Tutaj prezentujemy protokół do przeprowadzenia przedklinicznej radioterapii opartej na pozytonowej tomografii emisyjnej w modelu glejaka szczurzego przy użyciu opracowanych przez nas algorytmów w celu optymalizacji dokładności i wydajności.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Radioterapia oparta na pozytonowej tomografii emisyjnej w modelu szczura glejaka przy użyciu platformy badawczej promieniowania małych zwierząt
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Model glejaka szczurzego do naśladowania chemo-radioterapii ludzkiego glejaka w klinice został wcześniej ustalony. Podobnie jak w przypadku leczenia klinicznego, tomografia komputerowa (CT) i rezonans magnetyczny (MRI) zostały połączone podczas procesu planowania leczenia. Następnie dodano obrazowanie za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) w celu zwiększenia objętości za pomocą systemu mikronapromieniania. Jednak połączenie trzech metod obrazowania (CT, MRI i PET) przy użyciu systemu mikronapromieniania okazało się pracochłonne, ponieważ obrazowanie multimodalne, planowanie leczenia i podawanie dawki muszą być wykonywane sekwencyjnie w warunkach przedklinicznych. Powoduje to również, że przepływ pracy jest bardziej podatny na błędy ludzkie. W związku z tym wdrożono przyjazny dla użytkownika algorytm w celu dalszej optymalizacji planowania radioterapii w oparciu o przedkliniczne obrazowanie multimodalne. To narzędzie programowe zostało wykorzystane do oceny dokładności i skuteczności radioterapii malowania dawką z mikronapromieniowaniem przy użyciu projektu badania in silico. Nowa metodologia radioterapii malowania dawkowego jest lepsza od poprzednio opisanej metody pod względem dokładności, efektywności czasowej oraz zmienności wewnątrz i między użytkownikami. Jest to również ważny krok w kierunku wdrożenia odwrotnego planowania leczenia na mikropromiennikach, gdzie planowanie z wyprzedzeniem jest nadal powszechnie stosowane, w przeciwieństwie do systemów klinicznych.
Wprowadzenie
Glioblastoma (GB) jest złośliwym i bardzo agresywnym pierwotnym guzem mózgu. GB jest litym, heterogennym nowotworem, typowo charakteryzującym się naciekającymi granicami, atypią jąder komórkowych oraz nekrozą1. Obecność bariery krew-mózg oraz fakt, że mózg jest obszarem uprzywilejowanym immunologicznie, sprawiają, że poszukiwanie nowych celów dla chemo- i immunoterapii jest niezwykle trudnym zadaniem2,3,4. Warto zaznaczyć, że leczenie pacjentów z GB niemal nie zmieniło się od wprowadzenia w 2005 roku protokołu Stuppa, który łączy radioterapię z wykorzystaniem wiązki zewnętrznej (RT) z jednoczesnym podawaniem temozolomidu, zazwyczaj kontynuowanym przez temozolomid w ramach terapii wspomagającej5. Zazwyczaj protokołowi Stuppa poprzedza maksymalna resekcja chirurgiczna. W związku z tym alternatywne podejścia terapeutyczne mają kluczowe znaczenie.
Obecna radioterapia stosowana u pacjentów z glejakiem wielopostaciowym dostarcza jednolitą dawkę promieniowania do zdefiniowanej objętości guza. W onkologii radiacyjnej istnieje istotna korelacja dawka-odpowiedź dla glejaka wielopostaciowego wraz ze wzrostem dawki, która wydaje się osiągać limit w okolicach 60 Gy ze względu na zwiększoną toksyczność dla zdrowej tkanki mózgu6,7. Jednak guzy mogą być bardzo heterogeniczne (radiobiologicznie), wykazując gradienty poziomu tlenu i/lub duże różnice w gęstości komórkowej. Techniki obrazowania metabolicznego, takie jak PET, pozwalają na wizualizację tych cech biologicznych i mogą być wykorzystywane do dostosowania dawkowania. Podejście to znane jest jako dose painting RT. Termin ten został wprowadzony przez Linga i współpracowników w 2000 roku. Autorzy zdefiniowali dose painting RT jako tworzenie „precyzyjnie konformalnych rozkładów dawki w granicach propagacji i rozproszenia promieniowania”8.
