Artykuł metodologiczny

Przestrzenno-czasowe obrazowanie in vivo ocznych systemów dostarczania leków za pomocą światłowodowej konfokalnej laserowej mikroendoskopii

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62685

⸱

27 września 2021

 ,  ,  , 
1Laboratory for Translational and Molecular Imaging, Cancer and Stem Cell Biology Programme, Duke-NUS Medical School, 2School of Materials Science and Engineering, Nanyang Technological University, 3Singapore National Eye Centre, 4Singapore Eye Research Institute, 5Material Science & Engineering, National University of Singapore

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy protokół użycia światłowodowej konfokalnej laserowej mikroendoskopii (CLM) do nieinwazyjnego badania czasoprzestrzennego rozkładu liposomów w oku po wstrzyknięciu podspojówkowym.

Streszczenie

Wstrzyknięcie podspojówkowe jest atrakcyjną drogą podawania leków ocznych ze względu na łatwy dostęp przeztwardówkowy, który omija bariery przednie oka, takie jak rogówka i spojówka. Chociaż efekty terapeutyczne i farmakokinetyka leków po wstrzyknięciu podspojówkowym zostały opisane w niektórych badaniach, bardzo niewiele z nich ocenia dystrybucję leków do oczu lub systemy dostarczania leków (DDS). To ostatnie ma kluczowe znaczenie dla optymalizacji konstrukcji wewnątrzgałkowej DDS i biodostępności leku w celu osiągnięcia pożądanej lokalizacji oka i czasu działania (np. ostry vs. przedłużony). Badanie to ustanawia zastosowanie światłowodowej konfokalnej mikroendoskopii laserowej (CLM) do jakościowego badania rozkładu oczu liposomów fluorescencyjnych w czasie rzeczywistym u żywych myszy po wstrzyknięciu podspojówkowym. Przeznaczony do wizualnej kontroli tkanek in vivo na poziomie mikroskopowym, jest to również pierwszy pełny opis metody obrazowania CLM do badania czasoprzestrzennego rozmieszczenia iniekcji w oku po wstrzyknięciu podspojówkowym.

Wprowadzenie

Oczyszczanie krwi, dystrybucja tkanek i docelowe zaawansowanie leków w żywych systemach są filarami zrozumienia rozmieszczenia leków in vivo. W przedklinicznych modelach zwierzęcych parametry te są zwykle oceniane poprzez częste pobieranie próbek krwi i tkanek w określonych punktach czasowych po podaniu leku. Jednak procedury te są na ogół inwazyjne, często obejmują pomiary niezwiązane z przeżywalnością i wymagają dużych kohort zwierząt do statystycznego zasilania. Może to wiązać się z dodatkowymi kosztami i czasem, a także z obawami etycznymi związanymi z nadmiernym wykorzystywaniem zwierząt. W rezultacie, nieinwazyjne obrazowanie szybko staje się integralnym krokiem w badaniach nad biodystrybucją. Konfokalna mikroendoskopia laserowa (CLM1,2) doskonale nadaje się do zastosowań okulistycznych do nieinwazyjnego obrazowania czasoprzestrzennego rozkładu środków terapeutycznych w oczach żywych zwierząt z wysoką czułością i wysoką rozdzielczością1,3,4.

CLM ma potencjał, aby ułatwić solidne badania przesiewowe systemów dostarczania leków do oczu (DDS), takich jak liposomy, przed kompleksową kwantyfikacją DDS i biodostępnością leków. Liposomy są atrakcyjne ze względu na swoją elastyczność w dostosowywaniu swoich właściwości fizykochemicznych i biofizycznych5,6,7,8,9,10,11 do hermetyzacji szerokiej gamy ładunków terapeutycznych i kontrolowania miejsca uwalniania leku i czasu działania. Liposomy były używane w zastosowaniach okulistycznych do dostarczania dużych cząsteczek, takich jak przeciwciało monoklonalne bewacyzumab12, oraz małych cząsteczek, takich jak cyclosporine13 i ganciclovir14. Liposomy obciążone lekami mają dłuższe biologiczne okresy półtrwania i przedłużone efekty terapeutyczne w porównaniu z nieliposomalnymi preparatami "wolnych leków". Jednak dystrybucja leku w tkance oka jest zwykle ekstrapolowana na podstawie stężeń leku w płynnych składnikach oka (tj. krwi, cieczy wodnistej i ciele szklistym15,16,17). Ponieważ początkowy los in vivo załadowanego ładunku leku jest określany przez właściwości samego nanonośnika, obrazowanie CLM liposomów fluorescencyjnych może służyć jako substytut leku w celu ujawnienia czasu ukierunkowania tkankowego i czasu przebywania w tkankach in situ. Co więcej, wizualne dowody dostarczania z CLM mogą sterować ponownym projektowaniem DDS, oceniać korzyści terapeutyczne leku, a być może nawet przewidywać niepożądane zdarzenia biologiczne (np. toksyczność tkankową spowodowaną niepożądaną lokalizacją DDS przez dłuższy czas).

