokołu wykorzystano samice myszy C57BL6, które nie były w poprzedniej ciąży i w wieku od 3 do 6 miesięcy.
  2. Co najmniej 1 tydzień przed rozpoczęciem krycia z określonym czasem należy indywidualnie umieścić dorosłe samce myszy, które mają być wykorzystane do krycia.

2. Ustawianie dopasowań czasowych

  1. Ustaw krycie z pomiarem czasu o godzinie 18:00. Weź dwie samice myszy i umieść je w klatce, w której znajduje się indywidualnie trzymany samiec myszy. Oddziel krycia z pomiarem czasu następnego ranka do godziny 08:00.

3. Sprawdzanie czopa kopulacyjnego, oznaczonego jako dzień ciąży 0,5 (G0,5)

  1. Natychmiast po oddzieleniu kryć w czasie sprawdź, czy u samic myszy nie ma korka kopulacyjnego. Obecność korka kopulacyjnego będzie oznaczać G0.5. Pozwól myszy przytrzymać drucianą siatkę wewnątrz klatki i delikatnie unieś ją za ogon, aby uwidocznić otwór pochwy.
    UWAGA: Obecność czopa kopulacyjnego wskazuje, że doszło do aktywności seksualnej, ale nie gwarantuje ciąży. Próbując obliczyć liczbę potrzebnych myszy eksperymentalnych, spodziewaj się, że 50% myszy zostanie podłączonych z krzyżówek w czasie, a częstość występowania ciąży do zatyczki wyniesie 60%-70%.
  2. Użyj prostego badania wzrokowego, aby zidentyfikować obecność czopa kopulacyjnego (nieprzezroczystej, białawej, stwardniałej masy wewnątrz lub nieznacznie wystającej z otworu pochwy). Jeśli czop kopulacyjny nie jest łatwy do zidentyfikowania przez proste badanie wzrokowe, delikatnie włóż sondę z końcem do otworu pochwy. Zidentyfikuj zatyczki znajdujące się dalej w pochwie na podstawie oporu wkładania sondy.
  3. Oddziel samice myszy za pomocą zatyczek kopulacyjnych i umieść je w standardowych klatkach dla myszy, od 3 do 4 myszy w klatce.

4. Przygotowanie do paradygmatu CGS

  1. Losowo przypisz klatki trzymające samice myszy z czopami kopulacyjnymi do dwóch grup na G5.5: grupa kontrolna i CGS. Spróbuj losowo podzielić klatki tak, aby miały w przybliżeniu równą liczbę myszy w grupie. Przenieś myszy do czystych standardowych klatek na myszy i oznacz je znakiem "nie przeszkadzać". Wyznacz te klatki jako "klatki domowe" dla myszy, aby umieścić je na końcu każdego stresora.
  2. Wyznacz oddzielne pomieszczenie w pomieszczeniu myszy, aby wykonać paradygmat CGS. Zaprojektuj 11-dniowy schemat stresorów, który trwa od G6.5 do G17.5, aby wykorzystać każdy z 7-dniowych stresorów [narażenie na ciała obce (kulki lub klocki lego), ekspozycja na zapach drapieżnika (brudna ściółka szczurów), nachylenie klatki o 30°, częste zmiany pościeli, usuwanie pościeli, ruch na shakerze] dwa razy dziennie i wykorzystać każdy z 3 stresorów nocnych (włączone światła nocne, zmiana partnera w klatce, wystawienie na mokrą ściółkę) przez noc w sposób losowy. Możliwy przykładowy harmonogram i schemat eksperymentów opisanych poniżej można znaleźć na stronie Rysunek 1.
    UWAGA: Każdy dzień stresora powinien mieścić się w cyklu świetlnym myszy (światła włączone 06:00-20:00) i trwać 2 godziny, z co najmniej 2-godzinną przerwą między stresorami. Każdy nocny stresor powinien być ustawiony na początku cyklu ciemności (światła wyłączone o 20:00 h) i oddzielony na początku cyklu światła (światła włączone o 06:00).