Istnieją dwa rodzaje radioterapii typu dose painting: dose painting na podstawie konturów (DPBC), w którym dawka jest przypisywana do zestawu zagnieżdżonych podobjętości, oraz dose painting na podstawie wartości liczbowych (DPBN), w którym dawka jest przypisywana na poziomie wokseli. Rozkład dawki dla RT typu DPBN może być wyekstrahowany z obrazów funkcjonalnych. Dawka w każdym wokselu jest określana przez intensywność I odpowiadającego mu woksela w obrazie, z uwzględnieniem dolnej i górnej granicy, aby zapewnić, z jednej strony, dostarczenie wystarczającej dawki do każdej części guza, a z drugiej strony, aby dawki nie przekroczyły górnego limitu w celu ochrony organów zagrożonych i uniknięcia toksyczności. Najprostsza metoda to interpolacja liniowa (patrz Eq. 1)) między dawką minimalną Dmin a dawką maksymalną Dmax, zmieniająca się proporcjonalnie między intensywnością minimalną Imax a intensywnością maksymalną w obrębie objętości celu9,10
Równ. 1
Z uwagi na pewien sceptycyzm dotyczący zapewnienia jakości w przypadku DPBN RT, depozycja dawki powinna zostać zweryfikowana w badaniach przedklinicznych i klinicznych10. Jednakże z badań klinicznych można uzyskać jedynie ograniczone dane i postawiono hipotezę, że więcej informacji można zdobyć poprzez skalowanie w dół do zwierząt laboratoryjnych11,12. W związku z tym badania przedkliniczne z wykorzystaniem precyzyjnych platform radiacyjnych sterowanych obrazem, które umożliwiają połączenie z bardzo specyficznymi technikami, takimi jak autoradiografia, nadają się do badania nierozwiązanych kwestii i torowania drogi ku medycynie personalizowanej oraz nowym strategiom leczenia, takim jak dose painting RT13,14. Interpretacja danych przedklinicznych musi być jednak przeprowadzana z ostrożnością, a wady tych układów przedklinicznych muszą zostać uwzględnione14.
Systemy mikro-naświetlania, takie jak Small Animal Radiation Research Platform (SARRP), są wyposażone w technologie zbliżone do ich klinicznych odpowiedników. Obejmują one wbudowany obrazowanie tomografią komputerową w wiązce stożkowej (CBCT), przedkliniczny system planowania leczenia (PCTPS) oraz zapewniają precyzję poniżej 1 mm. Kliniczne obliczenia dawki są wykonywane za pomocą odwróconego planowania leczenia, w którym proces rozpoczyna się od pożądanego rozkładu dawki, aby określić wiązki za pomocą algorytmu iteracyjnego. Naświetlarki przedkliniczne często wykorzystują planowanie bezpośrednie. W planowaniu bezpośrednim wybierana jest wymagana liczba i kąt wiązek, a następnie PCTPS oblicza rozkład dawki. Optymalizacja planów odbywa się poprzez iteracje ręczne, co jest pracochłonne15.
Po 2009 roku nowe osiągnięcia umożliwiły wdrożenie planowania odwrotnego na tych platformach badawczych16,17,18. Aby zwiększyć podobieństwo do metody klinicznej, opracowano zmotoryzowany zmienny kolimator prostokątny (MVC), będący przedklinicznym odpowiednikiem kolimatora wielolistkowego. Metoda dwuwymiarowego malowania dawką z wykorzystaniem kolimatora zmiennego została opublikowana przez Cho i współpracowników19. Grupa badawcza ta wdrożyła trójwymiarowy (3D) protokół odwrotnego planowania leczenia na mikro-irradiatorze i określiła dawki minimalne oraz maksymalne dla objętości docelowej, a także dawkę maksymalną dla narządów krytycznych. Techniki te były oceniane głównie in silico, a ich zastosowania przedkliniczne wymagają dalszych badań.
Niniejsza praca przedstawia badanie in silico mające na celu porównanie dwóch metodologii malowania dawek (dose painting) w oparciu o PET z wykorzystaniem [18F]-fluoro-etylo-L-tyrozyny ([18F]FET) w modelu szczurzym GB20,21,22, przy użyciu platformy badawczej do radioterapii zwierząt laboratoryjnych. Dwie te metodologie to (1) zwiększanie dawki w podobjętościach przy użyciu zdefiniowanych rozmiarów wiązki oraz (2) malowanie dawki przy użyciu zmotoryzowanego kolymatora zmiennego, w którym wymiary szczęk są modyfikowane na podstawie wychwytu znacznika PET w objętości guza. [18F]FET jest znacznikiem PET często stosowanym w neuroonkologii ze względu na jego zdolność do wykrywania guzów mózgu23. [18F]FET jest sztucznym aminokwasem, który jest internalizowany przez komórki nowotworowe, ale nie wbudowuje się w białka komórkowe. Wychwyt [18F]FET odpowiada szybkości proliferacji komórek, gęstości komórek nowotworowych oraz angiogenezie24. Ponieważ jest to najczęściej stosowany onkologiczny znacznik PET mózgu w instytucie autorów, radiotracer ten wybrano do oceny nowego schematu postępowania.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Badanie zostało zatwierdzone przez lokalną komisję etyczną ds. doświadczeń na zwierzętach (ECD 18/21). Monitorowanie znieczulenia odbywa się poprzez pomiar częstotliwości oddechów zwierząt za pomocą czujnika.
