Test aktywacji bazofili do diagnozy alergii

Inmaculada Doña; Adriana Ariza; Tahia D. Fernández; María J. Torres

doi:10.3791/62600

Artykuł metodologiczny

Test aktywacji bazofili do diagnozy alergii

DOI:

10.3791/62600

⸱

31 maja 2021

Inmaculada Doña^*¹^,² , Adriana Ariza^*² , Tahia D. Fernández²^,³ , María J. Torres¹^,²^,⁴^,⁵

¹Allergy Unit, Hospital Regional Universitario de Málaga, ²Allergy Research Group, Instituto de Investigación Biomédica de Málaga-IBIMA, ³Universidad de Málaga, Departamento de Biología celular, Genética y Fisiología, Universidad de Málaga, ⁴Departamento de Medicina, Universidad de Málaga, ⁵Nanostructures for Diagnosing and Treatment of Allergic Diseases Laboratory, Andalusian Center for Nanomedicine and Biotechnology-BIONAND

^* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Test aktywacji bazofili jest uzupełniającym testem diagnostycznym in vitro do oceny reakcji alergicznych zależnych od IgE, opartym na wykryciu aktywacji bazofili w obecności określonego bodźca poprzez pomiar markerów aktywacji za pomocą cytometrii przepływowej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Test aktywacji bazofili (BAT) jest uzupełniającym testem diagnostycznym in vitro, który może być stosowany jako dodatek do historii klinicznej, testu skórnego (ST) i oznaczania swoistych IgE (sIgE) w ocenie reakcji alergicznych IgE-zależnych od żywności, jadu owadów, leków, a także niektórych form przewlekłej pokrzywki. Rola tej techniki w algorytmach diagnostycznych jest jednak bardzo zmienna i nie jest dobrze określona.

BAT opiera się na określeniu odpowiedzi bazofili na aktywację IgE sieciowania alergenu/leku poprzez pomiar markerów aktywacji (takich jak CD63, CD203c) za pomocą cytometrii przepływowej. Test ten może być użytecznym i uzupełniającym narzędziem do unikania kontrolowanych testów prowokacyjnych w celu potwierdzenia diagnozy alergii, szczególnie u osób doświadczających ciężkich reakcji zagrażających życiu. Ogólnie rzecz biorąc, skuteczność BAT należy rozważyć, jeżeli: i) alergen/lek daje fałszywie dodatnie wyniki w ST; ii) nie ma źródła alergenu/leku, które można by wykorzystać do oznaczania ST lub sIgE; iii) występuje niezgodność między wywiadem z pacjentem a oznaczeniem ST lub sIgE; iv) objawy sugerują, że ST może powodować odpowiedź ogólnoustrojową; v) przed rozważeniem CCT w celu potwierdzenia winowajcy alergenu/leku. Główne ograniczenia testu związane są z nieoptymalną czułością, zwłaszcza w przypadku alergii na leki, koniecznością wykonania badania nie dłużej niż 24 godziny po ekstrakcji próbki oraz brakiem standaryzacji między laboratoriami w zakresie procedur, stężeń i markerów komórkowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diagnoza alergii zależnej od IgE opiera się na wywiadzie klinicznym, testach skórnych (STs), ilościowym określeniu swoistych IgE (sIgE) w surowicy oraz, jeśli jest to wymagane i wskazane, kontrolowanych testach obciążeniowych (CCTs)1^,²^,³^,⁴^,⁵^,⁶. Jednak historia kliniczna może być niewiarygodna, ponieważ może brakować dokładnych informacji, a ST i CCT nie są procedurami wolnymi od ryzyka, które mogą być przeciwwskazane u osób doświadczających ciężkich reakcji zagrażających życiu1^,²^,³^,⁴^,⁵^,⁶. Kwestie te, wraz z faktem, że oznaczanie sIgE za pomocą zwalidowanych i komercyjnych testów immunologicznych fluoroenzymów jest dostępne tylko dla kilku alergenów i leków, podkreśliły ważną rolę innych funkcjonalnych testów in vitro, takich jak test aktywacji bazofili (BAT).

Bazofile są kluczowymi komórkami efektorowymi zaangażowanymi w reakcje alergiczne zależne od IgE, które są aktywowane po usieciowaniu sąsiednich sIgE związanych z receptorami o wysokim powinowactwie (FcεRI) na powierzchni komórki po ekspozycji na alergen/lek. Aktywacja bazofili wyzwala degranulację komórek i uwalnianie wstępnie uformowanych i nowo zsyntetyzowanych mediatorów stanu zapalnego zawartych w granulkach wydzielania docytoplazmatycznego⁷^,⁸^,⁹. BAT to metoda in vitro, która próbuje naśladować aktywację bazofili w obecności bodźca (alergenu lub leku) i określa zmiany w ekspresji markerów aktywacji bazofili za pomocą cytometrii przepływowej⁷^,¹⁰. Istnieją różne strategie identyfikacji bazofili (IgE⁺, CCR3⁺, CRTH2+, CD203c⁺) oraz pomiaru aktywacji komórek (głównie regulacji w górę CD63 i CD203c) przy użyciu kombinacji przeciwciał znakowanych fluorochromem⁷^,¹⁰. CD63, najlepiej potwierdzony klinicznie marker aktywacji¹¹^,¹²^,¹³^,¹⁴, jest białkiem błonowym zakotwiczonym w granulkach wydzielniczych zawierających histaminę, która po aktywacji komórki i fuzji granulek z błoną ulega ekspresji na powierzchni bazofili class¹⁵^,¹⁶^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰^,²¹. CD203c jest markerem powierzchniowym, który ulega konstytutywnej ekspresji na bazofilach i jest regulowany w górę po stymulacji FcεRI, co również wykazało wiarygodne wyniki w BAT¹⁵^,²²^,²³^,²⁴^,²⁵. Poza tym, wydaje się, że współwyraża się z CD63²⁶.

W ostatnich dziesięcioleciach, BAT okazał się przydatny w diagnozowaniu reakcji alergicznych wywołanych przez różne czynniki wyzwalające, takie jak leki, jedzenie lub środki wziewne, a także w niektórych formach przewlekłej pokrzywki, jak opisano poniżej. Pozycja tej techniki w algorytmach diagnostycznych jest jednak bardzo zmienna i nie jest dobrze określona.

Nadwrażliwość na leki
Wykazano, że BAT jest przydatny jako test uzupełniający dla wybranych leków i pacjentów, szczególnie dla tych, którzy doświadczają ciężkich reakcji ze względu na fakt, że wartość diagnostyczna ST nie jest dobrze ustalona dla większości leków, ponieważ są one walidowane i standaryzowane dla ograniczonej liczby leków²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰. Ponadto oznaczanie ilościowe sIgE jest dostępne tylko dla ograniczonej liczby leków, o niższej czułości niż ST²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰^,³¹^,³². Dlatego diagnoza nadwrażliwości na lek zwykle opiera się na teście prowokacji narkotykowej, który może być przeciwwskazany u osób doświadczających ciężkich reakcji zagrażających życiu³³.