5. Wykonywanie paradygmatu CGS

  1. Ustaw określone czynniki stresogenne na standardowej klatce statycznej z filtrowaną górą i butelką z wodą w pomieszczeniu przeznaczonym dla paradygmatu CGS. Przygotuj liczbę klatek statycznych potrzebnych do eksperymentu w zależności od liczby klatek przeznaczonych do poddania CGS podczas randomizacji. Przed uruchomieniem każdego stresora przenieś klatki myszy z grupy CGS z pomieszczenia mieszkalnego do pomieszczenia CGS.
    UWAGA: Wykonaj przenoszenie/przenoszenie myszy z klatki domowej do klatki eksperymentalnej iz powrotem w okapach z przepływem laminarnym.
  2. Zastosuj następujące czynniki stresogenne zgodnie z wcześniej zaprojektowanym schematem (patrz krok 4.2).
    1. Narażenie na ciała obce (kulki lub klocki lego): Umieść sześć kulek (o średnicy 14 mm) lub sześć klocków Lego (różne kształty, nie mogą przekraczać 4 cm wysokości) losowo rozmieszczonych w czystej klatce statycznej z ściółką dla myszy, bez wliczania gniazd myszy. Umieść myszy razem z ich odpowiednikami w klatce domowej w klatce statycznej z ciałami obcymi na 2 godziny. Wróć myszy do ich klatki domowej z tymi samymi odpowiednikami po zakończeniu stresora.
      UWAGA: Po użyciu wyczyść ciała obce.
    2. Narażenie na zapach drapieżników (brudna ściółka dla szczurów): Umieść świeżą, brudną ściółkę szczurów z samic szczurów na głębokości 1 cm w czystej klatce statycznej bez ściółki dla myszy, bez gniazd myszy. Umieść myszy razem z ich odpowiednikami w klatce domowej w klatce statycznej z brudnym ściółkiem dla szczurów na 2 godziny. Przywróć myszy do ich domowej klatki z tymi samymi odpowiednikami po zakończeniu stresora.
    3. Nachylenie klatki o 30°: Umieść myszy z ich odpowiednikami w klatce domowej w czystej klatce statycznej z ściółką dla myszy, bez gniazd myszy. Przechyl klatkę pod kątem 30° do ściany na 2 godziny. Przywróć myszy do ich domowej klatki z tymi samymi odpowiednikami po zakończeniu stresora.
    4. Częste zmiany ściółki: Umieść myszy z ich odpowiednikami w klatce domowej w czystej klatce statycznej z mysim ściółką, bez włączania gniazd myszy. Zastąp ściółkę myszy czystą ściółką mysza co 10 minut przez 2 godziny. Podczas zmiany ściółki myszy delikatnie umieść myszy w innej czystej klatce, aby uniknąć bezpośredniego kontaktu z myszami. Przywróć myszy do ich domowej klatki z tymi samymi odpowiednikami po zakończeniu stresora.
    5. Usuwanie ściółki: Umieść myszy razem z ich odpowiednikami w klatce domowej w pustej, czystej klatce statycznej (bez ściółki dla myszy i gniazd) na 2 godziny. Wróć myszy do klatki domowej z tymi samymi odpowiednikami po zakończeniu stresora.
    6. Ruch na shakerze: Umieść myszy z ich odpowiednikami w klatce domowej w czystej klatce statycznej z mysim ściółką, bez wliczania gniazd myszy. Umieść klatkę statyczną na wytrząsarce laboratoryjnej z prędkością 140 uderzeń na minutę przez 2 godziny. Przywróć myszy do ich domowej klatki z tymi samymi odpowiednikami po zakończeniu stresora.
    7. Nocna ekspozycja na światło: Umieść myszy z ich odpowiednikami w klatce domowej w czystej klatce statycznej z ściółką dla myszy, bez włączania gniazd myszy. Pozostaw światła włączone na noc (20:00-06:00), aby zakłócić cykl ciemności. Przywróć myszy do ich domowej klatki z tymi samymi odpowiednikami po zakończeniu stresora.
    8. Zmiana partnera w klatce: Przenieś mysz do czystej klatki statycznej z mysim ściółką, która jest trzymana przez inną grupę dwóch samic myszy (nienaruszone samice nie są częścią grupy leczonej lub kontrolnej). Trzymaj mysz w statycznej klatce z nieznanymi kolegami z klatki przez noc. Przywróć mysz do jej klatki domowej z jej specyficznymi odpowiednikami w klatce domowej po zakończeniu stresora.
    9. Narażenie na mokrą ściółkę: Wypełnić klatkę statyczną ściółką dla myszy czystą wodą o temperaturze 24 °C, aż do momentu nasycenia ściółki wodą. Umieść myszy razem z ich odpowiednikami w klatce domowej w klatce statycznej z mokrą ściółką na noc. Przywróć myszy do ich domowej klatki z tymi samymi odpowiednikami po zakończeniu stresora.
  3. Podczas paradygmatu CGS utrzymuj myszy kontrolne w spokoju w ich domowych klatkach w pomieszczeniu inwentarskim.
  4. Wymień używane klatki domowe na nowe klatki domowe na G10.5. Na G17.5, po zakończeniu nocnego stresora, pojedynczo umieść wszystkie myszy eksperymentalne, aby przygotować się do porodu i dalszych ocen funkcjonalnych.