1. Model komórkowy glejaka F98 u szczura
- Hodować komórki F98 GB w monowarstwie w pożywce Dulbecco's Modified Eagle Medium, uzupełnionej o 10% serum cielęcego, 1% penicyliny, 1% streptomycyny oraz 1% L-glutaminy, i umieścić je w inkubatorze CO2 (5% CO2 i 37 °C).
- Zaszczepić komórki glejaka do mózgu samic szczurów Fischer F344 (masa ciała 170 g).
UWAGA: Przez cały czas używać sterylnych narzędzi i nosić sterylne rękawiczki.- Zanurzyć szczury w narkozie poprzez wziewną podaż izofluranu (5% indukcja, 2% podtrzymanie) zmieszanego z tlenem (0,3 mL/min) za pomocą stożka nosowego. Potwierdzić znieczulenie brakiem odruchu cofania kończyny i unieruchomić szczury w urządzeniu stereotaktycznym, korzystając z punktów mocowania nosa i uszu. Nałożyć żel do oczu z karbomerem, aby zapobiec wysychaniu oczu podczas anestezji. Utrzymywać temperaturę ciała za pomocą termoregulatorowej maty grzewczej i sondy rektalnej w 37 °C.
- Ogolić szczura od poziomu oczu do tyłu czaszki i zdezynfekować skórę izobetadyną. Wstrzyknąć podskórnie ksylokainę (z adrenaliną 1:200000, 0,1 mL) w celu znieczulenia miejscowego.
- Odsłonić czaszkę poprzez nacięcie skóry w linii środkowej i wywiercić niewielki otwór w prawej półkuli, 3 mm tylnie i 3 mm bocznie od bregmy.
- Wprowadzić igłę insulinową (29 G) pod kontrolą stereotaktyczną i wstrzyknąć 5 µL zawiesiny komórkowej (20 000 komórek F98 GB) na głębokość 3 mm, używając mikrostrzykawkowego sterownika pompy. Pozostawić igłę w miejscu wstrzyknięcia przez 5 min, aby zawiesina komórkowa mogła zdyfundować do tkanki.
- Powoli wycofać strzykawkę i zamknąć otwór w czaszce woskiem kostnym. Zaszyć skórę (poliamid 6, grubość 4-0) i wstrzyknąć podskórnie meloksykam (1 mg/kg, 2 mg/mL). Nałożyć żel z ksylokainą.
- Ustabilizować temperaturę ciała zwierzęcia po operacji za pomocą czerwonej lampy. Monitorować wybudzanie się szczura, aż odzyska on wystarczającą świadomość. Nie zwracać zwierzęcia do grupy innych zwierząt do czasu pełnego powrotu do zdrowia. Utrzymywać wszystkie zwierzęta w warunkach kontrolowanych środowiskowo (cykl światła i ciemności 12 h, 20-24 °C oraz 40-70% wilgotności względnej) z dostępem do pokarmu i wody ad libitum.
- Należy codziennie monitorować zwierzęta i prowadzić dzienny rejestr stanu zdrowia, kontrolując masę ciała, spożycie pokarmu i wody oraz ich aktywność i zachowanie. W przypadku spadku masy ciała o 20% lub znacznego pogorszenia normalnego zachowania (np. brak pielęgnacji ciała), przeprowadzić eutanazję zwierząt za pomocą dawki letalnej pentobarbitalu sodowego (160 mg/kg).
2. Potwierdzenie wzrostu guza
- Oceń wzrost guza 8 dni po inokulacji. Z narkozuj szczury poprzez inhalację izofluranem (5% indukcja, 2% podtrzymanie) zmieszanym z tlenem (0,3 mL/min) za pomocą maski nosowej. Potwierdź znieczulenie poprzez brak odruchu cofania kończyny.
- Wstrzyknij środek kontrastowy zawierający gadolin (0,4 mL/kg) poprzez cewnik umieszczony dożylnie w bocznej żyle ogonowej. Przykryj zwierzę kocem grzewczym z cyrkulacją ciepłej wody i umieść je na stole do rezonansu magnetycznego (MRI). Nałóż żel do oczu z karbomerem, aby zapobiec wysychaniu oczu podczas anestezji. Umieść stół MRI w uchwycie z cewką odbiorczą/nadawczą (Tx/Rx) przeznaczoną dla mózgu szczura.
- Wykonaj skan lokalizacyjny, a następnie skan spin-echo ważony w czasie T2, aby ocenić wzrost guza. Zastosuj następujące ustawienia sekwencji T2-MRI: czas repetycji (TR)/czas echa (TE) 3661/37,1 ms, izotropowa rozdzielczość w płaszczyźnie 109 µm, grubość warstwy 600 µm, 4 średnie, 30 warstw, całkowity czas akwizycji (TA) 9 min 45 s.
