Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Stworzenie dwóch tętniaków trawionych elastazą workowatą o różnej hemodynamice u jednego królika

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62518

⸱

15 kwietnia 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research, University of Bern, 3Experimental Surgery Facility, Department for Biomedical Research, Faculty of Medicine, University of Bern

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje etapy tworzenia modelu królika z dwoma tętniakami trawionymi elastazą o różnej hemodynamice (konstelacja kikuta i bifurkacji). Pozwala to na testowanie nowatorskich urządzeń wewnątrznaczyniowych w tętniakach o różnej angioarchitekturze i warunkach hemodynamicznych w obrębie jednego zwierzęcia.

Streszczenie

Przedkliniczne modele zwierzęce o cechach hemodynamicznych, morfologicznych i histologicznych zbliżonych do ludzkich tętniaków wewnątrzczaszkowych odgrywają kluczową rolę w zrozumieniu procesów patofizjologicznych oraz rozwoju i testowaniu nowych strategii terapeutycznych. Badanie to ma na celu opisanie nowego modelu tętniaka królika, który umożliwia stworzenie dwóch tętniaków workowatych trawionych elastazą z różnymi warunkami hemodynamicznymi u tego samego zwierzęcia.

Pięć samic białych królików z Nowej Zelandii o średniej wadze 4,0 (± 0,3) kg i średnim wieku 25 (±5) tygodni przeszło mikrochirurgiczne stworzenie tętniaka kikuta i bifurkacji. Jeden tętniak (kikut) powstał w wyniku odsłonięcia prawej tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) u jej początku w pniu ramienno-głowowym. Tymczasowy klips został nałożony na początek CCA i drugi, 2 cm powyżej. Odcinek ten leczono miejscowym wstrzyknięciem 100 j. elastazy przez 20 minut. Drugi tętniak (rozwidlenie) powstał przez zszycie worka tętniczego potraktowanego elastazą do zespolenia końca do boku prawego CCA do lewego CCA. Drożność kontrolowano za pomocą angiografii fluorescencyjnej bezpośrednio po stworzeniu.

Średni czas trwania operacji wynosił 221 min. Stworzenie dwóch tętniaków u tego samego zwierzęcia powiodło się u wszystkich królików bez komplikacji. Wszystkie tętniaki zostały wykryte bezpośrednio po operacji, z wyjątkiem jednego tętniaka bifurkacji, który wykazał ekstremalną reakcję tkankową spowodowaną inkubacją elastazy i natychmiastową zakrzepicą śródświatełkową. Nie zaobserwowano śmiertelności podczas operacji i do miesięcznej obserwacji. Zachorowalność ograniczała się do przemijającego zespołu przedsionkowego (jeden królik), który ustępował samoistnie w ciągu jednego dnia.

Tutaj po raz pierwszy zademonstrowano możliwość stworzenia modelu królika z dwoma tętniakami o cechach hemodynamicznych kikuta i bifurkacji oraz wysoce zdegenerowanych warunkach ścian. Model ten pozwala na badanie naturalnego przebiegu i potencjalnych strategii leczenia na podstawie biologii tętniaka w różnych warunkach przepływu.

Wprowadzenie

Tętniak wewnątrzczaszkowy jest ciężkim stanem, w którym śmiertelność po pęknięciu sięga 50%, a długotrwała niepełnosprawność u 10-20% pacjentów1. W ostatniej dekadzie nastąpił szybki rozwój możliwości leczenia wewnątrznaczyniowego, ale jednocześnie rosnący wskaźnik nawrotów z nawet 33% rekanalizacją tętniaka po zwijaniu2,3. Aby lepiej zrozumieć patofizjologię leżącą u podstaw niedrożności i rekanalizacji tętniaka, a także opracować i przetestować nowe urządzenia wewnątrznaczyniowe, obecnie istnieje zapotrzebowanie na wiarygodne modele przedkliniczne, których cechy hemodynamiczne, morfologiczne i histologiczne naśladują cechy ludzkich tętniaków wewnątrzczaszkowych4,5,6. Na dzień dzisiejszy nie ma zdefiniowanego modelu jako standardu dla badań przedklinicznych, a badacze mają do dyspozycji szeroki zakres gatunków i technik7,8.

