Ten protokół opisuje metodę uzyskiwania danych z funkcjonalnego rezonansu magnetycznego (rs-fMRI) w stabilnym stanie spoczynku od szczura przy użyciu niskiej dawki izofluranu w połączeniu z niską dawką deksmedetomidyny.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Akwizycja danych z funkcjonalnego rezonansu magnetycznego w stanie spoczynku u szczura
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Funkcjonalne obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego w stanie spoczynku (rs-fMRI) stało się coraz bardziej popularną metodą badania funkcji mózgu w stanie spoczynku, bez wykonywania zadania. Protokół ten opisuje przedkliniczną metodę przeżycia w celu uzyskania danych rs-fMRI. Połączenie małych dawek izofluranu z ciągłym wlewem agonisty receptora adrenergicznego α2 deksmedetomidyny zapewnia solidną opcję stabilnego, wysokiej jakości pozyskiwania danych przy jednoczesnym zachowaniu funkcji sieci mózgowej. Co więcej, procedura ta pozwala na spontaniczne oddychanie i prawie normalną fizjologię u szczura. Dodatkowe sekwencje obrazowania można łączyć z akwizycją w stanie spoczynku, tworząc eksperymentalne protokoły o stabilności znieczulenia do 5 godzin przy użyciu tej metody. Protokół ten opisuje konfigurację sprzętu, monitorowanie fizjologii szczura podczas czterech odrębnych faz znieczulenia, pozyskiwanie skanów stanu spoczynku, ocenę jakości danych, powrót do zdrowia zwierzęcia oraz krótkie omówienie analizy danych po przetworzeniu. Protokół ten może być stosowany w wielu różnych przedklinicznych modelach gryzoni, aby pomóc w ujawnieniu wynikających z tego zmian w sieci mózgowej, które zachodzą w spoczynku.
Wprowadzenie
Funkcjonalne obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego w stanie spoczynku (rs-fMRI) jest miarą sygnału zależnego od poziomu tlenu we krwi (BOLD), gdy mózg jest w spoczynku i nie jest zaangażowany w żadne konkretne zadanie. Sygnały te można wykorzystać do pomiaru korelacji między regionami mózgu w celu określenia funkcjonalnej łączności w sieciach neuronowych. rs-fMRI jest szeroko stosowany w badaniach klinicznych ze względu na jego nieinwazyjność i niewielki wysiłek wymagany od pacjentów (w porównaniu z fMRI opartym na zadaniach), co czyni go optymalnym dla różnych populacji pacjentów1.
Postęp technologiczny pozwolił na dostosowanie rs-fMRI do użycia w modelach gryzoni w celu odkrycia mechanizmów leżących u podstaw stanów chorobowych (zobacz odniesienie2 w celu przeglądu). Przedkliniczne modele zwierzęce, w tym modele chorób lub nokautów, pozwalają na szeroki zakres manipulacji eksperymentalnych, które nie mają zastosowania u ludzi, a badania mogą również wykorzystywać próbki pośmiertne w celu dalszego ulepszenia eksperymentów2. Niemniej jednak, ze względu na trudności zarówno w ograniczaniu ruchu, jak i łagodzeniu stresu, akwizycja MRI u gryzoni jest tradycyjnie wykonywana w znieczuleniu. Środki znieczulające, w zależności od ich farmakokinetyki, farmakodynamiki i celów molekularnych, wpływają na przepływ krwi w mózgu, metabolizm mózgu i potencjalnie wpływają na szlaki sprzężenia nerwowo-naczyniowego.
