Artykuł metodologiczny

Nienaruszony model gryzonia niedokrwiennego osierdzia

DOI:

10.3791/62720

⸱

2 września 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Section of Cardiac Surgery, Department of Cardiac Sciences, Libin Cardiovascular Institute, Cumming School of Medicine, 2Department of Pharmacology and Physiology, University of Calgary

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje kroki do wywołania zawału mięśnia sercowego u myszy, przy jednoczesnym zachowaniu osierdzia i jego zawartości.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół wykazał, że osierdzie i jego zawartość odgrywają istotną rolę przeciwzwłóknieniową w niedokrwiennym modelu gryzoni (podwiązanie wieńcowe w celu wywołania uszkodzenia mięśnia sercowego). Większość przedklinicznych modeli zawału mięśnia sercowego wymaga przerwania integralności osierdzia wraz z utratą homeostatycznego środowiska komórkowego. Jednak ostatnio opracowaliśmy metodologię wywoływania zawału mięśnia sercowego, która minimalizuje uszkodzenia osierdzia i zachowuje populację komórek odpornościowych rezydujących w sercu. Zaobserwowano poprawę odzyskiwania funkcji serca u myszy z nienaruszoną przestrzenią osierdzia po podwiązaniu naczyń wieńcowych. Metoda ta daje możliwość zbadania reakcji zapalnych w przestrzeni osierdzia po zawale mięśnia sercowego. Dalszy rozwój technik znakowania można połączyć z tym modelem, aby zrozumieć los i funkcję komórek odpornościowych osierdzia w regulacji mechanizmów zapalnych, które napędzają przebudowę serca, w tym zwłóknienie.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do dnia dzisiejszego choroby układu krążenia (CVD) są uznawane za główną przyczynę zgonów na całym świecie, co skutkuje znacznym obciążeniem finansowym i obniżeniem jakości życia pacjentów1. Choroba wieńcowa (CAD) jest podtypem choroby sercowo-naczyniowej i odgrywa zasadniczą rolę w rozwoju zawału mięśnia sercowego (MI), który jest głównym czynnikiem przyczyniającym się do śmiertelności. Z definicji MI wynika z nieodwracalnego uszkodzenia tkanki mięśnia sercowego z powodu długotrwałych stanów niedokrwienia i niedotlenienia. Tkanka mięśnia sercowego nie ma zdolności regeneracyjnych, więc urazy są trwałe i skutkują zastąpieniem mięśnia sercowego blizną zwłóknieniową, która początkowo może działać ochronnie, ale ostatecznie przyczynia się do niekorzystnej przebudowy serca i ostatecznej niewydolności serca2.

Chociaż leczenie pacjentów z CAD znacznie się poprawiło w ciągu ostatnich kilku dekad, przewlekła niewydolność serca (CHF) wtórna do niedokrwienia dotyka wielu pacjentów na całym świecie. Aby zapobiec tej epidemii i radzić sobie z nią, konieczne jest dokładniejsze zrozumienie mechanizmów leżących u jej podstaw i opracowanie nowych podejść terapeutycznych. Co więcej, dotychczasowe wyniki wskazują na ograniczenia terapii systemowej i konieczność opracowania precyzyjnych alternatyw. Biorąc pod uwagę, że badanie molekularnych następstw zawału mięśnia sercowego u ludzi zależy od możliwości dostępu do tkanek zawału, niezbędne są modele zwierzęce, które podsumowują cechy i rozwój ludzkiego zawału mięśnia sercowego i niewydolności serca związanych z CVD.