Jednak królik jest gatunkiem szczególnie interesującym ze względu na rozmiar i hemodynamiczne podobieństwa między jego tętnicami szyjnymi a ludzkimi naczyniami mózgowymi, a także podobne profile krzepnięcia i trombolizy. Kilka modeli z tętniakami workowymi trawionymi elastazą na tętnicach szyjnych wspólnych (CCA) wykazało jakościowe i ilościowe podobieństwa do ludzkich tętniaków wewnątrzczaszkowych pod względem warunków przepływu, cech geometrycznych i charakterystyki ścian9,10,11,12. Niniejsze badanie ma na celu opisanie techniki tworzenia nowego modelu tętniaka królika z tętniakami trawionymi elastazą zarówno przez kikut, jak i bifurkację u tego samego zwierzęcia. Techniki chirurgiczne są inspirowane technikami Hoh et al.13 oraz Wanderer et al.14 z niewielkimi modyfikacjami, aby zapewnić dobrą standaryzację i odtwarzalność oraz zapewnić niską śmiertelność i zachorowalność.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Eksperyment został zatwierdzony przez Lokalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Kantonu Berno, Szwajcaria (Numer wniosku BE108/16), a wszystkie procedury opieki nad zwierzętami zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i zasadami 3R15,16. Dane są raportowane zgodnie z wytycznymi ARRIVE. Postępowanie okołooperacyjne było prowadzone przez lekarza weterynarii anestezjologa z certyfikatem. Na potrzeby badania samice białych królików nowozelandzkich, o średniej wadze 4,0 (± 0,3) kg i średnim wieku 25 (±5) tygodni, były trzymane w temperaturze pokojowej 22-24 °C z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności ze swobodnym dostępem do wody, granulek i siana.