Obiecujące wyniki zostały zgłoszone dla stosowania BAT u wybranych pacjentów zgłaszających natychmiastowe reakcje nadwrażliwości na różne leki, takie jak betalaktamy (BLs)²⁰^,³⁴^,³⁵^,³⁶^,³⁷^,³⁸^,³⁹, środki blokujące nerwowo-mięśniowe ( NMBAs)¹⁹^,²²^,⁴⁰^,⁴¹^,⁴²^,⁴³^,⁴⁴^,⁴⁵, fluorochinolony (FQs)⁴⁶^,⁴⁷^,⁴⁸^,⁴⁹, pyrazolones⁵⁰^,^51,⁵², radiokontrastowe (RCM)⁵³^,⁵⁴^,⁵⁵^,⁵⁶, oraz związki platyny⁵⁷^,⁵⁸^,⁵⁹. Zgłoszono, że BAT mają czułość i swoistość odpowiednio między 51,7–66,9 % i 89,2–97,8 %; a dodatnie i ujemne wartości predykcyjne są opisane w zakresie odpowiednio od 93,4% do 66,3%²⁷^,³¹. Co więcej, BAT został zaproponowany jako biomarker predykcyjny dla przełomowych reakcji podczas odczulania związkami platyny, ponieważ ekspresja CD203c jest zwiększona w porównaniu z CD63 u pacjentów z wysokim ryzykiem wystąpienia działań niepożądanych podczas odczulania leku⁵⁷.

Warto zauważyć, że BAT jest przydatny tylko w przypadku nadwrażliwości na leki, gdy reakcja obejmuje degranulację bazofilów; dlatego nie jest przydatny w reakcjach wynikających z enzymatycznego hamowania cyklooksygenazy 142.

Alergia pokarmowa
BAT stał się potencjalnym narzędziem diagnostycznym w przypadku alergii pokarmowej, ponieważ oznaczanie stężenia sIgE w surowicy dla całego ekstraktu alergenu lub pojedynczych alergenów jest często niejednoznaczne, co wymaga doustnego prowokacji pokarmem w celu potwierdzenia diagnozy, co, podobnie jak nadwrażliwość na lek, jest procedurą kosztowną i niepozbawioną ryzyka⁶⁰. Kilka badań wykazało odpowiednie wyniki z mlekiem krowim⁶¹^,⁶², egg⁶¹^,⁶³, pszenica⁶⁴^,⁶⁵^,⁶⁶^,⁶⁷^,⁶⁸, peanut⁶³^,⁶⁹^,⁷⁰^,⁷¹^,⁷², orzech laskowy⁷³^,⁷⁴^,⁷⁵^,⁷⁶^,⁷⁷, shellfish⁷⁸, peach⁷⁹^,⁸⁰^,⁸¹, jabłko²¹, seler i marchew⁸²^,⁸³.

Główną wartością dodaną BAT w diagnostyce alergii pokarmowej w porównaniu do STs i sIgE w surowicy jest to, że wykazuje wyższą specyficzność i podobną czułość. W związku z tym BAT jest użytecznym narzędziem do odróżniania pacjentów z klinicznie alergiczną od uczulonych, ale tolerancyjnych osób, które mają zarówno wysoką swoistość (75-100%), jak i wrażliwość (77-98%)⁶³^,⁶⁹^,⁸⁴. Wartości czułości i swoistości zależą od alergenu i innych czynników, takich jak fenotypy (np. zespół alergii jamy ustnej kontra anafilaksja), wiek i wzorce uczuleń związane z geografią⁶³^,⁸⁵.

BAT wykorzystujący pojedyncze składniki alergenowe może potencjalnie poprawić dokładność diagnostyczną niektórych alergenów pokarmowych⁶¹^,⁸⁰. Istnieją badania z użyciem białek magazynujących nasiona (np. Ara h 1, Ara h 2, Ara h 3 i Ara h 6 z orzeszków ziemnych)⁸⁶; białka przenoszące lipidy (np. Pru p 3 z brzoskwini i Ara h 9 z orzeszków ziemnych)⁸⁰^,⁸⁶; i homologi Bet v 1 (np. Ara h 8 od orzeszka ziemnego)⁸⁷. Inne potencjalne zastosowania są związane z identyfikacją alergenu winowajcy w przypadkach zespołu alergii pyłkowo-pokarmowej²¹^,^87,⁸⁸, alergia na czerwone mięso⁸⁹, lub anafilaksja wywołana wysiłkiem fizycznym zależnym od pokarmu⁶⁶.

Interesujące, BAT może dostarczyć informacji o nasileniu i progu reakcji alergicznych, ponieważ pacjenci z cięższymi reakcjami wykazują większy odsetek aktywowanych bazofili, co zaobserwowano w badaniach pacjentów z alergią na orzeszki ziemne i mleko krowie⁸⁴^,⁹⁰^,⁹¹; a pacjenci reagujący na śladowe ilości alergenu wykazują większą wrażliwość bazofilów⁸⁴^,⁹⁰^,⁹². Dane te sugerują, że BAT może być przydatny do identyfikacji pacjentów alergicznych wysokiego ryzyka, którzy wymagają dokładniejszej obserwacji i bardziej zintensyfikowanej edukacji⁹³. Co więcej, doniesiono, że BAT może przewidywać odpowiedzi na wyzwania związane z jedzeniem⁷⁰^,⁹¹^,⁹²^,⁹⁴ i progi reaktywności⁹⁰^,⁹⁵, aby pomóc określić, kiedy żywność może być bezpiecznie (ponownie) wprowadzona⁸⁴. Jednak te wyniki są kontrowersyjne w niektórych badaniach⁶³^,⁹⁶ i wymagane są dalsze badania.

Z drugiej strony, BAT był używany do monitorowania ustąpienia alergii pokarmowej, zarówno naturalnie, jak i pod wpływem leczenia immunomodulującego, w czasie, które do tej pory było oceniane tylko na podstawie doustnego prowokacji pokarmowej, wraz z powiązanym ryzykiem i kosztami⁸⁴^,⁹⁷^,⁹⁸^,⁹⁹^,¹⁰⁰^,¹⁰¹^,¹⁰²^,¹⁰³^,¹⁰⁴^,¹⁰⁵^,¹⁰⁶^,¹⁰⁷^,¹⁰⁸. Co więcej, był on również stosowany do monitorowania wpływu omalizumabu na alergię pokarmową, ponieważ aktywacja bazofili zmniejsza się podczas leczenia omalizumabem, ale zwiększa się po zaprzestaniu leczenia¹⁰⁹.

Alergia wziewna
BAT rzadko jest korzystny w przypadku alergii wziewnej, ponieważ diagnozę można rutynowo ustalić na podstawie kwantyfikacji sIgE i ST. Jednak w przypadkach miejscowego alergicznego nieżytu nosa (niewykrywalne poziomy sIgE i ujemne ST z dodatnimi testami prowokacji nosa), BAT pozwolił na diagnozę w 50% przypadków¹¹⁰. Ponadto stwierdzono korelację między wrażliwością bazofili a odpowiedzią na testy prowokacji nosa/oskrzeli, a także między ciężkością astmy a skutecznością leczenia omalizumabem¹¹¹^,¹¹².

BAT był również używany do monitorowania immunoterapii alergenowej roztoczy kurzu domowego i pyłków, ponieważ czułość bazofili zmniejsza się podczas immunoterapii, prawdopodobnie z powodu interferencji blokujących przeciwciał IgG¹¹³^,¹¹⁴^,¹¹⁵^,¹¹⁶^,¹¹⁷.

alergia na jad błonkoskrzydłych
Rozpoznanie alergii na jad błonkoskrzydłych rutynowo opiera się na ST i sIgE w surowicy. BAT wykazał wysoką czułość (85-100%) i swoistość (83-100%) i stwierdzono, że jest przydatny w przypadkach, które dają niejednoznaczne wyniki lub u pacjentów z sugestywną historią kliniczną alergii na jad, ale niewykrywalną sIgE i ujemnym ST¹¹⁸^,¹¹⁹. Wydaje się jednak, że BAT nie jest w stanie przewidzieć nasilenia tych reakcji¹²⁰^,¹²¹.