Tutaj szczegółowo opisano procedurę krok po kroku, jak badać biodystrybucję liposomów w oku u żywych myszy za pomocą dwupasmowego systemu CLM. Ten specyficzny system CLM może wykrywać dwukolorową fluorescencję (za pomocą zielonych i czerwonych laserów wzbudzających o długości fali 488 nm i 660 nm) w czasie rzeczywistym, z częstotliwością 8 klatek/s. Poprzez fizyczne umieszczenie sondy detekcyjnej na oku, protokół demonstruje akwizycję obrazu i analizę liposomów zielonofluorescencyjnych po podaniu podspojówkowym myszom, którym wstępnie wstrzyknięto dożylnie (IV) 2% barwnik Evans Blue (EB). Barwnik EB pomaga uwidocznić unaczynione struktury w kanale czerwonej fluorescencji. Pokazujemy reprezentatywne wyniki badania oceniającego neutralne liposomy 100 nm złożone z fosfolipidu POPC (tj. 1-palmitoilo-2-oleoilo-glicero-3-fosfocholiny) i domieszkowane fosfolipidem Fl-DHPE znakowanym fluoresceiną (tj. N-(fluoresceiną-5-tiokarbamoilo)-1,2-dihexa-dekanoilosn-glicero-3-fosfoetanoloaminą) w stosunku 95% POPC: 5% Fl-DHPE (Rysunek 1B). CLM jest w stanie wychwycić zielone liposomy znakowane fluoresceiną w rozdzielczości osiowej 15 μm i bocznej 3,30 μm poprzez wyznaczenie granic tkanki oka zabarwionej EB.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania (IACUC) w SingHealth (Singapur). Samice myszy C57BL/6 J (w wieku 6-8 tygodni; 18-20 g) uzyskano z InVivos w Singapurze i umieszczono w wiwarium o kontrolowanej temperaturze i świetle w Duke-NUS Medical School w Singapurze. Zwierzęta były leczone zgodnie z wytycznymi Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką (ARVO) dotyczącym wykorzystywania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych.

UWAGA: Schemat blokowy przedstawiający główne procedury jest pokazany w Rysunek 2.

1. Przygotowanie środków kontrastowych: Evans Blue (EB) i liposomów

  1. Aby uzyskać 2% roztwór barwnika EB, rozpuść 1 g EB w 50 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej. Przefiltruj roztwór za pomocą filtrów 0,22 μm do sterylnych probówek o pojemności 1,5 ml i przechowuj je w temperaturze pokojowej do późniejszego użycia.
  2. W przypadku liposomów o zielonej fluorescencji dodać POPC/Fl-DHPE (95:5), chloroform/metanol (2:1) do kolby okrągłodennej o pojemności 100 ml. Użyj wyparki obrotowej o prędkości 150 obr./min w temperaturze 40 °C przez 1 godzinę, z podciśnieniem utrzymywanym na poziomie 0 mbar1, aby utworzyć cienki film lipidowy.
    UWAGA: Porównując wpływ właściwości liposomalnych (np. rozmiar, ładunek, nasycenie lipidów, długość łańcucha lipidowego) na dystrybucję, należy utrzymać stałą zawartość procentową Fl-DHPE lub innych fluorescencyjnych lipidów, aby potwierdzić, że obserwowane wyniki wynikają z wpływu badanych właściwości, a nie ze zmiennego obciążenia dużych barwników hydrofobowych.
  3. Uwodnić warstwę lipidową solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (w celu uzyskania 26,3 mM liposomów fluorescencyjnych) w temperaturze 40 °C, aby utworzyć pęcherzyki wieloblaszkowe (MLV). Załaduj MLV do szklanej strzykawki w celu ręcznego wytłaczania (30 razy przy użyciu filtra poliwęglanowego o wielkości porów 0,08 μm), aby uzyskać żądany rozmiar 100 nm.
    UWAGA: Temperatura nawodnienia musi być wyższa niż temperatura przejścia lipidów.
  4. Przefiltruj liposomy, przepuszczając je przez sterylny filtr strzykawkowy 0,22 μm. Potwierdź średnicę hydrodynamiczną (DH) liposomów za pomocą systemu dynamicznego rozpraszania światła.