Ponieważ idealne modele zwierzęce są bardzo podobne do ludzkiego zaburzenia pod względem cech strukturalnych i funkcjonalnych, etiologia choroby powinna kierować ich koncepcją. W chorobie wieńcowej jest to przewlekłe zwężenie miażdżycowe tętnic wieńcowych lub ostra niedrożność zakrzepowa. Opracowano i zastosowano różne metody u różnych gatunków zwierząt laboratoryjnych w celu wywołania zwężenia lub niedrożności tętnicy wieńcowej. Takie strategie można ogólnie podzielić na dwie grupy: (1) mechaniczna manipulacja tętnicy wieńcowej w celu wywołania zawału mięśnia sercowego oraz (2) przyspieszenie miażdżycy w celu ułatwienia zwężenia tętnic wieńcowych prowadzącego do zawału mięśnia sercowego. Pierwsza strategia zwykle obejmuje podwiązanie tętnicy wieńcowej lub umieszczenie stentu w tętnicy. Drugie podejście polega na modyfikowaniu diety zwierzęcia w celu uwzględnienia pokarmu o wysokiej zawartości tłuszczu/cholesterolu. Niektóre z ograniczeń tego ostatniego podejścia obejmują brak kontroli nad czasem i miejscem niedrożności naczyń wieńcowych.

Dla kontrastu, chirurgiczna indukcja zawału serca lub niedokrwienia w modelu zwierzęcym ma kilka zalet, takich jak lokalizacja, dokładny czas i zasięg zdarzenia wieńcowego, co prowadzi do bardziej powtarzalnych wyników. Najpowszechniej stosowaną metodą jest chirurgiczne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD). Takie modele podsumowują ludzkie reakcje na ostre uszkodzenie niedokrwienne, a także progresję do CHF3. Początkowo opracowana u większych zwierząt, chirurgia LAD na małych zwierzętach, takich jak gryzonie, stała się bardziej wykonalna dzięki postępowi technologicznemu4. Przy tworzeniu takich modeli myszy były faworyzowane z różnych powodów, w tym ich względnej dostępności, niskich kosztów utrzymania i zdolności do manipulacji genetycznych.

Współczesne modele chirurgiczne choroby niedokrwiennej serca za pomocą okluzji LAD wymagają od badacza otwarcia osierdzia w celu tymczasowego lub stałego podwiązania tętnicy5. Takie strategie powodują przerwanie pracy przestrzeni osierdziowej, która pełni zasadniczo funkcję mechaniczną i smarującą, zapewniając prawidłowe funkcjonowanie serca. Inną wadą otwierania osierdzia jest utrata natywnego płynu osierdziowego zwierzęcia wraz z jego różnymi składnikami komórkowymi i białkowymi6,7. W odpowiedzi opracowaliśmy metodę indukcji zawału mięśnia sercowego przy jednoczesnym utrzymaniu osierdzia w stanie nienaruszonym. Oprócz zminimalizowania zakłóceń tego homeostatycznego środowiska, podejście to pozwala na znakowanie i śledzenie określonych komórek po wywołaniu zawału mięśnia sercowego. Ponadto podejście to lepiej odzwierciedla uszkodzenie niedokrwienne mięśnia sercowego w warunkach ludzkich.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do tych eksperymentów wykorzystano samce i samice myszy C57BL/6J w wieku od 8 do 14 tygodni. Protokół ten został zatwierdzony etycznie przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami na Uniwersytecie w Calgary i jest zgodny ze wszystkimi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami.