1. Faza przedoperacyjna i znieczulenie

  1. Wykonaj badanie kliniczne zgodnie z zaleceniami Stowarzyszenia Anestezjologów Weterynaryjnych oraz Europejskiego i Amerykańskiego Kolegium Anestezjologii Weterynaryjnej i Analgezji w celu potwierdzenia, że króliki są zdrowe, ważąc każde zwierzę, oceniając błonę śluzową, dokumentując czas napełniania kapilar i jakość tętna oraz wykonując osłuchiwanie płuc i serca, a także badanie palpacyjne jamy brzusznej.
  2. Na podstawie wyników klinicznych przypisz klasyfikację Amerykańskiego Towarzystwa Anestezjologów (ASA) do każdego rabbit17. Wykonuj operację tylko na zwierzętach z punktacją ASA I.
  3. Ogolić oba uszy zewnętrzne i nałożyć krem prylokainowo-lidokainowy na tętnice i żyły uszne. Osiągnij głęboką sedację za pomocą kombinacji ketaminy 20 mg/kg, deksmedetomidyny 0,1 mg/kg i metadonu 0,3 mg/kg wstrzykiwanej podskórnie (SC). Pozostaw zwierzęta w spokoju przez 15 minut. Podać dodatkowe natlenienie (3 l/min) przez poluzowaną maskę na twarz i monitorować za pomocą pulsoksymetru.
  4. Umieść kaniulę 22 G w lewej tętnicy środkowej małżowiny usznej, a także w żyle usznej. Znieczulenie ogólne propofolem w dawce 1-2 mg/kg dożylnie (IV) do uzyskania efektu (utrata odruchu połykania). Kontynuuj intubację dotchawiczą za pomocą silikonowej rurki (średnica wewnętrzna 3 mm).
  5. Ogol czoło, aby umieścić pediatryczne czujniki elektroencefalograficzne (EEG). Ogolić pole operacyjne i wstrzyknąć śródskórnie chlorowodorek ropiwakainy 0,75
    6. %.
  6. Umieść królika na stole operacyjnym w pozycji grzbietowej, zainstaluj pełne monitorowanie i podłącz rurkę dotchawiczą do systemu koła pediatrycznego o niskiej oporności. Utrzymać znieczulenie, podając izofluran w tlenie, dążąc do maksymalnego stężenia w oddechu oddechowym (Et) wynoszącego 1,3
    7. %.
  7. Zapewnić ciągły wlew mleczanu pierścienia w dawce 5 ml/kg/h przez dostęp żylny. Zapewnić monitorowanie kliniczne i instrumentalne aż do ekstubacji za pomocą pulsoksymetrii, dopplera i inwazyjnego ciśnienia krwi, elektrokardiogramu 3-odprowadzeniowego, EEG, temperatury w odbycie oraz gazów wdychanych i wydychanych.
  8. Zdezynfekuj pole operacyjne jodem powidonu od manubrium sterni do kątów żuchwy i nałóż sterylne drapowanie. Podczas zabiegu należy zapewnić znieczulenie lidokainą (wlew o stałej szybkości (CRI) 50 μg/kg/min) i fentanylem (CRI 3-10 μg/kg/h). Wykonaj wentylację spontaniczną lub wspomaganą. Zezwalaj na permisywną hiperkapnię.
  9. Podczas operacji należy wykonać co najmniej jedną analizę gazometrii krwi tętniczej. W przypadku niedociśnienia (średnie ciśnienie tętnicze poniżej 60 mmHg) należy je leczyć noradrenaliną, miareczkowaną aż do efektu. Użyj poduszki grzewczej lub systemu ogrzewania z wymuszonym obiegiem powietrza, aby zapobiec hipotermii (cel: temperatura w odbycie 37,5-38,5 °C).
    UWAGA: Ponieważ inwazyjne ciśnienie krwi tętniczej jest mierzone w tętnicy ucha lewego, przecięcie lewego CCA zatrzyma przepływ krwi i stłumi krzywą. Następnie należy zmierzyć ciśnienie krwi techniką dopplerowską do momentu ponownego otwarcia naczynia.