Do 60% pacjentów wykazuje sIgE zarówno na jad osy jak i pszczoły, a identyfikacja dominującego alergenu jest kluczowa dla odpowiedniego leczenia immunoterapią. W takich przypadkach stwierdzono, że BAT jest przydatny w identyfikacji dominującego alergenu¹¹⁹^,¹²²^,¹²³^,¹²⁴. Chociaż sIgE do głównych alergenów jadów pszczół i os może zmniejszać użyteczność BAT u pacjentów z podwójnie dodatnim wynikiem obu jadów, dostarcza użytecznych informacji głównie u osób z ujemnymi wynikami w oznaczaniu sIgE¹²³.

Niektóre badania sugerują, że BAT może być użyteczny jako biomarker predykcyjny dla skutków ubocznych podczas fazy narastania immunoterapii jadem, ponieważ doniesiono, że ta opcja leczenia zmniejsza wrażliwość bazofilów. Jednak reaktywność nie maleje, a to narzędzie BAT jest obecnie kontrowersyjne¹³^,¹²⁰^,¹²⁵^,¹²⁶^,¹²⁷^,¹²⁸^,¹²⁹^,¹³⁰.

Pokrzywka i obrzęk naczynioruchowy
Podgrupa pacjentów z przewlekłą pokrzywką ma autoinmuzyjną patofizjologię, spowodowaną autoprzeciwciałami IgE przeciwko autoalergenom i autoprzeciwciałom IgG, które są skierowane przeciwko kompleksom FcεRI lub IgE-FcεRI obecnym na powierzchni komórek tucznych¹³¹^,¹³². W praktyce klinicznej rozpoznanie tego typu przewlekłej pokrzywki opiera się na dodatnim autologicznym odcinku ST surowicy, co wiąże się z ryzykiem przypadkowego zakażenia. BAT zaproponowano jako test in vitro do diagnozowania i monitorowania pacjentów z podejrzeniem przewlekłej pokrzywki. Doniesiono, że ekspresja zarówno CD63, jak i CD203c na powierzchni bazofili została zwiększona po stymulacji surowicami od pacjentów z przewlekłą pokrzywką, co wskazuje na wykrycie aktywnych autoprzeciwciał¹³³^,¹³⁴^,¹³⁵^,¹³⁶^,¹³⁷. Ostatnio doniesiono, że pacjenci z dodatnim BAT często doświadczają najbardziej aktywnego stanu chorobowego, ocenianego na podstawie oceny aktywności pokrzywki, i wymagają wyższych dawek leków przeciwhistaminowych wraz z leczeniem trzeciego rzutu (cyklosporyna A lub omalizumab), w porównaniu z osobami z ujemnym BAT¹³⁸.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykonanie protokołu zostało przeprowadzone zgodnie z zasadami Deklaracji Helsińskiej i zatwierdzone przez lokalną Komisję Etyki (Comité de Ética para la Investigación Provincial de Málaga, Hiszpania). Wszyscy uczestnicy zostali poinformowani ustnie o badaniu naukowym i podpisali odpowiedni formularz świadomej zgody.

UWAGA: Obecny protokół szczegółowo opisuje procedurę BAT, której autorzy używają codziennie. Nie jest to jednak metoda ustandaryzowana i istnieją różnice w stosunku do procedur opublikowanych przez innych autorów. Główne modyfikacje protokołu są związane ze stosowaniem IL-3 w buforze stymulacyjnym, czasem inkubacji z bodźcem, metodą zatrzymania degranulacji bazofili oraz strategiami cytometrii przepływowej. Ponadto różne dostępne na rynku zestawy BAT zawierają określone protokoły zalecane przez producenta.

1. Przygotowanie próbki

Zebrać krew obwodową do probówek z heparyną o pojemności 9 ml i utrzymywać próbkę w temperaturze pokojowej (RT) w wirniku do czasu, gdy będzie to wymagane w protokole eksperymentalnym.
Oznaczyć probówki cytometryczne o pojemności 5 ml dla kontroli ujemnych (2 probówki), kontroli pozytywnych (2 probówki) i różnych stężeń alergenu/leku (1 probówka na każde badane stężenie alergenu/leku). Umieść rurki w stojaku, w którym rurki idealnie pasują bez poślizgu.
Przygotować bufor stymulacyjny w wodzie podwójnie destylowanej zawierającej 2% (v/v) HEPES, 78 mg/L NaCl, 3,7 mg/L KCl, 7,8 mg/L CaCl₂, 3,3 mg/L MgCl₂, 1 g/L HSA. Dostosuj pH do 7,4 i dodaj IL-3 w stężeniu 2 ng/ml. Zwykle przygotowuje się 100 ml i dzieli na 2,5 ml porcji do zamrożenia w temperaturze -20 °C.
Przygotować kontrole dodatnie w PBS-Tween-20 0,05% (v/v) (PBS-T): Kontrola pozytywna 1, N-formylometylo-leucylo-fenyloalanina (fMLP) (4 μM), w celu potwierdzenia jakości bazofili; Kontrola pozytywna 2, anty-IgE (0,05 mg / ml) jako kontrola pozytywna za pośrednictwem IgE.
Przygotować alergen/lek w PBS-T w stężeniu 2x większym niż pożądane stężenie końcowe.
UWAGA: Optymalne stężenia alergenów/leków, które należy zastosować, muszą być wcześniej określone przy użyciu szerokiego zakresu stężeń, za pomocą krzywych dawka-odpowiedź oraz przez badania cytotoksyczności zgodnie z tymi samymi krokami protokołu¹³⁹.

2. Przygotowanie mieszanki barwiącej

Dodać przeciwciała monoklonalne znakowane fluorochromem do buforu stymulacyjnego zgodnie z zalecanym przez producenta stężeniem przeciwciał lub przez wcześniejsze miareczkowanie przeciwciał. W tym protokole dodajemy 1 μL każdego przeciwciała (CCR3-APC i CD203c-PE do identyfikacji bazofilów; CD63-FITC do aktywacji bazofili)¹⁴⁰ na 20 μL buforu stymulacyjnego.
UWAGA: Preparat do barwienia należy chronić przed światłem.
Do każdej probówki dodać 23 μl mieszanki barwiącej.

3. Stymulacja krwi

Dodać 100 μl PBS-T do probówek 1 i 2 (kontrola ujemna), 100 μl fMLP do probówki 3, 100 μl anty-IgE do probówki 4 i 100 μl różnych stężeń alergenu/leku do kolejnych probówek. Inkubować przez 10 minut w temperaturze 37 °C w łaźni termostatycznej ze średnim mieszaniem w celu podgrzania odczynników.
Delikatnie dodaj 100 μl krwi do każdej probówki, aby uniknąć hemolizy. Delikatnie przetrząsnąć rurki i inkubować przez 25 minut w temperaturze 37 °C w łaźni termostatycznej ze średnim mieszaniem.
Zatrzymaj degranulację, utrzymując probówki w temperaturze 4 °C przez co najmniej 5 minut
UWAGA: W razie potrzeby protokół można zatrzymać w temperaturze 4 °C na 30-45 minut¹⁴¹^,¹⁴²^,¹⁴³.

