Protokół obejścia żołądka Roux-en-Y u szczurów przy użyciu zszywaczy liniowych

Podsumowanie

Ominięcie żołądka Roux-en-Y (RYGB) jest wykonywane w leczeniu otyłości i cukrzycy. Jednak mechanizmy leżące u podstaw skuteczności RYGB nie są w pełni poznane, a badania są ograniczone przez trudności techniczne prowadzące do wysokiej śmiertelności w modelach zwierzęcych. Ten artykuł zawiera instrukcje, jak wykonać RYGB u szczurów z wysokimi wskaźnikami sukcesu.

Streszczenie

Bypass żołądkowy Roux-en-Y (RYGB) jest powszechnie stosowany w leczeniu ciężkiej otyłości i cukrzycy typu 2. Jednak mechanizm odchudzania i zmian metabolicznych nie jest dobrze poznany. Uważa się, że rolę odgrywa wiele czynników, w tym zmniejszone spożycie kalorii, zmniejszone wchłanianie składników odżywczych, zwiększone uczucie sytości, uwalnianie hormonów sprzyjających sytości, zmiany w metabolizmie kwasów żółciowych i zmiany w mikrobiocie jelitowej.

Model szczurzego RYGB stanowi idealne ramy do badania tych mechanizmów. Wcześniejsze prace na modelach mysich charakteryzowały się wysoką śmiertelnością, wynoszącą od 17 do 52%, co ograniczało ich adopcję. Modele szczurów wykazują większą rezerwę fizjologiczną na bodźce chirurgiczne i są technicznie łatwiejsze do przyjęcia, ponieważ pozwalają na użycie zszywaczy chirurgicznych. Jednym z wyzwań związanych ze zszywaczami chirurgicznymi jest jednak to, że często pozostawiają one dużą torbę żołądkową, która nie jest reprezentatywna dla RYGB u ludzi.

W tym protokole prezentujemy protokół RYGB u szczurów, który skutkuje małym workiem żołądkowym za pomocą zszywaczy chirurgicznych. Wykorzystując dwa zszywacze, które usuwają przedni żołądek szczura, otrzymujemy mniejszą kieszeń żołądkową, podobną do tej, która występuje po typowym ludzkim RYGB. Zszywanie chirurgiczne skutkuje również lepszą hemostazą niż ostry podział. Dodatkowo przedni żołądek szczura nie zawiera żadnych gruczołów i jego usunięcie nie powinno zmienić fizjologii RYGB.

Utrata masy ciała i zmiany metaboliczne w kohorcie RYGB były znaczące w porównaniu z kohortą pozorowaną, z istotnie niższą tolerancją glukozy po 14 tygodniach. Co więcej, protokół ten ma doskonałą przeżywalność wynoszącą 88,9% po RYGB. Umiejętności opisane w tym protokole można nabyć bez wcześniejszego doświadczenia mikrochirurgicznego. Po opanowaniu, procedura ta zapewni powtarzalne narzędzie do badania mechanizmów i skutków RYGB.

Wprowadzenie

Otyłość i cukrzyca typu 2 stały się ogólnoświatowymi epidemiami¹. Chociaż medyczne odchudzanie może poprawić cukrzycę u pacjentów, osoby z ciężką cukrzycą odnoszą największe korzyści z operacji bariatrycznej. Chirurgia bariatryczna okazała się bezpieczna i skuteczna w utracie wagi oraz poprawie lub leczeniu cukrzycy typu 2^2,3, nawet u osób z długotrwałą chorobą⁴. Metaboliczne procedury bariatryczne, takie jak obecny złoty standard operacji pomostowania żołądka Roux-en-Y (RYGB), wywołują szybką i trwałą poprawę homeostazy glukozy, jednocześnie zmniejszając zapotrzebowanie na leki przeciwcukrzycowe^5,6,7.