1. Przygotowanie i operacja myszy

  1. Sterylizuj narzędzia chirurgiczne (za pomocą sterylizatora perełkowego lub autoklawu).
  2. Zważ mysz pod kątem wagi przedoperacyjnej i dawki przeciwbólowej.
  3. Umieść mysz w pudełku indukcyjnym z 4% izofluranem i 800 ml/min tlenu. Potwierdź płaszczyznę znieczulenia, szczypiąc palce u nóg i obserwując zwierzę pod kątem braku odruchu.
  4. Wstrzykiwać podskórnie środek przeciwbólowy (0,1 mg/kg buprenorfiny) (patrz tabela materiałów).
  5. Umieść mysz na podgrzewanej podkładce chirurgicznej podczas operacji i utrzymuj znieczulenie 3% izofluranem dostarczanym przez stożek nosowy. Nałóż maść okulistyczną, aby uniknąć suchości oczu na każdym oku.
  6. Ogol włosy z obszarów chirurgicznych klatki piersiowej i szyi.
  7. Unieruchom, łapy myszy i umieść je na stole operacyjnym.
  8. Zaintubuj mysz, wprowadzając cewnik 23 G z gładką końcówką do tchawicy przez usta i gardło.
    1. Przewietrzyć mysz po intubacji 2% izofluranem i 100% tlenem jako gazem nośnym za pomocą komercyjnego respiratora (patrz tabela materiałów) ustawionego na szybkość 110 oddechów/min, objętość oddechową 250 μl i dodatnie ciśnienie końcowo-wydechowe (PEEP) 4 mmHg.
  9. Obróć mysz o 30% na prawą stronę, aby ustawić lewą stronę klatki piersiowej do operacji.
  10. Oczyść obszar operacyjny za pomocą 3 naprzemiennych peelingów z 70% etanolu i betadyny ruchami okrężnymi (patrztabela materiałów). Umieść sterylne obłożenia chirurgiczne wokół obszaru operacyjnego.
  11. Wykonaj 2-3 cm boczne nacięcie w skórze klatki piersiowej, aby uwidocznić mięśnie piersiowe po lewej stronie. Przetnij klatkę piersiową większą i mniejszą, wykonując 1 cm nacięcie od linii środkowej na zewnątrz, aby uwidocznić mięśnie międzyżebrowe między trzecim a czwartym żebrem.
    UWAGA: Należy zachować ostrożność, aby uniknąć nadmiernego krwawienia z mięśnia piersiowego poprzez kauteryzację naczyń krwawiących.
  12. Wykonaj 2-centymetrowe nacięcie w lewym mięśniu międzyżebrowym, aby wprowadzić powietrze (poprzez bierny ruch powietrza) do jamy klatki piersiowej, aby umożliwić sercu i płucom odpadnięcie od nacięcia chirurgicznego. Ponadto rozszerz otwór za pomocą urządzenia do kauteryzacji (patrz Tabela materiałów), aby naciąć przestrzeń międzyżebrową i zapobiec krwawieniu
    UWAGA: Wentylator powinien być tymczasowo zatrzymany w okresie kauteryzacji, aby uniknąć wybuchowych reakcji z tlenem. Należy uważać, aby nie uszkodzić worka osierdziowego.
  13. Za pomocą retraktorów cofnij żebra, aby odsłonić serce.
  14. Obserwuj osierdzie i leżące pod nim serce pod mikroskopem stereoskopowym.
    UWAGA: Osierdzie myszy jest wystarczająco cienkie, aby uwidocznić unaczynienie serca.
  15. Delikatnie umieść kleszcze na powierzchni osierdzia, aby zmniejszyć jego ruch i ruch leżącego pod nim serca.
  16. Oznacz wizualnie lewą tętnicę wieńcową przednią zstępującą (LAD), śledząc jej wyłanianie się spod lewego wyrostka.
  17. Za pomocą wkrętaka mikroigłowego przeprowadź odpowiedni szew (patrz Tabela materiałów) przez osierdzie, pod LAD, z szwem wyłaniającym się po drugiej stronie LAD i osierdzia. Zawiąż szew, aby ograniczyć przepływ krwi przez tętnicę wieńcową i przyciąć nadmiar szwu za pomocą nożyczek (Rysunek 1A).
    UWAGA: Po ograniczeniu przepływu krwi do tętnicy wieńcowej powinno być widoczne blednienie przedniej części lewej komory. Procedura ta stanowi model trwałego podwiązania. Jednak na tym etapie można również zastosować przejściowe podejście ligacyjne z różnymi okresami niedokrwienia.
  18. Poniżej miejsca nacięcia w obszarze sterylnym wprowadzić przezskórnie cewnik 24 G do klatki piersiowej (po wejściu do jamy klatki piersiowej usunąć igłę prowadzącą). Następnie zamknij żebra, a następnie warstwy mięśni i skórę za pomocą odpowiedniego szwu (stożkowa igła do mięśni, konwencjonalna igła tnąca do skóry).
  19. Po zamknięciu klatki piersiowej usuń pozostałe powietrze z jamy klatki piersiowej przez cewnik 24 G, delikatnie odsysając strzykawką o pojemności 3 ml i uciskając klatkę piersiową. Po usunięciu powietrza wyjmij cewnik 24 G.
  20. Zmniejszyć stężenie izofluranu do 1%.
  21. Wyłącz izofluran, utrzymując wentylację tlenem, aby umożliwić myszy powrót do zdrowia po znieczuleniu. Gdy zwierzę wykaże oznaki samodzielnego oddychania, wyjmij rurkę dotchawiczą o pojemności 23 G z pyska i umieść mysz w klatce ratunkowej, która będzie monitorowana pod kątem wznowienia normalnego oddychania.
  22. Pozwól myszy dojść do siebie w klatce, umieszczając część klatki na podkładce rozgrzewającej, aby zapewnić zewnętrzne źródło ciepła.
  23. Wstrzyknięcia podtrzymujące leku przeciwbólowego (buprenorfina 0,1 mg/kg mc., podskórnie) należy wykonywać co 12 godzin przez 72 godziny po zabiegu.
  24. Monitoruj stan zdrowia myszy codziennie przez 7 dni, co obejmuje ocenę nacięć i dyskomfortu zwierząt.
    UWAGA: Ze względu na inwazyjność tego zabiegu (torakotomii) może być konieczne podanie antybiotyków.