4. Erytrocyty poddawane lizie

Dodaj 2 ml 1x buforu lizującego do każdej probówki, aby lizować erytrocyty. Wirować każdą probówkę i inkubować przez 5 minut w temperaturze RT.
UWAGA: Na tym etapie komórki są utrwalane za pomocą środków utrwalających (formaldehydu) zawartych w buforze.
Odwirować przy 300 x g w temperaturze 4 °C przez 5 minut. Zdekantować supernatant, przewracając stojak do zlewu. Komórki pozostają na dnie probówek.
Dodaj 3 ml PBS-T do każdej probówki, aby przepłukać komórki. Wiruj każdą rurkę.
Wirować przy 300 x g w temperaturze 4 °C przez 5 min. Zdekantować supernatant, przewracając stojak do zlewu.
UWAGA: Próbki należy przechowywać w temperaturze 4 °C, chronić przed światłem do czasu akwizycji cytometru przepływowego.

5. Akwizycja cytometrii przepływowej

Pobieranie próbek za pomocą cytometru przepływowego (np. cytometru przepływowego BD FACSCalibur). Podłącz cytometr przepływowy do oprogramowania komputerowego i poczekaj, aż cytometr będzie gotowy. Załaduj ustawienia szablonu i przyrządu (Tabela 1).
Rozpocznij pobieranie próbki.
Użyj następujących strategii cytometru do wyboru aktywowanych bazofilów¹³⁹.
1. Bramka limfocytów z wykresu Side Scatter (SSC) - Forward Scatter (FSC).
2. Bramka bazofili z populacji limfocytów jako komórki CCR3 ⁺ CD203c ⁺. Zdobądź co najmniej 500 bazofili na probówkę.
3. Pokaż wykres CCR3 - CD63, aby przeanalizować aktywację przy użyciu CD63 jako znacznika aktywacji. Ustawić ujemny próg CD63 na około 2.5% za pomocą probówek kontroli ujemnej.
4. Zbierz wszystkie próbki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BAT wykonywany z alergenami lub lekami pozwala na badanie reakcji nadwrażliwości IgE-zależnej. Reaktywność bazofili powinna być mierzona w co najmniej dwóch optymalnych stężeniach w celu uzyskania najlepszych wyników³⁴, a aktywacja jest wizualizowana przez regulację w górę CD63 na powierzchni komórki. Ponadto, w przypadku alergenów, aby potwierdzić reaktywność bazofilów, należy przeanalizować wrażliwość bazofili poprzez pomiar reaktywności przy wielokrotnie malejących stężeniach alergenów

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BAT to uzupełniający test diagnostyczny in vitro służący do oceny reakcji alergicznych IgE-zależnych, który okazał się przydatny w diagnostyce reakcji wywołanych przez różne czynniki wyzwalające, takie jak leki, żywność lub środki wziewne, a także w niektórych postaciach przewlekłej pokrzywki. Ogólnie rzecz biorąc, skuteczność BAT należy rozważyć, jeżeli: i) alergen/lek daje fałszywie dodatnie wyniki w ST; ii) alergen/lek nie jest dostępny do wykorzystania do oznaczania ilościowego ST lub sIgE; iii) istnieje nie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Claudii Corazzie za jej nieocenione wsparcie w języku angielskim. Prace te były wspierane przez Instytut Zdrowia "Carlos III" (ISCIII) MINECO (grant współfinansowany przez EFRR: "Una manera de hacer Europa"; Dotacje nr PI20/01715; Numer identyfikacyjny PI18/00095; Numer identyfikacyjny PI17/01410; Numer identyfikacyjny PI17/01318; PI17/01237 oraz RETIC ARADYAL RD16/0006/0001; Regionalne Ministerstwo Zdrowia Andaluzji (dotacje nr PI-0127-2020, PIO-0176-2018; PE-0172-2018; PE-0039-2018; PC-0098-2017; PI-0075-2017; PI-0241-2016). ID jest badaczem klinicznym (B-0001-2017), a AA posiada kontrakt na staż podoktorski (RH-0099-2020), oba wspierane przez Andaluzyjskie Regionalne Ministerstwo Zdrowia (współfinansowane przez EFS: "Andalucía se mueve con Europa").

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
Nazwa	Firma	Numer katalogowy
5 ml probówka z polistyrenu z okrągłym dnem, bez nakrętki, niesterylna	Corning	352008
Przeciwciało anty-ludzkie CD193 (CCR3) APC	BioLegend	310708
Cytometr przepływowy BD FACSCalibur	BD Biosciences
Chlorek wapnia	Sigma-Aldrich	C1016
FITC anty-ludzkie przeciwciało CD63	BioLegend	353006
HEPES (1 M)	Thermo-Fisher	15630106
roztwór lizujący 10x skoncentrowane	BD Biosciences	349202
Chlorek magnezu	Sigma-Aldrich	M8266
N-Formyl-Met-Leu-Phe	Sigma-Aldrich	F3506
PE anty-ludzkie przeciwciało CD203c (E-NPP3)	BioLegend	324606
Chlorek potasu	Sigma-Aldrich	P9541
Oczyszczony mysi anty-ludzki IgE	BD Biosciences	555857
Rekombinowana ludzka IL-3	R& D Systems	203-IL
Płyn osłonowy	BD Biosciences	342003
Chlorek sodu	Sigma-Aldrich	S3014
PROBÓWKA 9 ml LH Heparyna litowa	Greiner Bio-One	455084
Tween 20	Sigma-Aldrich	P1379

