Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Modelowanie udaru u myszy: przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną zewnętrzną

7.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62573

⸱

24 maja 2021

 ,  , 
1Institute for Stroke and Dementia Research, LMU Munich, 2Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy)

W tym artykule

Podsumowanie

Różne modele niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo) są używane w eksperymentalnych badaniach nad udarem. W tym miejscu opisano eksperymentalny model udaru przejściowego MCAo przez tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA), który ma na celu naśladowanie udaru u człowieka, w którym skrzeplina naczyniowo-mózgowa jest usuwana w wyniku spontanicznej lizy skrzepu lub terapii.

Streszczenie

Udar mózgu jest trzecią najczęstszą przyczyną śmiertelności i główną przyczyną nabytej niepełnosprawności dorosłych w krajach rozwiniętych. Do tej pory opcje terapeutyczne były ograniczone do niewielkiego odsetka pacjentów z udarem mózgu w ciągu pierwszych godzin po udarze. Nowatorskie strategie terapeutyczne są szeroko badane, zwłaszcza w celu wydłużenia okna terapeutycznego. Obecne badania obejmują badanie ważnych szlaków patofizjologicznych po udarze, takich jak stan zapalny po udarze, angiogeneza, plastyczność neuronów i regeneracja. W ciągu ostatniej dekady wzrosły obawy dotyczące słabej odtwarzalności wyników eksperymentalnych i ustaleń naukowych wśród niezależnych grup badawczych. Aby przezwyciężyć tak zwany "kryzys replikacji", pilnie potrzebne są szczegółowe, ustandaryzowane modele dla wszystkich procedur. W ramach prac konsorcjum badawczego "ImmunoStroke" (https://immunostroke.de/) zaproponowano standaryzowany mysi model przejściowej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo). Model ten pozwala na całkowite przywrócenie przepływu krwi po usunięciu włókna, symulując terapeutyczną lub spontaniczną lizę skrzepów, która występuje w dużej części udarów u ludzi. Procedura chirurgiczna tego modelu skoku "filamentu" i narzędzia do jego analizy funkcjonalnej są pokazane na załączonym filmie.

Wprowadzenie

Udar mózgu jest jedną z najczęstszych przyczyn śmierci i niepełnosprawności na całym świecie. Chociaż istnieją głównie dwie różne formy udaru, niedokrwienny i krwotoczny, 80–85% wszystkich przypadków udaru to udar niedokrwienny1. Obecnie dla pacjentów z udarem niedokrwiennym dostępne są tylko dwie metody leczenia: leczenie farmakologiczne rekombinowanym tkankowym aktywatorem plazminogenu (rtPA) lub trombektomia mechaniczna. Jednak ze względu na wąskie okno czasowe terapii i wiele kryteriów wykluczenia, tylko wybrana liczba pacjentów może skorzystać z tych konkretnych opcji leczenia. W ciągu ostatnich dwóch dekad badania przedkliniczne i translacyjne nad udarem mózgu koncentrowały się na badaniu podejść neuroprotekcyjnych. Jednak wszystkie związki, które do tej pory przeszły badania kliniczne, nie wykazały żadnej poprawy u pacjenta2.