6. Monitorowanie eksperymentalnych myszy podczas paradygmatu CGS

  1. Monitoruj myszy co 1 godzinę podczas aplikacji stresora, z wyjątkiem stresorów nocnych.
  2. Wyklucz z eksperymentu myszy wykazujące oznaki niepokoju, w tym rany, letarg lub jakiekolwiek nieprawidłowości fizyczne. W razie potrzeby skontaktuj się z personelem weterynaryjnym.

7. Pomiar procentowego przyrostu masy ciała podczas ciąży u myszy eksperymentalnych (opcjonalnie)

  1. Na G6.5 zważ myszy indywidualnie przed wystawieniem na czynniki stresogenne. Na G17.5, po zakończeniu nocnego stresora, zważ myszy indywidualnie. Zważyć myszy kontrolne w równoważnych punktach czasowych ciąży.
  2. Zmierz procentowy przyrost masy ciała podczas ciąży, ustawiając masę ciała z pierwszego dnia paradygmatu CGS (G6.5) na 100%.

8. Pomiar względnej wagi nadnerczy po porodzie u myszy eksperymentalnych (opcjonalnie)

  1. W 2. dniu po porodzie (PP2) należy indywidualnie zważyć grupę kontrolną i zapory CGS. Poddaj zapory eutanazji przez wdychanie dwutlenku węgla, a następnie zwichnięcie szyjki macicy w dygestorium.
  2. Umieść myszy na płytce preparyjnej, wysterylizuj obszar brzucha 70% etanolem i otwórz jamę brzuszną za pomocą nożyczek, aby wykonać pionowe cięcie. Odizoluj nadnercza znajdujące się w sąsiedztwie przedniego bieguna nerek za pomocą kleszczy, obustronnie. Ostrożnie wypreparuj tkankę tłuszczową otaczającą nadnercza pod mikroskopem preparacyjnym
    3. .
  3. Zważ obustronne nadnercza indywidualnie. Obliczyć względną masę nadnerczy w miligramach na gram (całkowita masa prawego i lewego nadnercza/masa ciała).

9. Pomiar poporodowej aktywności osi podwzgórze-przysadka-nadnercza (HPA) u myszy eksperymentalnych (opcjonalnie)

  1. Przygotowując się do pomiarów osi HPA, należy poddać eutanazji mioty do 6 młodych w miocie w dniu poporodowym 0 (PP0). Stosuj wdychanie dwutlenku węgla, a następnie ścinanie głowy nożyczkami chirurgicznymi jako drugorzędną metodę eutanazji.
  2. W 2. dniu po porodzie (PP2) indywidualnie unieruchamiaj kontrolę i zapory CGS w dobrze wentylowanej stożkowej rurce polipropylenowej o pojemności 50 ml na 20 minut. Natychmiast po naprężeniu unieruchamiającym wyjmij mysz ze stożkowej rurki i przytrzymuj mysz ręką niedominującą, trzymając luźną skórę na ramionach i z tyłu uszu, aby skóra nad żuchwą była napięta.
  3. Nakłuć żyłę podżuchwową lancetem nieco za żuchwą, ale przed kanałem słuchowym. Zebrać do 100 μl krwi matki w probówce separatora surowicy. Po pobraniu próbki delikatnie dociśnij gazą miejsce wkłucia, aby zatrzymać krwawienie. Wróć tamy do klatki domowej, gdy krwawienie ustanie.
  4. Odwirować probówkę separatora surowicy o stężeniu 21 130 x g przez 6 minut i ostrożnie usunąć surowicę. Przechowywać serum w temperaturze -20 °C do późniejszego użycia. Zmierz stężenie kortykosteronu w surowicy za pomocą zestawu ELISA zgodnie z protokołem producenta.