2. Funkcjonalna ocena czynności serca za pomocą echokardiografii (EKG)

  1. Indukuj i utrzymuj mysz w znieczuleniu ogólnym za pomocą 1,5-2% izofluranu i 800 ml / min tlenu.
  2. Umieść mysz w pozycji leżącej na podgrzewanej platformie scenicznej i przymocuj łapki do przewodów EKG.
  3. Ogol klatkę piersiową myszy.
  4. Uzyskać obrazy echokardiograficzne za pomocą sondy przetwornika liniowego 40 MHz i żelu kontaktowego i przeanalizować za pomocą odpowiedniego oprogramowania (patrz tabela materiałów).
  5. Wyłącz izofluran i pozwól myszy zregenerować się na platformie grzewczej przed przywróceniem klatki do stanu aktywnego.
    UWAGA: Ocena echokardiograficzna jest nieinwazyjna, a zatem może być wykonywana podłużnie przez cały czas trwania eksperymentu w celu określenia zmian przed i po podwiązaniu naczyń wieńcowych.

3. Pobieranie tkanek serca do barwienia zwłóknienia

  1. Poświęć myszy z inhalacją 100% CO2 i ostrożnie wypreparuj serce.
    UWAGA: Za pomocą nożyczek i kleszczy osiąga się to poprzez przecięcie dużych naczyń wchodzących (żyła główna, żyła płucna) i wychodzących (tętnica płucna, aorta) serca, aby uwolnić je z układu krążenia w klatce piersiowej.
  2. Utrwal serce w 10% formalinie przez co najmniej 24 godziny.
  3. Przeciąć próbki za pomocą prostej żyletki przez prawą komorę, przegrodę międzykomorową i lewą komorę, upewniając się, że nacięcie przeszło przez środek strefy zawału. Próbki są następnie wysyłane do głównego zakładu w celu zatopienia parafiny.
  4. Wytnij skrawki tkanek o grubości 5 μm za pomocą mikrotomu i umieść je na szkiełkach w celu barwienia.
  5. Odparafinować za pomocą dostępnego w handlu ksylenu i stopniowanych alkoholi płukać (2x 99%, 1x 95%, 1x 70%) wodą dejonizowaną, a następnie ponownie uwodnić.
  6. Zabarwić 0,1% czerwienią Syriusza w kwasie pikrynowym przez 2 godziny w temperaturze pokojowej.
  7. Myć sekcje 0,5% kwasem octowym przez 3 min i płukać 70% etanolem przez 1 min.
  8. Odwodnić sekcje, stosując odwrotną kolejność płukania opisaną w ppkt 3.4, zwiększając i stopniując stężenie etanolu, a następnie ksylen.
  9. Zamontuj skrawki tkanek za pomocą roztworu montażowego (patrz tabela materiałów) w celu oceny mikroskopowej.