Ponieważ modele in vitro nie są w stanie dokładnie odtworzyć wszystkich interakcji mózgowych i patofizjologicznych mechanizmów udaru, modele zwierzęce są kluczowe dla przedklinicznych badań nad udarem. Jednak naśladowanie wszystkich aspektów udaru niedokrwiennego u ludzi w jednym modelu zwierzęcym nie jest wykonalne, ponieważ udar niedokrwienny jest bardzo złożoną i niejednorodną chorobą. Z tego powodu z biegiem czasu u różnych gatunków opracowano różne modele udaru niedokrwiennego. Fotozakrzepica tętniczek mózgowych lub trwałe dystalne zamknięcie tętnicy środkowej mózgu (MCA) są powszechnie stosowanymi modelami, które wywołują małe i lokalnie zdefiniowane zmiany w korze nowej3,4. Oprócz tego najczęściej stosowanym modelem udaru jest prawdopodobnie tak zwany "model filamentu", w którym uzyskuje się przejściową okluzję MCA. Model ten polega na przejściowym wprowadzeniu włókna szwu do początku MCA, co prowadzi do nagłego zmniejszenia przepływu krwi w mózgu, a następnie dużego zawału podkorowych i korowych obszarów mózgu5. Chociaż większość modeli udarowych naśladuje okluzje MCA 6, "model filamentu" umożliwia precyzyjne wyznaczenie czasu niedokrwienia. Reperfuzja przez usunięcie włókien naśladuje ludzki scenariusz kliniczny przywracania przepływu krwi w mózgu po spontanicznej lub terapeutycznej (rtPA lub trombektomia mechaniczna) lizie skrzepu. Do tej pory opisano różne modyfikacje tego "modelu filamentu". W najpowszechniejszym podejściu, po raz pierwszy opisanym przez Longa i wsp. w 19895, filament pokryty silikonem jest wprowadzany przez tętnicę szyjną wspólną (CCA) do początku klasy MCA7. Chociaż jest to szeroko stosowane podejście, model ten nie pozwala na całkowite przywrócenie przepływu krwi podczas reperfuzji, ponieważ CCA jest trwale podwiązane po usunięciu włókna.

W ciągu ostatniej dekady, coraz więcej grup badawczych było zainteresowanych modelowaniem udaru mózgu u myszy za pomocą tego "modelu filamentu". Jednak znaczna zmienność tego modelu i brak standaryzacji procedur to tylko niektóre z powodów dużej zmienności i słabej odtwarzalności dotychczas zgłoszonych wyników eksperymentalnych i odkryć naukowych2, 8. Potencjalną przyczyną obecnego "kryzysu replikacji", odnoszącego się do niskiej odtwarzalności wśród laboratoriów badawczych, jest nieporównywalna liczba zawałów udarowych między grupami badawczymi stosującymi tę samą metodologię eksperymentalną9. W rzeczywistości, po przeprowadzeniu pierwszego przedklinicznego, randomizowanego, kontrolowanego wieloośrodkowego badania klinicznego10, byliśmy w stanie potwierdzić, że brak wystarczającej standaryzacji tego eksperymentalnego modelu udaru mózgu i późniejszych parametrów końcowych był główną przyczyną niepowodzenia odtwarzalności w badaniach przedklinicznych między niezależnymi laboratoriami11. Te drastyczne różnice w wynikających rozmiarach zawałów, pomimo stosowania tego samego modelu udaru, stanowią uzasadnione zagrożenie nie tylko dla badań potwierdzających, ale także dla współpracy naukowej ze względu na brak solidnych i odtwarzalnych modeli.

W świetle tych wyzwań, naszym celem było opracowanie i szczegółowe opisanie procedury dla standardowego przejściowego modelu MCAo, który jest używany do wspólnych wysiłków badawczych w ramach konsorcjum badawczego "ImmunoStroke" (https://immunostroke.de/). Konsorcjum to ma na celu zrozumienie interakcji mózg-układ odpornościowy leżących u podstaw mechanistycznych zasad powrotu do zdrowia po udarze. Ponadto przedstawiono histologiczne i pokrewne metody funkcjonalne analizy wyników udaru. Wszystkie metody oparte są na ustalonych standardowych procedurach operacyjnych stosowanych we wszystkich laboratoriach badawczych konsorcjum ImmunoStroke.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty opisane w tym filmie zostały przeprowadzone zgodnie z krajowymi wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych, a protokoły zostały zatwierdzone przez niemieckie komitety rządowe (Regierung von Oberbayern, Monachium, Niemcy). Wykorzystano dziesięciotygodniowe samce myszy C57Bl/6J i trzymano je w kontrolowanej temperaturze (22 ± 2 °C), z 12-godzinnym okresem cyklu jasno-ciemnego i dostępem do granulowanego pokarmu i wody ad libitum.