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
Romano, A., et al. Towards a more precise diagnosis of hypersensitivity to beta-lactams - an EAACI position paper. Allergy. 75 (6), 1300-1315 (2020).
Garvey, L. H., et al. An EAACI position paper on the investigation of perioperative immediate hypersensitivity reactions. Allergy. 74 (10), 1872-1884 (2019).
Gomes, E. R., et al. Drug hypersensitivity in children: report from the pediatric task force of the EAACI Drug Allergy Interest Group. Allergy. 71 (2), 149-161 (2016).
Ansotegui, I. J., et al. IgE allergy diagnostics and other relevant tests in allergy, a World Allergy Organization position paper. World Allergy Organization Journal. 13 (2), 100080(2020).
Jeebhay, M. F., et al. Food processing and occupational respiratory allergy- An EAACI position paper. Allergy. 74 (10), 1852-1871 (2019).
Ebo, D. G., et al. Flow-assisted allergy diagnosis: current applications and future perspectives. Allergy. 61 (9), 1028-1039 (2006).
Bochner, B. S. Systemic activation of basophils and eosinophils: markers and consequences. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 106 (5), Suppl 292-302 (2000).
Ghannadan, M., et al. Detection of novel CD antigens on the surface of human mast cells and basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 127 (4), 299-307 (2002).
Hoffmann, H. J., et al. The clinical utility of basophil activation testing in diagnosis and monitoring of allergic disease. Allergy. 70 (11), 1393-1405 (2015).
Sainte-Laudy, J., Sabbah, A., Drouet, M., Lauret, M. G., Loiry, M. Diagnosis of venom allergy by flow cytometry. Correlation with clinical history, skin tests, specific IgE, histamine and leukotriene C4 release. Clinical & Experimental Allergy. 30 (8), 1166-1171 (2000).
Sturm, G. J., et al. The CD63 basophil activation test in Hymenoptera venom allergy: a prospective study. Allergy. 59 (10), 1110-1117 (2004).
Erdmann, S. M., et al. The basophil activation test in wasp venom allergy: sensitivity, specificity and monitoring specific immunotherapy. Allergy. 59 (10), 1102-1109 (2004).
De Weck, A. L., et al. Diagnostic tests based on human basophils: more potentials and perspectives than pitfalls. International Archives of Allergy and Immunology. 146 (3), 177-189 (2008).
Buhring, H. J., Streble, A., Valent, P. The basophil-specific ectoenzyme E-NPP3 (CD203c) as a marker for cell activation and allergy diagnosis. International Archives of Allergy and Immunology. 133 (4), 317-329 (2004).
Knol, E. F., Mul, F. P., Jansen, H., Calafat, J., Roos, D. Monitoring human basophil activation via CD63 monoclonal antibody 435. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 88 (3), Pt 1 328-338 (1991).
Fureder, W., Agis, H., Sperr, W. R., Lechner, K., Valent, P. The surface membrane antigen phenotype of human blood basophils. Allergy. 49 (10), 861-865 (1994).
Sanz, M. L., et al. Allergen-induced basophil activation: CD63 cell expression detected by flow cytometry in patients allergic to Dermatophagoides pteronyssinus and Lolium perenne. Clinical & Experimental Allergy. 31 (7), 1007-1013 (2001).
Monneret, G., et al. Monitoring of basophil activation using CD63 and CCR3 in allergy to muscle relaxant drugs. Clin Immunol. 102 (2), 192-199 (2002).
Sanz, M. L., et al. Flow cytometric basophil activation test by detection of CD63 expression in patients with immediate-type reactions to betalactam antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 32 (2), 277-286 (2002).
Ebo, D. G., et al. Flow cytometric analysis of in vitro activated basophils, specific IgE and skin tests in the diagnosis of pollen-associated food allergy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 64 (1), 28-33 (2005).
Sudheer, P. S., Hall, J. E., Read, G. F., Rowbottom, A. W., Williams, P. E. Flow cytometric investigation of peri-anaesthetic anaphylaxis using CD63 and CD203c. Anaesthesia. 60 (3), 251-256 (2005).
Binder, M., Fierlbeck, G., King, T., Valent, P., Buhring, H. J. Individual hymenoptera venom compounds induce upregulation of the basophil activation marker ectonucleotide pyrophosphatase/phosphodiesterase 3 (CD203c) in sensitized patients. International Archives of Allergy and Immunology. 129 (2), 160-168 (2002).
Hauswirth, A. W., et al. Recombinant allergens promote expression of CD203c on basophils in sensitized individuals. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 110 (1), 102-109 (2002).
Boumiza, R., et al. Marked improvement of the basophil activation test by detecting CD203c instead of CD63. Clinical & Experimental Allergy. 33 (2), 259-265 (2003).
Macglashan, D. Expression of CD203c and CD63 in human basophils: relationship to differential regulation of piecemeal and anaphylactic degranulation processes. Clinical & Experimental Allergy. 40 (9), 1365-1377 (2010).
Mayorga, C., Dona, I., Perez-Inestrosa, E., Fernandez, T. D., Torres, M. J. The Value of In Vitro Tests to DiminishDrug Challenges. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), (2017).
Brockow, K., et al. General considerations for skin test procedures in the diagnosis of drug hypersensitivity. Allergy. 57 (1), 45-51 (2002).
Brockow, K., et al. Skin test concentrations for systemically administered drugs -- an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 68 (6), 702-712 (2013).
Torres, M. J., et al. Approach to the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: similarities and differences between Europe and North America. Clinical and Translational Allergy. 7, 7(2017).
Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
Mayorga, C., et al. Controversies in drug allergy: In vitro testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (1), 56-65 (2019).
Aberer, W., et al. Drug provocation testing in the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: general considerations. Allergy. 58 (9), 854-863 (2003).
De Week, A. L., et al. Diagnosis of immediate-type beta-lactam allergy in vitro by flow-cytometric basophil activation test and sulfidoleukotriene production: a multicenter study. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (2), 91-109 (2009).
Abuaf, N., et al. Comparison of two basophil activation markers CD63 and CD203c in the diagnosis of amoxicillin allergy. Clinical & Experimental Allergy. 38 (6), 921-928 (2008).
Torres, M. J., et al. The diagnostic interpretation of basophil activation test in immediate allergic reactions to betalactams. Clinical & Experimental Allergy. 34 (11), 1768-1775 (2004).
Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
Eberlein, B., et al. A new basophil activation test using CD63 and CCR3 in allergy to antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 40 (3), 411-418 (2010).
Sanchez-Morillas, L., et al. Selective allergic reactions to clavulanic acid: a report of 9 cases. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 126 (1), 177-179 (2010).
Leysen, J., et al. Allergy to rocuronium: from clinical suspicion to correct diagnosis. Allergy. 66 (8), 1014-1019 (2011).
Ebo, D. G., et al. Flow-assisted diagnostic management of anaphylaxis from rocuronium bromide. Allergy. 61 (8), 935-939 (2006).
Kvedariene, V., et al. Diagnosis of neuromuscular blocking agent hypersensitivity reactions using cytofluorimetric analysis of basophils. Allergy. 61 (3), 311-315 (2006).
Hagau, N., Gherman-Ionica, N., Sfichi, M., Petrisor, C. Threshold for basophil activation test positivity in neuromuscular blocking agents hypersensitivity reactions. Allergy Asthma Clin Immunol. 9 (1), 42(2013).
Uyttebroek, A. P., et al. Flowcytometric diagnosis of atracurium-induced anaphylaxis. Allergy. 69 (10), 1324-1332 (2014).
Abuaf, N., et al. Validation of a flow cytometric assay detecting in vitro basophil activation for the diagnosis of muscle relaxant allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 104 (2), Pt 1 411-418 (1999).
Aranda, A., et al. In vitro evaluation of IgE-mediated hypersensitivity reactions to quinolones. Allergy. 66 (2), 247-254 (2011).
Fernandez, T. D., et al. Hypersensitivity to fluoroquinolones: The expression of basophil activation markers depends on the clinical entity and the culprit fluoroquinolone. Medicine (Baltimore). 95 (23), 3679(2016).
Mayorga, C., et al. Fluoroquinolone photodegradation influences specific basophil activation. International Archives of Allergy and Immunology. 160 (4), 377-382 (2013).