Po RYGB, poprawa homeostazy glukozy następuje szybko i jest niezależna od utraty wagi⁸. Zaproponowano dwie główne teorie wyjaśniające zmiany metaboliczne związane z remisją cukrzycy, które zachodzą po operacji metabolicznej. Po pierwsze, hipoteza jelita tylnego postuluje, że po obejściu wyższe stężenia niestrawionych składników odżywczych docierają do dystalnego odcinka jelita, zwiększając uwalnianie hormonów, takich jak GLP-1. Z drugiej strony hipoteza jelita przedniego sugeruje, że ominięcie proksymalnego jelita zmniejsza wydzielanie hormonów antyinkretynowych. Oba te efekty mogą prowadzić do wczesnej poprawy metabolizmu glukozy⁹.

Modele zwierzęce mają potencjał, aby stać się potężnym narzędziem do badania tych mechanizmów. Jednak główną przeszkodą w wykorzystaniu modeli myszy lub szczurów jest trudność techniczna w wykonywaniu tych procedur. Większość badań opierała się na modelach mysich lub szczurzych^10,11,12. Modele mysie były trudne, ponieważ żołądek myszy jest zbyt mały, aby używać zszywaczy¹¹, a wskaźniki śmiertelności są niedopuszczalnie wysokie, wahając się od 17 do 52%¹³. U szczurów niektóre protokoły pozostają technicznie trudne do wykonania ze względu na skomplikowane podwiązanie naczyń żołądkowych przed podziałem żołądka^12,14. Inne modele dzielą żołądek za pomocą zszywacza, ale pozostawiają dużą torbę, która nie jest zgodna z postem RYGB human anatomy¹¹. W tym modelu podajemy szczegółowe instrukcje, jak wykonać RYGB za pomocą zszywaczy liniowych w modelu szczura, w wyniku czego worek żołądkowy jest bardziej zgodny z anatomią człowieka. Ogólnie rzecz biorąc, procedura ta wiązała się z doskonałymi wskaźnikami przeżycia i wynikami metabolicznymi.

Protokół

Protokoły użytkowania zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Naukach o Zdrowiu na Uniwersytecie Alberty (AUP00003000). Zobacz Rysunek 1 przedstawia diagram przedstawiający anatomię RYGB.