Podjęto wiele wysiłków w celu opracowania protokołów anestezjologicznych, które zachowują sprzężenie nerwowo-naczyniowe i funkcję sieci mózgowej3,4,5,6,7,8. Wcześniej informowaliśmy o schemacie znieczulającym, w którym stosowano niską dawkę izofluranu wraz z niską dawką agonisty receptora adrenergicznego α2 deksmedetomidyny9. Szczury poddane tej metodzie znieczulenia wykazywały silne reakcje BOLD na stymulację wąsów w regionach zgodnych z ustalonymi szlakami projekcyjnymi (brzuszno-boczne i brzuszno-przyśrodkowe jądra wzgórza, pierwotna i wtórna kora somatosensoryczna); Konsekwentnie wykrywane są również duże sieci mózgowe w stanie spoczynku, w tym sieć trybu domyślnego10,11 i salience network12. Co więcej, ten protokół znieczulenia pozwala na wielokrotne obrazowanie tego samego zwierzęcia, co jest ważne dla monitorowania postępu choroby i efektu eksperymentalnych manipulacji wzdłużnych.
W obecnym badaniu szczegółowo opisujemy warunki eksperymentalne, przygotowanie zwierząt i procedury monitorowania fizjologicznego. W szczególności opisujemy poszczególne fazy znieczulenia i pozyskiwanie skanów podczas każdej fazy. Jakość danych jest oceniana po każdym skanowaniu w stanie spoczynku. W dyskusji zamieszczono również krótkie podsumowanie analizy poskanowej. Laboratoria zainteresowane odkryciem potencjału wykorzystania rs-fMRI u szczurów uznają ten protokół za przydatny.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone na skanerze MRI 9,4 T i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Dartmouth College. Uzyskano dodatkową zgodę na nagrywanie i pokazywanie zwierząt wykorzystanych w filmie i na poniższych rysunkach.
1. Przygotowania przed skanowaniem
- Linia do infuzji podskórnej
- Częściowo wyjąć igłę 23 G z opakowania, tak aby czubek igły pozostał sterylny.
- Mocno przytrzymaj piastę igły i użyj żyletki, aby naciąć trzon igły w miejscu, w którym styka się z piastą.
- Zacisnąć uchwyt igły wokół wału bezpośrednio pod podcięciem i delikatnie oderwać wałek od piasty.
- Włóż 1/3 trzonka igły (koniec) do wcześniej wysterylizowanej linii PE50 o długości wystarczającej długości, aby rozciągała się od pompy leku do zwierzęcia wewnątrz otworu magnesu.
- Rozcieńczanie deksmedetomidyny i atipamezolu
- Przygotować roztwór rozcieńczonego chlorowodorku deksmedetomidyny, używając 0,5 ml bulionu 0,5 mg/ml zmieszanego z 9,5 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej w przezroczystej, sterylnej szklanej butelce (rozcieńczone stężenie = 0,025 mg/ml).
- Przygotować roztwór rozcieńczonego atipamezolu, używając 0,1 ml bulionu 5 mg/ml zmieszanego z 9,9 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej w przezroczystej, sterylnej szklanej butelce (stężenie rozcieńczone = 0,05 mg/ml).
- Parametry skanowania
- Parametry przedstawione w Tabeli 1 służą do przygotowania sekwencji skanowania.
2. Faza 1 znieczulenia: Indukcja i przygotowanie zwierząt
- Instalacji
- Upewnij się, że wszystkie urządzenia są włączone i działają prawidłowo, w tym mieszalnik tlenu i powietrza, poduszka grzewcza i aktywny system oczyszczania (patrz Rysunek 1).
- Ustaw nastawę temperatury systemu grzewczego na 37.5 °C.
- Indukcja zwierząt
- Umieścić zwierzę (90-dniowy samiec szczura Sprague Dawley) w komorze indukcyjnej i wywołać znieczulenie 2,5% izofluranem w 30% powietrzu wzbogaconym tlenem.
UWAGA: Można używać zwierząt w szerokim zakresie wieku i obu płci. - Po znieczuleniu zwierzęcia wyjmij je z komory, zważ zwierzę i umieść je w stożku nosowym (o stężeniu 2,5% izofluranu) na poduszce grzewczej w przestrzeni przygotowawczej.