4. Cytometria przepływowa płukania serca i jamy osierdziowej

  1. Poświęć myszy z wdychaniem 100% CO2 do skutku.
  2. Połóż mysz na plecach i przymocuj ręce i nogi do deski chirurgicznej za pomocą taśmy.
  3. Ostrożnie otwórz lewą stronę (prawą stronę od widoku eksperymentatora) klatki piersiowej, zaczynając od przecięcia przepony do mniej więcej punktu środkowego, a następnie przecinając zewnętrzne żebra w kierunku mostka.
    UWAGA: Unikaj nacinania dużych naczyń krwionośnych, szczególnie tych, które biegną równolegle do mostka.
  4. Cofnij żebra za pomocą hemostatu, aby odsłonić leżące pod spodem serce i osierdzie.
    UWAGA: Osierdzie jest bardzo delikatne, więc pamiętaj, aby nie złapać go nożyczkami podczas cięcia.
  5. Za pomocą rurki PE-10 (patrz tabela materiałów) cewnika wprowadzonego do przestrzeni osierdziowej w pobliżu połączenia lewego przedsionka i lewej komory, wstrzyknąć 100 μl sterylnego soli fizjologicznej do jamy osierdzia.
    1. Pozwól, aby sól fizjologiczna zebrała się i zebrała z tylnej strony serca, uważając, aby nie przebić ani nie rozerwać osierdzia w tym procesie. Powtórz ten krok dwa razy i umieść płyn z płukania na lodzie, jednocześnie przetwarzając serce.
  6. Wytnij serce, przecinając główne naczynia (aortę, tętnicę płucną, żyłę i żyłę główną) wchodzące i wychodzące z serca. Usuń prawy i lewy przedsionek i zważ tkankę serca komory.
  7. Zmielić tkankę na małe 1 mm2 kawałki za pomocą nożyczek i umieścić w 10 ml buforu wytrawiającego zawierającego 450 U/ml kolagenazy I, 125 U/ml kolagenazy XI, 60 U/ml DNazy I i 60 U/ml hialuronidazy w PBS przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C na wytrząsarce orbitalnej.
  8. Przepuścić homogenaty tkanki serca przez sitko do komórek o wielkości 70 μm (patrz tabela materiałów) i wirować w dół przy 60 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C w celu usunięcia komórek miąższowych serca.
  9. Zebrać supernatant, przepuścić przez sitko do komórek o wielkości 40 μm (patrz tabela materiałów) w celu uzyskania zawiesiny pojedynczej komórki i odwirować w dół przy 400 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C w celu osadzenia komórek.
  10. Wykonaj blokowanie receptora krystalizującego (Fc) i barwienie markerów komórkowych na komórkach osierdzia i serca, jak opisano wcześniej8.
  11. Uruchom próbki na cytometrze przepływowym.