2. Podawanie EB i liposomów żywym myszom

  1. Wstrzyknąć myszu EB IV (dożylnie) przez żyłę ogonową (2,5 mg/kg), 2 godziny przed wstrzyknięciem podspojówkowym.
  2. W przypadku wstrzyknięcia podspojówkowego, najpierw uspokoić mysz za pomocą 5% izofluranu poprzez inhalację w komorze indukcyjnej, aby uzyskać odpowiednią płaszczyznę znieczulenia. Przenieś mysz do stożka nosowego i utrzymuj sedację na poziomie 2%-2,5% izofluranu podczas korzystania z poduszki grzewczej przez cały zabieg.
  3. Przyciąć wąsy w pobliżu oka, które ma być wstrzyknięte, i wkroplić kroplę 0,5% roztworu chlorowodorku proksymetakainy do środka znieczulającego bezpośrednio na oko.
  4. Do szklanej strzykawki o pojemności 10 μl (z igłą 32 G) należy napełnić liposomami fluorescencyjnymi (Fl-DHPE: 0,78 mg/kg) i przed wstrzyknięciem usunąć wszystkie pęcherzyki powietrza ze strzykawki.
    UWAGA: W przestrzeni podspojówkowej myszy można umieścić do 20 μl iniekcji myszy 18,19.
  5. Za pomocą pęsety lekko unieś spojówkę i powoli wstrzyknij do przestrzeni podspojówkowej (Rysunek 1A). Powoli wyjmować igłę, aby zapobiec cofaniu się. Upewnij się, że utworzy się widoczny pęcherzyk wypełniony fluorescencyjnymi liposomami (Rysunek 1C).
  6. Po wstrzyknięciu należy podać kroplę antybiotyku 1% kwasu fusydowego na oko i monitorować mysz aż do odzyskania przytomności.