- Jeśli w akwizycji ważonej w czasie T2 potwierdzono obecność guza, wykonaj skan spin-echo z kontrastem ważony w czasie T1. Zastosuj następujące ustawienia sekwencji T1-MRI: TR/TE 1539/9,7 ms, izotropowa rozdzielczość w płaszczyźnie 0,117 mm, grubość warstwy 600 µm, 3 średnie, 30 warstw, TA 4 min 15 s.
- Po badaniu MRI stale nadzoruj zwierzę, aż do pełnego odzyskania przytomności.
- Gdy guz osiągnie średnicę od 7 do 8 mm (co zwykle obserwuje się 12 dni po inokulacji), zakwalifikuj zwierzę do terapii.
3. Obrazowanie wielomodalne w wyborze objętości celu
UWAGA: Naświetlanie pod kontrolą PET/MRI wymaga sekwencyjnego pozyskania multimodalnego zestawu danych. Po dożylnym podaniu radiotracera rozpoczyna się obrazowanie PET, po którym następuje MRI T1-zależne z kontrastem, a na koniec tomografia komputerowa (CT) do planowania leczenia.
- Znieczul zwierzę izofluranem (5% indukcja, 2% podtrzymanie) w mieszaninie z tlenem (0,3 L/min) za pomocą maski nosowej. Potwierdź znieczulenie, gdy szczury nie wykazują już odruchu cofania kończyny. Zastosuj żel do oczu na bazie karbomeru, aby zapobiec wysychaniu rogówki podczas znieczulenia.
- Wprowadź kaniulę dożylnie do bocznej żyły ogonowej, aby umożliwić wstrzyknięcie 10-12 MBq radioznacznika PET rozpuszczonego w 200 µL soli fizjologicznej. Wstrzyknij [18F]-FET na 1 h przed akwizycją PET. Pozostaw zwierzę do odzyskania przytomności w czasie, gdy znacznik rozprowadza się w organizmie.
- Ponownie znieczul zwierzę zgodnie z opisem w kroku 3.1. Umieść zwierzę na wielomodalnym stole (w tym przypadku wykonanym wewnętrznie) i zabezpiecz je za pomocą rzepów, aby utrzymać stałą pozycję podczas obrazowania i mikroirradiacji. Przymocuj kapilarę wypełnioną środkiem do MRI/PET (patrz Tabela Materiałów) w celu ułatwienia koregistracji. Owiń zwierzę folią bąbelkową, aby zachować temperaturę ciała podczas wielomodalnego obrazowania i terapii.
- Wykonaj skan PET 1 h po wstrzyknięciu znacznika PET. Zrekonstruuj skan PET do wolumenu 3D (macierz 192 x 192 x 384) z rozmiarem woksela 0,4 mm, stosując algorytm Maximum-Likelihood Expectation-Maximization (MLEM) z 30 iteracjami.
UWAGA: Użyto dedykowanego skanera PET do obrazowania zwierząt laboratoryjnych z osiowym polem widzenia 130 mm i średnicą otworu 72 mm. System ten zapewnia rozdzielczość przestrzenną poniżej 1 mm (0,85 mm). - Wstrzyknij dożylnie do żyły ogonowej kontrast MRI (0,4 mL/kg). Umieść szczura, wciąż przymocowanego do wielomodalnego stołu, w uchwycie dla zwierząt skanera MRI (Tabela Materiałów). Wykonaj skan lokalizacyjny, a następnie sekwencję spin-echo T1-zależną z kontrastem, analogicznie do kroku 2.4.
- Umieść zwierzę, wciąż przymocowane do wielomodalnego stołu, na plastikowym uchwycie zamocowanym do czterosiowego robotycznego stołu pozycjonującego mikroirradiatora. Wykonaj wysokorozdzielczą tomografię komputerową CBCT (cone-beam CT) do planowania leczenia, stosując napięcie lampy 70 kV, prąd lampy 0,4 mA, filtr aluminiowy 1 mm oraz amorficzny detektor Si flat panel 20 x 20 cm (macierz 1024 x 1024 pikseli). Pozyskaj łącznie 360 projekcji w zakresie 360°. Zrekonstruuj obrazy CT z izotropowym rozmiarem woksela 0,275 mm (macierz 411 x 411 x 251).
4. Korejestracja obrazów
UWAGA: Korejestracja jest wykonywana za pomocą półautomatycznego kodu MATLAB opracowanego wewnętrznie. Kod można znaleźć w serwisie Github pod adresem https://github.com/sdonche/DosePainting. Poszczególne etapy zostały opisane poniżej.