1. Przygotowanie materiału i instrumentów

  1. Podłącz koc grzewczy, aby utrzymać temperaturę obszaru operacyjnego i temperaturę ciała myszy podczas znieczulenia w temperaturze 37 °C.
  2. Używaj nożyczek i kleszczyków w autoklawie, przygotuj 70% roztwór etanolu i przygotuj do użycia maść do oczu z dekspantenolu, kilka kawałków bawełny i pleciony szew poliestrowy powlekany 5-0. Przygotuj strzykawkę o pojemności 1 ml z 0,9% roztworem soli fizjologicznej (bez igły), aby utrzymać nawodnienie miejsca nacięcia zwierzęcia. Przygotuj gaz znieczulający (100%O2 + izofluran).
  3. Przygotuj uchwyt na laserową sondę dopplerowską, odcinając końcówkę końcówki pipety o pojemności 10 μl (o długości 3-5 mm).
    UWAGA: Wszystkie narzędzia są sterylizowane za pomocą sterylizatora z gorącymi kulkami. Powierzchnie są również dezynfekowane przed i po zabiegu za pomocą mikrobiologicznego środka dezynfekującego w sprayu. Przed zabiegiem obszary otaczające głowę i klatkę piersiową myszy są dezynfekowane sprayem do dezynfekcji ran.

2. Przygotowanie laserowego Dopplera

  1. Wstrzyknąć środek przeciwbólowy myszy na 30 minut przed zabiegiem (4 mg/kg karprofenu i 0,1 mg/kg buprenorfiny, dootrzewnowo).
  2. Znieczulić mysz, umieszczając ją w komorze indukcyjnej z natężeniem przepływu izofluranu 4%, aż do ustania spontanicznych ruchów ciała i wibrysów.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej w obszarze operacyjnym z nosem w masce anestezjologicznej. Utrzymuj stężenie izofluranu na poziomie 4% przez kolejną minutę, a następnie zmniejsz je i utrzymuj na poziomie 2%.
  4. Ustaw powiązaną poduszkę grzewczą sterowaną sprzężeniem zwrotnym, aby utrzymać temperaturę ciała myszy na poziomie 37 °C i delikatnie włóż sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę podczas zabiegów chirurgicznych.
  5. Nałóż maść do oczu z dekspantenolem na oba oczy.
  6. Zdezynfekuj skórę i włosy wokół lewego oka i ucha 70% etanolem.
  7. Przetnij skórę głowy między lewym uchem a okiem (1 cm długości), aby odsłonić kość czaszki.
  8. Przetnij i wycofaj mięsień skroniowy, aby uwidocznić MCA pod czaszką.
  9. Przymocuj klejem zewnętrzną część końcówki przytrzymującej laserową sondę dopplerowską/włókno na górze lewego MCA za pomocą kleju. Następnie przyklej skórę, aby zamknąć ranę wokół uchwytu końcówki. Nałóż 2-3 krople kleju utwardzającego, aby przyspieszyć proces. Upewnij się, że laserowe włókno dopplerowskie nie jest przyklejone i można je łatwo wyjąć z uchwytu końcówki w dowolnym momencie.