Rouzaire, P., et al. Negativity of the basophil activation test in quinolone hypersensitivity: a breakthrough for provocation test decision-making. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 299-302 (2012).
Hagau, N., Longrois, D., Petrisor, C. Threshold for positivity and optimal dipyrone concentration in flow cytometry-assisted basophil activation test. Allergy, Asthma & Immunology Research. 5 (6), 383-388 (2013).
Gamboa, P. M., et al. Use of CD63 expression as a marker of in vitro basophil activation and leukotriene determination in metamizol allergic patients. Allergy. 58 (4), 312-317 (2003).
Gomez, E., et al. Immunoglobulin E-mediated immediate allergic reactions to dipyrone: value of basophil activation test in the identification of patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1217-1224 (2009).
Pinnobphun, P., Buranapraditkun, S., Kampitak, T., Hirankarn, N., Klaewsongkram, J. The diagnostic value of basophil activation test in patients with an immediate hypersensitivity reaction to radiocontrast media. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 106 (5), 387-393 (2011).
Salas, M., et al. Diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (9), 1203-1206 (2013).
Chirumbolo, S. Basophil activation test (BAT) in the diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (12), 1627-1628 (2013).
Dona, I., et al. Hypersensitivity Reactions to Multiple Iodinated Contrast Media. Frontiers in Pharmacology. 11, 575437(2020).
Giavina-Bianchi, P., Galvao, V. R., Picard, M., Caiado, J., Castells, M. C. Basophil Activation Test is a Relevant Biomarker of the Outcome of Rapid Desensitization in Platinum Compounds-Allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 5 (3), 728-736 (2017).
Iwamoto, T., et al. Evaluation of basophil CD203c as a predictor of carboplatin-related hypersensitivity reaction in patients with gynecologic cancer. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 35 (9), 1487-1495 (2012).
Iwamoto, T., et al. Carboplatin-induced severe hypersensitivity reaction: role of IgE-dependent basophil activation and FcepsilonRI. Cancer Science. 105 (11), 1472-1479 (2014).
Muraro, A., et al. EAACI food allergy and anaphylaxis guidelines: diagnosis and management of food allergy. Allergy. 69 (8), 1008-1025 (2014).
Sato, S., et al. Basophil activation marker CD203c is useful in the diagnosis of hen's egg and cow's milk allergies in children. International Archives of Allergy and Immunology. 152, Suppl 1 54-61 (2010).
Ciepiela, O., et al. Basophil activation test based on the expression of CD203c in the diagnostics of cow milk allergy in children. European Journal of Medical Research. 15, Suppl 2 21-26 (2010).
Ocmant, A., et al. Basophil activation tests for the diagnosis of food allergy in children. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1234-1245 (2009).
Carroccio, A., et al. A comparison between two different in vitro basophil activation tests for gluten- and cow's milk protein sensitivity in irritable bowel syndrome (IBS)-like patients. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine. 51 (6), 1257-1263 (2013).
Tokuda, R., et al. Antigen-induced expression of CD203c on basophils predicts IgE-mediated wheat allergy. Allergology International. 58 (2), 193-199 (2009).
Chinuki, Y., et al. CD203c expression-based basophil activation test for diagnosis of wheat-dependent exercise-induced anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (5), 1404-1406 (2012).
Carroccio, A., et al. Non-celiac wheat sensitivity diagnosed by double-blind placebo-controlled challenge: exploring a new clinical entity. Am J Gastroenterol. 107 (12), 1898-1906 (2012).
Carroccio, A., et al. A cytologic assay for diagnosis of food hypersensitivity in patients with irritable bowel syndrome. Clin Gastroenterol Hepatol. 8 (3), 254-260 (2010).
Santos, A. F., et al. Basophil activation test discriminates between allergy and tolerance in peanut-sensitized children. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 645-652 (2014).
Glaumann, S., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, IgE-sensitization and DBPCFC in peanut-sensitized children. Allergy. 67 (2), 242-247 (2012).
Javaloyes, G., et al. Performance of different in vitro techniques in the molecular diagnosis of peanut allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 22 (7), 508-513 (2012).
Glaumann, S., Nopp, A., Johansson, S. G., Borres, M. P., Nilsson, C. Oral peanut challenge identifies an allergy but the peanut allergen threshold sensitivity is not reproducible. PLoS One. 8 (1), 53465(2013).
Elizur, A., et al. NUT Co Reactivity - ACquiring Knowledge for Elimination Recommendations (NUT CRACKER) study. Allergy. 73 (3), 593-601 (2018).
Cucu, T., De Meulenaer, B., Bridts, C., Devreese, B., Ebo, D. Impact of thermal processing and the Maillard reaction on the basophil activation of hazelnut allergic patients. Food Chem Toxicol. 50 (5), 1722-1728 (2012).
Worm, M., et al. Impact of native, heat-processed and encapsulated hazelnuts on the allergic response in hazelnut-allergic patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (1), 159-166 (2009).
Brandstrom, J., et al. Basophil allergen threshold sensitivity and component-resolved diagnostics improve hazelnut allergy diagnosis. Clinical & Experimental Allergy. 45 (9), 1412-1418 (2015).
Lotzsch, B., Dolle, S., Vieths, S., Worm, M. Exploratory analysis of CD63 and CD203c expression in basophils from hazelnut sensitized and allergic individuals. Clinical and Translational Allergy. 6, 45(2016).
Ebo, D. G., Bridts, C. H., Hagendorens, M. M., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Scampi allergy: from fancy name-giving to correct diagnosis. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 18 (3), 228-230 (2008).
Gamboa, P. M., et al. Component-resolved in vitro diagnosis in peach-allergic patients. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (1), 13-20 (2009).
Gamboa, P. M., et al. Two different profiles of peach allergy in the north of Spain. Allergy. 62 (4), 408-414 (2007).
Diaz-Perales, A., et al. Recombinant Pru p 3 and natural Pru p 3, a major peach allergen, show equivalent immunologic reactivity: a new tool for the diagnosis of fruit allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 111 (3), 628-633 (2003).
Erdmann, S. M., Heussen, N., Moll-Slodowy, S., Merk, H. F., Sachs, B. CD63 expression on basophils as a tool for the diagnosis of pollen-associated food allergy: sensitivity and specificity. Clinical & Experimental Allergy. 33 (5), 607-614 (2003).
Erdmann, S. M., et al. In vitro analysis of birch-pollen-associated food allergy by use of recombinant allergens in the basophil activation test. International Archives of Allergy and Immunology. 136 (3), 230-238 (2005).
Rubio, A., et al. Benefit of the basophil activation test in deciding when to reintroduce cow's milk in allergic children. Allergy. 66 (1), 92-100 (2011).
Decuyper, I. i, et al. Performance of basophil activation test and specific IgG4 as diagnostic tools in nonspecific lipid transfer protein allergy: Antwerp-Barcelona comparison. Allergy. 75 (3), 616-624 (2020).
Mayorga, C., et al. Basophil response to peanut allergens in Mediterranean peanut-allergic patients. Allergy. 69 (7), 964-968 (2014).
Glaumann, S., et al. Evaluation of basophil allergen threshold sensitivity (CD-sens) to peanut and Ara h 8 in children IgE-sensitized to Ara h 8. Clinical and Molecular Allergy. 13 (1), 5(2015).
Wolbing, F., et al. The clinical relevance of birch pollen profilin cross-reactivity in sensitized patients. Allergy. 72 (4), 562-569 (2017).
Commins, S. P., et al. Delayed clinical and ex vivo response to mammalian meat in patients with IgE to galactose-alpha-1,3-galactose. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (1), 108-115 (2014).
Santos, A. F., et al. Distinct parameters of the basophil activation test reflect the severity and threshold of allergic reactions to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 135 (1), 179-186 (2015).
Song, Y., et al. Correlations between basophil activation, allergen-specific IgE with outcome and severity of oral food challenges. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 114 (4), 319-326 (2015).
Chinthrajah, R. S., et al. Development of a tool predicting severity of allergic reaction during peanut challenge. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 121 (1), 69-76 (2018).