- Umieść trzy modalności obrazowania ([18F]FET PET, MRI T1-zależne z kontrastem oraz CT wiązki stożkowej) w jednym folderze. Konwertuj obrazy DICOM do formatu NIfTI, korzystając z funkcji dcm2niix z programu do przeglądania obrazów mricron24.
- Zaimportuj skonwertowane obrazy do programu MATLAB i przefiltruj obraz PET za pomocą filtru Gaussa, stosując pełną szerokość połówki maksimum (FWHM) wynoszącą 1 mm.
- Zorientuj obrazy ponownie tak, aby osie kartezjańskie wszystkich modalności obrazowania odpowiadały sobie.
UWAGA: W tej konfiguracji obraz CT został odwrócony względem osi Y; obraz MRI został odwrócony względem osi X, a obraz PET został odwrócony względem osi Y. - Przytnij obraz PET, aby uprościć automatyczną korejestrację.
UWAGA: W tej konfiguracji po obu stronach osi X (lewej i prawej stronie zwierzęcia) ustawiono na zero 40 pikseli; po stronie grzbietowej i brzusznej zwierzęcia (oś Y) ustawiono na zero odpowiednio 60 i 40 pikseli; wzdłuż osi podłużnej (lub osi Z) ustawiono na zero odpowiednio 170 i 30 pikseli dla strony dolnej i górnej. - Przesuń centra obrazów blisko siebie, aby uprościć automatyczną korejestrację.
- Wykonaj właściwą sztywną korejestrację (rigid-body co-registration) przy użyciu Statistical Parametric Mapping (SPM) w programie MATLAB26. Użyj następujących parametrów rejestracji (pozostałe pozostaw domyślne): funkcja celu: mutual information; separacja: [4 1 0.2]; tolerancje: [0.02 0.02 0.02 0.001 0.001 0.001 0.01 0.01 0.01 0.001 0.001 0.001]; wygładzanie histogramu: [1 1]; interpolacja: trilinearna.
5. Planowanie leczenia radiacyjnego
UWAGA: Do planowania radioterapii opracowano aplikację MATLAB oraz wiele skryptów MATLAB. Kod jest dostępny na stronie Github pod adresem https://github.com/sdonche/DosePainting. Poszczególne kroki wyjaśniono poniżej.
- Metoda 1
- Wgraj trzy różne modalności obrazowania do aplikacji MATLAB. Wyznacz obszar zainteresowania (bounding box) z odpowiednim zapasem wokół wzmocnienia kontrastu na obrazie T1obrazowanie MRI z zastosowaniem ważenia - (Rycina 1). Wyznaczyć objętość z wzmocnieniem kontrastowym, stosując próg (Rysunek 2). Jeśli wybrano wiele obszarów, należy wybrać tylko ten o największej objętości, którego środek zostanie uznany za pierwsze izocentrum do podania przepisanej dawki radioterapii (RT (Rysunek 3).
- Zwiększ wcześniej określone wzmocnienie kontrastowe MRI o 10 pikseli w każdym kierunku. W przypadku wykrycia wielu obszarów zachowaj tylko największą objętość PET, której środek uznaje się za drugie izocentrum w celu podania przepisanej dawki RT.
UWAGA: W tej objętości PET objętość doboostingu PET jest definiowana przez piksele o intensywności sygnału wyższej niż 0,90 × maksymalna intensywność sygnału (w ramce ograniczającej) w tej objętości. - Stosuj następujące ustawienia napromieniania dla obliczonych izocentrów (Rysunek 4 i Tabela 1).
- Dla pierwszego izocentrum (MRI) podaj dawkę zaleconą 2000 cGy przy użyciu 3 łuków niekoplanarnych w określonych pozycjach stołu 0°, -45°, i -90° przy obrocie ramienia statywy o 120°, 120°i 60°odpowiednio. Należy stosować stały rozmiar kolimatora 10 x 10 mm, jednak w przypadku konieczności naświetlenia mniejszych guzów należy użyć odpowiedniego kolimatora (np. 5 x 5 mm). Należy zwrócić szczególną uwagę na dobrostan zwierząt w sytuacjach, gdy objętość guzów przekracza 10 mm.
- Dla drugiego izocentrum (PET) podaj dawkę przepisaną wynoszącą 800 cGy, stosując 3 łuki niekoplanarne przy określonych pozycjach stołu. 0°, -45°, i -90° przy rotacji gantry o 120°, 120°, i 60°odpowiednio. Należy zastosować stały rozmiar kolimatora 3 x 3 mm.
- Obliczyć rozkład dawki w organizmie zwierzęcia oraz parametry dostarczania wiązki.