- Umieścić zwierzę (90-dniowy samiec szczura Sprague Dawley) w komorze indukcyjnej i wywołać znieczulenie 2,5% izofluranem w 30% powietrzu wzbogaconym tlenem.
- Przygotowanie zwierząt
- Nałóż maść nawilżającą okulistyczną na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu.
- Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.
- Użyj maszynki do strzyżenia, aby ogolić kwadratowy obszar o wymiarach 2 na 2 cale w dolnej części lędźwiowej grzbietu zwierzęcia (tj. bezpośrednio nad ogonem).
- Podawać 0,015 mg/kg roztworu deksmedetomidyny we wstrzyknięciu dootrzewnowym (i.p.) (np. szczur o wadze 300 g otrzyma 0,18 ml) w prawy dolny kwadrant brzucha za pomocą igły 25 G.
- Przełączyć przepływ izofluranu z miejsca przygotowania do kołyski dla zwierząt.
- Przenieś zwierzę do kołyski dla zwierząt. Umieść przednie zęby szczura bezpiecznie nad i w drążku gryzowym. Nasuń stożek nosowy na nos, aby zapewnić ścisłe dopasowanie.
UWAGA: Jeśli stożek nosowy nie zakrywa dolnej szczęki, użyj folii parafinowej, aby delikatnie przytrzymać szczękę zamkniętą, jednocześnie uszczelniając wokół stożka nosowego. - Umieść wkładkę oddechową pod brzuchem szczura poniżej klatki piersiowej i ustaw ją ponownie, aż przebieg oddechu pokaże głębokie koryto wyśrodkowane na każdym oddechu (patrz przebieg oddechu w Rysunek 2).
- Monitoruj oddech zwierzęcia za pomocą oprogramowania do monitorowania fizjologii. Przejdź do następnej fazy znieczulenia, gdy oddech jest mniejszy niż 40 oddechów/min (bpm; około 5 minut po wstrzyknięciu deksmedetomidyny).
3. Faza 2 znieczulenia: Ustawienie zwierząt
- Włóż wkładki douszne do kanału słuchowego, aby ustabilizować głowę szczura w kołysce dla zwierząt. Po ustawieniu pociągnij do przodu drążek do zgryzu i upewnij się, że głowa się nie porusza. W razie potrzeby ponownie wyreguluj stożek nosowy i folię parafinową (patrz Rysunek 3a).
- Włóż sondę temperatury do wstępnie nasmarowanej, jednorazowej osłony sondy. Delikatnie włóż sondę temperatury około 1/2" do odbytnicy i przyklej ją do podstawy ogona taśmą medyczną.
- Umieść klips pulsoksymetru w okolicy śródstopia tylnej stopy, upewniając się, że źródło światła znajduje się na spodzie stopy (dłoni).
UWAGA: Obrót klipsa może mieć wpływ na sygnał; W ten sposób stworzenie uchwytu, który utrzyma łapę i klips w pozycji pionowej, doprowadzi do większej stabilności. Należy również pamiętać, że dopóki szczur nie osiągnie normalnej temperatury ciała, nasycenie tlenem może być niskie (<95%). - Na podstawie masy ciała szczura należy obliczyć szybkość infuzji, aby wyrzucić 0,015 mg/kg/h deksmedetomidyny (szczur otrzymujący 300 g otrzymuje 0,18 ml/h).
- Ustawić pompę leku tak, aby wyrzucała obliczoną szybkość infuzji.
- Napełnić strzykawkę o pojemności 3 ml sterylnym, rozcieńczonym roztworem deksmedetomidyny i włożyć końcówkę igły do otwartego końca wysterylizowanego przewodu infuzyjnego (rozciągającego się od pompy lekowej do kołyski dla zwierząt z uprzednio założoną igłą podskórną). Napełnić linię i zabezpieczyć strzykawkę w uchwycie strzykawki pompy leku.
- Przesunąć blok popychacza do przodu, aż dotknie tłoka, a lek zostanie wydalony na igłę, upewniając się, że linia infuzyjna jest całkowicie wypełniona.