3. Konfiguracja CLM

  1. Włącz system CLM i upewnij się, że zarówno złącze, jak i dystalna końcówka sondy skanującej są czyste.
  2. Wyczyść złącze sondy skanującej za pomocą środka do czyszczenia złączy optycznych, postępując zgodnie z instrukcjami producenta.
    1. Naciśnij zapadkę (często kolorową) środka do czyszczenia złączy optycznych, aby odsłonić wstążkę czyszczącą.
    2. Umieść złącze w kontakcie z taśmą czyszczącą i przesuń złącze wzdłuż taśmy, zachowując kontakt.
  3. Wyczyść dystalną końcówkę (znaną również jako końcówka skanująca) sondy, zanurzając ją w roztworze czyszczącym, a następnie w roztworze płuczącym dostarczonym przez producenta. Aplikator z bawełnianą końcówką może być również używany do dokładniejszego czyszczenia, jeśli końcówka jest bardzo brudna.
  4. Podłącz sondę do systemu CLM. W tym momencie wybierz pole widzenia (FOV) i lokalizację plików akwizycji.
    UWAGA: Dostosuj intensywność lasera na tym etapie, aby upewnić się, że wykrywanie fluorescencji dla Fl-DHPE mieści się w zakresie liniowym. Intensywność lasera musi być spójna w celu porównania obrazów wykonanych w różnych punktach czasowych.
  5. Pozwól systemowi rozgrzać się przez 15 minut zgodnie z instrukcją i użyj zestawu kalibracyjnego, aby skalibrować system zgodnie z instrukcjami producenta.
    UWAGA: W zestawie kalibracyjnym znajdują się trzy fiolki do każdego lasera zawierające następujące roztwory: roztwór czyszczący, roztwór do płukania i roztwór fluoroforu 488/660 nm do kalibracji wewnętrznej. Kroki kalibracji są wyświetlane przez system i należy ich odpowiednio wykonać.
    1. Zanurzyć końcówkę w fiolce oczyszczającej, a następnie w fiolce do płukania (5 s w każdej fiolce). Pozostaw go w powietrzu do nagrywania w tle dla obu kanałów.
      UWAGA: Ten krok jest bardzo ważny, ponieważ normalizuje wartości tła z różnych włókien sondy i zapewnia jednolitość obrazu.
    2. Zanurzyć końcówkę w fiolce oczyszczającej, a następnie w fiolce do płukania (5 s w każdej fiolce). Zanurz końcówkę w fiolce z fluoroforem 488 nm na 5 sekund, aby znormalizować wartości sygnału z różnych włókien w sondzie.
    3. Zanurzyć końcówkę w fiolce oczyszczającej, a następnie w fiolce do płukania (5 s w każdej fiolce). Zanurzyć końcówkę w fiolce do płukania aż do uzyskania sygnału fluorescencyjnego zarejestrowanego w ppkt 3.5.2. Znika. Zanurz końcówkę w fiolce z fluoroforem 660 nm, aby znormalizować wartości sygnału z różnych włókien w sondzie.
      UWAGA: Wykonaj wszystkie kroki kalibracji, aby uzyskać prawidłową kalibrację i optymalną jakość obrazu.
  6. Po skalibrowaniu sondy sprawdź, czy wartości tła dla sond są tak niskie, jak to możliwe. W przypadku używanego systemu CLM należy utrzymywać wartości tła poniżej 100. Wykonaj wielokrotne czyszczenie sondy za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i kalibrację, jeśli wartości przekraczają 100/zdefiniowaną wartość użytkownika lub jeśli sonda wydaje się być brudna. Ma to na celu zapewnienie, że szum tła jest utrzymywany na poziomie zbliżonym do tej samej wartości.
    UWAGA: Ważne jest, aby zdefiniować maksymalną wartość tła (na przykład 100, jak podano w kroku 3.6), aby upewnić się, że warunki sondy są podobne. Pozwoli to na właściwe porównanie ilościowe między zdjęciami wykonanymi w różnych punktach czasowych. Wartość może się różnić w zależności od systemu i warunków sondy.
  7. Włączyć regulator temperatury zwierzęcia (ATC). Ustaw ATC na 37 °C. Przykryj poduszkę grzewczą serwetą chirurgiczną i zamocuj stożek nosowy na poduszce grzewczej.
    UWAGA: ATC z dołączoną poduszką grzewczą jest wymagane, aby zapewnić zwierzęciu ciepło przez cały czas trwania obrazowania.
  8. Zaciśnij stojak mikroskopu preparacyjnego do blatu, aby go zabezpieczyć. Obróć i wyreguluj okular mikroskopu, aby ergonomicznie view oko myszy przez okular, gdy użytkownik siedzi (dokonaj regulacji po umieszczeniu zwierzęcia).
  9. Uspokoić mysz za pomocą 5% izofluranu w komorze indukcyjnej. Przenieś mysz do stożka nosowego, gdy zwierzę przestanie reagować i utrzymuj sedację na poziomie 2%-2,5% izofluranu podczas korzystania z poduszki grzewczej przez cały zabieg.
  10. Przyciąć wąsy myszy i wkroplić do oka kroplę 0,5% roztworu chlorowodorku proksymetakainy znieczulającego.
  11. Aby upewnić się, że oczy są czyste, upuść kilka kropli soli fizjologicznej, aby umyć powierzchnię oka.
  12. Ustaw mikroskop tak, aby oko myszy było w bezpośrednim ustawieniu ostrości przy powiększeniu 0.67x.
    UWAGA: Pamiętaj, aby nasmarować oczy solą fizjologiczną. Jeśli oczy nie są smarowane przez całą sesję obrazowania, mogą wyschnąć, powodując krystalizację soczewki. W rezultacie, podczas obrazowania CLM, soczewka może emitować czerwoną fluorescencję tła.