- Metoda 2
- Wczytaj trzy różne modalności obrazowania do aplikacji MATLAB. Umieść obszar ograniczający z dużym zapasem wokół wzmocnienia kontrastu na [18Obraz PET z zastosowaniem F-FET, analogicznie do kroku 5.1.1.
- Wyznacz objętości zdefiniowane przez piksele o intensywności sygnału wyższej niż A × maksymalna intensywność sygnału (w wyżej wspomnianym ograniczającym prostokącie), gdzie A wynosi odpowiednio 0,50, 0,60, 0,70, 0,80 i 0,90. Oznacz objętości te odpowiednio jako V50, V60, V70, V80 i V90.
- Wyznacz izocentra oraz wymiary przysłony dla każdej wiązki niezbędne do sterowania zmotoryzowanym kolimatorem zmiennym przy użyciu skryptu MATLAB (patrz Rycina 5).
- Należy zastosować następujące ustawienia dla obliczonych izocentrym oraz wymiarów kolimatora:
- W przypadku V50 należy podać dawkę przepisową 2000 cGy rozłożoną na 16 wiązek (każda 125 cGy; pozycje stół i gantry w Tabela 2). Obliczone wymiary żuchwy należy wykorzystać do wykonania MVC.
UWAGA: W tym przypadku uwzględniono dodatkowy margines 1 mm ze względu na mikroskopijną infiltrację nowotworową. - Dla V60-V90 podano zaleconą dawkę 800 cGy rozdzieloną na 40 wiązek (każda 20 cGy; pozycje stół-gantry w Tabela 2). Obliczone wymiary szczęki należy wykorzystać do MVC.
- W przypadku V50 należy podać dawkę przepisową 2000 cGy rozłożoną na 16 wiązek (każda 125 cGy; pozycje stół i gantry w Tabela 2). Obliczone wymiary żuchwy należy wykorzystać do wykonania MVC.
- Oblicz rozkład dawki w organizmie zwierzęcia oraz parametry dostarczania wiązki.
6. Ewaluacja planu
UWAGA: Aby porównać obie metody, oblicz histogramy dawka-objętość (DVH) oraz histogram objętości Q (QVH) w objętości PET V50. W tym celu wykorzystano opracowany wewnętrznie skrypt MATLAB. Kod jest dostępny na Github pod adresem https://github.com/sdonche/DosePainting.
- Histogram dawka-objętość (DVH)
- Wygeneruj DVH na podstawie rozkładu dawki uzyskanego z systemu SARRP.
- Wyznacz dawkę maksymalną, średnią i minimalną z DVH poprzez obliczenie D10, D50 i D90, gdzie Dx oznacza dawkę otrzymaną przez x% objętości.
- Histogram Q-objętość (QVH)
- Oblicz idealną dawkę dla każdego piksela, korzystając z równania 1, które stanowi interpolację liniową między dawkami minimalną a maksymalną, zmieniającą się proporcjonalnie między minimalną a maksymalną intensywnością PET w obrębie objętości celu, aby uzyskać mapę idealnej dawki.
- Oblicz wartość Q Qp dla każdego piksela za pomocą następującego równania (równanie 2):
Równ. 2
Gdzie Dp jest dawką uzyskaną z planowania, a Di dawką docelową dla planowania. - Wygeneruj QVH na podstawie uzyskanych wartości Q.
- Oblicz współczynnik jakości (Q-factor, QF), aby ocenić różnicę między dawkami zaplanowanymi a zamierzonymi, korzystając z równania 3:
Równ. 3
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Wykonalność naświetlań pod kontrolą PET i MRI w szczurzym modelu glejaka wielopostaciowego z wykorzystaniem systemu SARRP w celu odwzorowania ludzkiej strategii leczenia została opisana wcześniej20,21,22. Podczas gdy zwierzę było unieruchomione na wielomodalnym stole wykonanym wewnętrznie, możliwe było stworzenie akceptowalnego planu leczenia radiacyjnego łączącego trzy metody obrazowania: PET, MRI i CT. W tych metodach zewnętrz...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Wcześniej opisano szczurzy model GB naśladujący chemioradioterapię w klinice dla pacjentów z glejakiem20. Podobnie jak w metodzie klinicznej, tomografia komputerowa i rezonans magnetyczny zostały połączone podczas procesu planowania leczenia w celu uzyskania bardziej precyzyjnego napromieniania. Zastosowano łóżko multimodalne w celu zminimalizowania ruchów (głowy), gdy zwierzę było przenoszone z jednego systemu obrazowania do drugiego. Następnie do procesu planowania leczenia dodano obrazowanie PE...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Autorzy chcieliby podziękować Fundacji Lux Luka za wsparcie tej pracy.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Hodowla | |||