- Za pomocą chusteczki nasączonej alkoholem oczyść ogolony obszar, aby usunąć wszelkie zabłąkane włosy.
- Ściśnij skórę mniej więcej na szerokość dwóch palców powyżej podstawy ogona. Wprowadzić 1/3 igły z linii infuzyjnej do skóry namiotu.
- Przymocuj igłę do skóry za pomocą 3-calowego kawałka szerokiej taśmy medycznej. Umieść drugi kawałek szerokiej taśmy medycznej na pierwszym, w poprzek szczura i przymocuj po obu stronach kołyski dla zwierząt (patrz Rysunek 4).
UWAGA: Niezwykle ważne jest, aby igła ferromagnetyczna była dobrze zabezpieczona, aby zapobiec przesuwaniu się podczas skanowania. - Rozpocząć infuzję podskórnej deksmedetomidyny.
- Umieść kawałek gazy na grzbiecie nosa szczura, aby stworzyć równą powierzchnię dla cewki. Użyj taśmy papierowej, która nie zakłóca sygnału MRI, aby przymocować cewkę do głowy szczura, centrując ją nad mózgiem (patrz Rysunek 3b,c).
- Zabezpiecz wszystkie przewody i w kołysce dla zwierząt taśmą laboratoryjną i sprawdź, czy wszystkie sygnały fizjologiczne są stabilne (patrz Rysunek 2).
- Połóż ręczniki papierowe na zwierzęciu, przymocowując je do kołyski dla zwierząt za pomocą taśmy laboratoryjnej. Jeśli korzystasz z systemu ogrzewania powietrznego, owiń plastikowy arkusz wokół całej kołyski, aby zatrzymać ciepłe powietrze.
- Przenieś zwierzę do otworu i dostrój magnes.
4. Znieczulenie fazy 3: Akwizycja skanu anatomicznego
- Zmniejsz poziom izofluranu do 1,5%, co powoduje stały wzrost oddychania do około 45-50 uderzeń na minutę. Pozostań na tym poziomie przez cały czas trwania badania anatomicznego.
- Użyj skanowania lokalizatora FLASH, aby upewnić się, że mózg jest wyrównany z izocentrum magnesu (Rysunek 5a). Zmień pozycję zwierzęcia i powtórz w razie potrzeby.
- Uruchom skanowanie lokalizatora RARE o wyższej rozdzielczości i użyj tego wyniku, aby wyrównać 15 strzałkowych wycinków wyśrodkowanych w poprzek mózgu (od lewej do prawej, Rysunek 5b).
- Używając środkowego przekroju strzałkowego, wyrównaj środkowy wycinek osiowy do dekusji spoidła przedniego, które pojawia się jako ciemna plama (Rysunek 5c). Zwróć uwagę na przesunięcie plasterka, które ma być używane później w skanowaniu w stanie spoczynku.
- Uzyskaj 23 wycinki przy użyciu protokołów osiowych FLASH i RARE, aby pomóc w rejestracji we wspólnej przestrzeni podczas analizy po skanowaniu.
- Przesuń podkładkę w poprzek całego mózgu, używając sekwencji PRESS.
5. Faza 4: Akwizycja skanowania w stanie spoczynku
- Po wykonaniu skanów anatomicznych zmniejsz izofluran do 0,5% do 0,75%, dostosowując tak, aby oddychanie zwierzęcia wynosiło 60-65 oddechów na minutę. Pozostań na tym poziomie przez co najmniej 10 minut przed rozpoczęciem skanowania w stanie spoczynku, aby zapewnić stabilność.
- Gdy fizjologia jest stabilna (zakres oddechów wynosi 60-75 uderzeń na minutę bez sapania lub nieprawidłowości, temperatura ciała wynosi 37,5 ± 1,0 °C, a nasycenie tlenem wynosi 95% lub więcej), uzyskaj 15-warstwowy skan EPI przy użyciu tego samego przesunięcia warstwy, co anatomiczna seria osiowa.