5. Etykietowanie makrofagów osierdziowych metodą ICAPS (Intercostal Approach to the Pleural Space)9

  1. Przed rozpoczęciem wysterylizuj narzędzia chirurgiczne (za pomocą sterylizatora perełkowego lub autoklawu) i spryskaj 70% etanolem.
  2. Indukuj i utrzymuj mysz w znieczuleniu ogólnym za pomocą 1,5-2% izofluranu i 800 ml / min tlenu. Potwierdź płaszczyznę znieczulenia, szczypiąc palce u nóg i obserwując zwierzę pod kątem braku odruchu.
  3. Wstrzykiwać podskórnie lek przeciwbólowy (buprenorfina 0,1 mg/kg).
  4. Umieść mysz na podgrzewanej podkładce chirurgicznej podczas operacji.
  5. Ogolić prawy przednio-boczny obszar klatki piersiowej.
  6. Oczyść obszar operacyjny etanolem i betadyną.
  7. Wykonaj nacięcie w skórze o długości 3 cm, a kleszczami odsłoń klatkę piersiową.
  8. Załadować 5 μl kulek fluorescencyjnych (dostępne w handlu mikrosfery fluorescencyjne, 1 μm, patrz tabela materiałów) i 45 μl soli fizjologicznej do cewnika strzykawkowego z rurką PE-10 ze ściętą końcówką.
  9. Wprowadzić cewnik do przestrzeni międzyżebrowej, jak opisano wcześniej9, powoli wstrzyknąć roztwór kulki i usunąć cewnik jednym ruchem.
  10. Zamknij skórę za pomocą staples.
    UWAGA: Zszywki stosuje się zamiast szwów, aby zminimalizować potencjalne ponowne otwarcie nacięcia.
  11. Wyłącz izofluran, umieść mysz w klatce rekonwalescencji i obserwuj powikłania przez pierwsze 24 godziny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten zmodyfikowany model podwiązania naczyń wieńcowych został zoptymalizowany pod kątem powtarzalności i przeżywalności zwierząt. Jednak ze względu na znaczne uszkodzenie serca, z zabiegiem wiąże się pewna spodziewana śmiertelność śródoperacyjna i pooperacyjna. Standardowa śmiertelność jest zazwyczaj wyższa u mężczyzn (~25-35%) niż u kobiet (~ 10-15%).

Udana indukcja mięśnia sercowego za pomocą zmodyfikowanego podwiązania wieńcowego powinna być widoczna po zmianach w parametrach funkcjonalnych ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wywołanie zawału mięśnia sercowego w zamkniętym osierdziu u gryzoni jest wyjątkowe i może mieć potencjalnie znaczące zastosowania. Procedura opiera się w dużej mierze na znajomości przez chirurga modelu gryzoni i anatomii serca gryzoni. Sukces zależy również od opieki zapewnionej podczas trzech krytycznych etapów: nacięcia mięśni międzyżebrowych i cofnięcia żeber (kroki 1.11-1.13), powstania zawału (krok 1.17 ) i rekonwalescencji zwierząt (kroki 1.22-1.24).