2. Chirurgia

  1. podejście
    1. Wykonaj skalpelem środkowe nacięcie skóry od kości gnykowej do punktu 1,5 cm ogonowego do manubrium mostka. Przygotuj tkankę podskórną i tłuszczową z nacięcia przyśrodkowego, wykonując skrupulatną hemostazę.
    2. Uwolnij mięsień mostkowy od przylegającej tkanki łącznej i stosuj miejscowo lidokainę (2-4 mg / kg, preferuj lidokainę 1%), aby uniknąć mioklonie. Odsłoń prawe CCA przyśrodkowo mięśnia mostka i utrzymuj go w mokrym waciku.
    3. Teraz przygotuj boczne i proksymalne części mięśnia mostka i wsuń go przyśrodkowo za pomocą pętli naczynia, aby odsłonić CCA. Zidentyfikuj żyłę szyjną zewnętrzną i zabezpiecz ją wilgotnym mikrowacikiem.
    4. Ostrożnie wypreparuj tkankę łączną wzdłuż proksymalnego CCA, aż do rozwidlenia pnia ramienno-głowowego, aby odsłonić tętnicę. W obecności małych gałęzi wychodzących z tętnicy, skoaguluj je za pomocą kauteryzatora.
      UWAGA: Uważaj, aby uniknąć uszkodzenia nerwów.
  2. Tworzenie tętniaka kikuta i pobieranie tkanek do tętniaka bifurkacji
    1. Przed założeniem prawego CCA zmierz czas przeciwzakrzepowy (ACT) i podaj heparynę sodową (80 EI/kg) ogólnoustrojowo przez żyłę uszną (wykonywane przez zespół anestezjologiczny), aby uniknąć zdarzeń zakrzepowo-zatorowych.
    2. Teraz zastosuj 2 tymczasowe klipsy: pierwszy na początku CCA, a drugi 2 cm od niego (Rysunek 1A). Umieść gumową podkładkę pod naczyniem i spłucz papaweryną HCL (40 mg/ml; 1:1 rozpuszczona w 0,9% soli fizjologicznej) w celu rozszerzenia naczyń krwionośnych.
    3. Ostrożnie usuń przydankę za pomocą mikronożyczek. Wykonaj arteriotomię poniżej dystalnego klipsa za pomocą cewnika dożylnego 22 G i wprowadź cewnik doogonowo do bliższego klipsa (Rysunek 1A, B).
    4. Przepłukać segment śródświetlne heparynizowanym NaCl (500 U/100 ml w 0,9% soli fizjologicznej), aż nie będzie widać krwi, a na koniec przymocuj cewnik za pomocą ligatury (4-0). Teraz przez cewnik wstrzyknij 0,1-0,2 ml elastazy (100 IU wcześniej rozpuszczone w 5 ml Tris-Buffer) do segmentu tętnicy i inkubuj przez 20 minut (Figura 1B).
    5. Rozpocząć od rozwarstwienia po lewej stronie, aby odsłonić lewe CCA (patrz punkt 2.3). Po 20 minutach inkubacji z elastazą, wyczyść roztwór elastazy i zmień strzykawkę, aby przepłukać odcinek tętnicy około 10 razy 0,9% NaCl.
    6. Zastosuj 2 ligatury (6-0): pierwszą 5 mm dystalnie od bliższego klipsa, a drugą tuż proksymalnej, pod arteriotomią (Ryc. 1C). Przeciąć naczynie ~3 mm powyżej pierwszej ligatury i jeszcze raz między drugą ligaturą a dystalnym klipsem. Przechowuj ten autologiczny przeszczep w roztworze heparynowym (500 j./100 ml w 0,9% soli fizjologicznej) do momentu powstania tętniaka bifurkacji (Ryc. 1D). Na koniec ostrożnie otwórz pierwszy zacisk proksymalny i zmierz tętniaka (długość, szerokość i głębokość).
  3. Tworzenie tętniaka bifurkacji
    1. Przygotuj lewą stronę, preparując mięsień mostkowy przyśrodkowo, aby odsłonić ~ 2 cm lewego CCA. Stosuj lidokainę miejscowo na mięsień, aby uniknąć mioklonie.
    2. Podłóż tętnicę szyjną kulką z gazy i małym wacikiem z kawałkiem rękawicy. Zastosuj trochę papaweryny. HCl miejscowo (40 mg/ml; 1:1 rozpuszczony w 0,9% soli fizjologicznej). Kontynuuj pracę pod mikroskopem: przygotuj worek na tętniaka i usuń przydankę. Zmierz worek na tętniaka (długość, szerokość, głębokość).