4. Obrazowanie na żywo oczu myszy za pomocą CLM i akwizycji

  1. Włącz laser, umieść sondę na oku i rozpocznij rejestrację, aby obserwować fluorescencję w oku w obszarach wskazanych na mapie oka w Rysunek 3.
    UWAGA: Trzymaj sondę jak długopis, trzymając dystalny koniec sondy bezpośrednio na obszarze, który ma być obrazowany.
  2. Zatrzymaj nagrywanie, gdy wszystkie regiony zostaną oflagowane i oznaczone etykietami. Pliki akwizycji zostaną automatycznie zapisane w lokalizacji pliku wybranej w kroku 3.4.
    UWAGA: Plik zostanie zapisany jako plik wideo, który można wyeksportować do poszczególnych obrazów. Oznacz flagę zgodnie z mapą oka, aby dokładnie poznać położenie sondy w dokładnej klatce, w której wykonano nagranie.

5. Analiza obrazu

  1. Korzystając z tego samego oprogramowania do akwizycji CLM, wyeksportuj pliki akwizycji obrazów w celu dalszej analizy. Kliknij Plik | Eksportuj i wybierz format, do którego chcesz wyeksportować dane. Pliki w formacie Mkt pozwolą na dostosowanie tabeli przeglądowej (LUT) i dalszy eksport do formatów plików graficznych za pomocą oprogramowania przeglądarki CLM.
  2. Aby uzyskać dokładne porównanie intensywności fluorescencji, użyj tej samej tabeli LUT dostosowanej dla każdego kanału podczas eksportowania wszystkich plików obrazów.
    UWAGA: Wybierz minimalny i maksymalny próg LUT w stosunku do progów myszy kontrolnej (bez wstrzykiwanych liposomów), aby zminimalizować odczyty fluorescencji tła.
  3. Otwórz obraz w odpowiednim oprogramowaniu do przetwarzania obrazu/darmowym programie (np. ImageJ). Narysuj obszar zainteresowania (ROI).
    UWAGA: ROI odnosi się tutaj do obszaru zainteresowania w programie przetwarzania. W większości przypadków ROI będzie obejmowało cały zeskanowany obraz. Jednak w przypadku obrazowania rąbka nie może po prostu uzyskać obrazu rąbka osobno. W związku z tym należy narysować zwrot z inwestycji, aby "określić ilościowo" fluorescencję w obszarze rąbka, zgodnie z rysunkiem w Rysunek 4. Aby zachować stały zwrot z inwestycji, użyj tego samego zwrotu z inwestycji na wszystkich obrazach.
  4. Zmierz i zapisz wartości ROI dla zielonej fluorescencji. Wprowadź wartości w arkuszu kalkulacyjnym. Tabelaryczne wartości średniego i intensywności fluorescencji (au) ROI.