1. Obejście żołądka Roux-en-Y

1. Przygotowanie zwierząt i przygotowanie operacyjne
   1. Na tydzień przed operacją należy zapewnić szczurom doustną terapię nawadniającą i dietę płynną oprócz stałej diety i wody, aby przyzwyczaić je do nowej diety.
   2. Szybkie szczury z dostępem do wody tylko przez 12-18 godzin przed zabiegiem.
      1. Upewnij się, że szczury są przymocowane na podniesionej drucianej platformie, aby nie mogły spożywać materiału ściółkowego.
   3. Szczurom należy wstrzyknąć podskórnie długo podawaną buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (SR) w dawce 1 mg/kg mc. bezpośrednio przed zabiegiem chirurgicznym.
   4. Autoklaw wszystkie narzędzia chirurgiczne, ręczniki i zasłony.
   5. Wyczyść powierzchnię operacyjną, poduszkę grzewczą i stożek znieczulający na nos 70% etanolem.
   6. Ustaw powierzchnię operacyjną za pomocą mikroskopu operacyjnego, aparatu anestezjologicznego i materiałów eksploatacyjnych w sposób ergonomiczny dla chirurga operującego.
   7. Użyj poduszki grzewczej o regulowanej temperaturze i ustaw ją na 37 °C.
   8. Umieść sterylną zasłonę lub ręcznik na poduszce grzewczej.
   9. Napełnij sterylną stożkową probówkę o pojemności 50 ml 0,9% solą fizjologiczną.
2. Indukcja i przygotowanie znieczulenia
   1. Indukuj znieczulenie za pomocą 4% izofluranu zgodnie z wcześniej ustalonymi protokołami¹⁵.
   2. Wywieraj nacisk na tylną część stopy wszystkich czterech kończyn, aby upewnić się, że nie ma reakcji bólowej.
   3. Sprawdzaj odpowiednie znieczulenie i częstość oddechów co 5 minut.
   4. Nałóż lubrykant na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
   5. Ogol włosy z brzucha.
   6. Oczyść brzuch roztworem jodu powidonu. Poczekaj, aż roztwór wyschnie i zmień na sterylne rękawiczki.
   7. Udrapuj szczura otworem w serwecie, aby odsłonić brzuch.
   8. Umieść narzędzia, szwy, waciki i strzykawkę o pojemności 10 ml w miejscu umożliwiającym łatwy dostęp podczas zabiegu.
3. Laparotomia medianowa
   1. Wykonaj 3-centymetrowe nacięcie w górnej linii środkowej brzucha za pomocą skalpela, tuż poniżej wyrostka ksyloidalnego jako punktu orientacyjnego.
   2. Za pomocą nożyczek podziel powięź i otrzewną, uważając, aby pozostać w linii środkowej na kresie białej, aby zmniejszyć krwawienie z mięśnia prostego brzucha. Jeśli wystąpi krwawienie, opanuj je za pomocą koagulacji termicznej lub elektrokoagulacji.
4. Mobilizacja żołądka
   1. Za pomocą dwóch mokrych bawełnianych wacików tępo wypreparuj końcówki żołądkowe.
   2. W przypadku napotkania gęstych zrostów należy ostrożnie podzielić przyczepy żołądkowe za pomocą kauteryzacji termicznej, aby uniknąć kauteryzacji żołądka. Ostro podziel więzadło między żołądkiem a dodatkowym płatem wątroby, aby zmniejszyć ryzyko rozerwania wątroby przy mobilizacji żołądka.
   3. W przypadku większych naczyń krwionośnych, zwłaszcza w krótkich tętnicach żołądkowych, podwiązaj za pomocą szwu polipropylenowego 6-0.
   4. Utwórz okno po prawej dystalnej stronie przełyku, ale proksymalnie do lewej tętnicy żołądkowej. Upewnij się, że bawełniany wacik może sięgać do tego obszaru z tyłu. Żołądek jest odpowiednio zmobilizowany, gdy można go wyprowadzić na zewnątrz brzucha.
5. Zidentyfikuj i podziel jelito czcze
   1. Zidentyfikuj więzadło Treitza, podążając za jelitem czczym proksymalnie, aż zauważysz, że jest ono przyczepione do poprzecznej okrężnicy.
   2. Zmierz 7 cm dystalnie, zidentyfikuj miejsce między naczyniami krezkowymi i podziel jelito mikronożyczkami. Unikaj plam Peyera podczas dzielenia jelita. Uważaj, aby dzielić tylko jelito, a nie krezkę.
   3. Umieść czystą, nasączoną solą gąbkę przed podziałem jelita, aby zminimalizować zanieczyszczenie.
   4. Sprawdź, czy w krezce na granicy jelita cienkiego znajduje się małe naczynie krzyżujące się i podziel je kauteryzacją, aby uniknąć krwawienia.
   5. Kontynuuj dzielenie krezki na 1 cm w kierunku podstawy krezki.
   6. Zidentyfikuj bliższe i dystalne jelito czcze. Umieść bliższe jelito czcze pod mokrą gazą po prawej stronie szczura, a dystalne jelito czcze po lewej stronie szczura.
6. Zszywanie żołądka
   1. Włóż liniowy zszywacz tnący 45 mm z wysokością zszywek 3,5 mm w poprzek białej linii przedbrzucha, aby utworzyć mniejszą torebkę. Odczekaj 10 sekund przed odpaleniem zszywacza.
   2. Uciskaj gazą zszywki przez 1 minutę, aby zapewnić hemostazę. Jeśli hemostaza nie zostanie osiągnięta za pomocą samego ciśnienia, krwawienie wzdłuż linii zszywek jest przeszywane za pomocą polipropylenu 6-0 z ośmioma szwami.