    3. Przepłucz otwartą część prawego CCA heparynizowanym NaCl i, jeśli to konieczne, wymień klips tak, aby miał ~1 cm, aby umożliwić swobodne manipulacje szwem. Ostrożnie usuń przydankę i wykonaj podłużne nacięcie ~2 mm bocznie w kikutu prawego CCA.
    4. Teraz zastosuj dwa tymczasowe klipsy po lewej stronie CCA, aby wyznaczyć segment o długości ~1 cm i usuń przydankę pomiędzy nimi. Wykonaj arteriotomię za pomocą igły 23 G. Przepłukać segment heparynizowanym NaCl (500 U/100 ml w 0,9% soli fizjologicznej). Powiększ arteriotomię za pomocą mikronożyczek do ~4-5 mm, aby umożliwić zszycie prawego CCA i worka tętniaka (Rysunek 1E). Naczynia należy nawadniać podczas całego procesu szycia i chronić je za pomocą mokrych mikroswapów.
    5. Zespolenie wykonać szwem niewchłanialnym 9-0.
      1. Zszyj bliższą tylną ścianę prawej tętnicy szyjnej za pomocą 5 szwów, zaczynając od bliższej krawędzi arteriotomii po lewej stronie CCA. Następnie zszyj tylną stronę worka tętniaka za pomocą 4-5 szwów, zaczynając od dystalnej krawędzi arteriotomii po lewej stronie CCA.
      2. Kontynuuj z dystalną tylną stroną na poziomie nacięcia w jamie ustnej ryby, aby zszyć pionową tylną stroną przeszczepu tętniaka za pomocą 3 szwów. Zszyj przednią stronę nacięcia pyska ryby za pomocą 3 szwów, zaczynając od góry i przesuwając się w dół.
      3. Zakończ przednim szwem między lewym CCA a przednią stroną przeszczepu tętniaka i prawym CCA za pomocą ~6 szwów. Przed zakończeniem zespolenia należy przepłukać naczynia heparynizowanym 0,9% roztworem soli fizjologicznej śródświetlnej.
    6. Przed zdjęciem zacisku należy jeszcze raz zmierzyć czas przeciwzakrzepowy (ACT) i podać dostosowaną dawkę heparyny ogólnoustrojowo (cel: 2-3 razy więcej niż wynosi wartość wyjściowa).
    7. Zdejmij klips z prawego CCA, wywierając pewien nacisk na zespolenie za pomocą mikrowacików do hemostazy. Następnie kontynuuj, usuwając dystalny zacisk z lewego CCA. Jeśli nie ma poważnego krwawienia, kontynuuj wyjmowanie bliższego klipsa z lewego CCA, aby umożliwić przepływ krwi. Jeśli występuje krwawienie z zespolenia, należy lekko docisnąć kulką z gazy i wacikiem; Poczekaj kilka minut. Jeśli problem będzie się powtarzał, wymień klipsy i wykonaj ponowne ściegi.
      UWAGA: Utrata krwi większa niż 20-30 ml może zagrozić fazie rekonwalescencji.
  4. Kontrola i dokumentacja drożności
    1. Po otwarciu wszystkich naczyń udokumentuj wyniki na zdjęciu i zmierz je (Rysunek 1F i Rysunek 2A,B).
    2. Potwierdź przywrócenie przepływu w dystalnym CCA przez inwazyjną krzywą ciśnienia tętniczego krwi (mierzoną w tętnicy usznej, bezpośredniej gałęzi tętnicy szyjnej), która również powinna powrócić do normy.
    3. Wykonaj angiografię fluorescencyjną, podając 1 ml fluoresceiny dożylnej przy użyciu 2 filtrów pasmowo-przepustowych, kamery wideo i reflektora rowerowego. Zobacz poprzednie publikacje, aby zapoznać się z opisem całej procedury18,19.
  5. domknięcie
    1. Ponownie dostosuj poduszeczkę tłuszczową do zespolenia i zszyj ją szwem resorbowalnym 4-0. Na koniec zszyj tkankę podskórną i skórę pojedynczymi szwami za pomocą szwu resorbowalnego 4-0.