6. Ocena histologiczna

  1. Poddaj mysz eutanazji metodą zatwierdzoną przez lokalny IACUC.
  2. Wyłuszczyć oko i utrwalić oko w 1 ml 4% roztworu formaldehydu lub 10% roztworu formaliny na noc.
  3. Odetnij nadmiar tłuszczów i zanurz oko w związku o optymalnej temperaturze cięcia (OCT) i przechowuj je w zamrażarce o temperaturze -80 °C przez co najmniej jeden dzień.
  4. Wyciąć odcinki o grubości 5 μm w kriostacie z temperaturą cięcia utrzymywaną na poziomie 20 °C. Przenieść sekcję na szkiełko mikroskopowe pokryte poli-L-lizyną.
    UWAGA: Histologia może służyć jako dodatkowa walidacja rozkładu DDS. Wymaga to jednak dodatkowej optymalizacji, specjalistycznej wiedzy technicznej i poświęcania zwierząt, które badanie ma na celu ograniczenie poprzez stosowanie CLM.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Protokół demonstruje użyteczność CLM do oceny czasoprzestrzennego rozkładu ocznego liposomów zielonej fluorescencji podawanych przez wstrzyknięcie podspojówkowe. Aby wykorzystać zdolność dwukolorową (długości fal wzbudzenia 488 nm i 660 nm) systemu CLM, neutralne liposomy POPC o długości 100 nm do wstrzyknięcia domieszkowano 5% Fl-DHPE (dane dotyczące składu i charakterystyki są pokazane w Rysunek 1B), a EB wstrzyknięto IV w celu identyfikacji punktów orientacyjnych w oku. Obecność cienkiej warstwy na...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Jak pokazują wyniki, CLM zapewnia prostą i wykonalną metodę obrazowania rozmieszczenia liposomów w oku w oku. Wcześniej zademonstrowaliśmy zastosowanie CLM do scharakteryzowania lokalizacji różnych preparatów liposomalnych w oku myszy w czasie1. W przypadku zastosowań nieinwazyjnych CLM umożliwia obrazowanie w czasie rzeczywistym przedniej powierzchni oka w celu uzyskania wglądu w to, jak liposomy są rozmieszczone w oku tego samego zwierzęcia. To sprawia, że CLM nadaje się do wstępnego badania prz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane przez grant NTU-Northwestern Institute for Nanomedicine (NNIN) przyznany (SV) oraz częściowo przez Singapore National Research Foundation Grant AG/CIV/GC70-C/NRF/2013/2 oraz Singapore's Health and Biomedical Sciences (HBMS) Industry Alignment Fund Pre-Positioning (IAF-PP) grant H18/01/a0/018 administrowany przez Agencję ds. Nauki, Technologii i Badań (A*STAR) (dla AMC). Podziękowania dla członków z Duke-NUS Laboratory for Translational and Molecular Imaging (LTMI) za ułatwienie logistyki i realizacji badań oraz szkoleń na sprzęcie. Specjalne podziękowania dla Pani Wisny Novera za pomoc redakcyjną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,08 &mikro; m filtr poliwęglanowyWhatman, USA110604
0,22 & mikro; m filtr strzykawkowyFisherbrand, Irlandia09-720-3
0,5% Sterylny roztwór okulistyczny chlorowodorku proksymetakainyAlcon, Singapur
10 &; L Szklana strzykawkaHamilton, USA65460-06
1-palmitoilo-2-oleoilo-sn-glicero-3-fosfocholina (POPC)Avanti, USA850457
Igła 32 G (Hamilton, 0,5" PT4)Hamilton, USA7803-04
Regulator temperatury zwierząt z płytą grzewczą (15 cm x 20 cm)WPI, USAATC 2000 & 61800
Cellvizio Dual Band, sonda S1500 i Quantikit (zestaw kalibracyjny w kroku 3.5)Mauna Kea Technologies, FrancjaŚrednica końcówki: 1,5 mm, pole widzenia: 600 µ m x 500 &mikro; m, rozdzielczość osiowa: 15 &mikro; m, rozdzielczość boczna: 3,3 i mikro; m
ChloroformSigma Aldrich, Stany Zjednoczone472476
Dumont Pęseta #5, DumostarWPI, USA50023311 cm, prosta, 0,1 mm x 0,06 mm Końcówki
Evans BlueSigma Aldrich, USAE2129
Kwas fusydowy krople do oczuLEO Pharma, Dania
ImageJNarodowe Instytuty Zdrowia, USAhttps://imagej.nih.gov/ij/
IsofluranePiramal, Stany Zjednoczone
Malvern Zetasizer Nano ZSMalvern Panalytical, Wielka Brytania
MetanolSigma Aldrich, Stany Zjednoczone179337
Mini ekstruderAvanti, USA610020
N-(fluoresceina-5-tiokarbamoilo)-1,2-dihexadecanoylsn-glycero-3-fosfoetanoloamina (sól trietyloamonowa) (FL-DHPE)Invitrogen, USAF362
Sól fizjologiczna buforowana fosforanemGibco, USA10010023
System stereomikroskopowy z uchwytem stołowymOlympus, Tokio, JaponiaSZ51 i SZ2-STU3