   3. Wykonaj drugi ogień zszywki przez żołądek do utworzonego wcześniej okna. Odczekaj 10 sekund przed odpaleniem zszywacza. Nacisk jest utrzymywany wzdłuż linii zszywek, aby zapewnić hemostazę i może być konieczne przeszycie.
7. Gastrojejunostomia
   1. Wykonaj gastrotomię natychmiast po zszyciu żołądka. Opóźnienia w tym mogą powodować wzdęcie i zachłyśnięcie żołądka, ponieważ żołądek jest nieciągły po drugim zszywce żołądkowej.
   2. Za pomocą skalpela z 11 ostrzami wykonaj gastrotomię w dystalnym woreczku. Odciągnąć treść żołądkową przez gastrotomię. Jest to ważne, aby zapobiec wzdęciom i aspiracjom żołądka. Wydłuż tę gastrotomię za pomocą mikronożyczek do około 5 mm. Gastrotomia jest na tyle duża, że końcówka wacika po prostu się zmieści.
   3. Zmobilizuj dystalny koniec jelita czczego przylegającego do gastrotomii i umieść tak, aby krezka nie była skręcona.
   4. Podczas zszywania zespolenia upewnij się, że jelito jest wilgotne, przykrywając je gazą nasączoną solą fizjologiczną i regularnie ponawiając sól fizjologiczną.
   5. Za pomocą nici 6-0 z polidioksanonu lub polipropylenu założyć szew podtrzymujący na dolnym brzegu zespolenia i delikatnie schować za pomocą zatrzasku. Zawiąż trzema węzłami.
   6. Założyć szew rozwleczony na górnym brzegu zespolenia i delikatnie schować za pomocą zatrzasku. Zawiąż sześcioma węzłami.
   7. Zszyj przednią stronę zespolenia w sposób ciągły, pobierając zgryzy o szerokości 1 mm i odległości od siebie 1 mm, uważając, aby uniknąć zajęcia tylnej strony.
   8. Gdy szew dotrze do dolnego szwu podciągowego, zwiąż je ze sobą dodatkowymi sześcioma węzłami.
   9. Gdy przednia strona jest gotowa, odwróć jelito i żołądek i przeprowadź szew dolnego odstępu przez ubytek krezkowy. Ponownie załóż zatrzask i wycofaj się dolnie.
   10. Na tylną stronę zespolenia należy umieścić szwy przerywane 6-0 na całej grubości, o szerokości 1 mm i w odstępach 1 mm od siebie, uważając, aby nie zająć tylnej strony. Są one wiązane sześcioma węzłami każdy.
       UWAGA: Przednia strona zespolenia jest zszywana w sposób ciągły, podczas gdy tylna strona jest wykonywana w sposób przerywany. Zapobiega to potencjalnemu zwężeniu lub zwężeniu związanemu z ciągłym zamykaniem obwodu.
   11. Sprawdź, czy nie ma wycieku, delikatnie przesuwając zawartość światła w poprzek zespolenia. Jeśli są obszary z przeciekiem, ostrożnie wzmocnij je przerwanymi szwami. Uważaj, aby nie zabierać tylnej ściany podczas wzmacniania dodatkowymi szwami.
8. Jejunojejunostomia
   1. Od gastrojejunostomii odmierz 20 cm dystalnie.
   2. Wykonaj jejunotomię po stronie antykrezki za pomocą skalpela z 11 ostrzami. Unikaj wykonywania jejunotomii nad plastrami Peyera.
   3. Przedłuż tę jejunotomię za pomocą mikronożyczek, tak aby była tej samej wielkości co kończyna biliotrzustkowa. Upewnij się, że bawełniany wacik pasuje do środka.
   4. Umieść kończynę żółciowo-trzustkową tak, aby nie było skręcenia krezki.
   5. Zespolenie należy wykonać podobnie jak w przypadku gastrojejunostomii z założeniem szwów odciągowych 6-0 po stronie górnej i dolnej. Strona przednia wykonywana jest szwami ciągłymi, natomiast strona tylna jest wykonywana szwami przerywanymi.
   6. Upewnij się, że jelita są wilgotne z solą fizjologiczną podczas tego zespolenia.
   7. Sprawdź, czy nie ma wycieków, delikatnie przepychając zawartość luminalną przez zespolenie. Jeśli są obszary z przeciekiem, wzmocnij je przerwanymi szwami.
9. Zmień położenie jelit i żołądka
   1. Upewnij się, że nie ma skręcenia torebki, resztek żołądka lub wątroby. Upewnij się, że lewy płat wątroby znajduje się przed żołądkiem i nie jest uwięziony za workiem, ponieważ może to spowodować uciskowe niedokrwienie wątroby.
   2. Ustaw jelito w jamie brzusznej w jego naturalnej pozycji, tak aby nie było skrętu.
10. Zamknięcie brzucha
    1. Zamknąć powięź za pomocą poliglaktyny 3-0 w sposób ciągły. Można również użyć polidioksanonu 3-0.
    2. Zamknij skórę jedwabiem 2-0 w sposób ciągły.
11. Pojawienie się środka znieczulającego
    1. Zmniejsz izofluran do zera, ale kontynuuj podawanie tlenu.
    2. Podaj znieczulenie miejscowe jako blokadę rozpryskującą do nacięcia.
    3. Podawać 10 ml podskórnej 5% dekstrozy w soli fizjologicznej (D5NS) w tkankę podskórną za szyją.
    4. Umieść elżbietańską obrożę dla szczurów, zanim szczur w pełni się obudzi. Uważaj, aby dopasować go ciasno, ale nie za ciasno, aby powodować dyskomfort.
       UWAGA: Obrożę należy założyć do 5 dnia, aby zapobiec rozejściu się rany.