Torakotomia musi być wykonana z nale...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konfliktów do ujawnienia.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sterylizator koralików Steri-350InotechNC9449759
10% FormalinMillipore SigmaHT501128-4L
40 & m Sitko do komórekVWRCA21008-949Falcon, 352340
70 µ m Sitko komórkoweVWRCA21008-952Falcon, 352350
ACK Bufor do lizyThermo FisherA1049201
BD Igła do cewnika Insyte-W 24 G X 3/4 "CDMV Inc108778
Betadine (10% roztwór do stosowania miejscowego z jodowidonem)CDMV Inc104826
kleszczeNarzędzia do nauki precyzyjnejFST 11000-12
BNP Maść okulistycznaCDMV Inc17909
Castroviejo Sterownik igiełNarzędzia do nauki precyzyjnejFST 12061-01
Wirówka 5810REppendorf22625101
Kolagenaza IMilipore SigmaSCR103
Kolagenaza XIMillipore SigmaC7657
Covidien 5-0 Szew polisorbowy - igła stożkowa CV-11Medtronic CanadaGL-890
Covidien 5-0 Szew polisorbowy - igła tnąca PC-13Medtronic CanadaSL-1659
Zakrzywione kleszczeNarzędzia do naukiprecyzyjnej FST 11009-13
Dako Medium montażoweAgilenCS70330-2
DNaza IMilipore Sigma11284932001
etanol, 100%miliporów SigmaMFCD00003568
Ethicon 8-0 Ethilon Suture - Igła stożkowa BV-130-4Johnson & Johnson Inc.2815G
Nikon2208502
Drobne kleszczeNarzędzia naukoweFST 11150-10
Fluoresbrite® YG Mikrosfery karboksylowe 1,00 i mikro; mPolysciences, Inc.15702
Jednostka kauteryzacji termicznej Geigera Światoweinstrumenty precyzyjneModel 501293Model 150-ST
HialuronidazaMillipore SigmaH4272
Parownik izofluoranowy AparatHarvard 75-0951
Isofluran USP, 250 mlCDMV Inc108737
System chowania stabilizatora magnetycznegoNarzędzia do nauki18200-20
MX550D- Sonda 40 MHzFujifilm - Visual Sonics
Needle DriverFine Science ToolsFST 12002-12
PE-10 RurkaBraintree Scienctific, Inc.PE10 50 FT
NożyczkiNarzędzia do naukiFST 14184-09
SMZ-1B Mikroskop stereoskopowyNikonSMZ1-PS
VentElite Respirator dla małych zwierzątAparat Harvard55-7040
Vetergesic (10 ml, 0,3 mg / ml buprenorfiny))CDMV Inc124918kontrolowany lek
Vevo 2100 OprogramowanieFujifilm-Visual Dźwięki
Światło światłowodowe o nauce

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 141, 139(2020).
  2. Iismaa, S. E., et al. Comparative regenerative mechanisms across different mammalian tissues. NPJ Regenerative Medicine. 3 (6), eCollection 2018 (2018).
  3. Bayat, H., et al. Progressive heart failure after myocardial infarction in mice. Basic Research in Cardiology. 97 (3), 206-213 (2002).
  4. Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. 52, 2581(2011).
  5. De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
  6. Borlaug, B. A., Reddy, Y. N. V. The role of the pericardium in heart failure: Implications for pathophysiology and treatment. JACC Heart Failure. 7 (7), 574-585 (2019).
  7. Pfaller, M. R., et al. The importance of the pericardium for cardiac biomechanics: from physiology to computational modeling. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 18 (2), 503-529 (2019).
  8. Deniset, J. F., et al. Gata6(+) Pericardial Cavity Macrophages Relocate to the Injured Heart and Prevent Cardiac Fibrosis. Immunity. 51 (1), 131-140 (2019).
  9. Weber, G. F. Immune targeting of the pleural space by intercostal approach. BMC Pulmonary Medicine. 15, 14(2015).
  10. Nakatani, T., Shinohara, H., Fukuo, Y., Morisawa, S., Matsuda, T. Pericardium of rodents: pores connect the pericardial and pleural cavities. The Anatomical Record. 220, 132-137 (1988).
  11. Tyberg, J. V., et al. The relationship between pericardial pressure and right atrial pressure: an intraoperative study. Circulation. 73, 428-432 (1986).
  12. Hamilton, D. R., Sas, R., Semlacher, R. A., Kieser Prieur, T. M., Tyberg, J. V. The relationship between left and right pericardial pressures in humans: an intraoperative study. The Canadian Journal of Cardiology. 27, 346-350 (2011).
  13. Park, D. S. J., et al. Human pericardial proteoglycan 4 (lubricin): Implications for postcardiotomy intrathoracic adhesion formation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 156 (4), 1598-1608 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model z nienaruszon osierdziemzawa mi nia sercowegopodwi zanie t tnicy wie cowejw knienie sercamakrofagi osierdziowecytometria przep ywowaocena echokardiograficznabarwienie czerwieni picrosiriusowledzenie linii kom rkowychprzebudowa serca

Powiązane artykuły