Bibliografia

  1. Chaw, S. Y., Novera, W., Chacko, A. -M., Wong, T. T. L., Venkatraman, S. In vivo fate of liposomes after subconjunctival ocular delivery. Journal of Controlled Release. 329, 162-174 (2021).
  2. Kuo, J. C. -H., et al. Detection of colorectal dysplasia using fluorescently labelled lectins. Scientific Reports. 6 (1), 24231(2016).
  3. Wu, Y. -F., et al. A custom multiphoton microscopy platform for live imaging of mouse cornea and conjunctiva. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e60944(2020).
  4. Zhivov, A., Stachs, O., Kraak, R., Stave, J., Guthoff, R. F. In vivo confocal microscopy of the ocular surface. The Ocular Surface. 4 (2), 81-93 (2006).
  5. Bassyouni, F., ElHalwany, N., Ab del Rehim, M., Neyfeh, M. Advances and new technologies applied in controlled drug delivery system. Research on Chemical Intermediates. 41 (4), 2165-2200 (2015).
  6. Sercombe, L., et al. Advances and challenges of liposome assisted drug delivery. Frontiers in Pharmacology. 6, (2015).
  7. Koning, G. A., Storm, G. Targeted drug delivery systems for the intracellular delivery of macromolecular drugs. Drug Discovery Today. 8 (11), 482-483 (2003).
  8. Metselaar, J. M., Storm, G. Liposomes in the treatment of inflammatory disorders. Expert Opinion on Drug Delivery. 2 (3), 465-476 (2005).
  9. Ding, B. S., Dziubla, T., Shuvaev, V. V., Muro, S., Muzykantov, V. R. Advanced drug delivery systems that target the vascular endothelium. Molecular Interventions. 6 (2), 98-112 (2006).
  10. Hua, S., Wu, S. Y. The use of lipid-based nanocarriers for targeted pain therapies. Frontiers in Pharmacology. 4, 143(2013).
  11. Sharma, A., Sharma, U. S. Liposomes in drug delivery: Progress and limitations. International Journal of Pharmaceutics. 154 (2), 123-140 (1997).
  12. Abrishami, M. M., et al. Preparation, characterization, and in vivo evaluation of nanoliposomes-encapsulated Bevacizumab (Avastin) for intravitreal administration. Retina. 29 (5), 699-703 (2009).
  13. Pleyer, U., et al. Ocular absorption of cyclosporine A from liposomes incorporated into collagen shields. Current Eye Research. 13 (3), 177-181 (1994).
  14. Shen, Y., Tu, J. Preparation and ocular pharmacokinetics of ganciclovir liposomes. The AAPS Journal. 9 (3), 371-377 (2007).
  15. Weijtens, O., et al. High concentration of dexamethasone in aqueous and vitreous after subconjunctival injection. American Journal of Ophthalmology. 128 (2), 192-197 (1999).
  16. Voss, K., et al. Development of a novel injectable drug delivery system for subconjunctival glaucoma treatment. Journal of Controlled Release. 214, 1-11 (2015).
  17. Giarmoukakis, A., et al. Biodegradable nanoparticles for controlled subconjunctival delivery of latanoprost acid: In vitro and in vivo evaluation. Preliminary results. Experimental Eye Research. 112, 29-36 (2013).
  18. Shah, N. V., et al. Intravitreal and subconjunctival melphalan for retinoblastoma in transgenic mice. Journal of Ophthalmology. 2014, 829879(2014).
  19. Dastjerdi, M. H., Sadrai, Z., Saban, D. R., Zhang, Q., Dana, R. Corneal Penetration of Topical and Subconjunctival Bevacizumab. Investigative ophthalmology & visual science. 52 (12), 8718-8723 (2011).
  20. Ezra-Elia, R., et al. Can an in vivo imaging system be used to determine localization and biodistribution of AAV5-mediated gene expression following subretinal and intravitreal delivery in mice. Experimental Eye Research. 176, 227-234 (2018).
  21. Movila, A., et al. Intravital endoscopic technology for real-time monitoring of inflammation caused in experimental periodontitis. Journal of Immunological Methods. 457, 26-29 (2018).
  22. Vanherp, L., et al. Bronchoscopic fibered confocal fluorescence microscopy for longitudinal in vivo assessment of pulmonary fungal infections in free-breathing mice. Scientific Reports. 8 (1), 3009(2018).
  23. Chagnon, F., et al. In vivo intravital endoscopic confocal fluorescence microscopy of normal and acutely injured rat lungs. Laboratory Investigation. 90 (6), 824-834 (2010).
  24. Yun, J. Y., et al. The effect of near-infrared fluorescence conjugation on the anti-cancer potential of cetuximab. Laboratory Animal Research. 34 (1), 30-36 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Iniekcja podsp j wkowaliposomy fluorescencyjnedystrybucja w okuobrazowanie czasoprzestrzennebiodost pno lekubadania farmakokinetycznebiodystrybucja w oku

Powiązane artykuły