2. Pozorna operacja

UWAGA: Operacja pozorowana jest wykonywana podobnie jak RYGB, jednak nie wykonuje się żadnych zespoleń.

1. Tworzy się gastrotomię, a następnie zamyka się ją szwami 6-0 polidioksanonowymi lub polipropylenowymi.
2. Jejunotomia jest tworzona 7 cm dystalnie do więzadła Treitza, a następnie zamykana szwami 6-0 polidioksanonowymi lub polipropylenowymi.

3. Opieka pooperacyjna

1. Opieka pooperacyjna
   1. Szczury domowe należy trzymać pojedynczo i trzymać je na podniesionych platformach drucianych do czasu ponownego wprowadzenia stałego pokarmu, aby zapobiec spożyciu ściółki i zasłanianiu światła.
      UWAGA: Dieta pooperacyjna jest wznawiana stopniowo, ponieważ obrzęk w miejscu gastrojejunostomii może powodować niedrożność przy wczesnym wznowieniu stałej diety.
   2. Codziennie sprawdzaj stopy, gdy szczury znajdują się na podniesionych platformach drucianych, pod kątem zmian skórnych.
   3. Trzymaj szczury na wodzie i doustnej diecie nawadniającej przez pierwsze 72 godziny.
   4. Podawać 10 ml D5NS co 12 godzin przez pierwsze 72 godziny.
   5. Buprenorfinę o krótkim działaniu należy podawać podskórnie w dawce 0,01 mg/kg, jeśli szczury odczuwają ból. Skala grymasu szczura służy do oceny bólu¹⁶.
   6. W 3 dniu po operacji dodaj płynną dietę gryzoni. Kontynuuj terapię nawadniającą wodą i doustnie.
   7. W 5 dniu po operacji wznowij dietę wysokotłuszczową. Kontynuuj podawanie diety wodnej i płynnej. Zdejmij kołnierz elżbietański.
   8. W 7 dobie pooperacyjnej należy odstawić dietę płynną.
   9. Usunąć szwy skórne w 10-14 dobie pooperacyjnej.