- Po zakończeniu każdego skanowania stanu spoczynku sprawdź jakość za pomocą niezależnej analizy składowych (ICA) w celu dekompozycji danych na składniki przestrzenne i czasowe.
- Uzyskaj co najmniej trzy wysokiej jakości skany stanu spoczynku.
6. Odzyskiwanie po skanowaniu
- Po zakończeniu skanowania należy zwiększyć stężenie izofluranu do 2% i przerwać podawanie podskórne deksmedetomidyny.
- Wyjmij kołyskę dla zwierząt z otworu magnesu, rozwiń zwierzę i wyjmij nauszniki, sondę temperatury, klips pulsoksymetru i igłę deksmedetomidyny.
- Wstrzyknąć 0,015 mg/kg rozcieńczonego roztworu atipamezolu w mięsień tylnej nogi szczura za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml z igłą 25 G (tj. szczur o wadze 300 g otrzyma 0,09 ml).
- Umieść szczura z powrotem w klatce domowej na poduszce grzewczej i monitoruj, aż zwierzę zacznie chodzić.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Po każdym skanie w stanie spoczynku stabilność jest oceniana za pomocą analizy niezależnych komponentów (ICA; przykładowy skrypt zawarty w Plikach uzupełniających). Rysunek 6 przedstawia przykłady wyników komponentów ze skanów w stanie spoczynku. Rysunek 6a pokazuje komponent sygnału ze skanu o wysokiej stabilności. Należy zauważyć, że przestrzennie komponent wykazuje wysoką regionalność. W przebiegu czasowym poniżej komponentu przestrzennego sy...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Stabilność zwierzęcia, zarówno fizyczna, jak i fizjologiczna, jest kluczem do uzyskania wysokiej jakości danych dotyczących stanu spoczynku. Protokół ten osiąga stabilność, przechodząc przez cztery odrębne fazy znieczulenia. Konieczne jest, aby zwierzę spełniło ustalone progi fizjologiczne przed przejściem do następnej fazy znieczulenia; Ponieważ metoda ta opiera się na fizjologicznych mechanizmach autoregulacyjnych, poszczególne zwierzęta mogą wymagać nieco innej ilości czasu w każdej fazie znieczulenia. Z naszego doświ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez fundusze z National Institute of Health (NIH)'s National Institute on Drug Abuse (NIDA) [DJW, EDKS i EMB były wspierane przez Grant R21DA044501 przyznany Alanowi I. Greenowi, a DJW był wspierany przez Grant T32DA037202 dla Alana J. Budneya] oraz National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism (NIAAA) [Grant F31AA028413 dla Emily D. K. Sullivan]. Dodatkowe wsparcie zostało zapewnione przez fundusz fundacyjny Alana I. Greena, który był profesorem psychiatrii Raymonda Sobela w Dartmouth.
Hanbing Lu jest wspierany przez National Institute on Drug Abuse Intramural Research Program, NIH.