Santos, A. F., Shreffler, W. G. Road map for the clinical application of the basophil activation test in food allergy. Clinical & Experimental Allergy. 47 (9), 1115-1124 (2017).
Santos, A. F., et al. Biomarkers of severity and threshold of allergic reactions during oral peanut challenges. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 146 (2), 344-355 (2020).
Reier-Nilsen, T., et al. Predicting reactivity threshold in children with anaphylaxis to peanut. Clinical & Experimental Allergy. 48 (4), 415-423 (2018).
Chapuis, A., et al. h 2 basophil activation test does not predict clinical reactivity to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (5), 1772-1774 (2018).
Patil, S. U., et al. Early decrease in basophil sensitivity to Ara h 2 precedes sustained unresponsiveness after peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1310-1319 (2019).
Chinthrajah, R. S., et al. Sustained outcomes in oral immunotherapy for peanut allergy (POISED study): a large, randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 2 study. Lancet. 394 (10207), 1437-1449 (2019).
Kim, E. H., et al. Long-term sublingual immunotherapy for peanut allergy in children: Clinical and immunologic evidence of desensitization. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1320-1326 (2019).
Tsai, M., Mukai, K., Chinthrajah, R. S., Nadeau, K. C., Galli, S. J. Sustained successful peanut oral immunotherapy associated with low basophil activation and peanut-specific IgE. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 145 (3), 885-896 (2020).
Nachshon, L., et al. Efficacy and Safety of Sesame Oral Immunotherapy-A Real-World, Single-Center Study. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 7 (8), 2775-2781 (2019).
Goldberg, M. R., et al. Efficacy of baked milk oral immunotherapy in baked milk-reactive allergic patients. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 136 (6), 1601-1606 (2015).
Keet, C. A., et al. The safety and efficacy of sublingual and oral immunotherapy for milk allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (2), 448-455 (2012).
Matsui, T., et al. Changes in passively-sensitized basophil activation to alphaS1-casein after oral immunotherapy. Immunity, Inflammation and Disease. 8 (2), 188-197 (2020).
Giavi, S., et al. Oral immunotherapy with low allergenic hydrolysed egg in egg allergic children. Allergy. 71 (11), 1575-1584 (2016).
Jones, S. M., et al. Clinical efficacy and immune regulation with peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 124 (2), 292-300 (2009).
Burks, A. W., et al. Oral immunotherapy for treatment of egg allergy in children. New England Journal of Medicine. 367 (3), 233-243 (2012).
Elizur, A., et al. Clinical and laboratory 2-year outcome of oral immunotherapy in patients with cow's milk allergy. Allergy. 71 (2), 275-278 (2016).
Gernez, Y., et al. Basophil CD203c levels are increased at baseline and can be used to monitor omalizumab treatment in subjects with nut allergy. International Archives of Allergy and Immunology. 154 (4), 318-327 (2011).
Gomez, E., et al. Role of the basophil activation test in the diagnosis of local allergic rhinitis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 975-976 (2013).
Nopp, A., et al. Basophil allergen threshold sensitivity: a useful approach to anti-IgE treatment efficacy evaluation. Allergy. 61 (3), 298-302 (2006).
Dahlen, B., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, is a measure of allergen sensitivity in asthma. Clinical & Experimental Allergy. 41 (8), 1091-1097 (2011).
Lalek, N., Kosnik, M., Silar, M., Korosec, P. Immunoglobulin G-dependent changes in basophil allergen threshold sensitivity during birch pollen immunotherapy. Clinical & Experimental Allergy. 40 (8), 1186-1193 (2010).
Schmid, J. M., Wurtzen, P. A., Dahl, R., Hoffmann, H. J. Early improvement in basophil sensitivity predicts symptom relief with grass pollen immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 741-744 (2014).
Sharif, H., et al. Immunologic mechanisms of a short-course of Lolium perenne peptide immunotherapy: A randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (3), 738-749 (2019).
Kim, S. H., et al. Changes in basophil activation during immunotherapy with house dust mite and mugwort in patients with allergic rhinitis. Asia Pacific Allergy. 8 (1), 6(2018).
Feng, M., et al. Allergen Immunotherapy-Induced Immunoglobulin G4 Reduces Basophil Activation in House Dust Mite-Allergic Asthma Patients. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 30(2020).
Korosec, P., et al. Clinical routine utility of basophil activation testing for diagnosis of hymenoptera-allergic patients with emphasis on individuals with negative venom-specific IgE antibodies. International Archives of Allergy and Immunology. 161 (4), 363-368 (2013).
Ebo, D. G., Hagendorens, M. M., Bridts, C. H., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Hymenoptera venom allergy: taking the sting out of difficult cases. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 17 (6), 357-360 (2007).
Ebo, D. G., et al. Flow-assisted quantification of in vitro activated basophils in the diagnosis of wasp venom allergy and follow-up of wasp venom immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 72 (3), 196-203 (2007).
Ott, H., Tenbrock, K., Baron, J., Merk, H., Lehmann, S. Basophil activation test for the diagnosis of hymenoptera venom allergy in childhood: a pilot study. Klin Padiatr. 223 (1), 27-32 (2011).
Eberlein-Konig, B., Rakoski, J., Behrendt, H., Ring, J. Use of CD63 expression as marker of in vitro basophil activation in identifying the culprit in insect venom allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 14 (1), 10-16 (2004).
Eberlein, B., Krischan, L., Darsow, U., Ollert, M., Ring, J. Double positivity to bee and wasp venom: improved diagnostic procedure by recombinant allergen-based IgE testing and basophil activation test including data about cross-reactive carbohydrate determinants. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 130 (1), 155-161 (2012).
Sturm, G. J., et al. Inconsistent results of diagnostic tools hamper the differentiation between bee and vespid venom allergy. PLoS One. 6 (6), 20842(2011).
Zitnik, S. E., et al. Monitoring honeybee venom immunotherapy in children with the basophil activation test. Pediatric Allergy and Immunology. 23 (2), 166-172 (2012).
Kosnik, M., Silar, M., Bajrovic, N., Music, E., Korosec, P. High sensitivity of basophils predicts side-effects in venom immunotherapy. Allergy. 60 (11), 1401-1406 (2005).
Celesnik, N., et al. Short-term venom immunotherapy induces desensitization of FcepsilonRI-mediated basophil response. Allergy. 67 (12), 1594-1600 (2012).
Nullens, S., et al. Basophilic histamine content and release during venom immunotherapy: insights by flow cytometry. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 84 (3), 173-178 (2013).
Bidad, K., Nawijn, M. C., Van Oosterhout, A. J., Van Der Heide, S., Elberink, J. N. Basophil activation test in the diagnosis and monitoring of mastocytosis patients with wasp venom allergy on immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 86 (3), 183-190 (2014).
Eberlein-Konig, B., Schmidt-Leidescher, C., Behrendt, H., Ring, J. Predicting side-effects in venom immunotherapy by basophil activation. Allergy. 61 (7), 897(2006).
Kikuchi, Y., Kaplan, A. P. Mechanisms of autoimmune activation of basophils in chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 107 (6), 1056-1062 (2001).
Huston, D. P., Sabato, V. Decoding the Enigma of Urticaria and Angioedema. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (4), 1171-1175 (2018).
Netchiporouk, E., et al. Positive CD63 Basophil Activation Tests Are Common in Children with Chronic Spontaneous Urticaria and Linked to High Disease Activity. International Archives of Allergy and Immunology. 171 (2), 81-88 (2016).
Irinyi, B., et al. Extended diagnostic value of autologous serum skin test and basophil CD63 expression assay in chronic urticaria. British Journal of Dermatology. 168 (3), 656-658 (2013).
Chen, Q., et al. Basophil CD63 expression in chronic spontaneous urticaria: correlation with allergic sensitization, serum autoreactivity and basophil reactivity. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (3), 463-468 (2017).