3. Przejściowy model MCAo (okluzja)

  1. Obróć mysz do pozycji leżącej. Włóż pysk do stożka anestezjologicznego i przymocuj łapy taśmą.
  2. Zdezynfekuj skórę i włosy otaczające klatkę piersiową i wykonaj 2-centymetrowe nacięcie w linii środkowej szyi.
  3. Użyj kleszczy, aby rozsunąć skórę i gruczoły podżuchwowe. Użyj retraktorów, aby przytrzymać mięsień mostkowo-sutkowy, odsłonić pole operacyjne i znaleźć lewą tętnicę szyjną wspólną (CCA). Wypreparować CCA z tkanki łącznej i otaczających nerwów (bez uszkadzania nerwu błędnego) i wykonać przejściowe podwiązanie przed rozwidleniem.
  4. Rozciąć tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) i zawiązać stały węzeł w najbardziej dystalnej widocznej części. Umieść kolejny szew pod ECA, w pobliżu rozwidlenia i przygotuj luźny węzeł do późniejszego zastosowania.
  5. Wypreparuj tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA) i umieść na niej klips mikronaczyniowy, 5 mm nad rozwidleniem. Upewnij się, że nie uszkodzisz nerwu błędnego.
  6. Wyciąć mały otwór w ECA między ciasnymi i luźnymi podwiązaniami; należy uważać, aby nie przeciąć całego ECA.
  7. Wprowadź filament i przesuń go w kierunku CCA. Dokręć luźne podwiązanie w ECA wokół światła, aby na krótko zabezpieczyć włókno w tej pozycji i uniknąć krwawienia podczas wyjmowania klipsa mikronaczyniowego.
  8. Zdejmij klips mikronaczyniowy i włóż filament przez ICA, aż do osiągnięcia początku MCA poprzez wykrycie gwałtownego zmniejszenia (>80%) przepływu krwi w mózgu, mierzonego za pomocą laserowego Dopplera. Zamocuj filament w tej pozycji, dalej zaciskając węzeł wokół ECA.
    UWAGA: Gdy filament porusza się w odpowiednim kierunku, przesuwa się płynnie i nie należy zaobserwować żadnego oporu.
  9. Rejestruj wartości laserowego Dopplera przed i po włożeniu filamentu.
  10. Usuń retraktor i przenieś mięsień mostkowo-sutkowy i gruczoły podżuchwowe przed zszyciem rany. Wyjąć laserową sondę dopplerowską i umieścić zwierzę w komorze rekonwalescencji w temperaturze 37 °C na 1 godzinę (do momentu usunięcia filamentu).

4. Przejściowy model MCAo (reperfuzja)

  1. Znieczulić mysz, umieszczając ją w komorze indukcyjnej z natężeniem przepływu izofluranu 4%, aż do ustania spontanicznych ruchów ciała i wibrysów.
  2. Nałóż maść do oczu z dekspantenolem na oba oczy.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej w obszarze operacyjnym z pyskiem w masce anestezjologicznej. Utrzymuj stężenie izofluranu na poziomie 4% przez kolejną minutę, a następnie zmniejsz je i utrzymuj na poziomie 2%. Przymocuj łapy zwierzęcia taśmą.
  4. Włóż laserową sondę dopplerowską do uchwytu sondy.
  5. Usuń szew rany, użyj kleszczy, aby rozsunąć skórę i gruczoły podżuchwowe. Użyj retraktorów, aby delikatnie naciągnąć mięsień mostkowo-sutkowy i odsłonić pole operacyjne.
  6. Poluzuj szew ECA, który napina włókno, i delikatnie pociągnij włókno. Unikaj uszkodzenia powłoki silikonowo-gumowej filamentu podczas usuwania.
  7. Mocno zawiąż szew ECA.
  8. Potwierdź wzrost przepływu krwi w mózgu w laserowym urządzeniu Dopplera (>80% wartości początkowej przed reperfuzją).
  9. Rejestruj laserowe wartości Dopplera przed i po usunięciu filamentu.
  10. Otwórz przejściowe podwiązanie przed rozwidleniem z CCA.
  11. Usuń retraktor i przenieś mięsień mostkowo-sutkowy i gruczoły podżuchwowe przed zszyciem rany. Umieścić zwierzę w komorze rekonwalescencji w temperaturze 37 °C na 1 godzinę w celu wyzdrowienia ze znieczulenia.
  12. Po wyzdrowieniu umieść myszy z powrotem w klatkach w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze.
  13. Opiekuj się zwierzętami, dodając mokre granulki karmy i hydrożel na małych szalkach Petriego na podłodze klatki do 3 dnia po operacji.
  14. Analgezję należy wstrzykiwać co 12 godzin przez 3 dni po zabiegu (4 mg/kg karprofenu i 0,1 mg/kg buprenorfiny).