10. Pomiar zmian w zachowaniu po porodzie u myszy eksperymentalnych (opcjonalnie)

  1. Aby przygotować się do analizy behawioralnej, należy wybrakować mioty do 6 młodych w miocie na PP0.
  2. Przeprowadzić analizę fragmentacji opieki matczynej od PP2 do PP5. Każdego dnia, podczas cyklu świetlnego, wystawiaj tampory na działanie pomieszczenia testowego przez 5-minutowy okres przyzwyczajenia, a następnie nagrywaj zachowanie matki przez 30 minut.
    1. Oceń fragmentację opieki nad matką, mierząc średnią długość pojedynczego ataku lizania/pielęgnacji oraz całkowitą liczbę napadów wykonywanych przez matki19.
      UWAGA: Zachowanie polegające na lizaniu/pielęgnacji definiuje się jako zachowanie, w którym matka styka się z ciałem szczeniaka za pomocą języka lub szczenię jest dotykane przez matkę przednimi łapami. Atak definiuje się jako nieprzerwany okres czasu, w którym matka jest zaangażowana w lizanie/pielęgnację swoich szczeniąt.
  3. Przeprowadzić analizę anhedonii za pomocą testu preferencji sacharozy (SPT) od PP0 do PP6. Wystawij tamy na działanie jednej 100 ml butelki czystej wody i jednej 100 ml butelki 4% sacharozy w ich domowej klatce. Mierz ilość spożywanej wody i sacharozy (w ml) dziennie. Zamień miejsce na butelkę w klatce domowej. Oblicz preferencję sacharozy, korzystając ze średnich z ostatnich 4 dni: % preferencji = [(spożycie sacharozy / sacharoza + zużycie wody) x 100].
  4. Przeprowadź analizę zachowań podobnych do lęku za pomocą labiryntu z podwyższonym zerem (EZM) na PP8. Umieścić zapory pojedynczo na aparacie EZM składającym się z dwóch zamkniętych kwadrantów i dwóch otwartych kwadrantów podniesionych nad podłogą. Pozwól zaporom eksplorować labirynt bez przeszkód przez 5 minut. Określ ilościowo czas spędzony w otwartym kwadrancie i liczbę wejść do otwartego kwadrantu.

11. Pomiar zmian wagi potomstwa po urodzeniu (opcjonalnie)

  1. Aby przygotować się do analizy masy ciała potomstwa, należy wybrakować mioty do 6 młodych w miocie w dniu urodzenia (dzień po urodzeniu 0, PN0).
  2. Zapisuj masę młodych na PN0 i w różnych punktach czasowych w okresie pourodzeniowym (PN2, 7, 15, 21).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Narażenie ciężarnych samic myszy na CGS prowadzi do zmian w parametrach związanych z przewlekłym stresem, w tym do zmniejszenia przyrostu masy ciała w czasie ciąży (Ryc. 2A) oraz zwiększenia masy nadnerczy we wczesnym okresie poporodowym (Ryc. 2B)19. Co istotne, ekspozycja na CGS skutkuje poporodowymi nieprawidłowościami w neuroendokrynnej funkcji macierzyńskiej. Samice po CGS wykazują nadaktywność osi HPA, o czym świadczy podwyższony poz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Narażenie ciężarnych myszy na CGS zaburza poporodową funkcję neuroendokrynną matki, w tym reakcję osi HPA na nowe stresory, i wiąże się z różnymi nieprawidłowościami behawioralnymi istotnymi dla nastroju okołoporodowego i zaburzeń lękowych. Biorąc pod uwagę, że model wykorzystuje środowiskowy czynnik ryzyka, oczekuje się większej zmienności fenotypowej niż w przypadku innych zjawisk obserwowanych w modelach genetycznych22. Niemniej jednak wyniki uzyskane dzięki zastosowaniu paradygmatu CGS mogą by...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować za wsparcie ze strony grantu National Institute of General Medical Sciences GM063483-14 oraz Cincinnati Children's Research Foundation. Dane zaadaptowane z Zoubovsky et al., 2019, Creative Common License można znaleźć w następującej lokalizacji: http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Lancet dla zwierzątBraintree Scientific Inc.GR4MM
Sonda z końcemFine Science Tools10088-15Służy do sprawdzania zatorów kopulacyjnych
Butelki do SPTBraintree Scientific Inc.WTRBTL S-BLszklana butelka na wodę 100 ml z korkiem i rurką z kulką sipper, z podziałką 1 ml.
Rurki stożkowe (50 mL)Corning Inc.352098Służy do krępowania myszy w celu pomiaru odpowiedzi osi HPA na ostry stres. Upewnij się, że stożkowa rurka ma mały otwór na końcu do wentylacji.
LegoAmazonka-Kulki
Amazonka-Mysz
Kortykosteron Zestaw ELISABiovendorRTC002R
Mysz EZMTSESystems-Wzajemna
wytrząsarka laboratoryjnaLabnet internationalS2030-RC-B
Probówki separatora surowicyBecton Dickinson365967
Klatka statyczna - dnoAlternatywny projekt Produkcja i dostawa Inc.RC71D-PC
Klatka statyczna - filtrowane, wentylowane blatyAlternative Design Manufacturing and Supply Inc.FT71H-PC