Wedi, B., Novacovic, V., Koerner, M., Kapp, A. Chronic urticaria serum induces histamine release, leukotriene production, and basophil CD63 surface expression--inhibitory effects ofanti-inflammatory drugs. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 105 (3), 552-560 (2000).
Yasnowsky, K. M., et al. Chronic urticaria sera increase basophil CD203c expression. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 117 (6), 1430-1434 (2006).
Curto-Barredo, L., et al. Basophil Activation Test identifies the patients with Chronic Spontaneous Urticaria suffering the most active disease. Immunity, Inflammation and Disease. 4 (4), 441-445 (2016).
Santos, A. F., Alpan, O., Hoffmann, H. J. Basophil activation test: Mechanisms and considerations for use in clinical trials and clinical practice. Allergy. , (2021).
Boumiza, R., Debard, A. L., Monneret, G. The basophil activation test by flow cytometry: recent developments in clinical studies, standardization and emerging perspectives. Clinical and Molecular Allergy. 3, 9(2005).
Aljadi, Z., et al. Activation of basophils is a new and sensitive marker of biocompatibility in hemodialysis. Artif Organs. 38 (11), 945-953 (2014).
Rasmussen, P., Spillner, E., Hoffmann, H. J. Inhibiting phosphatase SHIP-1 enhances suboptimal IgE-mediated activation of human blood basophils but inhibits IgE-mediated activation of cultured human mast cells. Immunology Letters. 210, 40-46 (2019).
Mueller-Wirth, N., et al. IgE-mediated chlorhexidine allergy-Cross-reactivity with other biguanide disinfectants. Allergy. 75 (12), 3237-3247 (2020).
Johansson, S. G., et al. Passive IgE-sensitization by blood transfusion. Allergy. 60 (9), 1192-1199 (2005).
Ariza, A., et al. Basophil activation after nonsteroidal anti-inflammatory drugs stimulation in patients with immediate hypersensitivity reactions to these drugs. Cytometry A. 85 (5), 400-407 (2014).
Sturm, G. J., et al. The basophil activation test in the diagnosis of allergy: technical issues and critical factors. Allergy. 64 (9), 1319-1326 (2009).
Iqbal, K., Bhargava, K., Skov, P. S., Falkencrone, S., Grattan, C. E. A positive serum basophil histamine release assay is a marker for ciclosporin-responsiveness in patients with chronic spontaneous urticaria. Clinical and Translational Allergy. 2 (1), 19(2012).
Korosec, P., et al. high-affinity IgE receptors, and CCL2 in human anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 140 (3), 750-758 (2017).
Fernandez, T. D., et al. Negativization rates of IgE radioimmunoassay and basophil activation test in immediate reactions to penicillins. Allergy. 64 (2), 242-248 (2009).
Kwok, M., Lack, G., Santos, A. F. Improved standardisation of the whole blood basophil activation test to peanut. Clinical and Translational Allergy. 8 (26), Suppl 2 15-16 (2017).
Mukai, K., et al. Assessing basophil activation by using flow cytometry and mass cytometry in blood stored 24 hours before analysis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 139 (3), 889-899 (2017).
Sousa, N., Martinez-Aranguren, R., Fernandez-Benitez, M., Ribeiro, F., Sanz, M. L. Comparison of basophil activation test results in blood preserved in acid citrate dextrose and EDTA. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 20 (6), 535-536 (2010).
Knol, E. F., Koenderman, L., Mul, F. P., Verhoeven, A. J., Roos, D. Differential activation of human basophils by anti-IgE and formyl-methionyl-leucyl-phenylalanine. Indications for protein kinase C-dependent and -independent activation pathways. European Journal of Immunology. 21 (4), 881-885 (1991).
Macglashan, D. W. Basophil activation testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 777-787 (2013).
Macglashan, D., Moore, G., Muchhal, U. Regulation of IgE-mediated signalling in human basophils by CD32b and its role in Syk down-regulation: basic mechanisms in allergic disease. Clinical & Experimental Allergy. 44 (5), 713-723 (2014).
Macglashan, D. Subthreshold desensitization of human basophils re-capitulates the loss of Syk and FcepsilonRI expression characterized by other methods of desensitization. Clinical & Experimental Allergy. 42 (7), 1060-1070 (2012).
Grochowy, G., Hermiston, M. L., Kuhny, M., Weiss, A., Huber, M. Requirement for CD45 in fine-tuning mast cell responses mediated by different ligand-receptor systems. Cell Signaling. 21 (8), 1277-1286 (2009).
Schroeder, J. T., Chichester, K. L., Bieneman, A. P. Human basophils secrete IL-3: evidence of autocrine priming for phenotypic and functional responses in allergic disease. Journal of Immunology. 182 (4), 2432-2438 (2009).
Ocmant, A., et al. Flow cytometry for basophil activation markers: the measurement of CD203c up-regulation is as reliable as CD63 expression in the diagnosis of cat allergy. Journal of Immunology Methods. 320 (1-2), 40-48 (2007).
Gentinetta, T., et al. Individual IL-3 priming is crucial for consistent in vitro activation of donor basophils in patients with chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 128 (6), 1227-1234 (2011).
Sturm, E. M., et al. CD203c-based basophil activation test in allergy diagnosis: characteristics and differences to CD63 upregulation. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 78 (5), 308-318 (2010).
Hausmann, O. V., et al. Robust expression of CCR3 as a single basophil selection marker in flow cytometry. Allergy. 66 (1), 85-91 (2011).
Nucera, E., et al. Utility of Basophil Activation Test for monitoring the acquisition of clinical tolerance after oral desensitization to cow's milk: Pilot study. United European Gastroenterol Journal. 3 (3), 272-276 (2015).
Imoto, Y., et al. Peripheral basophil reactivity, CD203c expression by Cryj1 stimulation, is useful for diagnosing seasonal allergic rhinitis by Japanese cedar pollen. Immunity, Inflammation and Disease. 3 (3), 300-308 (2015).
Konstantinou, G. N., et al. EAACI taskforce position paper: evidence for autoimmune urticaria and proposal for defining diagnostic criteria. Allergy. 68 (1), 27-36 (2013).
Santos, A. F., Becares, N., Stephens, A., Turcanu, V., Lack, G. The expression of CD123 can decrease with basophil activation: implications for the gating strategy of the basophil activation test. Clinical and Translational Allergy. 6, 11(2016).
Dijkstra, D., et al. Identification and quantification of basophils in the airways of asthmatics following segmental allergen challenge. Cytometry A. 85 (7), 580-587 (2014).
Dijkstra, D., Meyer-Bahlburg, A. Human Basophils Modulate Plasma Cell Differentiation and Maturation. Journal of Immunology. 198 (1), 229-238 (2017).
Sihra, B. S., Kon, O. M., Grant, J. A., Kay, A. B. Expression of high-affinity IgE receptors (Fc epsilon RI) on peripheral blood basophils, monocytes, and eosinophils in atopic and nonatopic subjects: relationship to total serum IgE concentrations. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 99 (5), 699-706 (1997).
Dehlink, E., Baker, A. H., Yen, E., Nurko, S., Fiebiger, E. Relationships between levels of serum IgE, cell-bound IgE, and IgE-receptors on peripheral blood cells in a pediatric population. PLoS One. 5 (8), 12204(2010).
Hoffmann, H. J., Frandsen, P. M., Christensen, L. H., Schiotz, P. O., Dahl, R. Cultured human mast cells are heterogeneous for expression of the high-affinity IgE receptor FcepsilonRI. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 246-250 (2012).
Ebo, D. G., et al. Analyzing histamine release by flow cytometry (HistaFlow): a novel instrument to study the degranulation patterns of basophils. Journal of Immunology Methods. 375 (1-2), 30-38 (2012).
Macglashan, D. Marked differences in the signaling requirements for expression of CD203c and CD11b versus CD63 expression and histamine release in human basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 159 (3), 243-252 (2012).
Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
Ariza, A., et al. Pyrazolones metabolites are relevant for identifying selective anaphylaxis to metamizole. Scientific Reports. 6, 23845(2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

alergia zale na od IgE cytometria przep ywowa markery aktywacji marker CD63 marker CD203c alergia na leki przewlek a pokrzywka test alergiczny in vitro

Test aktywacji bazofili do diagnozy alergii

W tym artykule

Podsumowanie

Streszczenie

Wprowadzenie

Protokół

Wyniki

Dyskusja

Oświadczenia

Podziękowania

Materiały

Bibliografia

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Powiązane artykuły