3. Faza pooperacyjna

  1. Pod koniec zabiegu należy odstawić izofluran i analgezję ogólnoustrojową bez cofania się w celu utrzymania efektu przeciwbólowego. Upewnij się, że kontrola nad odruchem połykania została przywrócona przed wykonaniem ekstubacji tchawicy.
  2. Podawać meloksykam 0,5 mg/kg dożylnie w celu zapewnienia znieczulenia, aspirynę (ASS) 10 mg/kg dożylnie w celu zapobiegania natychmiastowym incydentom zakrzepowym, witaminę B12 100 μg s.�. i clamoksyl 20 mg/kg dożylnie w profilaktyce antybiotykowej.
  3. Zapewnij dodatkowe natlenienie i rozgrzanie, aż królik spontanicznie odzyska pozycję leżącą mostka. Wykonaj analgezję ratunkową z metadonem, jeśli zaobserwuje się jakiekolwiek oznaki bólu. Wykonuj obserwację pooperacyjną i pielęgnację 4 razy dziennie przez pierwsze 3 dni przedoperacyjne, zgodnie z wytycznymi dotyczącymi oceny i leczenia bólu u gryzoni i królików23,24.
  4. Zapewnić znieczulenie pooperacyjne za pomocą plastra z fentanylem (12 μg/h) nałożonego na ucho zewnętrzne, meloksykamu 1x/SC na 3 dni i metadonu jako terapii ratunkowej, wraz z arkuszem wyników do oceny bólu (plik uzupełniający).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Utworzenie kikuta oraz tętniaka bifurkacyjnego przebiegło pomyślnie u wszystkich 5 królików białych nowozelandzkich, bez powikłań śródoperacyjnych. Nie odnotowano żadnych zgonów podczas operacji ani w okresie obserwacji trwającym 24 ± 2 dni. U jednego królika wystąpiły powikłania pooperacyjne w postaci zespołu przedsionkowego oraz ślepoty prawostronnej. Zwierzę powróciło do pełnej sprawności spontanicznie po 24 h. Powikłanie to nie zakłóciło jego normalnej aktywności ( swobodnego poruszania się, pobierania wody i pokarmu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Najczęstszą techniką tworzenia tętniaka jest utworzenie tętniaka kikuta u początku prawego CCA, metodą otwartą lub wewnątrznaczyniową. Model został zwalidowany jako stabilny, nierosnący tętniak, który pozostaje otwarty w czasie20,21. Druga możliwa technika polega na mikrochirurgicznym wytworzeniu tętniaka bifurkacji tętnic poprzez zespolenie prawego CCA na lewym i zszycie worka tętniaka na rozwidleniu 14,22,23....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy dziękują prof. Hansowi Rudolfowi Widmerowi, dr Luce Remonda i prof. Javierowi Fandino za ich naukowe wsparcie i techniczny wkład w tę pracę. Specjalne podziękowania dla Olgici Beslac za jej rady podczas zabiegów oraz Kay Nettelbeck za pomoc. Ponadto dziękujemy dr Danieli Casoni DVM i lekarzowi weterynarii. Luisana Garcia, dr Alessandra Bergadano i dr Carlotta Detotto za ich oddane wsparcie weterynaryjne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szew resorbowalny 4-0Ethicon Inc., USAVCP292ZH