5. Działanie pozorowane

  1. Wykonaj wszystkie procedury opisane powyżej, w tym podwiązanie tętnic i wprowadzenie filamentu (kroki 1-3.7).
  2. Wyjmij filament natychmiast po jego włożeniu. Następnie umieść zwierzę w komorze rekonwalescencji na 1 godzinę.
  3. Umieść zwierzę ponownie w obszarze operacyjnym i usuń przejściowe podwiązanie CCA, aby zapewnić całkowite przywrócenie przepływu krwi w mózgu.
  4. Zszyć ranę i umieścić zwierzę w komorze rekonwalescencji w temperaturze 37 °C na 1 godzinę, aby doszło do siebie po znieczuleniu. Po wyzdrowieniu umieść myszy z powrotem w klatkach w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze.
  5. Opiekuj się zwierzętami, dodając mokre granulki karmy i hydrożel na małych szalkach Petriego na podłodze klatki do 3 dnia po zabiegu.
  6. Analgezję należy wstrzykiwać co 12 godzin przez 3 dni po zabiegu (4 mg/kg karprofenu i 0,1 mg/kg buprenorfiny).

6. Neuroscore

  1. Wykonuj Neuroscore zawsze o tej samej porze dnia i używaj ubrań chirurgicznych, aby utrzymać "neutralny zapach" między poszczególnymi chirurgami.
  2. Pozwól myszom odpocząć przez 30 minut w pomieszczeniu z "otwartą" klatką przed testem.
  3. Obserwuj każdą pozycję w Tabeli 1 i Tabeli 2 przez 30 sekund.

7. Perfuzja wewnątrzsercowa

  1. Przygotować strzykawkę o pojemności 20 ml zawierającą heparynę z solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) (2 U/ml) i umieścić ją 1 m nad stołem, aby ułatwić perfuzję grawitacyjną. (OPCJONALNIE: Przeprowadzić perfuzję wewnątrzsercową z 4% paraformaldehydem (PFA) za pomocą strzykawki o pojemności 20 ml zawierającej 4% PFA w PBS, pH 7,4).
  2. Wstrzyknąć docierzowo 100 μl ketaminy i ksylazyny (odpowiednio 120 i 16 mg/kg masy ciała). Odczekaj 5 minut i potwierdź ustanie spontanicznych ruchów ciała i wibrysów.
  3. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na plecach i zdezynfekuj powierzchnię brzucha 70% etanolem.
  4. Wykonaj 3-centymetrowe nacięcie w jamie brzusznej; przetnij przeponę, żebra i mostek, aby całkowicie uwidocznić serce.
  5. Wykonaj małe nacięcie w prawym przedsionku i wprowadź kaniulę perfuzyjną do lewej komory.
  6. Wykonać perfuzję z 20 ml PBS-heparyny.
  7. Po perfuzji odetnij głowę zwierzęciu i usuń mózg.
  8. Zamrozić mózg na sproszkowanym suchym lodzie i przechowywać w temperaturze -80 °C do dalszego użycia.