Autorzy pragną podziękować zmarłemu Alanowi I. Greenowi. Jego niezachwiane zaangażowanie w dziedzinę współwystępujących zaburzeń przyczyniło się do nawiązania współpracy między autorami. Dziękujemy mu za jego mentoring i wskazówki, których będzie nam bardzo brakowało.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 9.4T MRI | Varian/Bruker | Varian zaktualizowany o konsolę Bruker z oprogramowaniem Paravision 6.0.1 | |
| Mieszalnik powietrzno-tlenowy | Sechrist | Model 3500CP-G | |
| Analiza funkcjonalnych neuroobrazów (AFNI) | NIMH/NIH | Wersja AFNI_18.3.03 | Bezpłatnie dostępne pod adresem: https://afni.nimh.nih.gov/ |
| Kołyska dla zwierząt | RAPID Biomedical | LHRXGS-00563 | uchwyt na szczura z paskiem do gryzienia, stożkiem nosowym i nausznikami |
| Monitorowanie fizjologii zwierząt i System bramkowania | SAII | Model 1025 | MR System kompatybilny z nasyceniem tlenem, temperaturą, oddychaniem i dodatkowym pulsoksymetrią światłowodową |
| Antisedan (chlorowodorek atipamezolu) | Patterson Veterinary | 07-867-7097 | Zoetis, pozycja producenta #10000449 |
| Ceramiczne nożyczki bezpieczne dla MRI | MRIequip.com | MT-6003 | |
| Maszynki do strzyżenia | Patterson Veterinary | 07-882-1032 | Zestaw combo trymera do zaprawek Wahl, Pozycja producenta #09990-1201 |
| Dexmedesed (chlorowodorek deksmedetomidyny) | Patterson Veterinary | 07-893-1801 | Produkty weterynaryjne Dechra, Pozycja producenta#17033-005-10 |
| Cyfrowe termometry doodbytnicze Obejmuje | Medline | MDS9608 | |
| Biblioteka oprogramowania FMRIB | FMRIB | MELODIC Wersja 3.15 | Dostępne bezpłatnie pod adresem: https://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki |
| Poduszka grzewcza | Cara Inc. | Model 50 | |
| Kleszcze do hemostatu, proste | Kent Scientific | INS750451-2 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 07-893-1389 | Patterson Private Label, pozycja producenta #14043-0704-06 |
| Waporyzator izofluranu | VetEquip Inc. | ||
| Taśma laboratoryjna 911103, igły 3/4" | VWR International | 89097-990 | |
| 305145 | BD | o grubości 23 Usunięta | plastikowa piasta |
| Folia laboratoryjna Parafilm | Patterson Veterinary | 07-893-0260 | Medline Industries Inc., pozycja producenta #HSFHS234526A |
| cewka o powierzchni płaskiej | Bruker | T12609 | 2cm |
| polietylen Rurka | Braintree Scientific | PE50 50FT | 0,023 "(średnica wewnętrzna), 0,038" (średnica zewnętrzna) |
| Maść oftalmiczna Puralube | Patterson Veterinary | 07-888-2572 | Produkty weterynaryjne Dechra, pozycja producenta # 211-38 |
| Sprague Dawley Rats | Charles River | 400 SAS SD | |
| Sterylny 0,9% roztwór soli | fizjologicznej Patterson Veterinary | 07-892-4348 | Aspen Vet, pozycja producenta #14208186 |
| Sterylne podkładki nasączone alkoholem | Taśma chirurgiczna Medline | MDS090735 | |
| , 1" (3M Durapore) | Medline | MMM15381Z | 3M Healthcare, "szeroka taśma medyczna" |
| Taśma chirurgiczna z białego papieru, 1/2" (3M Micropore) | Medline | MMM15300 | 3M Healthcare |
| , 1 ml z igłą o rozmiarze 25 BD | 309626 | ||
| Strzykawki 3 ml | BD | 309657 | |
| Wentylowany system indukcyjno-oczyszczający | VetEquip Inc. | 942102 | 2-litrowa komora indukcyjna z aktywnym oczyszczaniem |
| 411724 | Przepływomierz | ||
| 931600 | Kostka przedmuchująca, "próżniowa" | ||
| 921616 stożek nosowy, bez ponownego oddychania |
Bibliografia
- Smitha, K. A., et al. Resting state fMRI: A review on methods in resting state connectivity analysis and resting state networks. The Neuroradiology Journal. 30 (4), 305-317 (2017).
- Gorges, M., et al. Functional connectivity mapping in the animal model: Principles and applications of resting-state fMRI. Frontiers in Neurology. 8, (2017).
- Paasonen, J., Stenroos, P., Salo, R. A., Kiviniemi, V., Gröhn, O. Functional connectivity under six anesthesia protocols and the awake condition in rat brain. NeuroImage. 172, 9-20 (2018).