Bibliografia

  1. Hillerer, K. M., Reber, S. O., Neumann, I. D., Slaterry, D. A. Exposure to chronic pregnancy stress reverses peripartum-associated adaptations: implications for postpartum anxiety and mood disorders. Endocrinology. 152 (10), 3930-3940 (2011).
  2. Hillerer, K. M., Neumann, I. D., Slaterry, D. A. From stress to postpartum mood and anxiety disorders: how chronic peripartum stress can impair maternal adaptations. Neuroendocrinology. 95 (1), 22-38 (2018).
  3. Altemus, M., Deuster, P. A., Galliven, E., Carter, C. S., Gold, P. W. Suppression of hypothalamic-pituitary-adrenal axis responses to stress in lactating women. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 80 (10), 2954-2959 (1995).
  4. Slattery, D. A., Neumann, I. D. No stress please! Mechanisms of stress hyporesponsiveness of the maternal brain. The Journal of Physiology. 586 (2), 377-385 (2008).
  5. Hasiec, M., Misztal, T. Adaptive modifications of maternal hypothalamic-pituitary-adrenal axis activity during lactation and salsolinol as a new player in this phenomenon. International Journal of Endocrinology. 10 (2), 1-11 (2018).
  6. Bloch, M., et al. Cortisol response to ovine corticotropin-releasing hormone in a model of pregnancy and parturition in euthymic women with and without a history of postpartum depression. The Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 90 (2), 695-699 (2005).
  7. Jolley, S. N., Elmore, S., Barnard, K. E., Carr, D. B. Dysregulation of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis in postpartum depression. Biological Research for Nursing. 8 (3), 210-222 (2007).
  8. Nierop, A., Bratsikas, A., Zimmermann, R., Ehlert, U. Are stress-induced cortisol changes during pregnancy associated with postpartum depressive symptoms. Psychosomatic Medicine. 68 (6), 931-937 (2006).
  9. Ulrich-Lai, Y. M., Herman, J. P. Neural regulation of endocrine and autonomic stress responses. Nature Reviews Neuroscience. 10 (6), 397-409 (2009).
  10. Smith, J. W., Seckl, J. R., Evans, A. T., Costall, B., Smythe, J. W. Gestational stress induces post-partum depression-like behavior and alters maternal care in rats. Psychoneuroendocrinology. 29 (2), 227-244 (2004).
  11. Leuner, B., Fredericks, P. J., Nealer, C., Albin-Brooks, C. Chronic gestational stress leads to depressive-like behavior and compromises medial prefrontal cortex structure and function during the postpartum period. PLOS One. 9 (3), 89912(2014).
  12. Kurata, A., Morinobu, S., Fuchikami, M., Yamamoto, S., Yamawaki, S. Maternal postpartum learned helplessness (LH) affects maternal care by dams and responses to the LH test in adolescent offspring. Hormones and Behavior. 56 (1), 112-120 (2009).
  13. Boccia, M. L., Pedersen, C. A. Brief vs. long maternal separations in infancy: Contrasting relationships with adult maternal behavior and lactation levels of aggression and anxiety. Psychoneuroendocrinology. 26 (7), 657-672 (2001).
  14. Boccia, M. L., et al. Repeated long separations from pups produce depression-like behavior in rat mothers. Psychoneuroendocrinology. 32 (1), 65-71 (2007).
  15. Nephew, B. C., Bridges, R. S. Effects of chronic social stress during lactation on maternal behavior and growth in rats. Stress. 14 (6), 677-684 (2011).
  16. Carini, L. M., Murgatroyd, C. A., Nephew, B. C. Using chronic social stress to model postpartum depression in lactating rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (76), e50324(2013).
  17. Pardon, M., Gérardin, P., Joubert, C., Pérez-Diaz, F., Cohen-Salmon, C. Influence of prepartum chronic ultramild stress on maternal pup care behavior in mice. Biological Psychiatry. 47 (10), 858-863 (2000).