8. Wolumetria zawału

  1. Do kriosekcji użyj kriostatu, aby pociąć mózgi na sekcje o grubości 20 μm co 400 μm. Umieść sekcje na szkiełkach i przechowuj je w temperaturze -80 °C do czasu użycia.
  2. Barwienie fioletem krezylowym (CV)
    1. Przygotować roztwór barwiący, mieszając i ogrzewając (60 °C) 0,5 g octanu CV w 500 mlH2O, aż do rozpuszczenia kryształów. Po ostygnięciu roztworu przechowuj go w ciemnej butelce. Podgrzej do 60 °C i przefiltruj przed każdym użyciem.
    2. Pozostaw szkiełka do wyschnięcia w temperaturze pokojowej na 30 minut. Zanurz je w 95% etanolu na 15 minut, w 70% etanolu na 1 minutę, a następnie w 50% etanolu na 1 minutę.
    3. Zanurz szkiełka w wodzie destylowanej na 2 minuty, odśwież wodę destylowaną i umieść szkiełka w wodzie na 1 minutę. Następnie zanurz szkiełka w podgrzanym roztworze barwiącym na 10 minut w temperaturze 60 °C. Umyj szkiełka dwukrotnie w wodzie destylowanej na 1 minutę.
    4. Zanurz szkiełka w 95% etanolu na 2 minuty. Umieść je w 100% etanolu na 5 minut; odśwież 100% etanol i ponownie umieść szkiełka w etanolu na 2 minuty. Następnie przykryj szkiełka medium montażowym.
    5. Analiza (Rysunek 4C)
      1. Zeskanuj szkiełka i przeanalizuj objętość pośredniego zawału za pomocą metody Swansona12, aby skorygować obrzęk, używając następującego równania:
        (Obszar niedokrwienny) = (obszar niedokrwienny)-((półkula ipsilateralna)-(półkula przeciwległa))

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Model opisany w niniejszej pracy jest modyfikacją powszechnie stosowanego modelu udaru z użyciem „filamentu”, który polega na wprowadzeniu pokrytego silikonem filamentu przez tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) w celu przejściowego zablokowania ujścia tętnicy środkowej mózgu (MCA) (Rysunek 1). Po usunięciu filamentu trwale ustaje jedynie przepływ krwi w ECA, co umożliwia całkowitą rekanalizację tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) i tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA). Pozwala to na odpowiednią reperfuz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejszy protokół opisuje eksperymentalny model udaru mózgu oparty na konsensusie niemieckiego wieloośrodkowego konsorcjum badawczego ("ImmunoStroke") w celu ustanowienia standaryzowanego przejściowego modelu MCAo. Przejściowy model MCAo ustanowiony przez wprowadzenie włókna pokrytego silikonem przez ECA do początku MCA jest jednym z najczęściej stosowanych modeli udaru w celu uzyskania reperfuzji tętniczej po określonym okresie okluzji. W związku z tym procedurę tę można uznać za model udaru istotny z punktu widzenia t...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych sprzecznych interesów, które mogliby ujawnić.

Podziękowania

Dziękujemy wszystkim naszym partnerom z Konsorcjów ImmunoStroke (FOR 2879, Od komórek odpornościowych do odzyskiwania po udarze) za sugestie i dyskusje. Praca została sfinansowana przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Niemiecka Fundacja Badawcza) w ramach niemieckiej strategii doskonałości w ramach Monachijskiego Klastra Neurologii Systemowej (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) oraz w ramach grantów LI-2534/6-1, LI-2534/7-1 i LL-112/1-1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
45& rampaH& S Kunststofftechnikwysokość: 18 cm
5/0 zagrożeniePearsalls10C103000
5 mL StrzykawkaBraun
Kwas octowySigma Life Science695092
System anestezjologiczny do izofluranuDräger
Bepanthen pomadaBayer
C57Bl/6J myszyCharles 000664
FST12500-12
KlipsFST18055-04
Uchwyt klipsaFST18057-14
CotonsNOBA Verbondmitel Danz 974116
Fiolet kresylowySigma Life ScienceC5042-10G
CryostatThermo Scientific CryoStarNX70
Etanol 70%CLN Chemikalien Laborbedorf521005
Etanol 96%CLN Chemikalien Laborbedorf522078
Etanol 99%CLN Chemikalien LaborbedorfETO-5000-99-1
FilamentyDoccol602112PK5Re
Fine 45 kleszczyki kątoweFST11251-35
Kleszcze precyzyjneFST11252-23
Drobne nożyczkiFST14094-11
KlejOrechselnBSI-112
Utwardzacz KlejDrechseln & MehrBSI-151
Koc grzewczyFHC DC Regulator
IsofluraneAbbotB506
IsopentaneFluka59070
KetamineInresa Arzneimittel GmbH
Laserowy DopplerPerimedPF 5010 LDPM, Periflux System 5000
Laserowa sonda dopplerowskaPerimed91-00123
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami pH: 7,4Apotheke Innestadt Uni MünchenP32799
Komora rekuperacjiMediheat
Roti-Histokit medium montażoweRoth6638.1
Roztwór soliBraun131321
SkalpelFeather02.001.30.011
Filamenty powlekane silikonemDoccol602112PK5Re
StereomicropscopeLeicaM80
Superfrost Plus SlidesThermo ScientificJ1800AMNZ
Vannas Nożyczki sprężynoweFST15000-00
XylacineAlbrecht
Ścisk do rzecznejtemperatury