| F98 Linia komórkowa glejaka | ATCC | CRL-2397 | https://www.lgcstandards-atcc.org/products/all/CRL-2397 |
| Dulbeco's Modified Eagle Medium | Thermo Fisher Scientific | 22320-030 | |
| Kolby do hodowli komórkowych | Thermo Fisher Scientific | 178883 | 75 cm² |
| FBS | Thermo Fisher Scientific | 10270106 | |
| L-glutamina | Thermo Fisher Scientific | 25030-032 | 200 mM |
| penicylina-streptomycyna | Thermo Fisher Scientific | 15140-148 | 10 000 U/ml |
| sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS) | Thermo Fisher Scientific | 14040-224 | |
| Trypsyna-EDTA | Thermo Fisher Scientific | 25300-062 | 0.05% |
| PL Model | |||
| Frez kulisty | Foredom | A-228 | 1,8 mm |
| Wosk kostny | Aesculap | 1029754 https://www.aesculapusa.com/en/healthcare-professionals/or-solutions/or-solutions-cranial-closure/hemostatic-bone-wax.html | |
| Ethilon | Ethicon | 662G/662H | FS-2, 4-0, 3/8, 19 mm |
| Fischer F344/Ico crl Szczury | Charles | ||
| insulinowa Microfine | Beckton-Dickinson | 320924 | 1 mL, 29 G |
| IR Lamp | Philips | HP3616/01 | |
| Meloksykam (Metacam) | Boehringer Ingelheim-2 | mg/mL | |
| Narzędzie obrotowe z mikrosilnikiem | Foredom | K.1090-22 | |
| System mikropomp | Stoelting Współ. | 53312 | Stoelting Wtryskiwacz stereotaktyczny |
| Rama stereotaktyczna | Stoelting Co. | 51600 | |
| Xylocaine (1%, z adrenaliną 1:200 000) | Aspen-1 | %, z adrenaliną 1:200 000 | |
| Xylocaine żel (2%) | Aspen-2 | % | |
| Napromienianie | |||
| Mikropromiennik | X-Strahl | SARRP | Wersja 4.2.0 |
| Oprogramowanie | X-Strahl | Muriplan | Planowanie leczenia przedklinicznego (PCTPC), wersja 2.2.2 |
| Small Animal PET | |||
| [18F]FET | Znacznik PET produkcji własnej; wraz z Prohance: Środek MRI/PET | ||
| Micro-PET | Molecubes | Beta-Cube | https://www.molecubes.com/b-cube/ |
| Rezonans magnetyczny małych zwierząt | |||
| Mikrorezonans magnetyczny | Bruker Biospin | Pharmascan 70/16 | https://www.bruker.com/products/mr/preclinical-mri/pharmascan.html |
| Igła 30 G do wstrzykiwań dożylnych | Beckton-Dickinson | 305128 | |
| PE 10 Rurki | Instech Laboratories Inc | BTPE-10 BTPE-10 | , rurka polietylenowa 0,011 x 0,024 cala (0,28 x 60 mm), niesterylna, szpula 30 m (98 stóp), Instech laboratories, Inc Plymouth spotkanie PA USA- (800) 443-4227- http://www.instechlabs.com |
| Środek kontrastowy Prohance | Bracco | mg/mL, gadolin-środek kontrastowy (wraz z [18F]FET: Czynnik MRI/PET) | |
| Tx/Rx Rat Brain - Cewka objętościowa całego ciała myszy | Bruker Biospin-40 | mm | |
| średnica Jednostka grzewcza na bazie wody | Bruker Biospin | MT0125 | |
| Materiały eksploatacyjne | |||
| Isoflurane | Zoetis | B506 | Anestezjologiczne |
| strzykawka insulinowa Microfine | Beckton-Dickinson | 320924 | 1 mL, 29 g |
| Analiza | |||
| MATLAB | Mathworks-Version | R2019b | |
| PMOD | PMOD technologies LLC | Oprogramowanie do obrazowania przedklinicznego i molekularnego |
Bibliografia
- Louis, D. N., et al. The 2016 World Health Organization classification of tumors of the central nervous system: a summary. Acta Neuropathologica. 131 (6), 803-820 (2016).
- Wadajkar, A. S., et al. Tumor-targeted nanotherapeutics: Overcoming treatment barriers for glioblastoma. Wiley Interdisciplinary Reviews. Nanomedicine & Nanobiotechnology. 9 (4), (2016).
- Lim, M., Xia, Y., Bettegowda, C., Weller, M. Current state of immunotherapy for glioblastoma. Nature Reviews. Clinical Oncology. 15 (7), 422(2018).
- McGranahan, T., Li, G., Nagpal, S. History and current state of immunotherapy in glioma and brain metastasis. Therapeutic Advances in Medical Oncology. 9 (5), 347-368 (2017).
- Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. The New England Journal of Medicine. 352 (10), 987-996 (2005).