Wyniki

Zwierzęta i warunki utrzymania
36 samców szczurów Wistar utrzymywano w parach i karmiono sterylną dietą wysokotłuszczową dla gryzoni (60%) począwszy od szóstego tygodnia życia (Rysunek 2). W 16. tygodniu życia poddano je operacji RYGB lub zabiegowi pozorowanemu (sham). Po pierwszym tygodniu pooperacyjnym szczury ponownie zaczęły otrzymywać dietę wysokotłuszczową. Połowę szczurów uśmiercono 2 tygodnie po operacji, a drugą połowę 14 tygodni po operacji.

Dyskusja

RYGB polega na utworzeniu małej torebki żołądkowej (mniej niż 30 ml) oraz utworzeniu kończyny żółciowo-trzustkowej i kończyny Roux (ryc. 1). U ludzi kończyna żółciowo-trzustkowa ma zwykle od 30 do 50 cm i transportuje wydzieliny z resztek żołądka, wątroby i trzustki. Kończyna Roux ma zwykle od 75 do 150 cm długości i jest głównym kanałem dla spożywanego pokarmu. Wspólny kanał to pozostała część jelita cienkiego dystalnie do miejsca, w którym łączą się dwie kończyny i gdzie zachodzi większość...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
2-0 Nici jedwabne	Ethicon	K533
3-0 Nici Vicryl	Ethicon	J219H
4% Izofluran	N/A	/A
% roztwór dekstrozy i 0,9% chlorku sodu - 1000 ml	wirówkowe Baxter	2B1064
50 ml	Fisher Scientific	14-432-22
6-0 Nici prolenowe	Ethicon	8805H
Aparat anestezjologiczny	N/A	/A
Golarka do włosów zwierzęcych	N/A	N/A
Betadine	Solution N/A	N/A
Castrojievo Uchwyt na igły z blokadą 14 cm (gładki zakrzywiony)	World Precision Instruments	503258
ECHELON FLEX Przegubowy endoskopowy nóż liniowy	Ethicon	Pęseta ekonomiczna EC45A
#4	World Precision Instruments	501978
Przegubowy nóż liniowy ENDOPATH ETS 45 mm Reloads	Kontroler	6R45B
z podkładką ocieplającą (15,2 cm szer. x 20,3 cm dł.), sondą temperatury podkładki i 10 jednorazowymi, niesterylnymi ochraniaczami na rękawy	Kent Scientific	RT-0515
Duży szczur Obroża	elżbietańskaKent Scientific	EC404VL-10
Rurka do karmienia w płynnej diecie (150 ml)	Bio-Serv	9007
Uchwyt na rurkę do karmienia w płynnej diecie (krótki regulowany)	Bio-Serv	9015
Kleszczyki do mikrokomarów	Świat Precyzyjne instrumenty	500452
Mikronożyczki	Światowe instrumenty precyzyjne	503365
Dieta mysie, kalorie o wysokiej zawartości tłuszczu (60%), miękkie granulki	Bio-Serv	S3282
No. 11 Ostrze i rękojeść skalpela	N/A	/A
Mikroskop chirurgiczny OPMI Vario	ZEISS	S88
Tecniplast	GM500150 Siatka
gryzoni Liquid Diet, Lieber-DeCarli '82, kontrola, 4 litry/worek	Bio-Serv	F1259
Irygacja chlorkiem sodu 0,9% roztwór - 500 ml	Baxter	JF7633
Sterylne waciki bawełniane	N/A	N/A
Sterylna serweta	N	/A N/A
Jednostka kauteryzacji termicznej	Precision Instruments	501293

N 5 Stożkowe probówki N podkładek grzewczych dalekiej podczerwieni Ethicon N Siatka podłogowa podłogowa dla Sterylny ręcznik N/A N/A Nie dotyczy World