  18. Misdrahi, D., Pardon, M. C., Pérez-Diaz, F., Hanoun, N., Cohen-Salmon, C. Prepartum chronic ultramild stress increases corticosterone and estradiol levels in gestating mice: Implications for postpartum depressive disorders. Psychiatry Research. 137 (12), 123-130 (2005).
  19. Zoubovsky, S. P., et al. Chronic psychosocial stress during pregnancy affects maternal behavior and neuroendocrine function and modulates hypothalamic CRH and nuclear steroid receptor expression. Translational Psychiatry. 10 (6), 1-13 (2020).
  20. Yim, I. S., et al. Biological and psychosocial predictors of postpartum depression: systematic review and call for integration. Annual Review of Clinical Psychology. 11, 99-137 (2015).
  21. Slomian, J., Honvo, G., Emonts, P., Reginster, J. Y., Bruyere, O. Consequences of maternal postpartum depression: a systematic review of maternal and infant outcomes. Women's Health. 15, 1-55 (2019).
  22. Chow, K. H., Yan, Z., Wu, W. L. Induction of maternal immune activation in mice at mid-gestation stage with viral mimic poly(I:C). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (109), e53643(2016).
  23. Zalaquett, C., Thiessen, D. The effects of odors from stressed mice on conspecific behavior. Physiology and Behavior. 50 (1), 221-227 (1991).
  24. Burstein, O., Doron, R. The unpredictable chronic mild stress protocol for inducing anhedonia in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (140), e58184(2018).
  25. Zheng, H. T., et al. The detrimental effects of stress-induced glucocorticoid exposure on mouse uterine receptivity and decidualization. FASEB Journal: Official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 34 (11), 14200-14216 (2020).
  26. Mueller, B. R., Bale, T. L. Sex-specific programming of offspring emotionality after stress early in pregnancy. Journal of Neuroscience. 28 (36), 9055-9065 (2008).
  27. Bale, T. L. The placenta and neurodevelopment: sex differences in prenatal vulnerability. Dialogues in Clinical Neuroscience. 18 (4), 459-464 (2016).
  28. Herman, J. P., Tasker, J. G. Paraventricular hypothalamic mechanisms of chronic stress adaptation. Frontiers in Endocrinology. 7, Lausanne. 137-147 (2016).
  29. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLOS One. 7 (4), 35538(2012).
  30. Pallares, P., Gonzalez-Bulnes, A. Use of ultrasound imaging for early diagnosis of pregnancy and determination of litter size in the mouse. Laboratory Animals. 43 (1), 91-95 (2009).
  31. Froberg-Fejko, K., Lecker, J. Using environmental enrichment and nutritional supplementation to improve breeding success in rodents. Lab Animal (NY). 45 (1), 406-407 (2016).
  32. Perani, C. V., Neumann, I. D., Reber, S. O., Slattery, D. A. High-fat diet prevents adaptive peripartum-associated adrenal gland plasticity and anxiolysis. Scientific Reports. 5, 14821-14831 (2015).
  33. Nugent, B. M., Bale, T. L. The omniscient placenta: metabolic and epigenetic regulation of fetal programming. Frontiers in Neuroendocrinology. 39, 28-37 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model przewlekłego stresuwyniki ciążyzdrowie psychiczne matkiokołoporodne zaburzenia nastrojuparadygmat stresu u gryzonizachowania opiekuńcze matkifunkcja neuroendokrynnarozwój neurologiczny potomstwapsychiatria translacyjna
Wykorzystanie mysiego modelu stresu psychospołecznego w ciąży jako translacyjnie istotnego paradygmatu dla zaburzeń psychicznych u matek i niemowląt
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.