- Von Neubeck, C., Seidlitz, A., Kitzler, H. H., Beuthien-Baumann, B., Krause, M. Glioblastoma multiforme: Emerging treatments and stratification markers beyond new drugs. The British Journal of Radiology. 88 (1053), 20150354(2015).
- Mann, J., Ramakrishna, R., Magge, R., Wernicke, A. G. Advances in radiotherapy for glioblastoma. Frontiers in Neurology. 8, 748(2018).
- Ling, C. C., et al. Towards multidimensional radiotherapy (MD-CRT): Biological imaging and biological conformality. International Journal of Radiation Oncolology, Biology, Physics. 47 (3), 551-560 (2000).
- Bentzen, S. M., Gregoire, V. Molecular imaging-based dose painting: a novel paradigm for radiation therapy prescription. Seminars in Radiation Oncology. 21 (2), 101-110 (2011).
- Bentzen, S. M. Theragnostic imaging for radiation oncology: Dose-painting by numbers. The Lancet. Oncology. 6 (2), 112-117 (2005).
- Wong, J., et al. High-resolution, small animal radiation research platform with X-ray tomographic guidance capabilities. International Journal of Radiation Oncolology, Biology, Physics. 71 (5), 1591-1599 (2008).
- Van Hoof, S. J., Granton, P. V., Verhaegen, F. Development and validation of a treatment planning system for small animal radiotherapy: SmART-Plan. Radiotherapy and Oncology. 109 (3), 361-366 (2013).
- Verhaegen, F., Granton, P., Tryggestad, E. Small animal radiotherapy research platforms. Physics in Medicine & Biology. 56 (12), 55-83 (2011).
- Butterworth, K. T., Prise, K. M., Verhaegen, F. Small animal image-guided radiotherapy: Status, considerations and potential for translational impact. The British Journal of Radiology. 88 (1045), 20140634(2015).
- Nasr, A., Habash, A. Dosimetric analytic comparison of inverse and forward planned IMRT techniques in the treatment of head and neck cancer. Journal of the Egyptian National Cancer Institute. 26 (3), 119-125 (2014).
- Matinfar, M., Iyer, S., Ford, E., Wong, J., Kazanzides, P. Image guided complex dose delivery for small animal radiotherapy. IEEE International Symposium on Biomedical Imaging: From Nano to Macro. , 1243-1246 (2009).
- Matinfar, M., Iordachita, I., Wong, J., Kazanzides, P. Robotic delivery of complex radiation volumes for small animal research. IEEE International Conference on Robotics and Automation. , 2056-2061 (2010).
- Balvert, M., et al. A framework for inverse planning of beam-on times for 3D small animal radiotherapy using interactive multi-objective optimisation. Physics in Medicine & Biology. 60 (14), 5681-5698 (2015).
- Cho, N. B., Wong, J., Kazanzides, P. Dose Painting with a Variable Collimator for the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). The Midas Journal. , 1-8 (2014).
- Bolcaen, J., et al. MRI-guided 3D conformal arc micro-irradiation of a F98 glioblastoma rat model using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). Journal of Neuro-oncology. 120 (2), 257-266 (2014).
- Bolcaen, J., Descamps, B., Boterberg, T., Vanhove, C., Goethals, I. PET and MRI guided irradiation of a glioblastoma rat model using a micro-irradiator. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (130), e56601(2017).
- Verhoeven, J., et al. Technical feasibility of [18F]FET and [18F]FAZA PET guided radiotherapy in a F98 glioblastoma rat model. Radiation Oncology. 14 (1), 89(2019).
- Hutterer, M., et al. FET PET: a valuable diagnostic tool in neuro-oncology, but not all that glitters is glioma. Neuro-oncology. 15 (3), 341-351 (2013).
- Stockhammer, F., Plotkin, M., Amthauer, H., Landeghem, F. K. H., Woiciechowsky, C. Correlation of F-18-fluoro-ethyl-tyrosin uptake with vascular and cell density in non-contrast-enhancing gliomas. Journal of Neuro-oncology. 88 (2), 205-210 (2008).
- Rorden, C., Karnath, H. O., Bonhilha, L. Mricron dicom to nifti converter. neuroimaging informatics tools and resources clearinghouse (nitrc). , Available from: https://www.nitrc.org/projects/mricron (2015).
- Ashburner, J., et al. SPM12 Manual. , Available from: https://www.fil.ion.ucl.ac.uk/spm/doc/spm12_manual.pdf (2014).
- España, S., Marcinkowski, R., Keereman, V., Vandenberghe, S., Van Holen, R. DigiPET: Sub-millimeter spatial resolution small-animal PET imaging using thin monolithic scintillators. Physics in Medicine & Biology. 59 (13), 3405-3420 (2014).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