Szew resorbowalny 4-0Ethicon Inc., USAVCP304H
6-0 szew niewchłanialnyB. Braun, NiemcyC0766070
9-0 szew niewchłanialnyB. Braun, NiemcyG1111140
AdrenalineAmino AG1445419dowolny ogólny
AmiodaroneHelvepharm AG5078567dowolnym generycznym
aparatem do znieczuleniaDrä Nie
622693AspirynaSanofi-Aventis (Suisse) SAdowolnym generycznym
AtropineLabatec Pharma SA6577083dowolnym innym
filtrem pasmowo-przepustowym niebieskimThorlabsFD1Bkażdy inny
filtr pasmowo-przepustowy zielonyThorlabsFGV9każdy inny
zacisk do naczyń Biemera (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SzwajcariaFD560Rwszelkie inne
kleszczekażdy inny
Indeks dwuspektralny (noworodkowy)każdy inny
Mankiet do pomiaru ciśnienia krwi (noworodkowy)każdy inny
Bycilces reflektorkażdy inny
ClamoxylGlaxoSmithKline AG758808dowolny ogólny
DeksmedetomidynaEver Pharma136740-1dowolny ogólny
ElastazaSigma AldrichE7885
Elektrody
EfedrynaAmino AG1435734
EsmololOrPha Swiss GmbH3284044
Fentanyl (do stosowania dożylnego)Janssen-Cilag AG98683
Fentanyl (transdermalny)Mepha Pharma AG4008286
FluoresceineCuratis AG5030376
FragminPfizer PFE Switzerland GmbH1906725
Poduszka grzewcza lub system
Izotoniczny roztwór chlorku sodu (0,9%)Fresenius KABI336769
KetaminaPfizer PFE Switzerland GmbH342261
zwijaczApproach
LidocaineStreuli Pharma AG747466
Longuettes
MetacamBoehringer IngelheimP7626406Medication
MetadonStreuli Pharma AG1084546Sedaton
Mikrokleszcze  zakrzywionyUlrich Swiss, SzwajcariaU52-015-15
Mikrokleszcze  proste 2xUlrich Swiss, SzwajcariaU52-010-15
MikronożyczkiUlrich Swiss , SzwajcariaU52-327-15
MidazolamAccord Healthcare AG7752484
Igła 23 GUchwyt
na igłę
O2-Maska
Mikroskop operacyjnyWild Heerbrugg
PapaverinBichselzastosowanie miejscowe
Povidone jodMundipharma Medical Companydowolny ogólny
Prilocaine-lidokaina crèmeEmla
PropofolB. Braun Medical AG, SzwajcariaZnieczulenie ogólne
Pulsoksymetr
Sonda temperatury doodbytniczej (noworodka)
Mleczan RingeraBioren Sintetica SANapar
RopivacainAspen Pharma Schweiz GmbH1882249Znieczulenie miejscowe
SkalpelSwann-Morton210
Golarka
Kleszczyki
miękkich Rozsiewacz
Miski
Sterylne mikrowaciki Stetoskop
Serwetachirurgiczna
Nożyczki
Strzykawki 1 ml, 2 ml i 5 ml
Tris-BufferSigma Aldrich93302Roztwór elastazy
Aplikator klipsów naczyniowychB. Braun, NiemcyFT495T
Cewnik do żył i tętnic 22 G
Pętlanaczyń
kamera wideo lub smartfon
VitarubinStreuli Pharma AG6847559
Yasargil titan standardowy klips (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SzwajcariaFT242T
jest to jednak regułą, którą można napić się dowolnym innym produktem dwubiegunowe do elektrokardiogramuogrzewania z wymuszonym obiegiem powietrza pokrywy do arterytomiina twarzdla małych zwierzątdo tkanektkanek miękkichz gąbką ze stali nierdzewnejchirurgiczne Podejście