- Pawela, C. P., et al. A protocol for use of medetomidine anesthesia in rats for extended studies using task-induced BOLD contrast and resting-state functional connectivity. NeuroImage. 46 (4), 1137-1147 (2009).
- Jonckers, E., et al. Different anesthesia regimes modulate the functional connectivity outcome in mice. Magnetic Resonance in Medicine. 72 (4), 1103-1112 (2014).
- Williams, K. A., et al. Comparison of alpha-chloralose, medetomidine and isoflurane anesthesia for functional connectivity mapping in the rat. Magnetic Resonance Imaging. 28 (7), 995-1003 (2010).
- Zhurakovskaya, E., et al. Global functional connectivity differences between sleep-like states in urethane anesthetized rats measured by fMRI. PloS One. 11 (5), 0155343(2016).
- Fukuda, M., Vazquez, A. L., Zong, X., Kim, S. -G. Effects of the α2-adrenergic receptor agonist dexmedetomidine on neural, vascular and BOLD fMRI responses in the somatosensory cortex. The European Journal of Neuroscience. 37 (1), 80-95 (2013).
- Brynildsen, J. K., et al. Physiological characterization of a robust survival rodent fMRI method. Magnetic Resonance Imaging. 35, 54-60 (2017).
- Lu, H., et al. Rat brains also have a default mode network. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (10), 3979-3984 (2012).
- Lu, H., et al. Low- but not high-frequency LFP correlates with spontaneous BOLD fluctuations in rat whisker barrel cortex. Cerebral Cortex. 26 (2), 683-694 (2016).
- Tsai, P. -J., et al. Converging structural and functional evidence for a rat salience network. Biological Psychiatry. 88 (11), 867-878 (2020).
- Murphy, K., Bodurka, J., Bandettini, P. A. How long to scan? The relationship between fMRI temporal signal to noise ratio and necessary scan duration. NeuroImage. 34 (2), 565-574 (2007).
- Birn, R. M., et al. The effect of scan length on the reliability of resting-state fMRI connectivity estimates. NeuroImage. 83, 550-558 (2013).
- Lu, H., et al. Synchronized delta oscillations correlate with the resting-state functional MRI signal. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (46), 18265-18269 (2007).
- Lu, H., et al. Registering and analyzing rat fMRI data in the stereotaxic framework by exploiting intrinsic anatomical features. Magnetic Resonance Imaging. 28 (1), 146-152 (2010).
- Cox, R. W. AFNI: software for analysis and visualization of functional magnetic resonance neuroimages. Computers and Biomedical Research. 29 (3), 162-173 (1996).
- Ash, J. A., et al. Functional connectivity with the retrosplenial cortex predicts cognitive aging in rats. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (43), 12286-12291 (2016).
- Hsu, L. -M., et al. Intrinsic insular-frontal networks predict future nicotine dependence severity. The Journal of Neuroscience. 39 (25), 5028-5037 (2019).
- Li, Q., et al. Resting-state functional MRI reveals altered brain connectivity and its correlation with motor dysfunction in a mouse model of Huntington's disease. Scientific Reports. 7, (2017).
- Lu, H., et al. Abstinence from cocaine and sucrose self-administration reveals altered mesocorticolimbic circuit connectivity by resting state MRI. Brain Connectivity. 4 (7), 499-510 (2014).
- Seewoo, B. J., Joos, A. C., Feindel, K. W. An analytical workflow for seed-based correlation and independent component analysis in interventional resting-state fMRI studies. Neuroscience Research. 165, 26-37 (2021).
- Broadwater, M. A., et al. Adolescent alcohol exposure decreases frontostriatal resting-state functional connectivity in adulthood. Addiction Biology. 23 (2), 810-823 (2018).
- Jaime, S., Cavazos, J. E., Yang, Y., Lu, H. Longitudinal observations using simultaneous fMRI, multiple channel electrophysiology recording, and chemical microiontophoresis in the rat brain. Journal of Neuroscience Methods. 306, 68-76 (2018).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