Bibliografia

  1. Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. Stroke. Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).
  2. O'Collins, V. E., et al. 1,026 experimental treatments in acute stroke. Annals of Neurology. 59 (3), 467-477 (2006).
  3. Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
  4. Zhang, Z., et al. A new rat model of thrombotic focal cerebral ischemia. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 17 (2), 123-135 (1997).
  5. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  6. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
  7. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423(2011).
  8. Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
  9. McNutt, M. Journals unite for reproducibility. Science. 346 (6210), 679(2014).
  10. Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
  11. Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).
  12. Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
  13. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  14. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
  15. Jackman, K., Kunz, A., Iadecola, C. Modeling focal cerebral ischemia in vivo. Methods in Molecular Biology. 793, 195-209 (2011).
  16. Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
  17. Rousselet, E., Kriz, J., Seidah, N. G. Mouse model of intraluminal MCAO: cerebral infarct evaluation by cresyl violet staining. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (69), e4038(2012).
  18. Rha, J. H., Saver, J. L. The impact of recanalization on ischemic stroke outcome: a meta-analysis. Stroke. 38 (3), 967-973 (2007).
  19. Liu, J., et al. Transient filament occlusion of the middle cerebral artery in rats: does the reperfusion method matter 24 hours after perfusion. BMC Neuroscience. 13, 154(2012).
  20. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathologica. 133 (2), 245-261 (2017).
  21. Jones, B. J., Roberts, D. J. A rotarod suitable for quantitative measurements of motor incoordination in naive mice. Naunyn-Schmiedebergs Archiv für Experimentelle Pathologie und Pharmakologie. 259 (2), 211(1968).
  22. Bouet, V., et al. The adhesive removal test: a sensitive method to assess sensorimotor deficits in mice. Nature Protocols. 4 (10), 1560-1564 (2009).
  23. Zhang, L., et al. A test for detecting long-term sensorimotor dysfunction in the mouse after focal cerebral ischemia. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 207-214 (2002).
  24. Schallert, T., Fleming, S. M., Leasure, J. L., Tillerson, J. L., Bland, S. T. CNS plasticity and assessment of forelimb sensorimotor outcome in unilateral rat models of stroke, cortical ablation, parkinsonism and spinal cord injury. Neuropharmacology. 39 (5), 777-787 (2000).
  25. Roth, S., Yang, J., Cramer, J., Malik, R., Liesz, A. Detection of cytokine-induced sickness behavior after ischemic stroke by an optimized behavioral assessment battery. Brain, Behavior, and Immunity. 91, 668-672 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mysi model udaruprzej ciowe zamkni cie t tnicy rodkowej m zgulaserowa dopplerometria przep yw wm zgowy przep yw krwiwprowadzanie filamentuobj to zawa uocena neurobehawioralnareperfuzja m zgu
Modelowanie udaru u myszy: przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną zewnętrzną
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.