Bibliografia

  1. Grasso, G., Alafaci, C., Macdonald, R. L. Management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: State of the art and future perspectives. Surgical Neurology International. 8, 11(2017).
  2. Raymond, J., et al. Long-term angiographic recurrences after selective endovascular treatment of aneurysms with detachable coils. Stroke. 34 (6), 1398-1403 (2003).
  3. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  4. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20(2019).
  5. Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
  6. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: a systematic review. Brain Sciences. 10 (3), 134(2020).
  7. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  8. Fahed, R., et al. Testing flow diversion in animal models: a systematic review. Neuroradiology. 58 (4), 375-382 (2016).
  9. Zeng, Z., et al. Hemodynamics and anatomy of elastase-induced rabbit aneurysm models: similarity to human cerebral aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 32 (3), 595-601 (2011).
  10. Ding, Y. H., et al. Long-term patency of elastase-induced aneurysm model in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 27 (1), 139-141 (2006).
  11. Short, J. G., et al. Elastase-induced saccular aneurysms in rabbits: comparison of geometric features with those of human aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 22 (10), 1833-1837 (2001).
  12. Andereggen, L., et al. Three-dimensional visualization of aneurysm wall calcification by cerebral angiography: Technical case report. Journal of Clinical Neuroscience. 73, 290-293 (2020).
  13. Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica. 146 (7), 705-711 (2004).
  14. Wanderer, S., et al. Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e61157(2020).
  15. Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLoS Biology. 18 (7), 3000411(2020).
  16. Prescott, M. J., Lidster, K. Improving quality of science through better animal welfare: the NC3Rs strategy. Lab Animal. 46 (4), 152-156 (2017).
  17. Portier, K., Ida, K. K. The ASA Physical Status Classification: What is the evidence for recommending its use in veterinary anesthesia?-A systematic review. Frontiers in Veterinary Science. 5, 204(2018).
  18. Gruter, B. E., et al. Fluorescence video angiography for evaluation of dynamic perfusion status in an aneurysm preclinical experimental setting. Operative Neurosurgery. 17 (4), 432-438 (2019).
  19. Strange, F., et al. Fluorescence angiography for evaluation of aneurysm perfusion and parent artery patency in rat and rabbit aneurysm models. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (149), e59782(2019).
  20. Altes, T. A., et al. 1999 ARRS Executive Council Award. Creation of saccular aneurysms in the rabbit: a model suitable for testing endovascular devices. American Journal of Roentgenology. 174 (2), 349-354 (2000).
  21. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of NeuroInterventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
  22. Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
  23. Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimally Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
  24. Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
  25. Wang, K., et al. Neck injury is critical to elastase-induced aneurysm model. American Journal of Neuroradiology. 30 (9), 1685-1687 (2009).
  26. Cesar, L., et al. Neurological deficits associated with the elastase-induced aneurysm model in rabbits. Neurological Research. 31 (4), 414-419 (2009).
  27. Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 535921(2011).
  28. Frosen, J., Cebral, J., Robertson, A. M., Aoki, T. Flow-induced, inflammation-mediated arterial wall remodeling in the formation and progression of intracranial aneurysms. Neurosurgical Focus. 47 (1), 21(2019).
  29. Gruter, B. E., et al. Comparison of aneurysm patency and mural inflammation in an arterial rabbit sidewall and bifurcation aneurysm model under consideration of different wall conditions. Brain Sciences. 10 (4), 197(2020).
  30. Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51071(2014).
  31. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  32. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  33. Gruter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  34. Nevzati, E., et al. Biodegradable magnesium stent treatment of saccular aneurysms in a rat model - Introduction of the surgical technique. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56359(2017).
  35. Gruter, B. E., et al. Patterns of neointima formation after coil or stent treatment in a rat saccular sidewall aneurysm model. Stroke. 52 (3), 1043-1052 (2021).
  36. Wanderer, S., et al. Aspirin treatment prevents inflammation in experimental bifurcation aneurysms in New Zealand White rabbits. Journal of NeuroInterventional Surgery. , (2021).
  37. Lyu, Y., et al. An effective and simple way to establish eastase-induced middle carotid artery fusiform aneurysms in rabbits. Biomed Research International. 2020 (10), 1-12 (2020).
  38. Wang, S., et al. Rabbit aneurysm models mimic histologic wall types identified in human intracranial aneurysms. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (4), 411-415 (2018).
  39. Kang, W., et al. A modified technique improved histology similarity to human intracranial aneurysm in rabbit aneurysm model. Neuroradiology Journal. 23 (5), 616-621 (2010).
  40. Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
  41. Frosen, J., et al. Growth factor receptor expression and remodeling of saccular cerebral artery aneurysm walls: implications for biological therapy preventing rupture. Neurosurgery. 58 (3), 534-541 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Króliczy model tętniakatętniak indukowany elastazątworzenie tętniaka workowategohemodynamika rozwidleniatętniak pozostałości naczyniowejtechnika mikrochirurgicznatętnica szyjna wspólnatestowanie urządzeń endowaskularnychangiografia rezonansu magnetycznegoanaliza histologiczna
Stworzenie dwóch tętniaków trawionych elastazą workowatą o różnej hemodynamice u jednego królika
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.